Untersuchung des linksventrikulären Reverse Remodeling durch Aortendefletieren bei Nagetieren

Zusammenfassung

Hier beschreiben wir ein Schritt-für-Schritt-Protokoll der chirurgischen Aortendepaling im etablierten Mäusemodell der Aortenverengung. Dieses Verfahren ermöglicht es nicht nur, die Mechanismen zu untersuchen, die dem linksventrikulären Reverse Remodeling und der Regression von Hypertrophie zugrunde liegen, sondern auch neue therapeutische Optionen zu testen, die die Myokardregeneration beschleunigen könnten.

Zusammenfassung

Um das linksventrikuläre (LV) Reverse Remodeling (RR) besser zu verstehen, beschreiben wir ein Nagetiermodell, bei dem Mäuse nach einem durch Aortenbänder induzierten LV-Remodeling nach Entfernung der Aortenverengung einer RR unterzogen werden. In diesem Artikel beschreiben wir ein schrittweises Verfahren zur Durchführung einer minimalinvasiven chirurgischen Aortendebandung bei Mäusen. Die Echokardiographie wurde anschließend verwendet, um den Grad der Herzhypertrophie und -dysfunktion während des LV-Umbaus und der RR zu beurteilen und den besten Zeitpunkt für die Aortendebandierung zu bestimmen. Am Ende des Protokolls wurde eine terminale hämodynamische Bewertung der Herzfunktion durchgeführt und Proben für histologische Studien gesammelt. Wir haben gezeigt, dass die Debandierung mit chirurgischen Überlebensraten von 70-80% verbunden ist. Darüber hinaus löst zwei Wochen nach der Debandierung die signifikante Verringerung der ventrikulären Nachlast die Regression der ventrikulären Hypertrophie (~ 20%) und Fibrose (~26%), Wiederherstellung der diastolischen Dysfunktion, beurteilt durch die Normalisierung der linksventrikulären Füllung und enddiastolischen Drücken (E / e ' und LVEDP). Aortendevolrierung ist ein nützliches experimentelles Modell, um LV RR bei Nagetieren zu untersuchen. Das Ausmaß der myokardialen Erholung ist zwischen den Probanden variabel und ahmt daher die Vielfalt der RR nach, die im klinischen Kontext auftritt, wie z. B. Aortenklappenersatz. Wir kommen zu dem Schluss, dass das Aortenbanding/Debanding-Modell ein wertvolles Werkzeug darstellt, um neue Erkenntnisse über die Mechanismen der RR zu gewinnen, nämlich die Regression der Herzhypertrophie und die Wiederherstellung der diastolischen Dysfunktion.

Einleitung

Die Verengung der transversalen oder aufsteigenden Aorta in der Maus ist ein weit verbreitetes experimentelles Modell für Drucküberlastungs-induzierte Herzhypertrophie, diastolische und systolische Dysfunktion und Herzinsuffizienz^1,2,3,4. Aortenverengung führt zunächst zu kompensierter konzentrischer Hypertrophie des linken Ventrikels (LV), um die Wandspannung zu normalisieren¹. Unter bestimmten Umständen, wie z. B. einer längeren Herzüberlastung, reicht diese Hypertrophie jedoch nicht aus, um die Wandbelastung zu verringern und eine diastolische und systolische Dysfunktion (pathologische Hypertrophie) auszulösen⁵. Parallel dazu führen Veränderungen der extrazellulären Matrix (ECM) zur Kollagenablagerung und Vernetzung in einem Prozess, der als Fibrose bekannt ist und in Ersatzfibrose und reaktive Fibrose unterteilt werden kann. Fibrose ist in den meisten Fällen irreversibel und beeinträchtigt die myokardiale Erholung nach Überlastungsentlastung^6,7. Dennoch haben neuere Kardiale Magnetresonanztomographie-Studien gezeigt, dass sich die reaktive Fibrose langfristig zurückbilden kann⁸. Insgesamt sind Fibrose, Hypertrophie und Herzfunktionsstörungen Teil eines Prozesses, der als Myokardumbau bekannt ist und schnell in Richtung Herzinsuffizienz (HF) fortschreitet.

Das Verständnis der Merkmale des myokardialen Remodelings ist zu einem wichtigen Ziel geworden, um seine Progression zu begrenzen oder umzukehren, letzteres bekannt als Reverse Remodeling (RR). Der Begriff RR umfasst jede Myokardveränderung, die durch eine bestimmte Intervention chronisch rückgängig gemacht wird, wie pharmakologische Therapie (z. B. blutdrucksenkende Medikamente), Klappenchirurgie (z. B. Aortenstenose) oder ventrikuläre Unterstützungsgeräte (z. B. chronische HF). RR ist jedoch aufgrund der vorherrschenden Hypertrophie oder systolischen/diastolischen Dysfunktion oft unvollständig. Daher fehlt noch die Klärung der RR-zugrunde liegenden Mechanismen und neuartigen therapeutischen Strategien, was hauptsächlich auf die Unmöglichkeit zurückzuführen ist, bei den meisten dieser Patienten während der RR auf menschliches Myokardgewebe zuzugreifen und es zu untersuchen.

Um diese Einschränkung zu überwinden, haben Nagetiermodelle eine wichtige Rolle bei der Verbesserung unseres Verständnisses der Signalwege gespielt, die an der HF-Progression beteiligt sind. Insbesondere stellt die Aortendevolbierung von Mäusen mit einer Aortenverengung ein nützliches Modell dar, um die molekularen Mechanismen zu untersuchen, die dem nachteiligen LV-Remodeling⁹ und^{RR 10,11} zugrunde liegen, da es die Entnahme von Myokardproben zu verschiedenen Zeitpunkten in diesen beiden Phasen ermöglicht. Darüber hinaus bietet es eine hervorragende experimentelle Umgebung, um potenzielle neue Ziele zu testen, die RR fördern / beschleunigen können. Zum Beispiel könnte dieses Modell im Kontext der Aortenstenose Informationen über die molekularen Mechanismen liefern, die an der großen Vielfalt der Myokardreaktion beteiligt sind, die der (Un-)Vollständigkeit der RR^6,12zugrunde liegt, sowie den optimalen Zeitpunkt für den Klappenersatz, was ein großes Manko des aktuellen Wissens darstellt. In der Tat ist der optimale Zeitpunkt für diese Intervention umstritten, vor allem, weil sie auf der Grundlage der Größe der Aortengradienten definiert wird. Mehrere Studien sprechen dafür, dass dieser Zeitpunkt für die myokardiale Genesung zu spät sein könnte, da Fibrose und diastolische Dysfunktion oft bereits vorhanden sind¹².

Unseres Wissens ist dies das einzige Tiermodell, das den Prozess des Myokardumbaus und der RR unter Erkrankungen wie Aortenstenose oder Bluthochdruck vor und nach dem Klappenersatz bzw. dem Beginn von blutdrucksenkenden Medikamenten rekapituliert.

Um die oben zusammengefassten Herausforderungen anzugehen, beschreiben wir ein chirurgisches Tiermodell, das sowohl bei Mäusen als auch bei Ratten implementiert werden kann und die Unterschiede zwischen diesen beiden Arten anspricht. Wir beschreiben die wichtigsten Schritte und Details, die bei der Durchführung dieser Operationen erforderlich sind. Schließlich berichten wir über die wichtigsten Veränderungen, die in der LV unmittelbar vor und während der RR stattfinden.

Protokoll

Alle Tierversuche entsprechen dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren (NIH-Publikation Nr. 85–23, überarbeitet 2011) und dem portugiesischen Tierschutzgesetz (DL 129/92, DL 197/96; S. 1131/97). Die zuständigen lokalen Behörden haben dieses Versuchsprotokoll genehmigt (018833). Sieben Wochen alte männliche C57B1/J6-Mäuse wurden in geeigneten Käfigen mit einer regelmäßigen 12/12 h Hell-Dunkel-Zyklusumgebung, einer Temperatur von 22 °C und 60% Luftfeuchtigkeit mit Zugang zu Wasser und einer Standarddiät ad libitum gehalten.

1. Vorbereitung des Operationsfeldes

1. Desinfizieren Sie die Operationsstelle mit 70% Alkohol und legen Sie eine Einweg-OP-Tischabdeckung über den Operationsbereich.
2. Sterilisieren Sie alle Instrumente vor der Operation.
   HINWEIS: Dieses Verfahren erfordert eine mikrochirurgische Schere, 2 fein gebogene Zierzähne, 3 feine gerade Zierzähne, ein Skalpell, eine kleine Handzette, eine abgewinkelte Dissektorschere, einen Nadelhalter, eine ultrafeine Ligationshilfe, 2 Hämostate und schließlich ein magnetisches Fixator-Rückzugssystem wird dringend empfohlen (Abbildung 1A).
3. Krümmen Sie die Spitze einer abgestumpften 26 G Nadel auf 90°, um die Aorta leichter zu nähern. Eine 26 G Nadel erzeugt eine Aortentengung von 0,45 mm Durchmesser (Abbildung 1B).
4. Stellen Sie die Temperatur des Heizkissens auf 37 ± 0,1 °C ein.

2. Zubereitung und Intubation von Mäusen

1. Anästhesieren junger C57B1/J6 Mäuse (20-25 g) durch Inhalation von 8% Sevofluran mit 0,5 - 1,0 L/min 100% O2 in_einem Kegelröhrchen.
2. Überprüfen Sie die Anästhesietiefe mit dem Zehenquemmentzugsreflex.
3. Legen Sie die Maus bei dorsaler Liege auf eine geneigte Platte und fahren Sie mit der orotrachealen Intubation fort.
4. Bewegen Sie die Maus zum Heizkissen und schließen Sie den Orotrachealschlauch schnell an den Ventilator an, um die mechanische Belüftung einzuleiten.
5. Stellen Sie die Beatmungsparameter auf eine Frequenz von 160 Atemzügen/min und ein Gezeitenvolumen von 10 ml/kg ein.

3. Vorbereitung auf die Operation (sowohl für Banding- als auch für Debanding-Operationen)

1. Rasieren und auftragen Sie die Enthaarungscreme vom Ausschnitt bis zur Brustmitte der Mäuse.
2. Tragen Sie ophthalmisches Gel auf die Augen der Tiere auf, um ein Austrocknen der Hornhaut zu verhindern.
3. Platzieren Sie eine Rektalsonde und das Oximeter an der Pfote oder am Schwanz, um die Temperatur und die Sauerstoffversorgung des Blutes bzw. die Herzfrequenz zu überwachen.
   HINWEIS: Anästhesie induziert eine signifikante Hypothermie, daher ist es wichtig, die normale Körpertemperatur während der Operation aufrechtzuerhalten, um eine schnelle Abnahme der Herzfrequenz zu vermeiden.
4. Halten Sie die Anästhesie mit Sevofluran aufrecht (2,0 - 3,0%). Überprüfen Sie das richtige Anästhesieniveau durch das Fehlen des Zehenquemmreflexes.
5. Legen Sie die Mäuse in rechtsseitigen Dekubitus auf ein Heizkissen und befestigen Sie die Gliedmaßen mit einem Klebeband am Magnetfixator-Rückzugssystem, um das Tier während der Operation in der richtigen Position zu halten (Abbildung 2, Abbildung 3A).
6. Desinfizieren Sie die Brust der Maus mit 70% Alkohol, gefolgt von Providon-Jod-Lösung.

4. Aufsteigende Aortenbandoperation

HINWEIS: Eine detaillierte Protokollbeschreibung finden Sie unter ^2,3,4,13.

1. Führen Sie mit einer Einwegklinge einen kleinen (~ 0,5 cm) Hautschnitt auf der linken Seite unmittelbar unterhalb der Achselebene durch und sezieren Sie die Haut.
2. Sezieren und trennen Sie vorsichtig den Brustmuskel und andere Muskelschichten, bis die Rippen sichtbar werden. Verwenden Sie eine feine Zette und vermeiden Sie es, den Muskel zu schneiden.
3. Identifizieren Sie unter einem Mikroskop die Interkostalräume und öffnen Sie einen kleinen Schnitt zwischen dem^2. und^3. Interkostalraum mit einer feinen Zette.
4. Ziehen Sie die Rippen zurück, indem Sie den Brustretraktor einsetzen (Abbildung 2A).
5. Verwenden Sie eine kleine Zette, um die Thymuslappen sanft zu sezieren und zu trennen, bis eine aufsteigende Aorta sichtbar wird.
   HINWEIS: Baumwollapplikatoren sollten im Falle von Blutungen praktisch sein. Warme sterile Kochsalzlösung sollte bei signifikanten Blutungen (z. B. Brustarterien) subkutan verabreicht werden.
6. Verwenden Sie eine kleine Zette, um die Aorta sanft zu sezieren.
   HINWEIS: Aorta gilt als seziert, wenn kein Fett oder andere Adhäsionen um sie herum vorhanden sind und es möglich ist, das Gefäß leicht mit einer kleinen Kurvenzette einzukreisen.
7. Nach der Aortendissektion legen Sie eine 7-0 Polypropylen-Ligatur mit Hilfe von Ligationshilfe und gekrümmter Zette um die Aorta(Abbildung 2B).
8. Positionieren Sie die abgestumpfte 26 G Nadel parallel zur Aorta (Spitze zum Mäusekopf gerichtet) (Abbildung 2B). Bei Mäusen mit einem Gewicht von 20-25 g induziert diese Nadel eine reproduzierbare Aortenverengung von 65-70%.
9. Machen Sie 2 lose Knoten um die Aorta und die 26 G Nadel mit Hilfe von 2 Zinnen (Abbildung 2B).
10. Ziehen Sie den^1. Knoten und kurz danach den^2. Knoten fest. Bestätigen Sie kurz die richtige Positionierung der Verengung und entfernen Sie schnell die Nadel, um den Aortenblutfluss wiederherzustellen. Machen Sie schließlich einen^3. Knoten (BA-Gruppe).
11. Positionieren Sie den Thymus und die Muskeln in ihre Ausgangsposition.
12. Führen Sie das Scheinverfahren identisch mit dem Verengungsverfahren durch, halten Sie jedoch die Naht um die Aorta herum locker (SHAM-Gruppe).
13. Schneiden Sie die Enden der Naht ab und entfernen Sie den Brustretraktor.
    HINWEIS: Kurze Nahtenden können die Wahrscheinlichkeit erhöhen, dass sich Knoten mit Aortendruck lösen, während lange Enden den Debandierungsvorgang riskanter machen, da Adhäsionen zwischen der Naht und dem linken Vorhof auftreten können.
14. Schließen Sie die Brustwand mit einer 6-0 Polypropylennaht mit einer einfachen unterbrochenen oder kontinuierlichen Naht mit der geringstmöglichen Anzahl von Stichen. Straffen Sie den letzten Brustknoten mit den Lungen, die am Ende aufgeblasen werden, indem Sie den Abfluss des Beatmungsgeräts für 2s abklemmen, um die Lunge wieder aufzublasen.
15. Schließen Sie die Haut mit einer 6-0 Seiden-/Polypropylennaht in einem durchgehenden Nahtmuster.
    HINWEISE: Wenn ein neueres Beatmungsgerät verwendet wird, ist es möglich, es so zu programmieren, dass es in Inspiration pausiert (Setup-Advanced-Pause-Inspiration)

5. Nachsorge

1. Providon-Jod-Lösung auf die Hautnähtstelle auftragen.
2. Für eine ordnungsgemäße Analgesie Buprenorphin subkutan zweimal täglich 0,1 mg/ kg verabreichen, bis sich das Tier vollständig erholt hat (normalerweise 2-3 Tage nach der Operation).
3. Injizieren Sie sterile Kochsalzlösung intraperitoneal, um eine Austrocknung bei signifikanten Blutungen während der Operation zu verhindern.
4. Schalten Sie die Anästhesie aus (ohne die Maus zu deintubieren) und warten Sie, bis das Tier die Reflexe wiedererlangt hat (Schnurrhaarbewegungen sind ein Erwachenssignal) und spontan zu atmen beginnt.
5. Entfernen Sie die Trachealkanüle.
6. Lassen Sie das Tier in einem Inkubator bei 37 °C erholen.
7. Bringen Sie das Tier nach vollständiger Genesung in einen 12-y Hell/Dunkel-Zyklusraum zurück.

6. Aorten-Debanding-Operation

1. Sieben Wochen später führen Sie die Debandierung der Aorta bei der Hälfte der BA-Tiere durch und entfernen sie die lose Naht von der Hälfte der SHAM-Mäuse, was zu 2 neuen Gruppen führt - Debanding (DEB) bzw. Debanding SHAMA (DESHAM). DESHAM stellt das Steuerelement für die DEB-Gruppe dar (Abbildung 4).
2. Wiederholen Sie alle oben genannten Schritte 2.1 bis 3.6.
3. Sezieren Sie vorsichtig das Gewebe, die Adhäsionen und die Fibrose um die Aorta, bis ihre Verengung sichtbar wird.
4. Sezieren Sie vorsichtig die Aorta und trennen Sie die Naht von der Aorta. Schneiden Sie die Naht mit einer abgewinkelten einraster Federschere (Abbildung 3B).
5. Schließen Sie die Brustwand mit einer 6-0 Polypropylennaht mit einer einfachen unterbrochenen oder kontinuierlichen Naht mit der minimalen Anzahl von Stichen.
   HINWEIS: Versuchen Sie, die letzte Brustnähte zu straffen, wenn die Lungen aufgeblasen sind, um Pneumothorax zu vermeiden.
6. Schließen Sie die Haut mit einer 6-0 Seiden-/Polypropylennaht in einem durchgehenden Nahtmuster.
7. Führen Sie alle postoperativen Pflegeverfahren wie unter 5 erwähnt durch.
8. Opfere die Tiere 2 Wochen später.

7. Echokardiographie zur Beurteilung der Herzfunktion und der linksventrikulären Hypertrophie in vivo

1. Führen Sie die echokardiographische Untersuchung alle 2-3 Wochen durch, um das Fortschreiten der Hypertrophie und der Herzfunktion zu verfolgen.
2. Betäuben Sie die Tiere, wie beschrieben, durch Einatmen von 5% Sevofluran mit einem Nasenkegel. Passen Sie das Anästhesieniveau an, indem Sie es auf 2,5% senken.
3. Rasieren und auftragen Sie die Enthaarungscreme vom Ausschnitt bis zur Brustmitte.
4. Legen Sie das Tier auf ein Heizkissen und legen Sie die EKG-Elektroden. Stellen Sie eine gute EKG-Spur sicher und halten Sie die Herzfrequenz zwischen 300 und 350 Schlägen / min.
5. Überwachen Sie die Temperatur (~ 37 °C).
6. Tragen Sie Echogel auf und positionieren Sie das Tier am linken seitlichen Dekubitus.
7. Starten Sie den Echokardiographen und passen Sie die Einstellungen an.
8. Positionieren Sie eine Ultraschallsonde über dem Thorax.
9. Beurteilen Sie den Druckgradienten über die Bandinge 7 bzw. 2 Wochen nach der Banding- bzw. Debanding-Operation. Positionieren Sie die Sonde an der LV-Langachse und legen Sie den Strahl über die Aorta. Drücken Sie die Taste PW, um die Pulswellen-Doppler-Echokardiographie zu aktivieren. Nach sieben Wochen Banding werden die Aortengradienten bei den gebänderten Tieren >25 mmHg sein.
10. Nehmen Sie zweidimensionale geführte Bilder der Aorta auf, die das Vorhandensein oder Fehlen der aufsteigenden Aortenverengung zeigen, um die Wirksamkeit der Banding und Debandierung anatomisch zu visualisieren.
    HINWEIS: Es ist möglich, turbulente Strömungen auf der Verengungsebene zu visualisieren, wenn der Farbmodus verfügbar ist.
11. Beurteilen Sie die Hypertrophie, indem Sie die Sonde auf einer kurzen LV-Achse auf Papillenmuskelebene positionieren und die M-Mode-Verfolgung drücken, um die LV-Vorderwand (LVAW), den LV-Durchmesser (LVD) und die LV-Hinterwand (LVPW) in Diastole (D) und Systole (S) zu visualisieren (Abbildung 5).
12. Beurteilen Sie die systolische Funktion, berechnen Sie die Auswurffraktion und die fraktionierte Verkürzung wie zuvor beschrieben^14,15.
13. Beurteilung der diastolischen Funktion durch 1) Bestimmung des Peaks des gepulsten Dopplers der frühen und späten Mitralströmungsgeschwindigkeit (E- bzw. A-Wellen) unter Verwendung einer apikalen 4-Kammer-apikalen Ansicht direkt über den Mitralblättchen; 2) Aufzeichnung der lateralen mitralen ringförmigen myokardialen frühen diastolischen (E') und maximalen systolischen (S') Geschwindigkeiten unter Verwendung von gepulsten TDI- und apikalen 4-Kammer-apikalen Ansicht (Abbildung 5).
14. Zeichnen Sie mindestens drei aufeinanderfolgende Herzschläge für jede Parameterbewertung auf. Diese Werte werden anschließend gemittelt.

8. Hämodynamische Bewertung

1. Führen Sie am Ende des Protokolls (Abbildung 4) eine abschließende Echokardiographie durch, wie in 7 beschrieben, bevor die terminale hämodynamische Beurteilung durchgeführt wird.
2. Wiederholen Sie die Schritte 2.1 bis 3.6.
3. Kanpulieren Sie die rechte Jugularvene und perfundieren Sie sterile Kochsalzlösung bei 64 ml / kg / h.
4. Drehen Sie das Tier leicht auf die linke Seite und machen Sie einen Hautschnitt auf Höhe des Xiphoid-Blinddarms.
5. Trennen Sie die Haut mit einer Zette oder mit einer Schere vom Muskel.
6. Machen Sie einen seitlichen Schnitt zwischen den linken Rippen auf der Xiphoid-Blinddarmebene.
7. Führen Sie eine linke laterale Thorakotomie durch, um das Herz vollständig freizulegen.
   HINWEIS: Um Blutungen und Lungenschäden zu vermeiden, führen Sie einen Wattestäbchen in die Brusthöhle ein und drücken Sie die Lunge sanft, während Sie zwei Hämostate auf der rechten und linken Seite des zu schneidenden Ortes einführen.
8. Die P-V-Schleifenkatheter in einem Wasserbad bei 37 °C vorheizen.
9. Kalibrieren Sie den Katheter (Einrichtung, Kanaleinstellung, Wahl des richtigen Kanals für Druck und Volumen, Einheiten).
10. Führen Sie einen Katheter apikal in das LV ein und stellen Sie sicher, dass die Volumensensoren zwischen der Aortenklappe und der Spitze positioniert sind. Volumina können durch Echokardiographie beurteilt werden (Abbildung 5). Die Visualisierung der Druck-Volumen-Schleifen hilft, die korrekte Positionierung des Katheters zu bestätigen (Abbildung 6).
11. Lassen Sie das Tier 20-30 Minuten stabilisieren, ohne dass sich die Form der Druck-Volumen-Schleifen signifikant ändert.
12. Wenn die Beatmung am Ende ausgesetzt ist, erfassen Sie Baseline-Aufzeichnungen (Abbildung 6). Erfassen Sie kontinuierlich Daten bei 1.000 Hz, um anschließend offline von geeigneter Software analysiert zu werden.
13. Berechnen Sie den parallelen Leitgrad nach dem hypertonen Salzbolus (10%, 10 μL).
14. Während der Betäubung opfern Sie das Tier durch Exsanguination, sammeln und zentrifugiert das Blut.
15. Schließlich, verbrauchen und sammeln Sie das Herz. Wiege das Herz, den linken und den rechten Ventrikel getrennt und lagere die Proben sofort in flüssigem Stickstoff oder Formalin für nachfolgende molekulare bzw. histologische Studien.

9. Aortenbanding/Debanding-Verfahren bei Ratten

1. Führen Sie Aortenbänder bei jungen Wistar (70-90 g) mit einer 22 G-Nadel und einer 6-0 Polypropylen-Ligatur durch, um die Aorta einzuengen.
2. Stellen Sie ein ordnungsgemäßes Anästhetikum und Analgetikum mit 3-4% Sevofluran bzw. 0,05 mg / kg Buprenorphin sicher.
3. Achten Sie bei der Echokardiographie auf eine Herzfrequenz immer über 300 Rate/min (idealerweise zwischen 300 und 350).
4. Sezieren Sie vor Schritt 8.9 vorsichtig die Aorta der Ratte, legen Sie eine Strömungssonde um sie herum, um das Herzzeitvolumen zu messen. Die Verwendung der Aortenströmungssonde ist das Goldstandardverfahren für Ratten.
5. Für die hämodynamische Beurteilung kann die Jugular- oder Femurvene zur Flüssigkeitsgabe kanüliert werden (32 ml/kg/h).
6. Ersetzen Sie den Druckvolumenkatheter SPR-1035 durch den SPR-847 oder SPR-838, dessen Größen besser zu den ventrikulären Abmessungen der Ratte passen.

Ergebnisse

Postoperatives und spätes Überleben
Das perioperative Überleben des Banding-Verfahrens beträgt 80% und die Mortalität im ersten Monat beträgt typischerweise <20%. Wie bereits erwähnt, hängt der Erfolg der Debanding-Operation stark davon ab, wie invasiv die vorherige Operation war. Nach einer Lernkurve liegt die Sterblichkeitsrate während der Debanding-Verfahren bei etwa 25%. Für diese Mortalität sind hauptsächlich Todesfälle während des chirurgischen Eingriffs verantwortlich, einschließ...

Diskussion

Das hier vorgeschlagene Modell ahmt den Prozess des LV-Umbaus bzw. der RR nach Aortenbanding bzw. Debanding nach. Daher stellt es ein ausgezeichnetes experimentelles Modell dar, um unser Wissen über die molekularen Mechanismen, die an der nachteiligen LV-Umgestaltung beteiligt sind, zu erweitern und neue therapeutische Strategien zu testen, die in der Lage sind, die myokardiale Genesung dieser Patienten zu induzieren. Dieses Protokoll beschreibt Schritte zur Erstellung eines Nagetiertiermodells für Aortenbanding und -d...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Absorption Spears	F.S.T	18105-03	To absorb fluids during the surgery
Blades	F.S.T	10011-00	To perform the skin incision
Buprenorphine	Buprelieve		Analgesia drug
Catutery	F.S.T	18010-00	To prevent exsanguination
Catutery tips	F.S.T	18010-01	To prevent exsanguination
cotton swab	Johnson's		To absorb fluids during the surgery
Depilatory cream	Veet		To delipate the animal
Disposable operating room table cover	MEDKINE	DYND4030SB	To cover the surgical area
Echo probe	Siemens	Sequoia 15L8W	Ultrasound signal aquisition
Echocardiograph	Siemens	Acuson Sequoia C512	Ultrasound signal aquisition
End-tidal CO2 monitor	Kent Scientific	CapnoStat	To control expiration gas saturation
Forcep/Tweezers	F.S.T	11255-20	To dissect the tissues and aorta
Forcep/Tweezers	F.S.T	11272-30	To dissect the tissues and aorta
Forcep/Tweezers	F.S.T	11151-10	To dissect the tissues and aorta
Forcep/Tweezers	F.S.T	11152-10	To dissect the tissues and aorta
Gas system	Penlon Sigma Delta		To anesthesia and mechanical ventilation
Hemostats	F.S.T	13010-12	To hold the suture before tight the aorta
Hemostats	F.S.T	13011-12	To hold the suture before tight the aorta
Ligation aids	F.S.T	18062-12	To place a suture around the aorta
Magnetic retractor	F.S.T	18200-20	To help keep the animal in a proper position
Needle holder	F.S.T	12503-15	To suture the animal
Needle 26G	B-BRAUN	4665457	To serve as a molde of aortic constriction diameter
Oxygen	Air Liquide		To anesthesia and mechanical ventilation
Polipropilene suture	Vycril	W8304/W8597	To suture the animal and to do the constriction
Povidone-iodine solution	Betadine®		Skin antiseptic
PowerLab	Millar instruments	ML880 PowerLab 16/30	PV loop Signal Aquisition
Pulse oximeter	Kent Scientific	MouseStat	To control heart rate and blood saturation
PVAN software	Millar Instruments		To analyse the haemodynamic data
PV loop cathether	Millar instruments	SPR-1035. 1.4 F	PV loop Signal Aquisition
Retractor	F.S.T	17000-01	To provide a better overview of the aorta
Scalpet handle	F.S.T	10003-12	To perform the skin incision
Scissors	F.S.T	15070-08	To cut the suture in debanding surgery
Scissors	F.S.T	14084-09	To cut other material during the surgery e.g. suture, papper
Sevoflurane	Baxter	533-CA2L9117
Temperature control module	Kent Scientific	RightTemp	To control animal corporal temperature
Ventilator	Kent Scientific	PhysioSuite	To ventilate the animal
Water-bath	Thermo Scientific™	TSGP02	To maintain water temperature adequate to heat the P-V loop catethers