Étude du remodelage inverse ventriculaire gauche par débandage aortique chez les rongeurs

Résumé

Ici nous décrivons un protocole étape par étape d’aorte chirurgicale débandant dans le modèle bien établi de souris de l’aortique-constriction. Ce procédé permet non seulement d’étudier les mécanismes à la base de la retouche et de la régression inverses ventriculaires gauches de l’hypertrophie mais également d’essayer les options thérapeutiques originales qui pourraient accélérer le rétablissement myocardique.

Résumé

Pour mieux comprendre le remodelage inverse ventriculaire gauche (BT) (RR), nous décrivons un modèle de rongeur dans lequel, après le remodelage causé par bande aortique de BT, les souris subissent le RR sur le déplacement de la constriction aortique. En ce document, nous décrivons un procédé étape par étape pour exécuter un debanding aortique chirurgical d’une façon minimum invahissant chez les souris. L’échocardiographie a été plus tard employée pour évaluer le degré d’hypertrophie et de dysfonctionnement cardiaques pendant la retouche de LV et le rr et pour déterminer le meilleur moment pour le debanding aortique. À la fin du protocole, l’évaluation hémodynamique terminale de la fonction cardiaque a été conduite, et des échantillons ont été rassemblés pour des études histologiques. Nous avons prouvé que le debanding est associé aux taux de survie chirurgicaux de 70-80%. De plus, deux semaines après le débandage, la réduction significative de l’afterload ventriculaire déclenche la régression de l’hypertrophie ventriculaire (~20%) et la fibrose (~ 26%), la récupération du dysfonctionnement diastolique tel qu’évalué par la normalisation du remplissage ventriculaire gauche et des pressions fin-diastoliques (E / e ' et LVEDP). La débandage aortique est un modèle expérimental utile pour étudier le LV RR chez les rongeurs. L’ampleur du rétablissement myocardique est variable entre les sujets, donc, imitant la diversité du RR qui se produit dans le contexte clinique, tel que le remplacement de valve aortique. Nous concluons que le modèle aortique de bande/debanding représente un outil valable pour démêler les perspicacités originales dans les mécanismes du rr, à savoir la régression de l’hypertrophie cardiaque et le rétablissement du dysfonctionnement diastolique.

Introduction

La constriction de l’aorte transversale ou ascendante chez la souris est un modèle expérimental largement utilisé pour l’hypertrophie cardiaque induite par la surcharge de pression, le dysfonctionnement diastolique et systolique et l’insuffisance cardiaque^1,2,3,4. L’aortique-constriction conduit initialement à une hypertrophie concentrique compensée du ventricule gauche (LY) pour normaliser le stress mural^1. Cependant, dans certaines circonstances, telles qu’une surcharge cardiaque prolongée, cette hypertrophie est insuffisante pour diminuer le stress de la paroi, déclenchant un dysfonctionnement diastolique et systolique (hypertrophie pathologique)⁵. En parallèle, les changements de la matrice extracellulaire (ECM) conduisent au dépôt de collagène et à la réticulation dans un processus connu sous le nom de fibrose, qui peut être subdivisé en fibrose de remplacement et fibrose réactive. La fibrose est, dans la plupart des cas, irréversible et compromet la récupération myocardique après soulagement de surcharge^6,7. Néanmoins, des études récentes d’imagerie par résonance magnétique cardiaque ont révélé que la fibrose réactive est capable de régresser à long terme^8. Au total, la fibrose, l’hypertrophie et le dysfonctionnement cardiaque font partie d’un processus connu sous le nom de remodelage myocardique qui progresse rapidement vers l’insuffisance cardiaque (HF).

Comprendre les caractéristiques du remodelage myocardique est devenu un objectif majeur pour limiter ou inverser sa progression, ce dernier connu sous le nom de remodelage inverse (RR). Le terme RR comprend toute altération myocardique chroniquement inversée par une intervention donnée, une telle thérapie pharmacologique (p. ex. médicament antihypertenseur), une chirurgie valvulaire (p. ex. sténose aortique) ou des dispositifs d’assistance ventriculaire (p. ex. HF chronique). Cependant, le RR est souvent dû inachevé à l’hypertrophie dominante ou au dysfonctionnement systolique/diastolique. Ainsi, la clarification des mécanismes fondamentaux de RR et des stratégies thérapeutiques originales manquent toujours, qui est principalement due à l’impossibilité d’accéder et d’étudier le tissu myocardique humain pendant le RR dans la plupart de ces patients.

Pour surmonter cette limitation, les modèles de rongeurs ont joué un rôle important dans l’avancement de notre compréhension des voies de signalisation impliquées dans la progression de HF. Plus précisément, le débandage aortique de souris avec une constriction aortique représente un modèle utile pour étudier les mécanismes moléculaires sous-jacents au remodelage indésirable du RV⁹ et RR^10,11 car il permet la collecte d’échantillons myocardiques à différents moments dans ces deux phases. De plus, il fournit un excellent cadre expérimental pour tester de nouvelles cibles potentielles qui peuvent promouvoir / accélérer le RR. Par exemple, dans le contexte de la sténose aortique, ce modèle pourrait fournir des informations sur les mécanismes moléculaires impliqués dans la grande diversité de la réponse myocardique sous-jacente à l'(in)complétion du RR^6,12,ainsi que sur le moment optimal pour le remplacement des valves, ce qui représente une lacune majeure des connaissances actuelles. En effet, le timing optimal de cette intervention fait l’objet de débats, principalement parce qu’il est défini en fonction de l’ampleur des gradients aortiques. Plusieurs études préconisent que ce point de temps pourrait être trop tard pour la récupération myocardique car la fibrose et le dysfonctionnement diastolique sont souvent déjà présents¹².

À notre connaissance, c’est le seul modèle animal qui récapitule le processus du remodelage myocardique et du RR ayant lieu dans des conditions telles que la sténose aortique ou l’hypertension avant et après le remplacement de valve ou le début du médicament antihypertenseur, respectivement.

Cherchant à relever les défis résumés ci-dessus, nous décrivons un modèle animal chirurgical qui peut être mis en œuvre à la fois chez les souris et les rats, en abordant les différences entre ces deux espèces. Nous décrivons les principales étapes et les détails impliqués lors de la réalisation de ces chirurgies. Enfin, nous rapportons les changements les plus importants qui ont lieu dans la RV immédiatement avant et tout au long du RR.

Protocole

Toutes les expérimentations animales sont conformes au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire (publication des NIH n° 85–23, révisée en 2011) et à la loi portugaise sur le bien-être des animaux (DL 129/92, DL 197/96; P 1131/97). Les autorités locales compétentes ont approuvé ce protocole expérimental (018833). Des souris mâles C57B1/J6 âgées de sept semaines ont été maintenues dans des cages appropriées, avec un environnement régulier de cycle clair-foncé de 12/12 h, une température de 22 °C et une humidité de 60 % avec accès à l’eau et un régime alimentaire standard ad libitum.

1. Préparation du champ chirurgical

1. Désinfectez le site opératoire avec 70 % d’alcool et placez un couvercle de table de salle d’opération jetable sur la zone chirurgicale.
2. Stérilisez tous les instruments avant la chirurgie.
   REMARQUE: Cette procédure nécessite des ciseaux microchirurgicaux, 2 pinces courbes fines, 3 pinces droites fines, un scalpel, une petite pince, un ciseau dissecteur incliné, un porte-aiguille, une aide à la ligature ultrafine, 2 hémostats et, enfin, un système de rétraction de fixateur magnétique est fortement recommandé(Figure 1A).
3. Courber la pointe d’une aiguille émoussée de 26 G à 90° pour une approche plus facile de l’aorte. Une aiguille de 26 G créera un rétrécissement aortique de 0,45 mm de diamètre(figure 1B).
4. Régler la température du coussin chauffant à 37 ± 0,1 °C.

2. Préparation et intubation des souris

1. Anesthésier les jeunes souris C57B1/J6 (20-25 g) par inhalation de 8% de sévoflurane avec 0,5 - 1,0 L/min 100%_O2 dans un tube conique.
2. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie à l’aide du réflexe de retrait du pincement des pincements.
3. Placez la souris à la réamence dorsale sur une plaque inclinée et procédez à l’intubation orotracheal.
4. Déplacez la souris sur le coussin chauffant et connectez rapidement le tube orotracheal au ventilateur pour lancer la ventilation mécanique.
5. Régler les paramètres du ventilateur à une fréquence de 160 respirations/min et à un volume de marée de 10 mL/kg.

3. Préparation à la chirurgie (pour les chirurgies de baguage et de débandage)

1. Rasez et appliquez la crème dépilatoire de l’encolure au niveau de la poitrine moyenne des souris.
2. Appliquez du gel ophtalmique sur les yeux des animaux pour éviter le dessèchement de la cornée.
3. Placez une sonde rectale et l’oxymètre à la patte ou à la queue pour surveiller la température et l’oxygénation du sang, ainsi que la fréquence cardiaque, respectivement.
   REMARQUE: L’anesthésie induit une hypothermie importante, par conséquent, il est important de maintenir une température corporelle normale pendant la chirurgie pour éviter une diminution rapide de la fréquence cardiaque.
4. Maintenir l’anesthésie avec le sévoflurane (2,0 - 3,0%). Vérifiez le niveau correct d’anesthésie par l’absence du réflexe pincement des interteils.
5. Placez les souris dans un décubitus latéral droit sur un coussin chauffant et fixez les membres au système de rétraction du fixateur magnétique à l’aide d’un ruban adhésif pour maintenir l’animal dans la bonne position pendant la chirurgie(figure 2, figure 3A).
6. Désinfectez la poitrine de la souris avec de l’alcool à 70% suivi d’une solution de providone-iode.

4. Chirurgie de baguage aortique ascendante

NOTA : Pour une description détaillée du protocole, consultez ^{les sections 2,3,4,13.}

1. Avec une lame jetable, effectuez une petite incision cutanée (~0,5 cm) sur le côté gauche immédiatement en dessous du niveau de l’aisselle et disséquez la peau.
2. Disséquer et séparer doucement le muscle pectoral et les autres couches musculaires jusqu’à ce que les côtes deviennent visibles. Utilisez une pince fine et évitez de couper le muscle.
3. Au microscope, identifier les espaces intercostaux et ouvrir une petite incision entre le 2^ème et le^3ème espace intercostal avec une pince fine.
4. Rétracter les côtes en plaçant le rétracteur thoracique(figure 2A).
5. Utilisez une petite pince pour disséquer et séparer doucement les lobes thymiques jusqu’à ce que l’aorte ascendante devienne visible.
   REMARQUE: Les applicateurs de coton devraient être pratiques en cas de saignement. Une solution saline stérile chaude doit être administrée par voie sous-cutanée en cas de saignement important (p. ex. l’artère mammaire).
6. Utilisez une petite pince pour disséquer doucement l’aorte.
   REMARQUE: L’aorte est considérée comme disséquée lorsqu’il n’y a pas de graisse ou d’autres adhérences autour d’elle et il est possible d’encercler facilement le récipient avec une petite pince courbe.
7. Après une dissection aortique, placez une ligature de polypropylène 7-0 autour de l’aorte à l’aide à la ligature et d’une pince incurvée(figure 2B).
8. Placer l’aiguille émoussée de 26 G parallèlement à l’aorte (pointe pointée vers la tête de la souris)(figure 2B). Pour les souris pesant 20-25 g, cette aiguille induit une constriction aortique reproductible de 65-70%.
9. Faire 2 nœuds lâches autour de l’aorte et de l’aiguille de 26 G à l’aide de 2 pinces(Figure 2B).
10. Serrez le 1^er nœud et, rapidement après, le 2^e nœud. Confirmez brièvement le bon positionnement de la constriction et retirez rapidement l’aiguille pour rétablir le flux sanguin aortique. Enfin, faire un^3ème nœud (groupe BA).
11. Repositionnez le thymus et les muscles dans leur position initiale.
12. Effectuez la procédure de trompe-l’œil identique à la procédure de constriction, mais en gardant la suture lâche autour de l’aorte (groupe SHAM).
13. Coupez les extrémités de la suture et retirez le rétracteur thoracique.
    REMARQUE: Les extrémités courtes de suture peuvent augmenter la probabilité que les nœuds se desserrent avec la pression aortique, tandis que les extrémités longues rendent la procédure de débandage plus risquée puisque des adhérences peuvent se produire entre la suture et l’oreillette gauche.
14. Fermez la paroi thoracique à l’aide d’une suture de polypropylène 6-0 avec une suture simple interrompue ou continue en utilisant le plus petit nombre possible de points de suture. Serrez le dernier nœud de poitrine avec les poumons gonflés à l’inspiration d’extrémité en pincé l’écoulement du ventilateur pendant 2s pour re-gonfler les poumons.
15. Fermez la peau avec une suture de soie/polypropylène 6-0 dans un motif de suture continu.
    NOTES: Si un ventilateur plus récent est utilisé, il est possible de le programmer pour faire une pause dans l’inspiration (Setup-Advanced-Pause-Inspiration)

5. Soins postopératoires

1. Appliquer une solution de providone-iode sur le site de suture de la peau.
2. Pour une analgésie appropriée, administrer de la buprénorphine par voie sous-cutanée à 0,1 mg/kg, deux fois par jour, jusqu’à ce que l’animal se rétablisse complètement (généralement 2 à 3 jours après la chirurgie).
3. Injecter une solution saline stérile par voie intrapéritonéale pour prévenir la déshydratation en cas de saignement important pendant la chirurgie.
4. Éteignez l’anesthésie (sans désintubating la souris) et attendez que l’animal retrouve les réflexes (les mouvements des moustaches sont un signal d’éveil) et commence à respirer spontanément.
5. Retirez la canule trachéale.
6. Laissez l’animal récupérer dans un incubateur à 37 °C.
7. Ramener l’animal dans une salle de cycle claire/sombre de 12 h après une récupération complète.

6. Chirurgie de débandage aortique

1. Sept semaines plus tard, effectuer le debanding de l’aorte dans la moitié des animaux de BA et enlever la suture lâche de la moitié des souris sham, donnant lieu à 2 nouveaux groupes -- debanding (DEB) et debanding SHAMA (DESHAM), respectivement. DESHAM représente le contrôle du groupe DEB (Figure 4).
2. Répétez toutes les étapes 2.1 à 3.6 mentionnées ci-dessus.
3. Disséquer doucement les tissus, les adhérences et la fibrose autour de l’aorte jusqu’à ce que sa constriction devienne visible.
4. Disséquer soigneusement l’aorte et séparer la suture de l’aorte. Couper la suture à l’aide de ciseaux à ressort inclinés à sonde unique(Figure 3B).
5. Fermez la paroi thoracique à l’aide d’une suture de polypropylène 6-0 avec une suture simple interrompue ou continue en utilisant le nombre minimum de points de suture possible.
   REMARQUE: Essayez de serrer la dernière suture thoracique lorsque les poumons sont gonflés pour éviter le pneumothorax.
6. Fermez la peau avec une suture de soie/polypropylène 6-0 dans un motif de suture continu.
7. Effectuer toutes les procédures de soins postopératoires comme mentionné au 5.
8. Sacrifiez les animaux 2 semaines plus tard.

7. Échocardiographie pour évaluer la fonction cardiaque et l’hypertrophie ventriculaire gauche in vivo

1. Effectuer l’examen échocardiographique toutes les 2-3 semaines pour suivre la progression de l’hypertrophie et de la fonction cardiaque.
2. Anesthésier les animaux, comme décrit, par inhalation de 5% de sévoflurane avec un cône de nez. Ajustez le niveau d’anesthésie en le diminuant à 2,5%.
3. Rasez et appliquez la crème dépilatoire de l’encolure au niveau de la poitrine moyenne.
4. Placez l’animal sur un coussin chauffant et placez les électrodes ECG. Assurer une bonne trace ECG et maintenir la fréquence cardiaque entre 300 et 350 battements/min.
5. Surveillez la température (~ 37 °C).
6. Appliquez du gel d’écho et positionnez l’animal au niveau du décubitus latéral gauche.
7. Démarrez l’échocardiographe et ajustez les paramètres.
8. Placez une sonde échographique sur le thorax.
9. Évaluer le gradient de pression à travers la bande à 7 et 2 semaines après la chirurgie de bande et debanding, respectivement. Placez la sonde sur l’axe long LV et placez le faisceau sur l’aorte. Appuyez sur le bouton PW pour activer l’échocardiographie Doppler à ondes pulsées. Après sept semaines de baguage, les gradients aortiques seront >25 mmHg chez les animaux bagués.
10. Enregistrez des images guidées bidimensionnelles de l’aorte montrant la présence ou l’absence de la constriction ascendante de l’aorte pour visualiser anatomiquement l’efficacité de la bande et du débandage.
    REMARQUE: Il est possible de visualiser l’écoulement turbulent au niveau de la constriction si le mode de couleur est disponible.
11. Évaluer l’hypertrophie en positionnant la sonde à un axe court LV, au niveau des muscles papillaires, et appuyez sur le traçage en mode M pour visualiser la paroi antérieure LV (LVAW), le diamètre LV (LVD) et la paroi postérieure LV (LVPW) dans la diastole (D) et la systole (S)(Figure 5).
12. Évaluer la fonction systolique, calculer la fraction d’éjection et le raccourcissement fractionnaire comme décrit précédemment^14,15.
13. Évaluer la fonction diastolique par 1) déterminer le pic de Doppler à ondes pulsées de la vitesse d’écoulement mitrale précoce et tardive (ondes E et A, respectivement) en utilisant une vue apicale apicale à 4 chambres juste au-dessus des feuillets mitraux; 2) enregistrement des vitesses diastoliques diastoliques précoces (E') et systoliques maximales (S') annulaires latérales latérales à l’aide de TDI pulsé et d’une vue apicale à 4 chambres apicale(Figure 5).
14. Enregistrez au moins trois pulsations consécutives à chaque évaluation de paramètre. Ces valeurs feront l’suite l’état d’une moyenne.

8. Évaluation hémodynamique

1. A la fin du protocole(figure 4),effectuer l’échocardiographie finale, comme décrit au point 7, avant l’évaluation hémodynamique terminale.
2. Répétez les étapes 2.1 à 3.6.
3. On peut onduler la veine jugulaire droite et perfuser une solution saline stérile à 64 mL/kg/h.
4. Faites pivoter légèrement l’animal sur le côté gauche et faites une incision cutanée au niveau de l’appendice xiphoïde.
5. Séparez la peau du muscle avec une pince ou avec un ciseau.
6. Faire une incision latérale entre les côtes gauches au niveau de l’appendice xiphoïde.
7. Effectuer une thoracotomie latérale gauche pour exposer complètement le cœur.
   REMARQUE: Pour éviter les saignements et les lésions pulmonaires, insérez un coton-tige dans la cavité thoracique et poussez doucement le poumon tout en insérant deux hémostatiques sur les côtés droit et gauche de l’endroit à couper.
8. Préchauffer les cathéters à boucle P-V dans un bain-marie à 37 °C.
9. Calibrer le cathéter (configuration, réglage du canal, choix du bon canal pour la pression et le volume, unités).
10. Insérez un cathéter par l’apathie dans le V et assurez-vous que les capteurs de volume sont positionnés entre la valve aortique et l’apex. Les volumes peuvent être évalués par échocardiographie (Figure 5). La visualisation des boucles pression-volume permet de confirmer le positionnement correct du cathéter (Figure 6).
11. Laissez l’animal se stabiliser 20-30 min sans changements significatifs dans la forme des boucles pression-volume.
12. Avec la ventilation suspendue à l’expiration finale, acquérir des enregistrements de base (Figure 6). Acquérir continuellement des données à 1 000 Hz pour être ensuite analysées hors ligne par un logiciel approprié.
13. Calculer la conductance parallèle après le bolus salin hypertonique (10 %, 10 μL).
14. Pendant l’anesthésie, sacrifiez l’animal par exsanguination, collectez et centrifugez le sang.
15. Enfin, exciser et récupérer le cœur. Peser le cœur, le ventricule gauche et le ventricule droit séparément et stocker immédiatement les échantillons dans de l’azote liquide ou du formol pour des études moléculaires ou histologiques ultérieures, respectivement.

9. Procédure de baguage/débandage aortique chez les rats

1. Effectuer des bandes aortiques chez le jeune Wistar (70-90 g) à l’aide d’une aiguille de 22 G et d’une ligature de polypropylène 6-0 pour resserrer l’aorte.
2. Assurer une procédure anesthésique et analgésique appropriée avec 3-4% de sévoflurane et 0,05 mg/kg de buprénorphine, respectivement.
3. Lors de l’échocardiographie, assurer une fréquence cardiaque toujours supérieure à 300 fréquence/min (idéalement entre 300 et 350).
4. Avant l’étape 8.9, disséquer doucement l’aorte du rat, placer une sonde d’écoulement autour d’elle pour mesurer le débit cardiaque. L’utilisation de la sonde à flux aortique est la procédure de référence pour les rats.
5. Pour l’évaluation hémodynamique, on peut moduler la veine jugulaire ou fémorale pour l’administration liquide (32 mL/kg/h).
6. Remplacer le cathéter à volume pression SPR-1035 par le SPR-847 ou le SPR-838, dont les tailles conviennent mieux aux dimensions ventriculaires du rat.

Résultats

Survie postopératoire et tardive
La survie perioperative du procédé de bande est de 80% et la mortalité pendant le premier mois est typiquement <20%. Comme mentionné précédemment, le succès de la chirurgie de debanding dépend fortement de la façon dont la chirurgie précédente était invahissante. Après une courbe d’apprentissage, le taux de mortalité pendant les procédures de débandage est d’environ 25%. Pour cela, la mortalité explique principalement les décès au cours de la pr...

Discussion

Le modèle proposé ici imite le processus de remodelage LV et rr après bande aortique et debanding, respectivement. Par conséquent, il représente un excellent modèle expérimental pour avancer notre connaissance sur les mécanismes moléculaires impliqués dans le remodelage défavorable de LV et pour tester des stratégies thérapeutiques originales capables d’induire le rétablissement myocardique de ces patients. Ce protocole détaille des étapes sur la façon dont créer un modèle animal de rongeur de bande ...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Absorption Spears	F.S.T	18105-03	To absorb fluids during the surgery
Blades	F.S.T	10011-00	To perform the skin incision
Buprenorphine	Buprelieve		Analgesia drug
Catutery	F.S.T	18010-00	To prevent exsanguination
Catutery tips	F.S.T	18010-01	To prevent exsanguination
cotton swab	Johnson's		To absorb fluids during the surgery
Depilatory cream	Veet		To delipate the animal
Disposable operating room table cover	MEDKINE	DYND4030SB	To cover the surgical area
Echo probe	Siemens	Sequoia 15L8W	Ultrasound signal aquisition
Echocardiograph	Siemens	Acuson Sequoia C512	Ultrasound signal aquisition
End-tidal CO2 monitor	Kent Scientific	CapnoStat	To control expiration gas saturation
Forcep/Tweezers	F.S.T	11255-20	To dissect the tissues and aorta
Forcep/Tweezers	F.S.T	11272-30	To dissect the tissues and aorta
Forcep/Tweezers	F.S.T	11151-10	To dissect the tissues and aorta
Forcep/Tweezers	F.S.T	11152-10	To dissect the tissues and aorta
Gas system	Penlon Sigma Delta		To anesthesia and mechanical ventilation
Hemostats	F.S.T	13010-12	To hold the suture before tight the aorta
Hemostats	F.S.T	13011-12	To hold the suture before tight the aorta
Ligation aids	F.S.T	18062-12	To place a suture around the aorta
Magnetic retractor	F.S.T	18200-20	To help keep the animal in a proper position
Needle holder	F.S.T	12503-15	To suture the animal
Needle 26G	B-BRAUN	4665457	To serve as a molde of aortic constriction diameter
Oxygen	Air Liquide		To anesthesia and mechanical ventilation
Polipropilene suture	Vycril	W8304/W8597	To suture the animal and to do the constriction
Povidone-iodine solution	Betadine®		Skin antiseptic
PowerLab	Millar instruments	ML880 PowerLab 16/30	PV loop Signal Aquisition
Pulse oximeter	Kent Scientific	MouseStat	To control heart rate and blood saturation
PVAN software	Millar Instruments		To analyse the haemodynamic data
PV loop cathether	Millar instruments	SPR-1035. 1.4 F	PV loop Signal Aquisition
Retractor	F.S.T	17000-01	To provide a better overview of the aorta
Scalpet handle	F.S.T	10003-12	To perform the skin incision
Scissors	F.S.T	15070-08	To cut the suture in debanding surgery
Scissors	F.S.T	14084-09	To cut other material during the surgery e.g. suture, papper
Sevoflurane	Baxter	533-CA2L9117
Temperature control module	Kent Scientific	RightTemp	To control animal corporal temperature
Ventilator	Kent Scientific	PhysioSuite	To ventilate the animal
Water-bath	Thermo Scientific™	TSGP02	To maintain water temperature adequate to heat the P-V loop catethers