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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Das Ziel dieses Protokolls ist es, ein Modell für einen Herzstillstand bei Schweineexsanguination und einen speziell aufgebauten selektiven Aortenbogenperfusionskreislauf für die translationale Forschung zu demonstrieren.

Zusammenfassung

Blutungen machen die Mehrheit der potenziell vermeidbaren Todesfälle durch Traumata aus. Es besteht ein wachsendes Interesse an endovaskulären Wiederbelebungstechniken wie der selektiven Aortenbogenperfusion (SAAP) für Patienten mit Herzstillstand. Dabei handelt es sich um eine aktive Perfusion des koronaren Kreislaufs über einen thorakalen Aortenballonkatheter und steht vor der klinischen Anwendung. Die Technik ist jedoch komplex und muss in Tiermodellen verfeinert werden, bevor eine Verwendung beim Menschen in Betracht gezogen werden kann. In dieser Arbeit wird ein Großtiermodell für einen Blutstillstand beschrieben, der mit einem maßgeschneiderten SAAP-System behandelt wurde.

Die Schweine wurden anästhesiert, instrumentiert und eine Splenektomie durchgeführt, bevor eine kontrollierte, logarithmische Exsanguination eingeleitet wurde. Die Tiere wurden heparinisiert und das vergossene Blut in einem Reservoir gesammelt. Sobald ein Herzstillstand beobachtet wurde, wurde das Blut durch einen extrakorporalen Kreislauf in einen Oxygenator gepumpt und dann durch einen 10 Fr Ballonkatheter in der thorakalen Aorta abgegeben.

Dies führte zur Rückkehr einer spontanen Zirkulation (ROSC), wie durch EKG und Aortenwurzeldruck-Wellenform gezeigt wurde. Dieses Modell und das dazugehörige SAAP-System ermöglichen eine standardisierte und reproduzierbare Genesung nach einem Herzstillstand bei Blutung.

Einleitung

Blutungen machen die Mehrheit der potenziell vermeidbaren Trauma-Todesfälle aus1. In den Endstadien der Blutung ist die koronare Perfusion reduziert, was zu Herzstillstand und Tod führt. Die derzeitigen Strategien – intravenöse Transfusion und Herzmassage – sind unwirksam, da sie das Versagen der Koronarperfusion nicht angehen.

SAAP ist eine katheterbasierte Wiederbelebungstechnik, die darauf abzielt, dieses Problem durch die Infusion von sauerstoffhaltiger Wiederbelebungsflüssigkeit und Medikamenten direkt in die proximale Aorta zu lösen, wodurch der koronare und zerebrale Kreislauf durchblutet wird. Begrenzte Studien an Schweinen haben vielversprechende Ergebnisse bei der Wiederherstellung der Herzaktivität nach Kammerflimmern und hämorrhagischem Herzstillstand gezeigt 2,3,4. Die SAAP-Forschung ist jedoch noch nicht abgeschlossen und die Technik befindet sich noch in der präklinischen Phase.

Es gibt mehrere technische Herausforderungen bei SAAP. Es ist von entscheidender Bedeutung, dass eine bestimmte Menge Perfusat mit einer präzisen Infusionsrate über den Katheter abgegeben wird, und derzeit gibt es keinen kommerziell erhältlichen, von der FDA zugelassenen Katheter für die Verwendung in SAAP. Die Technik erfordert einen speziellen Kreislauf, der in der Lage ist, Perfusat während der SAAP effizient zu speichern, mit Sauerstoff zu versorgen und abzugeben. Das Ziel dieser Studie ist es, ein Tiermodell für einen traumatischen pulslosen elektrischen Aktivitätsstillstand (PEA) und ein maßgeschneidertes, zuverlässiges SAAP-System für die Erforschung dieses Werkzeugs in der Entblutungstierforschung vorzustellen.

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Protokoll

Diese Studie wurde an der Medical School Teaching Facility (MSTF, University of Maryland, Baltimore, MD, USA) durchgeführt, die von der American Association for Laboratory Animal Science akkreditiert ist. Das Studienprotokoll wurde vom örtlichen Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt.

1. Auswahl und Haltung der Tiere

  1. Verwenden Sie ausgewachsene männliche Schweine (Sus Scrofa) mit einem Gewicht von 60-80 kg.
  2. Nach der Ankunft in der Tieranlage halten Sie die Tiere eines pro Käfig, aber mit der Möglichkeit, mit Tieren in den benachbarten Käfigen zu interagieren.
  3. Halten Sie die Tiere mindestens 48 Stunden lang unter, um eine Eingewöhnung zu gewährleisten. Ermöglichen Sie den Tieren freien Zugang zu Wasser und füttern Sie sie bis zum Abend vor dem Versuch, wenn die Tiere nüchtern sein sollten, um das Risiko einer Aspiration während der Intubation zu minimieren.
  4. Überwachen Sie die Tiere regelmäßig, um zu bestätigen, dass sie bei guter Gesundheit sind.

2. Sedierung und Einleitung einer Vollnarkose

  1. Beruhigen Sie das Tier, während es sich noch in seinem Stallbereich befindet, durch intramuskuläre Injektion von Telazol (4-5 mg/kg)/Xylazin (1,8-2,2 mg/kg) kaudal zum Ohr oder in den Gesäßmuskel.
  2. Transportieren Sie das Tier aus dem Stallbereich in den Operationssaal und legen Sie es in Rückenlage auf den OP-Tisch.
  3. Legen Sie eine Pulsoximetrie-Sonde auf das Ohr des Tieres, setzen Sie eine Gesichtsmaske auf die Schnauze des Tieres und geben Sie Isofluran in 100% O2, bis der Unterkiefer entspannt ist, um eine Anästhesie einzuleiten.
  4. Legen Sie einen Endotrachealtubus (ET) mit einem Laryngoskop an. Dies sollte erreicht werden, indem man den Kiefer offen hält, die Zunge herauszieht, die Epiglottis identifiziert, die Spitze des Laryngoskops in den Oropharynx führt und die Epiglottis aus dem weichen Gaumen verdrängt. Schieben Sie den ET-Schlauch 6-10 cm durch die Stimmlippen und drehen Sie ihn dann in einer gebogenen Abwärtsposition relativ zum Oberkopf des Tieres.
  5. Blasen Sie die ET-Manschette mit Luft in einem Abstand von 10 cm3 auf, befestigen Sie den ET-Schlauch mit Mullbindern an der Schnauze des Tieres und auskultieren Sie die Brust des Tieres, um die korrekte Platzierung des Schlauchs zu bestätigen.
  6. Verbinden Sie das ET-Rohr über einen Wärme- und Feuchtigkeitsaustauscher mit einem mechanischen Ventilator.
  7. Bestätigen Sie die entsprechenden Einstellungen des Beatmungsgeräts, um eine eingeatmeteO2-Fraktion von 30 % mit einem Atemzugvolumen von 7-10 ml pro kg Körpermasse und einer Atemfrequenz von 10-15 Atemzügen/min zu erzielen, mit dem Ziel, eine CO2 -Spannung von 38-42 mmHg am Ende der Tidalität zu erreichen.
  8. Um die Anästhesie aufrechtzuerhalten, verwenden Sie 1,5-3% Isofluran. Bewertet regelmäßig die Atmungsparameter des Tieres.

3. Chirurgie

  1. Sterilisation und Vorbereitung der Operationsstelle
    1. Entfernen Sie die Haare, die über der Stelle für den Laparotomieschnitt und die perkutanen Zugangsstellen liegen, mit einem elektrischen Haarschneider.
    2. Alle Inzisionsstellen und perkutanen Einstichstellen mit Betadin schrubben und trocknen lassen.
    3. Platzieren Sie sterile Abdecktücher um die Operationsstellen, um die sterilen Operationsfelder zu schonen und eine Kontamination zu verhindern. Befestigen Sie diese mit Klammern.
    4. Ziehen Sie die Vorder- und Hinterhufe mit leichter Beugung ein und halten Sie sie mit einem Seil oder Klebeband fest.
    5. Platzieren Sie die EKG-Klebeelektroden an der rechten Vordergliedmaße, der linken Vorderextremität, der rechten Hintergliedmaße und der linken Hintergliedmaße sowie über dem Xiphoid. Befestigen Sie die richtigen EKG-Ableitungen an den Klebeelektroden.
  2. Laparotomie
    1. Verwenden Sie Elektrokauter, um einen 20 cm langen Bauchschnitt in der Mittellinie zu machen.
    2. Verwenden Sie einen Elektrokauter, um das Unterhautgewebe und die Linea alba zu durchtrennen. Betreten Sie die Bauchhöhle direkt sichtbar mit einer Schere.
  3. Splenektomie
    1. Entfernen Sie die Milz, um eine Autotransfusion als Reaktion auf die Blutung zu verhindern.
    2. Führen Sie die Milz in die Mittellinienwunde ein, klemmen Sie die Hilumgefäße mit zwei Hämostaten ein und durchqueren Sie die Hämostaten. Ligatur der durchtrennten Enden mit 0 Seidenbindern.
    3. Identifizieren Sie die tiefer liegenden kurzen Magengefäße, platzieren Sie zwei Hämostaten, durchtrennen Sie die Gefäße zwischen den Hämostaten und ligieren Sie die Enden mit 0 Seidenbindern.
    4. Untersuchen Sie die ligierten Gefäße sorgfältig, um die Blutstillung sicherzustellen. Lizieren Sie alle blutenden Gefäße.
    5. Untersuchen Sie die Milz in situ, um sicherzustellen, dass sie frei präpariert ist, und entfernen Sie sie.
  4. Zystotomie
    1. Führen Sie die Blase durch die Laparotomiewunde ein.
    2. Fassen Sie den ventralen Teil der Blase zwischen zwei DeBakey-Klemmen und machen Sie mit einer Schere einen 1 cm langen Schnitt.
    3. Führen Sie einen Absaugkatheter in die Öffnung ein und entfernen Sie den Urin aus der Blase.
    4. Legen Sie einen 14 Fr Harnkatheter in die Blase. Blasen Sie den Katheterballon mit 10 ml Kochsalzlösung auf.
    5. Legen Sie eine Naht mit einem 3,0-Nylon-Nahtmaterial an, um den Katheter in der Blase zu befestigen und ein Verschütten von Urin zu verhindern.
    6. Verbinden Sie den Katheter mit einem Auffangbeutel.
    7. Verschließen Sie die Laparotomiewunde mit einem Laufstich mit einer 3'0 Nylonnaht.

4. Besetzung

HINWEIS: In Tabelle 1 finden Sie die wichtigsten Schritte zum Anschließen des SAAP-Stromkreises.

  1. Perkutaner Gefäßzugang
    1. Kanülierung der Vena jugularis interna und links (Abbildung 1)
      1. Visualisieren Sie unter Ultraschallkontrolle (US) die Vena jugularis interna; Sie befindet sich in der Regel etwa 2-3 cm tief auf der Haut in der Halsfurche.
      2. Punktieren Sie die Haut mit einer 18 G-Nadel, die in einem 45°-Winkel zur Haut platziert ist, und führen Sie sie unter US-Sicht in das venöse Lumen ein. Führen Sie einen 0,035" Seldinger Führungsdraht durch die Nadel.
      3. Entfernen Sie die Nadel und achten Sie darauf, dass der Führungsdraht im Venenlumen verbleibt.
      4. Machen Sie einen 5 mm Hautschnitt neben dem Draht und fädeln Sie eine 7 Fr Schleuse mit einem Dilatator über den Führungsdraht in die Vene ein.
      5. Entfernen Sie den Führungsdraht und den Einführdraht und lassen Sie den Mantel in Position. Befestigen Sie die Hülle, indem Sie sie mit 1,0-Seidennähten an die Haut nähen.
      6. Wiederholen Sie die obigen Schritte, um die kontralaterale Vena jugularis interna zu kanülieren.
        HINWEIS: Eine der Jugularvenenschleusen wird für die Überwachung des rechtsatrialen Drucks verwendet, die andere kann je nach Studienprotokoll für die Verabreichung von Medikamenten verwendet werden. Alternativ können externe Jugularvenen für die Kanülierung verwendet werden.
    2. Kanülierung der Halsschlagader (Abbildung 1)
      1. Lokalisieren Sie die Halsschlagader direkt seitlich der Luftröhre unter Verwendung der US-Anleitung.
      2. Punktieren Sie die Haut mit einer 18 G-Nadel, die in einem 45°-Winkel zur Haut platziert ist, und führen Sie sie unter US-Sicht in das arterielle Lumen ein, führen Sie einen 0,035" Seldinger-Führungsdraht durch die Nadel.
      3. Entfernen Sie die Nadel und achten Sie darauf, dass der Führungsdraht im arteriellen Lumen verbleibt.
      4. Machen Sie einen 5 mm breiten Hautschnitt neben dem Draht und fädeln Sie eine 7 Fr Schleuse mit einem Dilatator über den Führungsdraht in die Arterie ein.
      5. Entfernen Sie den Führungsdraht und den Einführdraht und lassen Sie den Mantel in Position. Befestigen Sie die Hülle, indem Sie sie mit 1,0-Seidennähten an die Haut nähen.
    3. Kanülierung der rechten und linken Oberschenkelarterie
      1. Lokalisieren Sie die rechte Oberschenkelarterie im Oberschenkelkanal unter Verwendung der US-Anleitung.
      2. Durchstechen Sie die Haut mit einer 18 G Nadel in einem 45° Winkel zur Haut und führen Sie sie unter US-Sicht in das arterielle Lumen ein. Führen Sie einen 0,035" Seldinger Führungsdraht durch die Nadel.
      3. Entfernen Sie die Nadel und achten Sie darauf, dass der Führungsdraht im arteriellen Lumen verbleibt.
      4. Machen Sie einen 10 mm Hautschnitt neben dem Draht.
      5. Fädeln Sie eine 14 Fr Schleuse mit einem Dilatator über den Führungsdraht in die Arterie ein.
      6. Entfernen Sie den Führungsdraht und den Einführdraht und lassen Sie den Mantel in Position. Befestigen Sie die Hülle, indem Sie sie mit 1,0-Seidennähten an die Haut nähen.
      7. Für den Zugang zur linken Oberschenkelarterie lokalisieren Sie die linke Oberschenkelarterie im Oberschenkelkanal mit US.
      8. Punktieren Sie die Haut mit einer 18 G Nadel in einem 45° Winkel und führen Sie sie unter US-Sicht in das arterielle Lumen ein. Führen Sie einen 90 cm 0,035" Seldinger Führungsdraht durch die Nadel.
      9. Entfernen Sie die Nadel und achten Sie darauf, dass der Führungsdraht im arteriellen Lumen verbleibt.
      10. Machen Sie einen 10 mm Hautschnitt neben dem Draht.
      11. Führen Sie eine 18 cm lange 15 Fr ECMO-Kanüle über den Führungsdraht in die Arterie ein.
      12. Entfernen Sie den Führungsdraht zusammen mit dem Dilatator und klemmen Sie das distale Ende der Kanüle ein, um Rückblutungen zu verhindern.
    4. Kanülierung der Oberschenkelvene
      1. Lokalisieren Sie die Oberschenkelvene im Oberschenkelkanal unter Anleitung der USA.
      2. Mit einer 18 G Nadel im 45° Winkel die Haut durchstechen und unter US-Sicht in das venöse Lumen einführen, einen 0,035" Seldinger Führungsdraht durch die Nadel führen.
      3. Entfernen Sie die Nadel und achten Sie darauf, dass der Führungsdraht im Venenlumen verbleibt.
      4. Machen Sie einen 5 mm Hautschnitt neben dem Draht und fädeln Sie einen 9 Fr Zentralvenenkatheter mit einem Einführrohr über den Führungsdraht in die Vene ein.
      5. Entfernen Sie den Führungsdraht und die Einführhilfe und lassen Sie den Katheter in Position. Befestigen Sie die Linie, indem Sie sie mit 1.0 Seidennähten an die Haut nähen.
  2. Perkutane Gefäßüberwachung (Abbildung 1)
    1. Aortenwurzeldruck
      1. Mit Hilfe der Durchleuchtung wird ein Mikromanometer-Katheter in die 7 Fr-Schleuse in der rechten Halsschlagader eingeführt.
      2. Vergewissern Sie sich, dass sich die Katheterspitze im Aortenbogen befindet, indem Sie die Wellenform des Aortendrucks visualisieren, die auf dem Datenerfassungsbildschirm angezeigt wird.
    2. Rechtsatrialer Druck
      1. Mit Hilfe der Durchleuchtung wird ein zuvor kalibrierter Mikromanometerkatheter in die 7 Fr-Schleuse in der rechten Vena jugularis interna eingeführt.
      2. Bestätigen Sie die Platzierung der Katheterspitze im rechten Vorhof, indem Sie die Druckwellenform beobachten, die auf dem Datenerfassungsbildschirm angezeigt wird.

5. Entblutung

  1. Vorbereitung des Setups
    1. Injizieren Sie 15.000 IE unfraktioniertes Heparin über den Seitenarm der IJV-Schleuse.
    2. Laden Sie den Ausblutschlauch in die Rolle der Schlauchpumpe, die für die Entblutung verwendet wird.
    3. Verbinden Sie ein Ende des Schlauchs mit einem Standard-Infusionsschlauch mit dem Kreislaufbehälter.
    4. Verbinden Sie das andere Ende des Schlauchs der Ausblutpumpe mit einer geraden Kupplung und einem 2-Zoll-Segment eines Schlauchs mit einem Innendurchmesser von 1/4" mit dem Ende der 15 Fr ECMO-Kanüle in der Oberschenkelarterie.
    5. Entfernen Sie die Klemme von der 15 Fr Kanüle.
    6. Berechnen Sie logarithmische Ausblutungsintervalle mit der Formel5. Die Länge des Intervalls und die Ausblutungsrate hängen vom Studienprotokoll ab.
      figure-protocol-12671
    7. Stellen Sie die gewünschte Pumpenleistung gemäß dem Protokoll mit der programmierbaren spezifischen Pumpencomputersoftware -PUMPTERM ein.
    8. Schließen Sie den Computer und die programmierbare Pumpe über einen Standard-Ethernet-Anschluss an. Sobald die gesteuerte Pumpe mit einer aktualisierten Anfangsfördermenge programmiert ist, die auf der Digitalanzeige angezeigt wird, kann sie vom Computer getrennt werden.
  2. Pumpengesteuerte Entblutung
    1. Starten Sie die Entblutung, indem Sie die START/STOP-Taste an der Pumpe drücken.
    2. Setzen Sie die Exsanguination gemäß Protokoll fort, bis die PEA durch einen Verlust des Aortendrucks (SBP <10 mmHg) mit Pulsationsverlust in der Wellenform des Aortenwurzeldrucks und begleitet vom Sinus-EKG-Rhythmus nachgewiesen wird.
    3. Stoppen Sie die Entblutung, indem Sie die START/STOP-Taste an der Pumpe manuell drücken.

6. SAAP

  1. Vorbereitung der SAAP-Schaltung
    1. Konstruktion der Rohrleitung mit Y- und geraden Steckverbindern mit Widerhaken und 3/8-Zoll-Innendurchmessern, um einen Reperfusionsschenkel, einen Hauptperfusionsschenkel, einen SAAP-Perfusionsschenkel und einen peripheren Perfusionsschenkel aufzunehmen (Abbildung 2). Sichern Sie die Verbindungen mit Kabelbindern.
    2. Verbinden Sie den proximalen Schlauch mit dem Blutreservoir.
    3. Verbinden Sie den Schlauch mit der Kreiselpumpe.
    4. Verbinden Sie den Schlauch mit dem Oxygenator.
    5. Verbinden Sie den Oxygenator mit einem Standard-Sauerstoffschlauch mit der Sauerstoffquelle, indem Sie ihn in den Sauerstoffinfusionsanschluss des Oxygenators einführen.
    6. Laden Sie den Hauptperfusionsschenkel des Kreislaufs in den peristaltischen Pumpenkopf.
    7. Geben Sie den Sauerstoff mit 6 l/min ab, indem Sie den Drehknopf an der Sauerstoffflasche drehen.
    8. Geben Sie 15.000 IE unfraktioniertes Heparin in das Kreislaufreservoir.
    9. Vergewissern Sie sich, dass der Perfusionsschenkel des Kreislaufs geklemmt und der Reperfusionsschenkel geöffnet ist, während das ausgeschiedene Blut während der Blutentblutung in das Blutreservoir gepumpt wird. Aktivieren Sie die Kreiselpumpe im SAAP-Kreislauf, indem Sie die START/ STOP-Taste drücken und den Durchfluss auf eine beliebige Stufe einstellen. Dadurch kann das Blut zirkulieren und die Gerinnung wird verhindert.
    10. Markieren Sie die Einführlänge des Ballons, indem Sie ihn außen an anatomische Orientierungspunkte platzieren. Zielen Sie darauf, dass der Ballon in der proximalen thorakalen Aorta sitzt.
    11. Spülen Sie den SAAP-Katheter und vergewissern Sie sich, dass ein 3-Wege-Absperrhahn an der Katheternabe befestigt ist.
    12. Vergewissern Sie sich, dass der Ballon vollständig entleert ist, und vergewissern Sie sich, dass der Katheter über einen 2-Wege-Absperrhahn an der Ballonöffnung verfügt.
    13. Füllen Sie eine 60-ml-Spritze mit einer Lösung von 0,1 mg Adrenalin (in 1 ml), 10 mL Kontrastmittel und 49 mL Kochsalzlösung vor. Bei dieser Lösung handelt es sich um den Verschlussbolus der Aortenklappe (AV), der unmittelbar vor der SAAP-Perfusion injiziert wird, um eine retrograde Füllung des linken Ventrikels zu verhindern.
    14. Füllen Sie eine weitere Spritze mit 15 mL Kochsalzlösung/Kontrastlösung (1:1) vor. Dieser wird verwendet, um den Katheterballon aufzublasen.
    15. Stellen Sie die Peristaltikpumpe im SAAP-Kreislauf so ein, dass sie das Perfusat (sauerstoffreiches Blut) mit einer Rate von 10 ml/kg des Körpergewichts des Tieres abgibt, indem Sie die Pumpe manuell mit den Tasten "Auf" und "Ab" auf dem Pumpendrehknopf programmieren.
  2. SAAP-Lieferung
    1. Führen Sie den SAAP-Katheter bis zu einer zuvor bestimmten Länge in die 14 Fr-Schleuse in der Oberschenkelarterie ein, setzen Sie die mit 15 ml Kochsalzlösung vorgefüllte Spritze auf den Ballonanschluss (Abbildung 2) und injizieren Sie das Volumen der Spritze, um den Ballon aufzublasen.
    2. Bestätigen Sie die Platzierung des Ballons mit einer Durchleuchtung.
    3. Verbinden Sie den SAAP-Perfusionsschenkel mit dem SAAP-Katheter und den peripheren Perfusionsschenkel mit dem Venenkatheter (Abbildung 3).
    4. Schließen Sie den Reperfusionsschenkel des SAAP-Kreislaufs, indem Sie die Klemme daran anbringen, und öffnen Sie den Perfusionsschenkel, indem Sie die Klemme davon entfernen (Abbildung 2).
    5. Befestigen Sie die zuvor vorgefüllte 60-ml-Spritze mit AV-Verschlussbolus an der Seitenöffnung des Drei-Wege-Absperrhahns am arteriellen Lumen des SAAP-Katheters (Abbildung 3) und injizieren Sie schnell manuell das gesamte Volumen der Spritze, gefolgt von einem Verschluss des seitlichen Ports zur Spritze.
    6. Öffnen Sie sofort die Endöffnung des arteriellen Absperrhahns.
    7. Starten Sie die Schlauchpumpe im SAAP-Kreislauf, indem Sie die RUN/STOP-Taste drücken.
    8. Nach sechzig Sekunden stoppt die Schlauchpumpe durch Drücken der RUN/STOP-Taste .
    9. Entleeren Sie den SAAP-Ballon, indem Sie das gesamte Volumen aus der SAAP-Ballonöffnung ansaugen.
    10. Verschließen Sie den Fluss zum Katheter mit einem Absperrhahn am arteriellen Lumen des Katheters.
    11. Beurteilen Sie den SBP- und EKG-Rhythmus.
      HINWEIS: Wenn nach 2 Minuten nach Beginn der SAAP-SBP < 90 mmHg erreicht wird, können bis zu 7 Boli von 200 ml heparinisiertem Blutausscheiden oder zuvor gekauftem citratiertem Vollblut über das SAAP infundiert werden, um den SBP >90 mmHg aufrechtzuerhalten.
      1. Wenn gelagertes Blut für SAAP verwendet wird, ist eine Co-Infusion mit Calciumgluconat erforderlich, um die Bindung von Citratcalcium im Myokard zu verhindern. Injizieren Sie Calciumgluconat unmittelbar vor der SAAP-Perfusion mit einer Spritze, die an der seitlichen Öffnung des 3-Wege-Absperrhahns befestigt ist, der mit dem SAAP-Katheter verbunden ist. Verwenden Sie 1 Gramm Calciumgluconat pro Packung Erythrozyteneinheit und 3 Gramm pro Vollbluteinheit5.
      2. Wenn das Tier Kammerflimmern oder ventrikuläre Tachykardie entwickelt, versuchen Sie eine Defibrillation, indem Sie Paddel über das Brustbein und den Scheitelpunkt legen und nach der Freigabe des Personals den Kontakt mit dem Tier herstellen.
        1. Setzen Sie die Beatmung fort, unmittelbar vor der Abgabe von Schocks trennen Sie die Druckmessumformer von den Signalaufbereitungseinheiten und schließen Sie diese sofort nach der Abgabe des Schocks wieder an.
        2. Geben Sie einen Schock mit einem zweiphasigen Defibrillator ab 150 J ab und bewerten Sie den Rhythmus danach bis zu einer Minute lang. Wenn ventrikuläre Tachykardie oder Flimmern vorhanden sind, geben Sie nach einer einminütigen Rhythmusbeurteilung nach jedem Schock bis zu zwei weitere Schocks bei 200 J ab.
          HINWEIS: Der hier verwendete Defibrillationsalgorithmus gilt für einen biphasischen Defibrillator, monophasische Defibrillatoren benötigen in der Regel weniger Energie. Wenn andere Herzrhythmen festgestellt werden - Vorhofflimmern, PEA usw. sollte keine Defibrillation versucht werden, und das Tier sollte gemäß einem spezifischen Studienprotokoll behandelt werden.

7. Periphere Perfusion

HINWEIS: Nach erfolgreicher SAAP-Reanimation kann je nach Studienprotokoll der weitere Volumenaustausch peripher über den SAAP-Kreislauf fortgesetzt werden.

  1. Klemmen Sie den SAAP-Perfusionsschenkel des Hauptperfusionsschenkels.
  2. Vergewissern Sie sich, dass der periphere Perfusionsschenkel des SAAP-Kreislaufs mit dem Seitenarm des Katheters in der Vena femoralis verbunden ist und die Absperrhähne und Schläuche offen sind.
  3. Stellen Sie sicher, dass sich die richtige Wiederbelebungsflüssigkeit und das Volumen im SAAP-Reservoir befinden.
  4. Stellen Sie sicher, dass der Umwälzschenkel des SAAP-Kreislaufs geklemmt ist.
  5. Gießen Sie die Flüssigkeit gemäß den Anforderungen des Protokolls, indem Sie die entsprechenden Durchflusseinstellungen an der Schlauchpumpe vornehmen.

8. Euthanasie

  1. Am Ende des Versuchs wird das Tier eingeschläfert, indem >2 mmol/kg Kaliumchlorid in eine Zentralvene injiziert werden, und warten Sie, bis die Asystolie 1 Minute lang durchgeführt wird.

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Ergebnisse

Der Blutdruck der Aortenwurzel betrug zu Studienbeginn 83/58 mmHg und sank während der Exsanguination allmählich auf 0-10 mmHg. Nach Beginn der pulslosen elektrischen Aktivität (PEA) wurde eine SAAP durchgeführt, bei der der systolische Blutdruck für die Dauer der SAAP schnell auf 120 mmHg anstieg (Abbildung 4). Nach Beendigung der SAAP und der Deflation des Aortenballons sank der BSP auf etwa 60 mmHg, stieg jedoch in der Zeit nach dem SAAP allmählich ...

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Diskussion

Eine ausreichende Perfusatoxygenierung ist eine entscheidende Fähigkeit von SAAP12. Wir verwenden einen Filter, der in ein Reservoir integriert ist. Der Filter wird über einen Standard-Sauerstoffschlauch mit einer Sauerstoffflasche verbunden. Der Sauerstoffstrom wird mit 6 l/min an den Oxygenator abgegeben. Die in den Kreislauf integrierte Kreiselpumpe treibt das Blut an, das durch den Oxygenator gefiltert wird. Eine ausreichende Sauerstoffversorgung kann durch ...

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Offenlegungen

JJ Morrison ist Mitglied des klinischen Beirats von Prytime Medical Inc. Alle anderen Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die in diesem Artikel geäußerten Ansichten sind die des Autors/der Autoren und spiegeln nicht die offizielle Politik des Department of Army/Navy/Air Force, des Department of Defense oder der US-Regierung wider.

Die Finanzierung dieser Studie wurde von der University of Maryland, School of Medicine, erhalten.

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Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
3/8” ID tubingSaint-GobainE-3603This tubing is used throughout the circuit.
1/4" TubingTygonE-36032" segment for a connector between Exsanguination tubing and ECMO cannula
2-way stopcocksHarvard Apparatus72-2650standard stopcock
3-wayHarvard Apparatus72-2658Standard stopcock
Barbed ConnectorsHarvard Apparatus72-1587Y connectors
Barbed ConnectorsHarvard Apparatus72-1575Straight connectors
Blood ReservoirLivaNova50715This is sold together with the oxygenator
Cable tiesCommercial ElectricGT-200STStandard cable ties.
Centrifugal pump BVP-ZISMATECISM 446Centrifugal Pump used for recirculation of blood
Controlled Peristaltic Dispensing PumpNew Era Pump SystemsNE-9000BPeristaltic pump for Exsanguination
ECMO CannulaMedtronic96570-015Exsanguination cannula
Gas tubingAirLife1302Standard oxygen tubing
Oxygen sourceAirGasOX USP300Standard oxygen tank with flowmeter
OxygenatorLivaNova50715This is sold together with the reservoir
Peristaltic pump 1 MCPISMATECISM 405SAAP peristaltic pump
SAAP cathetern/an/aProprietary catheter designed by Dr. Manning
Venous catheterTeleflexCDC-29903-1A9 French single lumen catheter

Referenzen

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