Desarrollo de un sistema selectivo de perfusión del arco aórtico en un modelo porcino de paro cardíaco por exanguinación

Resumen

El objetivo de este protocolo es demostrar un modelo de paro cardíaco por exanguinación porcina y un circuito selectivo de perfusión de arco aórtico específicamente construido para la investigación traslacional.

Resumen

La hemorragia constituye la mayoría de las muertes potencialmente prevenibles por traumatismos. Existe un creciente interés en técnicas de reanimación endovascular como la perfusión selectiva del arco aórtico (SAAP) para pacientes en parada cardíaca. Consiste en la perfusión activa de la circulación coronaria a través de un catéter balón de aorta torácica y se está acercando a la aplicación clínica. Sin embargo, la técnica es compleja y requiere refinamiento en modelos animales antes de que se pueda considerar el uso humano. En este trabajo se describe un modelo animal grande de paro cardíaco por exanguinación tratado con un sistema SAAP a medida.

Los cerdos fueron anestesiados, instrumentados y se realizó una esplenectomía antes de iniciar una exanguinación logarítmica controlada. Los animales fueron heparinizados y la sangre derramada se recogió en un depósito. Una vez observado el paro cardíaco, la sangre se bombeó a través de un circuito extracorpóreo hacia un oxigenador y luego se administró a través de un catéter de balón de 10 Fr colocado en la aorta torácica.

Esto resultó en el retorno de una circulación espontánea (ROSC) como lo demuestra el ECG y la forma de onda de presión de la raíz aórtica. Este modelo y el sistema SAAP que lo acompaña permiten una recuperación estandarizada y reproducible de un paro cardíaco por exanguinación.

Introducción

La hemorragia representa la mayoría de las muertes por traumatismos potencialmente prevenibles¹. En las etapas terminales de la exanguinación, la perfusión coronaria se reduce, lo que provoca un paro cardíaco y la muerte. Las estrategias actuales (transfusión intravenosa y masaje cardíaco) son ineficaces, ya que no abordan el fracaso de la perfusión coronaria.

La SAAP es una técnica de reanimación basada en catéter que tiene como objetivo abordar este problema mediante la infusión de líquido de reanimación oxigenado y fármacos directamente en la aorta proximal, perfundiendo la circulación coronaria y cerebral. Estudios porcinos limitados han demostrado resultados prometedores en la restauración de la actividad cardíaca después de la fibrilación ventricular y el paro cardíaco hemorrágico ^2,3,4. Sin embargo, la investigación de SAAP está en curso y la técnica permanece en las fases preclínicas.

Hay varios desafíos técnicos con SAAP. Es fundamental que se administre un cierto volumen de perfusión a través del catéter a una velocidad de infusión precisa, y actualmente no existe un catéter aprobado por la FDA disponible comercialmente para su uso en SAAP. La técnica requiere un circuito específico que sea capaz de almacenar, oxigenar y administrar perfusión de manera eficiente durante el SAAP. El objetivo de este estudio es presentar un modelo animal de paro cardíaco con actividad eléctrica sin pulso (PEA) traumático y un sistema SAAP confiable y personalizado para su uso en la exploración de esta herramienta en la investigación con animales de exanguinación.

Protocolo

Este estudio se llevó a cabo en el Centro de Enseñanza de la Facultad de Medicina (MSTF, Universidad de Maryland, Baltimore, MD, EE. UU.), que está acreditado por la Asociación Americana para la Ciencia de los Animales de Laboratorio. El protocolo del estudio fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales local.

1. Selección y alojamiento de animales

1. Utilice cerdos machos adultos (Sus Scrofa) que pesen entre 60 y 80 kg.
2. Después de la llegada a la instalación de animales, aloje a los animales uno por jaula pero con la capacidad de interactuar con los animales en las jaulas vecinas.
3. Alojar a los animales durante un mínimo de 48 horas para asegurar la aclimatación. Permitir que los animales tengan libre acceso al agua y alimentarlos con una dieta estándar hasta la noche anterior al experimento, cuando los animales deben estar en ayunas para minimizar el riesgo de aspiración durante la intubación.
4. Monitoree a los animales regularmente para confirmar que están en buen estado de salud.

2. Sedación e inducción de anestesia general

1. Sedar al animal mientras aún está en su zona de alojamiento mediante inyección intramuscular de Telazol (4-5 mg/kg)/xilacina (1,8-2,2 mg/kg) caudal en la oreja o en el músculo glúteo.
2. Transportar al animal desde la zona de alojamiento hasta el quirófano y colocarlo en decúbito dorsal sobre la mesa de operaciones.
3. Colocar una sonda de pulsioximetría en la oreja del animal, colocar una mascarilla en el hocico del animal y administrar Isoflurano en 100%_O2, hasta que la mandíbula esté relajada, para inducir la anestesia.
4. Colocar un tubo endotraqueal (ET) con un laringoscopio. Esto debe lograrse manteniendo las mandíbulas abiertas, sacando la lengua, identificando la epiglotis, pasando la punta del laringoscopio a la orofaringe y desplazando la epiglotis del paladar blando. Haga avanzar el tubo endotraqueal a través de las cuerdas vocales de 6 a 10 cm y luego gírelo en una posición curva hacia abajo en relación con la parte superior de la cabeza del animal.
5. Inflar el manguito ET con aire a una distancia de 10^cm3, fijar el tubo ET al hocico del animal con bridas de gasa y auscultar el pecho del animal para confirmar la correcta colocación del tubo.
6. Conecte el tubo endotraqueal a un ventilador mecánico a través de un intercambiador de calor y humedad.
7. Confirme la configuración adecuada del ventilador mecánico para proporcionar una fracción inspirada de_O2 del 30%, con un volumen corriente de 7-10 mL por kg de masa corporal, una frecuencia respiratoria de 10-15 respiraciones/min, con el objetivo de una tensión de CO₂ espirante final de 38-42 mmHg.
8. Para mantener la anestesia, use isoflurano al 1,5-3%. Evalúa regularmente los parámetros respiratorios del animal.

3. Cirugía

1. Esterilización y preparación del sitio quirúrgico
   1. Retire el vello que recubre el sitio para la incisión de la laparotomía y los sitios de acceso percutáneo con una cortadora de cabello eléctrica.
   2. Frote todos los sitios de incisión y los sitios de punción percutánea con betadine y deje secar.
   3. Coloque paños estériles alrededor de los sitios quirúrgicos para preservar los campos quirúrgicos estériles y evitar la contaminación. Asegúrelos en su lugar con grapas.
   4. Retraiga los cascos delanteros y traseros con una ligera flexión y sujételos en su lugar con cuerda o cinta.
   5. Coloque los electrodos adhesivos de ECG en la extremidad anterior derecha, la extremidad anterior izquierda, la extremidad posterior derecha y la extremidad posterior izquierda y sobre el xifoides. Conecte los cables de ECG correctos a los electrodos adhesivos.
2. Laparotomía
   1. Utilice la electrocauterización para realizar una incisión abdominal de 20 cm en la línea media.
   2. Utilice la electrocauterización para diseccionar el tejido subcutáneo y la línea alba. Entrar en la cavidad peritoneal bajo visión directa con tijeras.
3. Esplenectomía
   1. Extirpar el bazo para evitar la autotransfusión en respuesta a la exanguinación.
   2. Introduzca el bazo en la herida de la línea media, pinje los vasos del hilio con dos hemostáticos y haga un transecto entre los hemostáticos. Ligado de los extremos seccionados con 0 lazos de seda.
   3. Identifique los vasos gástricos cortos más profundos, coloque dos hemostáticos, seccione los vasos entre los hemostáticos y ate los extremos con 0 lazos de seda.
   4. Inspeccione cuidadosamente los vasos ligados para asegurar la hemostasia. Ligigue cualquier vaso sangrante.
   5. Examinar el bazo in situ para asegurarse de que está libre de disección y extraerlo.
4. Cistostomía
   1. Expulsar la vejiga a través de la herida de laparotomía.
   2. Sujete la parte ventral de la vejiga entre dos pinzas DeBakey y haga una incisión de 1 cm con unas tijeras.
   3. Pase un catéter de succión en la abertura y extraiga la orina de la vejiga.
   4. Colocar un catéter urinario de 14 Fr en la vejiga. Infle el balón del catéter con 10 mL de solución salina.
   5. Coloque una sutura de cuerda de bolso con una sutura de nailon 3.0 para asegurar el catéter en la vejiga y evitar derrames de orina.
   6. Conecte el catéter a una bolsa de recolección.
   7. Cierre la herida de laparotomía con una sutura corrida utilizando una sutura de nailon 3'0.

4. Instrumentación

NOTA: Consulte la Tabla 1 para conocer los pasos clave en la conexión del circuito SAAP.

1. Acceso vascular percutáneo
   1. Canulación de la vena yugular interna derecha e izquierda (Figura 1)
      1. Utilizando la guía de ultrasonido (US), visualice la vena yugular interna; Suele localizarse a unos 2-3 cm de profundidad de la piel en el surco yugular.
      2. Perforar la piel con una aguja de 18 G colocada en un ángulo de 45° con respecto a la piel e introducirla en la luz venosa bajo visión de ultraecografía. Pase una guía Seldinger de 0.035" a través de la aguja.
      3. Retire la aguja, teniendo cuidado de dejar la guía en la luz venosa.
      4. Haga una incisión en la piel de 5 mm adyacente al alambre y pase una vaina de 7 Fr con un dilatador en la vena sobre el alambre guía.
      5. Retire la guía y el introductor, dejando la funda en su posición. Asegure la funda en su lugar suturándola a la piel con suturas de seda 1.0.
      6. Repita los pasos anteriores para canular la vena yugular interna contralateral.
         NOTA: Una de las vainas de la vena yugular se utiliza para la monitorización de la presión de la aurícula derecha, la otra se puede utilizar para la administración de fármacos dependiendo del protocolo del estudio. Alternativamente, se pueden utilizar venas yugulares externas para la canulación.
   2. Canulación de la arteria carótida (Figura 1)
      1. Localice la arteria carótida justo al lado de la tráquea utilizando la guía ecónica.
      2. Perfore la piel con una aguja de 18 G colocada en un ángulo de 45° con la piel e introdúzcala en la luz arterial bajo visión de EE. UU., pase una guía Seldinger de 0,035" a través de la aguja.
      3. Retire la aguja, teniendo cuidado de dejar la guía en la luz arterial.
      4. Haga una incisión en la piel de 5 mm adyacente al alambre y enhebre una vaina de 7 Fr con un dilatador en la arteria sobre la guía.
      5. Retire la guía y el introductor, dejando la funda en su posición. Asegure la funda en su lugar suturándola a la piel con suturas de seda 1.0.
   3. Canulación de la arteria femoral derecha e izquierda
      1. Localice la arteria femoral derecha en el canal femoral utilizando la guía de la ecografía.
      2. Perforar la piel con una aguja de 18 G en un ángulo de 45° con respecto a la piel e introducirla en la luz arterial bajo visión de ultraecografía. Pase una guía Seldinger de 0.035" a través de la aguja.
      3. Retire la aguja, teniendo cuidado de dejar la guía en la luz arterial.
      4. Haga una incisión en la piel de 10 mm adyacente al alambre.
      5. Introduzca una vaina de 14 Fr con un dilatador en la arteria sobre la guía.
      6. Retire la guía y el introductor, dejando la funda en su posición. Asegure la funda en su lugar suturándola a la piel con suturas de seda 1.0.
      7. Para el acceso arterial femoral izquierdo, ubique la arteria femoral izquierda en el canal femoral mediante ecografía.
      8. Perforar la piel con una aguja de 18 G en un ángulo de 45° e introducirla en la luz arterial bajo visión de ultraecografía. Pase una guía Seldinger de 90 cm y 0,035" a través de la aguja.
      9. Retire la aguja, teniendo cuidado de dejar la guía en la luz arterial.
      10. Haga una incisión en la piel de 10 mm adyacente al alambre.
      11. Introduzca una cánula de ECMO de 18 cm de largo y 15 Fr en la arteria sobre la guía.
      12. Retire la guía junto con el dilatador y pinza el extremo distal de la cánula para evitar el sangrado posterior.
   4. Canulación de la vena femoral
      1. Localice la vena femoral en el canal femoral utilizando la guía de EE. UU.
      2. Perfore la piel con una aguja de 18 G en un ángulo de 45° e introdúzcala en la luz venosa bajo visión de EE. UU., pase una guía Seldinger de 0.035" a través de la aguja.
      3. Retire la aguja, teniendo cuidado de dejar la guía en la luz venosa.
      4. Realice una incisión en la piel de 5 mm adyacente al alambre y pase un catéter venoso central de 9 Fr con un introductor en la vena sobre el alambre guía.
      5. Retire la guía y el introductor, dejando el catéter en su posición. Asegure la vía en su lugar suturándola a la piel con suturas de seda 1.0.
2. Monitorización vascular percutánea (Figura 1)
   1. Presión de la raíz aórtica
      1. Mediante fluoroscopia, introduzca un catéter micromanómetro en la vaina de 7 Fr en la arteria carótida derecha.
      2. Confirme que la punta del catéter está en el arco aórtico visualizando la forma de onda de presión aórtica presentada en la pantalla de recopilación de datos.
   2. Presión en la aurícula derecha
      1. Mediante fluoroscopía introducir un catéter micromanómetro previamente calibrado en la vaina de 7 Fr en la vena yugular interna derecha.
      2. Confirme la colocación de la punta del catéter en la aurícula derecha observando la forma de onda de presión presentada en la pantalla de recopilación de datos.

5. Exanguinación

1. Preparación de la configuración
   1. Inyecte 15,000 UI de heparina no fraccionada a través del brazo lateral de la vaina del IJV.
   2. Cargue el tubo de exanguinación en el rodillo de la bomba peristáltica utilizada para la exanguinación.
   3. Conecte un extremo del tubo al depósito del circuito mediante un tubo intravenoso estándar.
   4. Conecte el otro extremo del tubo de la bomba de exanguinación con un acoplador recto y un segmento de 2 pulgadas de tubo de 1/4" de diámetro interno al extremo de la cánula de ECMO de 15 Fr en la arteria femoral.
   5. Retire la abrazadera de la cánula de 15 Fr.
   6. Calcule los intervalos de la tasa de exanguinación logarítmica utilizando la fórmula⁵. La longitud del intervalo y la tasa de exanguinación dependen del protocolo del estudio.
      
   7. Ajuste la velocidad de bombeo deseada de acuerdo con el protocolo utilizando el software informático de bomba específico programable -PUMPTERM.
   8. Conecte la computadora a la bomba programable mediante un puerto Ethernet estándar. Una vez que la bomba controlada está programada con el caudal inicial actualizado que se muestra en la pantalla digital, se puede desconectar de la computadora.
2. Exanguinación controlada por bomba
   1. Comience la exanguinación presionando el botón START / STOP en la bomba.
   2. Continuar la exanguinación según protocolo hasta que se demuestre PEA por pérdida de presión aórtica (PAS <10 mmHg) con pérdida de pulsatilidad en la forma de onda de presión de la raíz aórtica acompañada de ritmo ECG sinusal.
   3. Detenga la exanguinación presionando manualmente el botón START / STOP en la bomba.

6. SAAP

1. Preparación del circuito SAAP
   1. Construya el tubo del circuito utilizando conectores rectos y en Y de púas y un tubo de 3/8" de diámetro interno para incorporar una extremidad de reperfusión, una extremidad de perfusión principal, una extremidad de perfusión SAAP y una extremidad de perfusión periférica (Figura 2). Asegure las conexiones con bridas.
   2. Conecte el tubo proximal al depósito de sangre.
   3. Conecte el tubo a la bomba centrífuga.
   4. Conecte el tubo al oxigenador.
   5. Conecte el oxigenador a la fuente de oxígeno mediante un tubo de oxígeno estándar insertándolo en el puerto de infusión de oxígeno del oxigenador.
   6. Cargue la extremidad de perfusión principal del circuito en el cabezal de la bomba peristáltica.
   7. Suministre el oxígeno a 6 L/min girando el dial del cilindro de oxígeno.
   8. Agregue 15,000 UI de heparina no fraccionada en el depósito del circuito.
   9. Confirme que la extremidad de perfusión del circuito está sujeta y que la extremidad de reperfusión está abierta a medida que la sangre derramada se bombea al depósito de sangre durante la exanguinación. Active la bomba centrífuga en el circuito SAAP pulsando el botón START/STOP y ajuste el caudal a cualquier velocidad. Esto permitirá que la sangre circule evitando la coagulación.
   10. Marque la longitud de inserción del balón colocándolo externamente contra puntos de referencia anatómicos. Apunte a que el balón se asiente en la aorta torácica proximal.
   11. Enjuague el catéter SAAP y confirme que tenga una llave de paso de 3 vías conectada al cubo del catéter.
   12. Confirme que el balón esté completamente desinflado y confirme que el catéter tenga una llave de paso de 2 vías en el puerto del balón.
   13. Rellene previamente una jeringa de 60 ml con una solución de 0,1 mg de epinefrina (en 1 ml), 10 ml de contraste y 49 ml de solución salina. Esta solución es el bolo de cierre de la válvula aórtica (AV) que se inyectará inmediatamente antes de la perfusión de SAAP para evitar el llenado retrógrado del ventrículo izquierdo.
   14. Llene previamente otra jeringa con 15 ml de solución salina/contraste (1:1). Esto se usará para inflar el balón del catéter.
   15. Configure la bomba peristáltica en el circuito SAAP para suministrar la perfusión (sangre oxigenada) a una velocidad de 10 mL/kg del peso corporal del animal programando manualmente la bomba usando los botones "arriba" y "abajo" en el dial de la bomba.
2. Entrega SAAP
   1. Insertar el catéter SAAP en la vaina de 14 Fr en la arteria femoral hasta una longitud previamente determinada, conectar la jeringa precargada con 15 mL de solución salina de contraste al puerto del balón (Figura 2) e inyectar el volumen de la jeringa para inflar el balón.
   2. Confirme la colocación del balón con fluoroscopia.
   3. Conecte la extremidad de perfusión SAAP al catéter SAAP y la extremidad de perfusión periférica al catéter venoso (Figura 3).
   4. Cierre la extremidad de reperfusión del circuito SAAP aplicándole la pinza y abra la extremidad de perfusión quitando la pinza (Figura 2).
   5. Conecte la jeringa de 60 ml previamente precargada con bolo de cierre AV al puerto lateral de la llave de paso de tres vías en la luz arterial del catéter SAAP (Figura 3) e inyecte manualmente rápidamente todo el volumen de la jeringa, seguido de cerrar el puerto lateral de la jeringa.
   6. Abra inmediatamente el puerto final de la llave de paso del puerto arterial.
   7. Ponga en marcha la bomba peristáltica en el circuito SAAP pulsando el botón RUN/STOP .
   8. Después de sesenta segundos, detenga la bomba peristáltica presionando el botón RUN/STOP .
   9. Desinfle el globo SAAP aspirando todo el volumen desde el puerto del globo SAAP.
   10. Cierre el flujo al catéter con llave de paso en la luz arterial del catéter.
   11. Evaluar la PAS y el ritmo del ECG.
       NOTA: Si después de 2 minutos de comenzar la PAS < 90 mmHg, se pueden infundir hasta 7 bolos de 200 mL de sangre heparinizada derramada o sangre entera citrato comprada previamente a través del SAAP para mantener la PAS >90 mmHg.
       1. Si se utiliza sangre almacenada para el SAAP, es necesaria una coinfusión con gluconato de calcio para evitar la unión del citrato y calcio en el miocardio. Inyecte gluconato de calcio inmediatamente antes de la perfusión SAAP utilizando una jeringa conectada al puerto lateral de la llave de paso de 3 vías conectada al catéter SAAP. Use 1 gramo de gluconato de calcio por unidad de glóbulos rojos empaquetados y 3 gramos por unidad de sangre entera⁵.
       2. Si el animal desarrolla fibrilación ventricular o taquicardia ventricular, intente la desfibrilación colocando paletas sobre el esternón y el ápice y, después de la autorización del personal, forme contacto con el animal.
          1. Continúe la ventilación, inmediatamente antes de administrar las descargas, desconecte los transductores de presión de las unidades de acondicionamiento de señales, vuelva a conectarlos inmediatamente después de administrar la descarga.
          2. Administre una descarga con un desfibrilador bifásico a partir de 150 J, reevalúe el ritmo hasta un minuto después de esto. Si hay taquicardia ventricular o fibrilación, administre hasta dos descargas más a 200 J después de un minuto de evaluación del ritmo después de cada descarga.
             NOTA: El algoritmo de desfibrilación utilizado aquí es para un desfibrilador bifásico, los desfibriladores monofásicos generalmente requerirán menos energía. Si se identifican otros ritmos cardíacos, fibrilación auricular, PEA, etc., no se debe intentar la desfibrilación y el animal debe ser tratado de acuerdo con un protocolo de estudio específico.

7. Perfusión periférica

NOTA: Después de una reanimación SAAP exitosa según el protocolo del estudio, se puede continuar con la reposición de volumen adicional periférica utilizando el circuito SAAP.

1. Pinza la extremidad de perfusión SAAP de la extremidad de perfusión principal.
2. Confirme que la extremidad de perfusión periférica del circuito SAAP esté conectada al brazo lateral del catéter en la vena femoral y que las llaves de paso y los tubos estén abiertos.
3. Asegúrese de que el líquido de reanimación y el volumen adecuados estén en el depósito SAAP.
4. Asegúrese de que la extremidad de recirculación del circuito SAAP esté sujeta.
5. Infunda el fluido de acuerdo con las necesidades del protocolo configurando los ajustes de flujo apropiados en la bomba peristáltica.

8. Eutanasia

1. Al final del experimento, se practica la eutanasia al animal inyectando >2 mmol/kg de cloruro de potasio en una vena central y se espera 1 minuto de asistolia.

Resultados

La presión arterial de la raíz aórtica fue de 83/58 mmHg al inicio del estudio y disminuyó gradualmente a 0-10 mmHg durante la exanguinación. Tras el inicio de la actividad eléctrica sin pulso (PEA), se realizó SAAP, durante el cual la presión arterial sistólica aumentó rápidamente a 120 mmHg durante la duración del SAAP (Figura 4). Tras el cese del SAAP y el desinflado del balón aórtico, la BSP disminuyó a alrededor de 60 mmHg, sin embargo, v...

Discusión

La oxigenación adecuada por perfusión es una capacidad crítica de SAAP¹². Utilizamos un filtro que está integrado con un depósito. El filtro está conectado a un cilindro de oxígeno a través de un tubo de oxígeno estándar. El flujo de oxígeno se suministra al oxigenador a 6 L/min. La bomba centrífuga incorporada en el circuito impulsa la sangre, que se filtra a través del oxigenador. La oxigenación adecuada se puede confirmar mediante la realización ...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
3/8” ID tubing	Saint-Gobain	E-3603	This tubing is used throughout the circuit.
1/4" Tubing	Tygon	E-3603	2" segment for a connector between Exsanguination tubing and ECMO cannula
2-way stopcocks	Harvard Apparatus	72-2650	standard stopcock
3-way	Harvard Apparatus	72-2658	Standard stopcock
Barbed Connectors	Harvard Apparatus	72-1587	Y connectors
Barbed Connectors	Harvard Apparatus	72-1575	Straight connectors
Blood Reservoir	LivaNova	50715	This is sold together with the oxygenator
Cable ties	Commercial Electric	GT-200ST	Standard cable ties.
Centrifugal pump BVP-Z	ISMATEC	ISM 446	Centrifugal Pump used for recirculation of blood
Controlled Peristaltic Dispensing Pump	New Era Pump Systems	NE-9000B	Peristaltic pump for Exsanguination
ECMO Cannula	Medtronic	96570-015	Exsanguination cannula
Gas tubing	AirLife	1302	Standard oxygen tubing
Oxygen source	AirGas	OX USP300	Standard oxygen tank with flowmeter
Oxygenator	LivaNova	50715	This is sold together with the reservoir
Peristaltic pump 1 MCP	ISMATEC	ISM 405	SAAP peristaltic pump
SAAP catheter	n/a	n/a	Proprietary catheter designed by Dr. Manning
Venous catheter	Teleflex	CDC-29903-1A	9 French single lumen catheter