Intrakranielle Drucküberwachung im nichttraumatischen intraventrikulären Blutungsmodell

Zusammenfassung

Die Überwachung des intrakraniellen Drucks in Nagetiermodellen nichttraumatischer intraventrikulärer Blutungen ist in der aktuellen Literatur nicht üblich. Hier demonstrieren wir eine Technik zur Messung des intrakraniellen Drucks, des mittleren arteriellen Drucks und des zerebralen Perfusionsdrucks während intraventrikulärer Blutungen in einem Rattentiermodell.

Zusammenfassung

Überlebende von intraventrikulären Blutungen haben oft eine signifikante Beeinträchtigung des Langzeitgedächtnisses; Daher ist die Forschung mit intraventrikulären Blutungstiermodellen unerlässlich. In dieser Studie suchten wir nach Möglichkeiten, den intrakraniellen Druck, den mittleren arteriellen Druck und den zerebralen Perfusionsdruck während einer nichttraumatischen intraventrikulären Blutung bei Ratten zu messen. Das experimentelle Design umfasste drei Sprague-Dawley-Gruppen: Schein-, Standard-200-μl-intraventrikuläre Blutung und Vehikel-Kontrollgruppen. Durch die Einführung eines intraparenchymalen faseroptischen Drucksensors wurden präzise intrakranielle Druckmessungen in allen Gruppen erzielt. Der zerebrale Perfusionsdruck wurde mit der Kenntnis des intrakraniellen Drucks und der mittleren arteriellen Druckwerte berechnet. Wie erwartet, erlebten sowohl die intraventrikuläre Blutungs- als auch die Vehikelkontrollgruppe einen Anstieg des intrakraniellen Drucks und einen anschließenden Abfall des zerebralen Perfusionsdrucks während der intraventrikulären Injektion von autologem Blut bzw. künstlicher Zerebrospinalflüssigkeit. Die Zugabe eines intraparenchymalen faseroptischen Drucksensors ist vorteilhaft bei der Überwachung präziser intrakranieller Druckänderungen.

Einleitung

Intraventrikuläre Blutung (IVH), eine Art intrakranielle Blutung (ICH), ist eine verheerende Krankheit, die signifikante Mortalität und Morbidität mit sich bringt. IVH ist gekennzeichnet als die Ansammlung von Blutprodukten in den intrakraniellen Ventrikeln. Isolierte IVH ist gelegentlich und tritt typischerweise bei Erwachsenen^{auf 1}. Es kann mit hypertensiven Blutungen, rupturiertem intrakraniellen Aneurysma oder einer anderen vaskulären Fehlbildung, Tumoren oder Trauma¹ assoziiert sein. IVH führt zu sekundären Hirnverletzungen sowie zur Entwicklung von Hydrocephalus². Überlebende von IVH haben nach ihrer Verletzung oft erhebliche funktionelle, Gedächtnis- und kognitive Beeinträchtigungen. Diese langfristigen kognitiven und Gedächtnisdefizite werden bei bis zu 44% der Überlebenden von ICH³ berichtet. Bei Subarachnoidalblutungen (SAH), einer anderen Art von ICH, ist bekannt, dass etwa die Hälfte der Überlebenden Gedächtnisdefizite hat, und für diejenigen, die IVH zusätzlich zu SAH haben, sind die Ergebnisse tendenziell signifikant schlechter ^4,5,6.

Die zugrunde liegenden Mechanismen der Gedächtnisstörung nach IVH müssen noch aufgeklärt werden. In-vivo-Forschung mit nicht-traumatischen IVH-Tiermodellen mit Funktions- und Gedächtnisstörungen ist unerlässlich, um potenzielle therapeutische Ziele für solche Patienten zu entdecken. Tiermodelle mit schwererem Gedächtnis und funktioneller Dysfunktion nach IVH wären die besten, um diese Veränderungen zu untersuchen. Das Labor des leitenden Autors hat auch speziell die Rolle von hohem intrakraniellen Druck (ICP) bei der Entwicklung von Gedächtnisdefiziten in IVH-Rattenmodellen untersucht. Daher waren Methoden zur präzisen Messung von ICPs während der IVH wichtig zu untersuchen. Hier berichten wir über Methoden zur präzisen Messung von ICPs in einem IVH-Rattenmodell. Obwohl die ICP-Überwachung zuvor sowohl in traumatischen ICH- als auch in Subarachnoidalblutungsmodellen eingesetzt wurde, wird die ICP-Überwachung in spontanen IVH-Nagetiermodellen in der Literatur nicht so häufig berichtet ^7,8. Daher umfasste das hier vorgestellte experimentelle Design drei Gruppen von Sprague-Dawley-Ratten: Schein, Standard-200-μl-intraventrikuläre Blutung und Vehikelkontrolle. Für die IVH-Gruppe wurde ein autologes intraventrikuläres Blutinjektionsmodell verwendet. Für Fahrzeugkontrolltiere wurde eine intraventrikuläre Injektion von steriler Lactated Ringer-Lösung verwendet. ICPs, mittlere arterielle Drücke (MAPs) und zerebrale Perfusionsdrücke (CPPs) wurden intraoperativ aufgezeichnet, und die Ergebnisse werden hierin berichtet.

Protokoll

Alle Forschungsmethoden und die Tierpflege/-pflege wurden in Übereinstimmung mit den institutionellen Richtlinien an der University of California, Davis, durchgeführt. Das Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of California, Davis, genehmigte alle Tierverwendungsprotokolle und experimentellen Verfahren (IACUC-Protokoll #21874).

1. Tierhaltung

1. Erhalten Sie Sprague-Dawley-Ratten im Alter von 8-10 Monaten. Vor jedem experimentellen Verfahren die Ratten in einem Vivarium unterbringen und mindestens 1 Woche für die allgemeine Anpassung in ihren Käfigen nach einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus mit Nahrung und Wasser ad libitum einplanen.

2. Anästhesie und präoperative Verfahren

1. Anästhesieren Sie die Ratte mit 4% Isofluran für 4 min. Hängen Sie die Ratte an den Zähnen in Rückenlage auf einer Intubationsplattform auf und intubieren Sie endotracheal mit einer Endotrachealkanüle und einem Laryngoskop.
2. Legen Sie die anästhesierte und intubierte Ratte auf ein Beatmungsgerät (2% Isofluran und O2/N2-Trägergas). Die Ratte wird ausreichend betäubt, wenn keine Reaktion auf einen schmerzhaften Reiz wie ein Hinterbeinklemmen beobachtet wird.
3. Setzen Sie ein Rektalthermometer ein, um die Temperatur kontinuierlich zu überwachen.
4. Führen Sie alle operativen Eingriffe mit steriler Technik durch. Schneiden Sie die Haare auf dem Kopf und der Oberschenkelregion ab und bereiten Sie die Haut vor der Operation mit drei abwechselnden Peelings Betadine und 70% Alkohol vor.
5. Saugen Sie alle angesammelten Atemwegssekrete ab, indem Sie die Ratte vorübergehend vom Beatmungsgerät entfernen und die Sekrete mit PE-50-Schläuchen absaugen, die an eine 10-ml-Spritze angeschlossen sind.
6. Schützen Sie die Augen der Ratte mit sterilen künstlichen Tränen Augensalbe.
7. Injizieren Sie lokales Bupivacain (~ 0,1 ml 0,25% ige Lösung) in die Haut und das Unterhautgewebe vor dem Kopfhautschnitt.

3. Operationsprotokoll

1. Platzierung der intraventrikulären Nadel und des intrakraniellen Druckmonitors (ICP)
   1. Stellen Sie die Ratte in Bauchlage in einen stereotaktischen Rahmen und halten Sie die Ratte am Ohr.
   2. Machen Sie einen 1,5-cm-Kopfhautschnitt entlang der Mittellinie mit einem 15-Klingen-Skalpell.
   3. Wenden Sie leichten Druck mit Gaze zur Hämostase an.
   4. Trennen Sie das Periost mit einem sterilen Baumwollspitzenapplikator vom Schädel, bis das Bregma-Wahrzeichen sichtbar ist.
   5. Lokalisieren und markieren Sie Bregma mit Stereotaxis und markieren Sie die Position von zwei bilateralen Gratlöchern, 1,4 mm seitlich und 0,9 mm hinter dem Bregma.
   6. Mit einem Handbohrer erzeugen Sie diese beiden kleinen (bis zu 2 mm) Schädelgratlöcher in der rechten und linken Hemisphäre. Spülen Sie überschüssige Knochensplitter mit steriler Lactated Ringer-Lösung aus.
   7. Positionieren Sie in der rechten Hemisphäre eine 22-G-Führungskanüle auf Höhe des Gratlochs, um die 28-G-Nadel durch die Kanüle in die Tiefe des rechten lateralen Ventrikels (4,6 mm in Bezug auf das Bregma) einzuführen, um IVH zu erzeugen.
   8. Verbinden Sie den faseroptischen Drucksensor mit der Ausleseeinheit. Schalten Sie die Ausleseeinheit ein und stellen Sie sicher, dass die ausgewählten Einheiten in mmHg angegeben sind. Bereiten Sie dann den Sensor vor, indem Sie seine Spitze in ein kleines Becherglas mit Lactated Ringer-Lösung tauchen, bis die Ausleseeinheit Null anzeigt. Sobald es in der Lactated Ringers-Lösung auf Null gesetzt ist, ist alles zum Einführen bereit.
   9. In der linken Hemisphäre führen Sie den Drucksensor vorsichtig bis zu 2-3 mm Tiefe in den Kortex ein, um eine ICP-Überwachung in Echtzeit durchzuführen.
2. Oberschenkelarterie Kanülierung und Einführen des mittleren arteriellen Drucks (MAP) Monitor
   1. Drehen Sie nach dem Einführen des ICP-Monitors den unteren Rumpf der Ratte, um den linken Oberschenkel und die Leistengegend leicht zu erreichen.
   2. Nach steriler Zubereitung und lokaler Bupivacain-Verabreichung mit einem 15-Klingen-Skalpell einen 1,5 cm langen Hautschnitt über den Hinterbeinen machen.
   3. Sezieren Sie die linke Oberschenkelarterie zuerst oberflächlich mit einem Hämostat und dann tiefere Schichten mit einer Pinzette mit feinen Spitzen unter einem Mikroskop. Identifizieren Sie die tiefblaue Oberschenkelvene, um die angrenzende Arterie zu lokalisieren.
   4. Binden Sie die distale Oberschenkelarterie mit einer 3-0-Seidennaht ab und legen Sie einen temporären Metallclip auf den proximalen Teil der Oberschenkelarterie.
   5. Lassen Sie einen zweiten faseroptischen Drucksensor an die bereits grundierte Ausleseeinheit anschließen. Stecken Sie den Drucksensor in den Polyethylenschlauch (PE-50), der in einen Tuohy Borst eingeführt wird, der dann geschlossen wird. Verbinden Sie den Tuohy Borst mit einem 3-Wege-Absperrhahn, der an einem Ende mit einer 1-ml-Spritze und am anderen Ende mit einer 22-G-Nadel mit PE-50-Schläuchen verbunden ist.
   6. Machen Sie unter dem Mikroskop eine 2-mm-Oberschenkelarteriotomie mit einer Mikroschere und kanülieren Sie sie mit einem PE-50-Schlauch, der mit dem Rest des Setups verbunden ist.
3. Intraventrikuläre Injektion
   1. Saugen Sie 500 μL Blut mit einer 1-ml-Spritze ab und drehen Sie den 3-Wege-Absperrhahn, damit der Drucksensor MAP liest.
   2. Prime die intraventrikuläre 28-G-Nadel, die mit PE-50-Schläuchen verbunden ist, mit dem abgesaugten Blut für IVH-Tiere und laktierten Ringern für die Fahrzeugkontrolltiere. Führen Sie dann diese Nadel in die Führungskanüle bis zur Tiefe des rechten Seitenventrikels ein.
   3. Injizieren Sie mit einer Rate von 100 μL/min das Blut oder die sterile Lactated Ringer-Lösung (200 μL) in den rechten lateralen Ventrikel, indem Sie die 1-ml-Spritze mit dem Daumen pumpen. Überwachen und zeichnen Sie vor und während der intraventrikulären Injektion ICP, arteriellen Blutdruck und rektale Temperatur auf.
   4. Überwachen und notieren Sie die ICP- und MAP-Werte nach der Injektion.
4. Schließung
   1. Ziehen Sie nach Abschluss der intraventrikulären Injektion den PE-50-Schlauch mit dem Drucksensor, der in die Oberschenkelarterie eingeführt wurde, heraus und bringen Sie den temporären Clip auf die Oberschenkelarterie an, um Blutungen zu verhindern.
   2. Binden Sie den proximalen Teil der Oberschenkelarterie mit der Seidennaht 3-0 ab.
   3. Schließen Sie den Oberschenkelschnitt unterbrochen mit 3:0-Seide.
   4. Entfernen Sie die Führungskanüle mit der intraventrikulären Nadel und dem ICP-Monitor.
   5. Verschließen Sie die Gratlöcher mit Knochenwachs.
   6. Schließen Sie den Schädelschnitt mit 3-0 Seidennaht in einer unterbrochenen Weise.
   7. Tragen Sie topisches Bupivacain auf den Schnitt auf und injizieren Sie 0,35 ml Carprofen (5 mg / kg) postoperativ. Lassen Sie die Tiere nicht unbeaufsichtigt, bis sie wieder ein ausreichendes Bewusstsein erlangt haben, um die sternale Liege aufrechtzuerhalten.
   8. Lassen Sie Ratten nach der Operation unter Aufsicht vollständig genesen und bringen Sie sie nach der Genesung mit freiem Zugang zu Nahrung und Wasser in ihre heimischen Käfige zurück.

4. Postoperatives Management

1. Überprüfen Sie alle postoperativen Tiere täglich für sieben postoperative Tage, um ihre Genesung, ihren neurologischen Status, ihr Verhalten, ihr Gewicht und ihre Schnitte zu überwachen.
2. 0,35 ml Carprofen (5 mg/kg) als subkutane Injektion zum Zeitpunkt der Operation und am 1. und 2^{. postoperativen} Tag verabreichen^.
3. Entfernen Sie die Nähte am 7. postoperativen Tag steril^.

Ergebnisse

Intrakranieller, mittlerer arterieller und zerebraler Perfusionsdruck
Sowohl ICPs als auch MAPs wurden bei allen Tieren intraoperativ überwacht (Abbildung 1). Ratten waren 8-10 Monate alt und hatten ein Durchschnittsgewicht von 495 ± 17 g. Es wurden auch Echtzeit-ICP-Diagramme gesammelt (Abbildung 2). Ohne die Scheingruppe stiegen die ICPs während der intraventrikulären Injektion sowohl bei IVH als auch bei Vehikelkontrollgruppen...

Diskussion

Diese Studie untersuchte Mechanismen zur Messung von ICPs, MAPs und CPPs in einem nichttraumatischen IVH-Rattentiermodell. Die Ergebnisse wurden von den folgenden Gruppen aufgezeichnet: Scheintiere, VH 200 μL und Vehikelkontrolltiere (künstliche intraventrikuläre Injektion von Zerebrospinalflüssigkeit). Dieses experimentelle Design wurde gewählt, um zu untersuchen, wie ICPs während der IVH-Injektion überwacht werden können, da wir die Hypothese aufstellten, dass der Anstieg der ICPs zu der signifikanteren sekund?...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.25% bupivacaine	Hospira, Inc.	409115901
1 mL syringe	Covetrus	60734
10% providine iodine solution	Aplicare	MSD093947
20 mL syringe	Covidien	8881520657
22 G needles	Becton Dickinson	305155
28 G intraventricular needles	P technologies	8IC313ISPCXC	C313I/SPC 28-Gneedles to fit 22-G guide cannula with 6 mm projection
3-0 silk suture	Henry Schein, Inc.	SP116
3-way-stopcock	Merti Medical Systems	M3SNC
4% paraformaldehyde	Fisher Chemical	30525-89-4
AnyMaze software	Any-Maze behavioral tracking software		Stoelting CO, USA
Artificial ointment	Covetrus	48272
Blood collection vials with EDTA	Becton Dickinson	367856
Bone wax	CP Medical, Inc.	CPB31A
Carprofen	Zoetis, Inc.	54771-8507-1
Centrifuge	Beckman	BE-GS6R	Model GS-6R
Cotton tip applicators	Covetrus	71214
Drill	Dremel	1600A011JA
Fiberoptic pressure sensors with readout units	Opsens Medical	OPP-M200-X-80SC- 2.0PTFE-XN-100PIT-P1 and LIS-P1-N-62SC	Opp-M200 packaged pressure sensors with LifeSens system
Forceps		11923-13, 11064-07
Gauze	Covetrus	71043
Guillotine	World Precision Instruments	51330
Heating pad with rectal thermometer	CWE, Inc.	08-13000 ,08-13014	TC1000 Temperature controller
Hemostats		13013-14,  13008-12
Isoflurane	Covetrus	29405
Lactated ringers	Baxter Healthcare Corp.	Y345583
Laryngoscope	American Diagnostic Corporation	4080
Metal clip	Fine Scientic Tools	18056-14
Micro scissors	Fine Scientic Tools	15007-08
Microscope	Leica	model L2
Needle driver		12003-15
Polyethylene tubing	Thermo Fisher Scientific	14-170-12B	PE-50 tubing
Rats	Envigo		Sprague Dawley rats 8–10 months old
Scalpel		10010-00
Scissors		14090-11
Stereotaxic instrument	Kopf instruments		Model 940 with ear bars
Syringe pump	KD Scientific	780100	Model 100 series
Tuohy Borst	Abbott	23242
Ventilator	Harvard rodent ventilator	55-0000	Model 683