Мониторинг внутричерепного давления в нетравматической модели внутрижелудочкового кровоизлияния грызунов

Резюме

Мониторинг внутричерепного давления у грызунов моделями нетравматического внутрижелудочкового кровоизлияния не встречается в современной литературе. Здесь мы демонстрируем технику измерения внутричерепного давления, среднего артериального давления и давления перфузии головного мозга во время внутрижелудочкового кровоизлияния на животной модели крысы.

Аннотация

Выжившие после внутрижелудочкового кровоизлияния часто остаются со значительным ухудшением долговременной памяти; таким образом, исследования с использованием внутрижелудочковых кровоизлияний на животных моделях имеют важное значение. В этом исследовании мы искали способы измерения внутричерепного давления, среднего артериального давления и давления перфузии головного мозга во время нетравматического внутрижелудочкового кровоизлияния у крыс. Экспериментальный проект включал три группы Sprague Dawley: фиктивную, стандартное внутрижелудочковое кровоизлияние 200 мкл и контрольные группы транспортных средств. Путем введения внутрипаренхимального волоконно-оптического датчика давления были получены точные измерения внутричерепного давления во всех группах. Церебральные перфузионные давления рассчитывались со знанием внутричерепного давления и средних значений артериального давления. Как и ожидалось, в группе внутрижелудочкового кровоизлияния и контрольной группы транспортных средств наблюдалось повышение внутричерепного давления и последующее снижение давления перфузии головного мозга при внутрижелудочковой инъекции аутологичной крови и искусственной спинномозговой жидкости соответственно. Добавление внутрипаренхимального волоконно-оптического датчика давления полезно для мониторинга точных изменений внутричерепного давления.

Введение

Внутрижелудочковое кровоизлияние (IVH), тип внутричерепного кровоизлияния (ICH), является разрушительным заболеванием, которое несет значительную смертность и заболеваемость. ИВГ характеризуется как накопление продуктов крови внутри внутричерепных желудочков. Изолированный ВГС встречается редко и обычно встречается у взрослых¹. Это может быть связано с гипертоническим кровоизлиянием, разрывом внутричерепной аневризмы или другой сосудистой мальформацией, опухолями или травмой¹. IVH приводит к вторичной черепно-мозговой травме, а также развитию гидроцефалии². Выжившие после IVH часто остаются со значительными функциональными, запоминающими и когнитивными нарушениями после травмы. Эти долгосрочные когнитивные и запоминающие дефициты сообщаются у 44% выживших после ICH³. При субарахноидальном кровоизлиянии (SAH), другом типе ICH, хорошо известно, что примерно у половины выживших будет дефицит памяти, а у тех, у кого есть IVH в дополнение к SAH, результаты, как правило, значительно хуже ^4,5,6.

Основные механизмы дисфункции памяти после IVH еще предстоит выяснить. Исследования in vivo с использованием нетравматических моделей IVH на животных с функциональной дисфункцией и дисфункцией памяти необходимы для выявления потенциальных терапевтических целей для таких пациентов. Животные модели с более тяжелой памятью и функциональной дисфункцией после IVH были бы лучшими для изучения этих изменений. Лаборатория старшего автора также исследовала роль высокого внутричерепного давления (ВЧД) в развитии дефицита памяти у крысиных моделей IVH. Поэтому важное значение для изучения имеют методы точного измерения МСП в ходе ИВГ. Здесь мы сообщаем о методах точного измерения МСП в модели крыс IVH. Хотя мониторинг ПМС ранее использовался в травматических моделях ICH, а также субарахноидальных кровоизлияний на животных моделях, мониторинг ICP в спонтанных моделях IVH грызунов не так часто сообщается в литературе ^7,8. Следовательно, экспериментальный дизайн, представленный здесь, включал три группы крыс Sprague Dawley: фиктивный, стандартное внутрижелудочковое кровоизлияние 200 мкл и контроль транспортного средства. Для группы IVH использовалась аутологичная модель внутрижелудочковой инъекции крови. Для контрольных животных использовали внутрижелудочковую инъекцию стерильного раствора лактированного Рингера. ICP, среднее артериальное давление (MAPs) и церебральное перфузионное давление (CPPs) были зарегистрированы интраоперационно, и результаты представлены в настоящем документе.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Все методы исследования и ухода за животными / содержания были выполнены в соответствии с институциональными руководящими принципами Калифорнийского университета в Дэвисе. Институциональный комитет по уходу за животными и их использованию (IACUC) Калифорнийского университета в Дэвисе одобрил все протоколы использования животных и экспериментальные процедуры (протокол IACUC No 21874).

1. Содержание животных

1. Получить крыс Спрэга-Доули в возрасте 8-10 месяцев. Перед любой экспериментальной процедурой поместите крыс в виварий и подождите не менее 1 недели для общей адаптации в их клетках после 12-часового цикла света / темноты с пищей и водой ad libitum.

2. Анестезия и предоперационные процедуры

1. Обезболить крысу 4% изофлураном в течение 4 мин. Повесьте крысу за зубы в лежачем положении на платформе интубации и интубируйте эндотрахеально с помощью эндотрахеальной канюли и ларингоскопа.
2. Поместите обезболенную и интубированную крысу на вентилятор (2% изофлуран и газ-носитель O2/N2). Крыса адекватно анестезируется, если не наблюдается реакции на болезненный раздражитель, такой как защемление задней части.
3. Вставьте ректальный термометр для непрерывного контроля температуры.
4. Выполняйте все оперативные процедуры с использованием стерильной техники. Обрежьте волосы на голове и бедренной области и подготовьте кожу тремя чередующимися скрабами бетадина и 70% спирта перед операцией.
5. Аспирировать любые накопленные дыхательные выделения путем временного удаления крысы из аппарата искусственной вентиляции легких и аспирации выделений с помощью трубки ПЭ-50, подключенной к шприцу объемом 10 мл.
6. Защитите глаза крысы стерильной искусственной слезной глазной мазью.
7. Вводят местный бупивакаин (~0,1 мл 0,25% раствора) в кожу и подкожные ткани перед разрезом кожи головы.

3. Протокол операции

1. Установка внутрижелудочковой иглы и монитор внутричерепного давления (ВЧД)
   1. Поместите крысу в положение лежа в стереотаксическую рамку и перекладывайте крысу.
   2. Сделайте 1,5-сантиметровый разрез кожи головы вдоль средней линии с помощью скальпеля из 15 лезвий.
   3. Применяют мягкое давление марлей при гемостазе.
   4. Используя стерильный аппликатор хлопкового наконечника, отделите надкостницу от черепа до тех пор, пока не будет виден ориентир брегмы.
   5. Найдите и разметьте брегму с помощью стереотаксиса и разметьте расположение двух двусторонних отверстий для заусенцев, 1,4 мм сбоку и 0,9 мм сзади к брегме.
   6. Используя ручную дрель, создайте эти два небольших (до 2 мм) черепных отверстия в правом и левом полушариях. Орошайте любые лишние костные чипсы стерильным раствором лактированного рингера.
   7. В правом полушарии расположите направляющую канюлю 22-G на уровне отверстия заусенца, чтобы вставить иглу 28-G через канюлю на глубину правого бокового желудочка (4,6 мм по отношению к брегме), чтобы создать IVH.
   8. Подключите волоконно-оптический датчик давления к считывающему устройству. Включите считывающее устройство и убедитесь, что выбранные единицы измерения находятся в мм рт.ст. Затем загрунтуйте датчик, погружая его наконечник в небольшой стакан с помощью раствора Lactated Ringer, пока блок считывания не считывает ноль. Как только он обнуляется в растворе Lactated Ringers, все это устанавливается для вставки.
   9. В левом полушарии осторожно вставьте датчик давления на глубину 2-3 мм в кору для мониторинга ICP в режиме реального времени.
2. Канюляция бедренной артерии и введение монитора среднего артериального давления (MAP)
   1. После введения монитора ICP поверните нижний ствол крысы для легкого доступа к левому бедру и паховой области.
   2. После стерильной подготовки и местного введения бупивакаина сделайте разрез кожи в 1,5 см над задней конечностью 15-лопастным скальпелем.
   3. Рассекните левую бедренную артерию сначала поверхностно гемостатом, а затем более глубокими слоями с помощью щипцов с тонкими кончиками под микроскопом. Определите глубокую синюю бедренную вену, чтобы помочь найти соседнюю артерию.
   4. Отвяжите дистальную бедренную артерию с помощью шелкового шва 3-0 и поместите временный металлический зажим на проксимальную часть бедренной артерии.
   5. Иметь второй волоконно-оптический датчик давления, подключенный к уже загрунтованному блоку считывания. Вставьте датчик давления в полиэтиленовую (ПЭ-50) трубку, которая затем вставляется в Туохи Борст, который затем закрывается. Подключите Tuohy Borst к 3-ходовому запорному крану, подключенному к шприцу объемом 1 мл на одном конце и игле 22-G с трубкой PE-50 на другом конце.
   6. Под микроскопом сделайте 2-миллиметровую бедренную артериотомию с помощью микроножек и канюлюцируйте ее трубкой PE-50, соединенной с остальной частью установки.
3. Внутрижелудочковая инъекция
   1. Аспирируйте 500 мкл крови с помощью шприца 1 мл и поверните 3-полосный запорный кран, чтобы датчик давления считывал MAP.
   2. Праймируйте внутрижелудочковую иглу 28-G, соединенную с трубкой PE-50 с аспирированной кровью для животных IVH и Lactated Ringer's для животных управления транспортным средством. Затем вставьте эту иглу в направляющую канюлю на глубину правого бокового желудочка.
   3. Используя скорость 100 мкл/мин, вводят кровь или стерильный раствор Лактированного Рингера (200 мкл) в правый боковой желудочек, накачивая шприц 1 мл большим пальцем. До этого и во время внутрижелудочковой инъекции контролируйте и регистрируйте ДЦП, артериальное артериальное давление и ректальную температуру.
   4. Мониторинг и запись значений ICP и MAP после инъекции.
4. Замыкание
   1. После завершения внутрижелудочковой инъекции извлеките трубку PE-50, содержащую датчик давления, который был вставлен в бедренную артерию, и приложите временный клипс к бедренной артерии для предотвращения кровотечения.
   2. Завяжите проксимальную часть бедренной артерии с помощью шелкового шва 3-0.
   3. Закройте разрез бедренной кости прерванным способом, используя шелк 3-0.
   4. Удалите направляющую канюлю с помощью внутрижелудочковой иглы и монитора ВЧП.
   5. Запечатайте отверстия заусенца костным воском.
   6. Закройте разрез черепа 3-0 шелковым швом в прерванном режиме.
   7. Нанесите местный бупивакаин на разрез и введите 0,35 мл карпрофена (5 мг/кг) после операции. Не оставляйте животных без присмотра до тех пор, пока они не придут в достаточное сознание для поддержания грудинного покоя.
   8. Позвольте крысам полностью восстановиться после операции под наблюдением и верните их в свои домашние клетки со свободным доступом к пище и воде после выздоровления.

4. Послеоперационное лечение

1. Проверяйте всех послеоперационных животных ежедневно в течение семи послеоперационных дней, чтобы контролировать их выздоровление, неврологический статус, поведение, вес и разрезы.
2. Вводят 0,35 мл карпрофена (5 мг/кг) путем подкожной инъекции во время операции и на^1-й и^2-й послеоперационные дни.
3. Снимают швы на^7-й послеоперационный день стерильным способом.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

Внутричерепное, среднее артериальное и церебральное перфузионное давление
Как МСП, так и МАП контролировались интраоперационно у всех животных (рисунок 1). Крысы были в возрасте 8-10 месяцев со средним весом 495 ± 17 г. Были также собраны графики ПМС в режиме р...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

В этом исследовании изучались механизмы измерения ICP, MAP и CPP в нетравматической модели животных для крыс IVH. Результаты были зафиксированы у следующих групп: фиктивные, VH 200 мкл и контрольные транспортные средства (искусственные внутрижелудочковые инъекции спинномозговой жидкости) жив?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.25% bupivacaine	Hospira, Inc.	409115901
1 mL syringe	Covetrus	60734
10% providine iodine solution	Aplicare	MSD093947
20 mL syringe	Covidien	8881520657
22 G needles	Becton Dickinson	305155
28 G intraventricular needles	P technologies	8IC313ISPCXC	C313I/SPC 28-Gneedles to fit 22-G guide cannula with 6 mm projection
3-0 silk suture	Henry Schein, Inc.	SP116
3-way-stopcock	Merti Medical Systems	M3SNC
4% paraformaldehyde	Fisher Chemical	30525-89-4
AnyMaze software	Any-Maze behavioral tracking software		Stoelting CO, USA
Artificial ointment	Covetrus	48272
Blood collection vials with EDTA	Becton Dickinson	367856
Bone wax	CP Medical, Inc.	CPB31A
Carprofen	Zoetis, Inc.	54771-8507-1
Centrifuge	Beckman	BE-GS6R	Model GS-6R
Cotton tip applicators	Covetrus	71214
Drill	Dremel	1600A011JA
Fiberoptic pressure sensors with readout units	Opsens Medical	OPP-M200-X-80SC- 2.0PTFE-XN-100PIT-P1 and LIS-P1-N-62SC	Opp-M200 packaged pressure sensors with LifeSens system
Forceps		11923-13, 11064-07
Gauze	Covetrus	71043
Guillotine	World Precision Instruments	51330
Heating pad with rectal thermometer	CWE, Inc.	08-13000 ,08-13014	TC1000 Temperature controller
Hemostats		13013-14,  13008-12
Isoflurane	Covetrus	29405
Lactated ringers	Baxter Healthcare Corp.	Y345583
Laryngoscope	American Diagnostic Corporation	4080
Metal clip	Fine Scientic Tools	18056-14
Micro scissors	Fine Scientic Tools	15007-08
Microscope	Leica	model L2
Needle driver		12003-15
Polyethylene tubing	Thermo Fisher Scientific	14-170-12B	PE-50 tubing
Rats	Envigo		Sprague Dawley rats 8–10 months old
Scalpel		10010-00
Scissors		14090-11
Stereotaxic instrument	Kopf instruments		Model 940 with ear bars
Syringe pump	KD Scientific	780100	Model 100 series
Tuohy Borst	Abbott	23242
Ventilator	Harvard rodent ventilator	55-0000	Model 683