Protokoll zur Entwicklung eines Femurosteotomiemodells bei Wistar Albino-Ratten

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um den Femurschaft von Wistar-Albinoratten iatrogen zu brechen und die Entwicklung des Kallus zu verfolgen. Dieses Femurosteotomiemodell kann Forschern helfen, den Prozess der Frakturheilung zu bewerten und zu untersuchen, wie ein Medikament die Frakturheilung beeinflussen könnte.

Zusammenfassung

Frakturheilung ist ein physiologischer Prozess, der zur Regeneration von Knochendefekten durch die koordinierte Wirkung von Osteoblasten und Osteoklasten führt. Osteoanabole Medikamente haben das Potenzial, die Reparatur von Frakturen zu verbessern, haben aber Einschränkungen wie hohe Kosten oder unerwünschte Nebenwirkungen. Das Knochenheilungspotenzial eines Medikaments kann zunächst durch In-vitro-Studien bestimmt werden, für den endgültigen Machbarkeitsnachweis sind jedoch In-vivo-Studien erforderlich. Unser Ziel war es, ein Femurosteotomie-Nagetiermodell zu entwickeln, das Forschern helfen könnte, die Entwicklung der Kallusbildung nach einer Fraktur des Femurschaftes zu verstehen und festzustellen, ob ein potenzielles Medikament knochenheilende Eigenschaften hat. Erwachsene männliche Wistar-Albinoratten wurden nach Freigabe durch das Institutional Animal Ethics Committee verwendet. Die Nagetiere wurden betäubt, und unter aseptischen Bedingungen wurden vollständige Querfrakturen am mittleren Drittel der Oberschenkelknochenschaft mittels offener Osteotomie erzeugt. Die Frakturen wurden reduziert und innerlich mit intramedullären K-Drähten fixiert, und die sekundäre Frakturheilung konnte stattfinden. Nach der Operation wurden intraperitoneale Analgetika und Antibiotika für 5 Tage verabreicht. Sequentielle wöchentliche Röntgenaufnahmen beurteilten die Kallusbildung. Die Ratten wurden basierend auf radiologisch vorgegebenen Zeitpunkten geopfert, und die Entwicklung des Frakturkallus wurde radiologisch und immunhistochemisch analysiert.

Einleitung

Knochen ist ein dichtes Bindegewebe, das aus knochenbildenden Zellen, den Osteoblasten, und knochenresorbierenden Zellen, den Osteoklasten, besteht. Frakturheilung ist ein physiologischer Prozess, der zur Regeneration von Knochendefekten durch die koordinierte Wirkung von Osteoblasten und Osteoklasten führt¹. Bei einer Fraktur sind osteoblastische und osteoklastische Aktivität an der Frakturstelle einige der wichtigen Faktoren, die die Knochenheilung bestimmen². Wenn die Frakturheilung von ihrem normalen Verlauf abweicht, führt dies zu einer verzögerten Vereinigung, Malunion oder Nichtvereinigung. Eine Fraktur wird als nicht vereint bezeichnet, wenn die Vereinigung der Fraktur für 9 Monate fehlschlägt, ohne dass die Reparatur in den letzten 3 Monaten fortschreitet³. Bei etwa 10%-15% aller Frakturen kommt es zu einer Verzögerung der Reparatur, die zu einer Nichtvereinigung führen kann⁴. Die Nichtvereinigungsrate für alle Frakturen beträgt 5% -10% und variiert je nach Knochen und Frakturstelle⁵.

Das derzeitige Regime für die Behandlung der Nichtvereinigung von Frakturen umfasst chirurgische und / oder medizinische Modalitäten. Derzeit können verzögerte oder fehlende Frakturen durch chirurgische Strategien wie Knochentransplantation überwunden werden. Die Knochentransplantation hat jedoch ihre Einschränkungen und Komplikationen wie die Verfügbarkeit von Transplantatgewebe, Schmerzen an der Spenderstelle, Morbidität und Infektion⁶. Die medizinische Behandlung umfasst osteoanabole Medikamente wie Knochenmorphogenetisches Protein (BMP) und Teriparatid (Parathormonanalogon). Derzeit verwendete osteoanabole Mittel haben das Potenzial, die Reparatur von Frakturen zu verstärken, haben jedoch Einschränkungen wie exorbitante Kosten oder unerwünschte Nebenwirkungen⁷. Daher besteht Spielraum für die Identifizierung kostengünstiger, nicht-chirurgischer Alternativen für die Knochenheilung. Das Knochenheilungspotenzial eines Medikaments kann zunächst durch In-vitro-Studien bestimmt werden, für den endgültigen Machbarkeitsnachweis sind jedoch In-vivo-Studien erforderlich. Ein Medikament, von dem bekannt ist, dass es die Knochenheilung verbessert, sollte in vitro bewertet werden und, wenn es sich als vielversprechend erweist, für In-vivo-Tiermodellstudien verwendet werden. Wenn sich herausstellt, dass das Medikament die Knochenbildung und den Umbau im In-vivo-Modell fördert, könnte es zur nächsten Stufe (d. H. Klinische Studien) übergehen.

Die Beurteilung der Frakturheilung bei Tieren ist ein logischer Schritt nach vorne, um einen neuartigen Wirkstoff zu bewerten, der für die Knochenheilung eingeführt wurde, bevor er am Menschen getestet wird. Für in vivo Tiermodellstudien zur Frakturheilung sind Nagetiere zu einem immer beliebteren Modell⁸ geworden. Die Nagetiermodelle haben aufgrund der niedrigen Betriebskosten, des begrenzten Platzbedarfs und der geringeren Zeit für die Knochenheilung zunehmendes Interesse geweckt⁹. Darüber hinaus verfügen Nagetiere über ein breites Spektrum an Antikörpern und Gentargets, die Untersuchungen zu den molekularen Mechanismen der Knochenheilung und -regeneration ermöglichen¹⁰. Eine Konsensussitzung hob verschiedene Knochenheilungsmodelle für Kleintiere umfassend hervor und konzentrierte sich auf die verschiedenen Parameter, die die Knochenheilung beeinflussen, sowie mehrere Kleintierfrakturmodelle und Implantate¹¹.

Grundlegende Bruchmodelle können grob in offene oder geschlossene Modelle unterteilt werden. Geschlossene Frakturmodelle verwenden eine Drei- oder Vierpunktbiegekraft auf den Knochen und erfordern keinen konventionellen chirurgischen Ansatz. Sie führen zu schrägen oder spiralförmigen Frakturen, die langen Knochenbrüchen beim Menschen ähneln, aber die fehlende Standardisierung von Frakturort und -dimensionen kann bei ihnen als Störfaktor wirken¹². Offene Frakturmodelle erfordern einen chirurgischen Zugang für die Osteotomie des Knochens, helfen, ein konsistenteres Frakturmuster an der Frakturstelle zu erreichen, sind aber im Vergleich zu den geschlossenen Modellen mit einer verzögerten Heilung verbunden¹³. Die Wahl des Knochens, der zur Untersuchung der Frakturheilung verwendet wird, bleibt aufgrund ihrer Abmessungen und Zugänglichkeit hauptsächlich die Tibia und der Femur. Die Wahl der Frakturstelle ist in der Regel die Diaphyse oder Metaphyse. Die metaphysäre Region wird speziell in Fällen gewählt, in denen die Frakturheilung bei osteoporotischen Probanden untersucht wird, da die Metaphyse stärker von Osteoporose betroffen ist¹⁴. Mehrere Implantate wie Markstifte und externe Fixateure können zur Stabilisierung der Fraktur^11,15 verwendet werden.

Das Ziel dieser Studie war es, ein einfaches und leicht verständliches Nagetiermodell zu entwickeln, das Forschern helfen könnte, nicht nur die Entwicklung des Kallus nach einer Femurfraktur zu verstehen, sondern auch zu bestimmen, ob ein potenzielles Medikament knochenheilende Eigenschaften hat, indem es den Mechanismus versteht, durch den es wirkt.

Protokoll

Tierversuche wurden nach ethischer Genehmigung des Institutional Animal Ethics Committee (IAEC), AIIMS, Neu-Delhi, Indien (286/IAEC-1/2021) durchgeführt.

1. Präoperatives Verfahren

1. Männliche Wistar-Albinoratten im Alter von 6 bis 8 Wochen mit einem Gewicht zwischen 150 und 200 g in einer zentralen Tiereinrichtung (CAF) in separaten Einzelkäfigen. Dies stellt sicher, dass keine chirurgische / Frakturstelle verletzt wird, wenn sich mehrere Ratten Käfige teilen.
2. Halten Sie die Ratten bei einer Temperatur von 23 °C ± 2 °C in einer feuchtigkeitskontrollierten Umgebung mit einer relativen Luftfeuchtigkeit von 50% ± 5%, setzen Sie sie einem 12-stündigen Dunkel-/Lichtzyklus aus und geben Sie ad libitum Zugang zu Nahrung (halbsynthetische Standarddiät): Pelletdiät (trocken) und Wasser. Die Zusammensetzung der halbsynthetischen Standarddiät ist wie folgt: geröstetes bengalisches Gramm Mehl (60%), Weizenmehl (22%), Kasein (4%), Magermilchpulver (5%), raffiniertes Öl (4%), Salzmischung mit Stärke (4,8%) und Vitamincholinmischung mit Stärke (0,2%).
3. Akklimatisieren Sie die Ratten für einen Zeitraum von mindestens 48 Stunden vor der Operation.
4. Wiegen Sie jede Ratte auf einer digitalen Waage und notieren Sie das Gewicht.
5. Verabreichen Sie den Ratten 15 Minuten vor Beginn des chirurgischen Eingriffs intraperitoneale (IP) Injektionen von Cefuroxim (100 mg/kg Körpergewicht), Tramadol (25 mg/kg Körpergewicht) und einer Kombination von Ketamin (75 mg/kg Körpergewicht) mit Xylazin (10 mg/kg Körpergewicht). Tragen Sie Augensalbe auf beide Augen auf, um trockene Augen zu verhindern.
6. Entfernen Sie die Haare von der rechten unteren Extremität, von der Flankenregion bis zum Kniegelenk, mit topischer Anwendung einer Haarentfernungscreme.
   HINWEIS: Blut (0,5 ml) kann aus der Schwanzvene jeder Ratte für die Baseline-Analyse verschiedener Parameter entnommen werden. Blut kann alle 2 Wochen nach der Operation wieder entnommen werden.

2. Chirurgisches Verfahren zur Herstellung einer vollständigen Querfraktur durch offene Osteotomie

HINWEIS: Verwenden Sie einen ausgewiesenen Operationssaal mit einem Operationstisch und optimaler Umgebungstemperatur (26 °C) für die Durchführung des Eingriffs.

1. Legen Sie den Wachsblock (Aluminiumschale 30 cm x 30 cm x 4 cm mit Wachs bis zu einer Tiefe von 2,5 cm) auf den OP-Tisch und decken Sie ihn mit sterilen Abdecktüchern ab. Der Wachsblock verhindert jede Veränderung der Position des Tieres während der Operation.
2. Bestätigen Sie den Beginn der Anästhesie (durch Überprüfung des Verlusts der Zehenklemme). Legen Sie die betäubte Ratte auf einen sterilen Vorhang in der linken Seitenlage. Bitten Sie einen Assistenten, die rechte untere Extremität (Knie und Hüfte) in Streckung zu halten. Halten Sie eine sterile harte Stütze (Marmorblock) unter dem rechten Bein, um den Femur zu stützen. Reinigen Sie die Operationsstelle mit Alkohol und Betadin.
3. Injizieren Sie Lokalanästhesie (0,25 ml 1% Lignocain) an der Inzisionsstelle (lateraler Aspekt des rechten Oberschenkels), schneiden Sie ein Loch in einen anderen sterilen Vorhang und legen Sie nur das rechte Bein der Ratte für die Operation frei.
4. Geben Sie einen 1 cm langen vertikalen Hautschnitt an der seitlichen Seite des rechten Oberschenkels und verlängern Sie ihn nach Bedarf mit einer chirurgischen Klinge Nr. 15.
5. Legen Sie den Musculus vastus lateralis frei, indem Sie die tiefe Faszie mit der Metzenbaum-Schere trennen. Teilen Sie den Vastus lateralis mit einer Arterienzange in Linie mit den Muskelfasern, bis der Schaft des Femurs erreicht ist.
6. Befreien Sie den Knochen mit dem Periost-Aufzug von den daran befestigten Muskeln.
7. Injizieren Sie eine Lokalanästhesie (0,2 ml 1% Lignocain) in und um das Periost, um einen vasovagalen Reflex zu verhindern.
8. Erstellen Sie eine Vertiefung im mittleren Drittel des Femurschaftes mit der chirurgischen Klinge Nr. 15 und brechen Sie den Knochen im mittleren Drittel des Schaftes (vollständige Fraktur), indem Sie einen Meißel auf die Vertiefung legen (damit der Meißel nicht verrutscht) und den Meißel vorsichtig mit einem Hammer klopfen. Verwenden Sie die sterile harte Stütze (Marmorblock), um den Knochen zu stützen, während Sie ihn brechen, um einen sauberen Bruch zu gewährleisten.
   HINWEIS: Die sterile harte Stütze verursacht normalerweise keine signifikante Verletzung der darunter liegenden Muskeln.
9. Fixieren Sie den Bruch intern mit einem sterilen K-Draht (1,0 mm), der mit Hilfe einer batteriebetriebenen Bohrmaschine gehalten wird. Führen Sie den K-Draht durch die Bruchstelle in den Markkanal des distalen Fragments. Bohren Sie dann den K-Draht mit der batteriebetriebenen Bohrmaschine durch das distale Ende des Femurs.
   HINWEIS: Desinfizieren Sie die Oberfläche der Bohrmaschine vor Gebrauch mit Alkohol. Wechseln Sie die Handschuhe, nachdem der K-Draht befestigt ist.
10. Nachdem Sie die Fraktur reduziert haben, schieben Sie den K-Draht vom distalen Ende in den Kanal des proximalen Fragments, bis er in der Trochanterregion gekauft wird. Schneiden Sie den distalen Teil des K-Drahtes, der durch die Haut ragt, mit einem Drahtschneider ab.
11. Biegen Sie die Spitze des K-Drahtes mit einer Zange um etwa 90° und verwenden Sie eine mit Betadin getränkte Mullbinde zum Pin-Site-Dressing. Der K-Draht wirkt als Markschiene, um die Fraktur in einer reduzierten Position zu halten.
12. Stellen Sie eine vollständige Blutstillung sicher, bevor Sie die Haut mit einer 3-0-Nylonnaht schließen. Üben Sie Druck auf den Blutungsbereich mit steriler Gaze oder Arterienzange aus, um Blutungen zu stoppen.
13. Reinigen Sie die Wunde mit Betadin und bedecken Sie sie mit steriler Gaze und Mikroporenklebeband.

3. Nachsorge

1. Bringen Sie die Ratten in ihre Käfige zurück, lassen Sie eine normale Gehfähigkeit zu und geben Sie weiterhin eine halbsynthetische Standarddiät, bis sie geopfert werden, sowie Antibiotika (Injektion Cefuroxim 100 mg / kg) und Analgetika (Injektion Tramadol 25 mg / kg / Tag in zwei geteilten Dosen) intraperitoneal für 5 Tage nach dem Eingriff.
   HINWEIS: Die Ratten können in Behandlungs- und Kontrollgruppen eingeteilt werden, um ein bestimmtes Medikament zu testen. Wenn das Medikament wasserlöslich ist, kann es oral durch Gavage verabreicht werden. Das Gewicht der einzelnen Tiere kann notiert werden, um die Dosis des zu verwendenden Arzneimittels zu berechnen. Ein- und Ausschlusskriterien können befolgt werden, um die Homogenität der Tiergruppen zu gewährleisten.
2. Unterbringung der Tiere in Einzelkäfigen unter ähnlichen Bedingungen wie in der präoperativen Phase. Untersuchen Sie die Operationsstelle jeden Tag, um nach Anzeichen von postoperativen Schmerzen, Wundinfektionen, Verrutschen von Nähten oder Bauchschwellungen oder Beschwerden zu suchen.
3. Beurteilen Sie die Knochenheilung einmal wöchentlich durch Röntgenaufnahme der gebrochenen Stelle.

4. Radiologisches Verfahren

1. Vor dem Röntgen werden die Ratten mit einer intraperitonealen Injektion von Ketamin (50 mg/kg Körpergewicht) und Xylazin (5 mg/kg Körpergewicht) betäubt.
2. Halten Sie das Hüftgelenk der Ratte in einer gebeugten und abduktiven Position, während das Kniegelenk halb gebeugt gehalten wird, um die Röntgenaufnahme der gebrochenen Extremität mit den folgenden Belichtungseinstellungen zu machen: Ref. kVp ≈ 62; mAS = 6,4; und automatische Belichtungseinstellungen (Ref. mA=160).
   HINWEIS: Röntgenaufnahmen wurden zu Studienbeginn (1 Tag nach der Operation) und dann einmal wöchentlich bis zum Opfer oder 5 Wochen gemacht.

5. Tiereuthanasie und Kallusentnahme

1. Opfern Sie die Ratten durch eine Überdosis Kohlendioxid (Verabreichung von 100%_CO2 bei einer Flussrate von 7-8 l / min für 1 Minute, gefolgt von einer Wartezeit von 4-5 Minuten) zu zwei zuvor festgelegten Zeitpunkten, basierend auf dem radiologischen Erscheinungsbild von weichen bzw. harten Überbrückungsschwielen.
2. Schneiden Sie die Haut parallel zum Femur und trennen Sie die darüber liegenden Muskeln vorsichtig, um eine Schädigung des Hornhautgewebes zu vermeiden.
3. Brechen Sie den Knochen zwischen Hüftgelenk und Hornhautgewebe mit Hammer und Meißel. Ebenso brechen Sie den Knochen zwischen dem Kallus und dem Kniegelenk. Entfernen Sie den K-Draht und reinigen Sie das Knochenstück in Kochsalzlösung, um Blutgerinnsel und Weichteile zu entfernen.
4. Den Hornhaut sofort in einen beschrifteten Behälter mit 10% neutralem gepuffertem Formalin (20 ml pro Probe) geben und 3 Tage bei Raumtemperatur (RT) aufbewahren.

6. Entkalkung von Knochen- und Kallusgewebe

1. Nehmen Sie das Hornhautgewebe aus Formalin und halten Sie es bei RT in 20% ETDA-Lösung, pH 7, zur Entkalkung des Knochengewebes.
2. Wechseln Sie die frische EDTA-Lösung alle 2 Tage für ca. 3 Wochen und überprüfen Sie die Knochenentkalkung, indem Sie den Knochen mit einer Nadel anstoßen, ohne das Hornhautgewebe zu stören. Eine optimale Entkalkung wird durch den Verlust des normalen körnigen Gefühls des Knochengewebes bezeichnet.
3. Nach vollständiger Entkalkung schneiden Sie den sagittalen Abschnitt des Kallus ab und bereiten Paraffinblöcke des Kallusgewebes vor. Schneiden Sie 4 μm dicke Abschnitte des Hornhautgewebes für histopathologische¹⁶ und jede andere vergleichende Analyse¹⁷.

Ergebnisse

Diese Studie wurde durchgeführt, um ein Femurosteotomiemodell bei Wistar-Albinoratten zu entwickeln. Dieses Modell kann verwendet werden, um die Knochenheilung sowie die osteogene Wirkung eines vielversprechenden osteoanabolen Medikaments bei der Knochenheilung zu bewerten. Die üblichen chirurgischen Vorsichtsmaßnahmen und Protokolle wurden befolgt. Für den Eingriff wurden sterile Kittel, Abdecktücher und chirurgische Geräte verwendet (Abbildung 1). Das Gerät (Tabelle 1

Diskussion

Diese Methode beschreibt klar die Details, die für die Entwicklung eines Frakturosteotomiemodells bei Wistar-Albinoratten erforderlich sind. Dieses Modell kann verwendet werden, um die osteogene Wirkung eines vielversprechenden osteoanabolen Medikaments bei der Frakturheilung zu bewerten und die Feinheiten der Knochenheilung zu verstehen. Das hervorstechende Merkmal dieser Methode ist, dass sie einfach ist und nicht zu viel Zeit oder anspruchsvolle Ausrüstung benötigt. Bei dieser Methode wurden erwachsene männliche W...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Alcohol	Raman & Weil Pvt. Ltd, Mumbai, Maharashtra, India	MFG/MD/2019/000189	Sterillium hand disinfectant
Artery forceps	Nebula surgical, Gujarat, India	G.105.05S	5", straight
Bard-Parker handle	Nebula surgical, Gujarat, India	G.103.03	Size number 3
Betadine solution	Win-medicare New Delhi, India	UP14250000001	10% w/v Povidone iodine solution
Cat's-paw skin retractor	Nebula surgical, Gujarat, India	908.S	Small
EDTA	Sisco research laboratories Pvt. Ltd, Maharashtra, India	43272	Disodium salt
Eosin	Sigma Aldrich, Merck Life Sciences Pvt Ltd, Mumbai, Maharashtra, India	115935	For preparing the staining solution
Forceps (plain)	Nebula surgical, Gujarat, India	115.06	6", plain
Forceps (toothed)	Nebula surgical, Gujarat, India	117.06	6", toothed
Formaldehyde	Sisco research laboratories Pvt. Ltd, Maharashtra, India	84439	For preparing the neutral buffered formalin
Haematoxylin	Sigma Aldrich, Merck Life Sciences Pvt Ltd, Mumbai, Maharashtra, India	104302	For preparing the staining solution
Hammer	Nebula surgical, Gujarat, India	401.M
Injection Cefuroxime	Akumentis Healthcare Ltd, Thane, Maharashtra, India	48/UA/SC/P-2013	Cefuroxime sodium IP, 1.5 g/vial
Injection Ketamine	Baxter Pharmaceuticals India Private Limited, Gujarat, India	G/28-B/6	Ketamine hydrochloride IP, 50 mg/mL
Injection Xylazine	Indian Immunologicals Limited, Hyderabad, Telangana, India	28/RR/AP/2009/F/G	Xylazine hydrochloride USP, 20 mg/mL
Injection Lignocaine	Jackson laboratories Pvt Limited, Punjab, India	1308-B	2% Lignocaine Hydrochloride IP, 21.3 mg/mL
Injection Tramadol	Intas Pharmaceuticals Limited, Ahmedabad, Gujarat, India	MB/07/500	Tramadol hydrochloride IP, 50 mg/mL
K-wire	Nebula surgical, Gujarat, India	166 (1mm)	12", double ended
Mechanical drill for inserting K-wire	‎Bosch, Germany	06019F70K4	GSR 120-LI Professional
Metzenbaum cutting scissors	Nebula surgical, Gujarat, India	G.121.06S	6", straight
Needle holder	Nebula surgical, Gujarat, India	G.108.06	6", straight
Ophthalmic ointment	GlaxoSmithKline Pharmaceutical Limited, Bengaluru, Karnataka, India	KTK/28a/467/2001	Neomycin, Polymixin B sulfate and Bacitracin zinc ophthalmic ointment USP
Osteotome (chisel)	Nebula surgical, Gujarat, India	1001.S.10	10 mm, straight
Periosteal elevator	Nebula surgical, Gujarat, India	918.10.S	10 mm, straight
Pliers cum wire cutter	Nebula surgical, Gujarat, India	604.65
Reynold’s scissors	Nebula surgical, Gujarat, India	G.110.06S	6", straight
Standard semi-synthetic diet	Ashirvad Industries, Chandigarh, India	No catalog number available	Detailed composition provided in materials used
Steel cup for keeping betadine for application	Local purchase	No catalog number available
Steel tray with lid for autoclaving instruments	Local purchase	No catalog number available
Sterile gauze	Ideal Healthcare Industries, Delhi, India	E(0047)/14/MNB/7951	Sterile, 5cmx5cm, 12 ply
Sterile marble block for support	Local purchase	No catalog number available	Locally fabricated; autoclavable
Syringe and needle (1 mL)	Becton Dickinson India Pvt. Ltd., Haryana, India	REF 303060	1 mL sterile Syringe with 26 G x 1/2 (0.45 mm x 13 mm) needle
Syringe and needle (2 mL)	Becton Dickinson India Pvt. Ltd., Haryana, India	REF 307749	2 mL sterile syringe with 24 G x 1'' (0.55 mm x 25 mm) needle
Syringe and needle (10 mL)	Hindustan Syringes & Medical Devices Ltd. Faridabad, India	334-B(H)	10 mL sterile syringe with 21 G x1.5" (0.80 mm x 38 mm) needle
Surgical blades (size no.15)	Paramount Surgimed Ltd, New Delhi, India for Medline Industries Inc, IL, USA	REF MDS15115E	Sterile, Single use
Surgical blades (size no.24)	Paramount Surgimed Ltd, New Delhi, India for Medline Industries Inc, IL, USA	REF MDS15124E	Sterile, Single use
Sutures	Healthium Medtech Pvt Ltd, Bangalore, Karnataka, India	SN 3318	4-0, 16 mm, 3/8 circle cutting needle, monofilament polyamide suture
Wax block in aluminium tray	Locally fabricated	No catalog number available	30 cm x 30 cm x 4 cm aluminium tray containing wax (to prevent animal from slipping)
X-ray machine	Philips India Ltd, Gurugram, Haryana	SN19861013	Model: Philips Digital Diagnost R 4.2