Ein einfaches Protokoll zur Kartierung der Architekturmerkmale des Pflanzenwurzelsystems

Zusammenfassung

Wir verwenden einfache Laborwerkzeuge, um die Wurzelsystemarchitektur (RSA) von Arabidopsis und Medicago zu untersuchen. Die Pflänzchen werden hydroponisch über Mesh gezüchtet und mit einem Kunstpinsel verteilt, um die RSA freizulegen. Die Bilder werden mit Hilfe eines Scans oder einer hochauflösenden Kamera aufgenommen und dann mit ImageJ analysiert, um Merkmale zu kartieren.

Zusammenfassung

Umfassende Kenntnisse über die Entwicklung der Architektur des Pflanzenwurzelsystems (RSA) sind entscheidend für die Verbesserung der Nährstoffnutzungseffizienz und die Erhöhung der Toleranz der Pflanzensorten gegenüber Umweltherausforderungen. Es wird ein experimentelles Protokoll für den Aufbau des hydroponischen Systems, das Wachstum der Pflänzchen, die RSA-Ausbreitung und die Bildgebung vorgestellt. Der Ansatz verwendete ein magentafarbenes, kastenbasiertes hydroponisches System, das Polypropylengewebe enthält, das von Polycarbonatkeilen getragen wird. Experimentelle Settings werden beispielhaft durch die Bewertung der RSA der Pflänzchen unter variierender Nährstoffversorgung (Phosphat [Pi]) veranschaulicht. Das System wurde entwickelt, um die RSA von Arabidopsis zu untersuchen, aber es ist leicht anpassbar, um andere Pflanzen wie Medicago sativa (Alfalfa ) zu untersuchen. Arabidopsis thaliana (Col-0) Pflänzchen werden in dieser Untersuchung als Beispiel verwendet, um die Pflanze RSA zu verstehen. Das Saatgut wird durch Behandlung mit Ethanol und verdünntem handelsüblichem Bleichmittel oberflächensterilisiert und zur Stratifizierung bei 4 °C gehalten. Die Samen werden gekeimt und auf einem flüssigen Halb-MS-Medium auf einem Polypropylengewebe gezüchtet, das von Polycarbonatkeilen getragen wird. Die Pflänzchen werden unter Standard-Wachstumsbedingungen für die gewünschte Anzahl von Tagen gezüchtet, vorsichtig aus dem Netz gepflückt und in wasserhaltige Agarplatten getaucht. Jedes Wurzelsystem der Pflänzchen wird mit Hilfe eines runden Kunstpinsels sanft auf der mit Wasser gefüllten Platte verteilt. Diese Petriplatten werden mit hoher Auflösung fotografiert oder gescannt, um die RSA-Merkmale zu dokumentieren. Die Wurzelmerkmale, wie Primärwurzel, Seitenwurzeln und Verzweigungszone, werden mit der frei verfügbaren Software ImageJ gemessen. In dieser Studie werden Techniken zur Messung von Pflanzenwurzelmerkmalen in kontrollierten Umweltumgebungen vorgestellt. Wir diskutieren, wie man (1) die Pflänzchen züchtet und Wurzelproben sammelt und verteilt, (2) Bilder von ausgebreiteten RSA-Proben erhält, (3) die Bilder erfasst und (4) Bildanalysesoftware verwendet, um Wurzelattribute zu quantifizieren. Der Vorteil der vorliegenden Methode liegt in der vielseitigen, einfachen und effizienten Messung der RSA-Merkmale.

Einleitung

Die unterirdische Wurzelsystemarchitektur (RSA) ist ein wichtiges Organ für das Wachstum und die Produktivität von Pflanzen ^1,2,3. Nach dem Embryonalstadium durchlaufen Pflanzen ihre wichtigsten morphologischen Veränderungen. Die Art und Weise, wie die Wurzeln im Boden wachsen, hat einen großen Einfluss auf das Wachstum von Pflanzenteilen über der Erde. Das Wurzelwachstum ist der erste Schritt in der Keimung. Es ist ein informatives Merkmal, da es auf einzigartige Weise auf verschiedene verfügbare Nährstoffe reagiert 1,2,3,4. Die RSA weist ein hohes Maß an Entwicklungsplastizität auf, was bedeutet, dass die Umgebung immer verwendet wird, um Entscheidungen über die Entwicklung zu treffen ^2,5. Veränderungen in der Umwelt haben die Pflanzenproduktion im gegenwärtigen Szenario erschwert. Die RSA bezieht kontinuierlich Umweltsignale in Entwicklungsentscheidungen ein⁵. Daher ist ein gründliches Verständnis der Prinzipien, die der Wurzelentwicklung zugrunde liegen, unerlässlich, um zu lernen, wie Pflanzen auf sich verändernde Umweltbedingungen reagieren ^2,5.

Der RSA erkennt variierende Nährstoffkonzentrationen und gibt phänotypische Veränderungen wieder: 4,6,7,8,9,10,11,12. Studien deuten darauf hin, dass die Wurzelmorphologie/RSA im Vergleich zur Sprossmorphologie sehr plastisch ist ^1,3. Die Kartierung von RSA-Merkmalen ist sehr effektiv bei der Erfassung der Auswirkungen der Veränderung der umgebenden Bodenumgebung 1,11,12.

Im Allgemeinen wurden in vielen früheren Studien Diskrepanzen in der Wirkung verschiedener Nährstoffmängel auf den Wurzelphänotyp berichtet 3,11,13,14,15. Zum Beispiel gibt es mehrere gegensätzliche Berichte über Phosphat (Pi)-Hunger induzierte Veränderungen in der Anzahl, Länge und Dichte der Seitenwurzeln (LRs). Eine Zunahme der LR-Dichte wurde unter der Pi-Mangelbedingung ^6,8 berichtet. Im Gegensatz dazu wurde auch von anderen Autoren über eine Abnahme der LR-Dichte unter Pi-defizienten Bedingungen berichtet 3,13,16. Eine der Hauptursachen für diese Inkonsistenzen ist die Verwendung des elementaren kontaminationsanfälligen Geliermediums, das Agar oft^{enthält 10}. Forscher züchten ihre Versuchspflanzen in der Regel auf einem Plattensystem auf Agarbasis und zeichnen die Wurzelmerkmale auf. Zahlreiche RSA-Merkmale sind häufig im Agarmaterial verborgen oder verankert und können nicht dokumentiert werden. Experimente im Zusammenhang mit der Induktion eines Nährstoffmangels, bei denen Anwender häufig eine Komponente vollständig aus dem Medium ausschließen, können in elementar kontaminationsanfälligem Geliermedium nicht durchgeführt werden^11,14,15. Zahlreiche Nährstoffe sind häufig in signifikanten Mengen in den Agarmedien vorhanden, darunter P, Zn, Fe und viele mehr^11,14,15. Darüber hinaus ist das RSA-Wachstum in agarbasierten Medien langsamer als in flüssigen Medien ohne Agar. Daher besteht die Notwendigkeit, einen alternativen, nicht-agar-basierten Ansatz zur Quantifizierung und qualitativen Erfassung des Phänotyps von RSA zu etablieren. Folglich wurde die aktuelle Methode entwickelt, bei der Pflänzchen in einem magentafarbenen, kastenbasierten hydroponischen System auf einem Polypropylennetz aufgezogen werden, das von Polycarbonatkeilen^getragen wird 1,10,11.

Diese Studie präsentiert eine detaillierte improvisierte Version der früheren Methode, die von Jain et ^al.10 beschrieben wurde. Diese Strategie wurde auf die aktuellen Anforderungen in der Pflanzenwurzelbiologie abgestimmt und kann auch für andere Pflanzen wie Luzerne als Modellpflanzen verwendet werden. Das Protokoll ist die primäre Methode, um die Änderungen in RSA zu messen, und es erfordert nur einfache Geräte. Das vorliegende Protokoll veranschaulicht die Phänotypisierung verschiedener Wurzelmerkmale, wie z.B. Primär- und Seitenwurzeln in normalem und modifiziertem Medium (Pi-defizient). Schritt-für-Schritt-Anleitungen und andere hilfreiche Hinweise, die aus den Erfahrungen des Autors gewonnen wurden, werden bereitgestellt, um den Forschern zu helfen, den in dieser Methode angebotenen Methoden zu folgen. Ziel der vorliegenden Studie ist es, eine einfache und effektive Methode zur Aufdeckung des gesamten Wurzelsystems von Pflanzen, einschließlich LRs höherer Ordnung, bereitzustellen. Bei dieser Methode wird das Wurzelsystem manuell mit einem runden Aquarellpinsel verteilt, was eine präzise Kontrolle über die Belichtung der Wurzeln ermöglicht 1,10,11,12. Es erfordert keine teure Ausrüstung oder komplizierte Software. Diese Methode hat die Nährstoffaufnahme und die Wachstumsrate verbessert; Pflanzen haben eine nährstoffreiche Lösung, die leicht von ihren Wurzeln aufgenommen wird. Die vorliegende Methode eignet sich für Forscher, die die Merkmale des Wurzelsystems einer Pflanze detailliert kartieren möchten, insbesondere während der frühen Entwicklung (10-15 Tage nach der Keimung). Es eignet sich für kleine Wurzelsysteme, Modellpflanzen wie Arabidopsis und Tabak und unkonventionelle Pflanzen wie Luzerne, bis ihr Wurzelsystem in die magentafarbenen Boxen passt.

Die Schritte zur phänotypischen Analyse der RSA-Entwicklung in Arabidopsis werden in diesem Protokoll wie folgt beschrieben: (1) die Methode der Sterilisation der Samenoberfläche für Pflanzen (Arabidopsis), (2) die Schritte zum Aufbau des hydroponischen Systems, gefolgt von der Aussaat des Saatguts auf einem Medium, (3) Verfahren zum Herausnehmen der vollständigen Aussaat und zum Verteilen auf der Petriplatte für die RSA-Analyse, (4) wie man die Bilder für RSA aufzeichnet und (5) wie man wichtige RSA-Parameter mit der ImageJ-Software berechnet.

Protokoll

Das gesamte Protokoll ist in Abbildung 1 schematisch zusammengefasst und zeigt alle wesentlichen Schritte, die zur Aufdeckung der Wurzelsystemarchitektur (RSA) von Pflänzchen erforderlich sind. Die Protokollschritte sind im Folgenden im Detail aufgeführt:

1. Sterilisation der Oberfläche von Arabidopsis-Samen

1. Übertragen Sie einen winzigen Messlöffel (ca. 100 Samen = ca. 2,5 mg) Samen in ein Mikrofugenröhrchen und weichen Sie ihn 30 Minuten lang in destilliertem Wasser bei Raumtemperatur (RT) ein. Dieser gesamte Vorgang wird im aseptischen Zustand durchgeführt.
2. Zentrifugieren Sie das Mikrofugenröhrchen mit den Samen bei 500 x g für 5 s kurz, wobei Sie eine beliebige Tischzentrifuge bei RT verwenden, damit sich die Samen absetzen können.
3. Das Wasser umfüllen, 700 μl 70 % (v/v) Ethanol hinzufügen, einige Sekunden lang wirbeln und schleudern. Wiederholen Sie das Wirbeln und Schleudern bei Bedarf, aber stellen Sie sicher, dass die Behandlungszeit von 70 % Ethanol bei 3 Minuten bleibt.
4. Nach 3 Minuten sofort einmal mit sterilem Wasser abspülen. Halten Sie den Ethanolwaschschritt so rechtzeitig wie möglich, da eine längere Ethanolexposition die Keimung verringert.
5. Behandeln Sie die Samen mit verdünntem handelsüblichem Bleichmittel (4% v/v) mit einem Tropfen Tween-20 für 7 Minuten. Mischen Sie die Samen mit Bleichlösung, indem Sie die Röhrchen 8-12 Mal schnell umdrehen, gefolgt von einer kurzen Zentrifuge (500 x g für 5 s bei RT). Schaum erscheint in der Röhre.
6. Dekantieren Sie den Überstand mit einer 1-ml-Pipette und spülen Sie die Samen mit mindestens fünf Waschgängen mit sterilem Wasser nach dem gleichen Vortex-Verfahren ab.
7. Lassen Sie die oberflächlich sterilisierten Samen in Wasser und inkubieren Sie sie 2-3 Tage lang bei 4 °C zur Stratifizierung¹⁰.

2. Einstellen eines hydroponischen Systems für die Samenkeimung

1. Füllen Sie eine magentafarbene Standardbox zur Hälfte mit destilliertem Wasser und autoklavieren Sie sie. Autoklavieren Sie die Polycarbonatplatte (klare Farbe und glatte Textur) und schneiden Sie 4 cm x 8 cm große Rechtecke zu, wobei der Mittelpunkt mehr als in der Mitte des Rechtecks eingekerbt ist, so dass zwei Rechtecke zusammengesteckt werden können, um eine X-Form¹⁰ zu bilden. Verwenden Sie diese Konfiguration, um das Polypropylen-Netz (6 cm x 6 cm Quadrate mit einer Porengröße von 250 μm oder je nach Anforderung) zu halten, das aus 12 x 24-Zoll-Blättern¹⁰ geschnitten wurde.
   HINWEIS: Polypropylen ist sehr beständig gegen Säuren, Laugen und andere Chemikalien. Daher wurde es gewählt. Das Autoklavieren neigt dazu, das Polypropylengewebe zu verformen. Daher wird empfohlen, es separat in Alufolie eingewickelt zu tragen. Typische Autoklavierungsbedingungen von 16 min, 121 °C, 15 psi oder 775 mm Hg werden empfohlen.
2. Geben Sie sterile Halb-MS-Basalmedien mit Vitaminen + 1,5 % (w/v) Saccharose, wie von Shukla et ^al.1 beschrieben, in jede Box, um den unteren Rand des Polypropylennetzes in einer laminaren Strömung zu erreichen. Alle Verfahren werden unter aseptischen Bedingungen durchgeführt.
3. Säen Sie die oberflächensterilisierten Samen hydroponisch auf das Gitter (250 μm Porengröße) und lassen Sie sie 3 Tage lang wachsen.
4. Setzen Sie die Sämlinge nach 3 Tagen auf ein Netz (500 μm Porengröße) und lassen Sie sie 2 Tage lang wachsen.
5. Nach 2 Tagen (insgesamt 5 Tage) werden die Keimlinge auf das Kontrollmedium (d. h. modifiziertes MS-Nährmedium 1 mit 2,0 mM_NH4NO3, 1,9 mM KNO₃, 0,15 mM MgSO 4·_7H2O,^0,1 mM MnSO₄· _H2O, 3,0 μM ZnSO4·7H2O, 0,1 μM CuSO4,5H2O, 0,3 mM CaCl 2,2H2O, 5,0 μM KI, 0,1 μM CoCl₂·6H2O, 0,1 mM FeSO4·7H2O, 0,1 mM Na2EDTA·2H2O, 1,25 mM_KH2PO4, 100 μM _H3BO3, 1 μM_Na2MoO₄·_2H2O, 1,5 % Saccharose, 1,25 mM MES, pH 5,7 eingestellt mit 0,1 M MES [pH 6,1]) und auf die Versuchsmedien (z. B. P- [0 mM]-Behandlung; KH2PO4 wird durch 0,62 mM _K2SO4 aus der Steuermedienzusammensetzung, wie oben 1 erwähnt, ersetzt. Bei überschüssigen Pi-Behandlungen wird die Konzentration von KH 2 PO₄ in modifiziertem MS-Medium [_2,5, 5,0, 10,0, 20,0 mM]¹) erhöht und die Samen 7 Tage lang wachsen gelassen.
   HINWEIS: Eine größere Maschenporengröße (500 μm) erleichtert das reibungslose Herauspflücken ganzer Sämlinge, ohne dass das Hypokotyl beschädigt wird oder geschnitten werden muss. Pflänzchen wachsen unter Standardwachstumsbedingungen (d. h. 16 h helle/8 h dunkle Photoperiode, 150 μmol·^m-2·s-1 Lichtintensität, 60%^- 70% Luftfeuchtigkeit) bei 23 °C.

3. Prüfung von RSA

1. Bereiten Sie Agarplatten (1,1 %) für die Wurzelausbreitung vor (Petriplattengröße: 150 mm x 15 mm).
2. Geben Sie 10-20 ml autoklaviertes gefiltertes Leitungswasser in die Petriplatte, wie oben erwähnt. Ziehen Sie die Sämlinge vorsichtig aus dem Sieb (500 μm) und tauchen Sie sie auf den Tellern in Wasser.
3. Verteilen Sie die Wurzel jedes Pflänzchens vorsichtig mit Hilfe eines runden Aquarellpinsels (Größen: Nr. 14, 16, 18 und 20) auf dem mit Wasser gefüllten Teller.
   Anmerkungen: Fassen Sie beim Spreizen des Wurzelsystems zuerst die Primärwurzel und spreizen Sie sie in einer geraden Linie, da sie als Achse dient. Verteilen Sie dann die LRs nach Möglichkeit symmetrisch auf jeder Seite der Primärwurzel. Verteilen Sie danach das LR zweiter Ordnung, das mit dem LR erster Ordnung verknüpft ist. Dieser Verbreitungsprozess ist eine Art Kunst; Tun Sie es sanft, langsam, wie ein Künstler, der ein Bild der RSA zeichnet.
4. Kippen Sie die Platte leicht, um das Wasser zu entfernen.
   Anmerkungen: An dieser Stelle kann der Vorgang unterbrochen werden, indem diese Spreizplatten auf 4 °C eingestellt werden. Später, wenn eine Bildverarbeitung erforderlich ist, nehmen Sie die Platten heraus und legen Sie sie für eine Weile auf RT. Wischen Sie das Kondenswasser aus, und dann kann das Bild bequem verarbeitet werden.

4. Aufzeichnen von Bildern für RSA

1. Scannen oder fotografieren Sie diese Petriplatten entsprechend.
   HINWEIS: Für qualitativ hochwertige Fotos wird die Auflösung von 600 dpi zum Scannen empfohlen, und für die Fotografie wird mindestens eine 12-Megapixel-Kamera empfohlen.
2. Messen Sie die Merkmale der Root-Systemarchitektur mit der frei verfügbaren ImageJ-Software (https://imagej.nih.gov/ij/index.html). Um die Schritte zur Messung der Wurzellänge mit der ImageJ-Software schnell nachzuvollziehen, lesen Sie bitte das Beispiel "Messung der DNA-Konturlänge"¹⁷.
   HINWEIS: Diese Schritte werden befolgt, um die Wurzellängen von Bildern zu messen, die mit einem hochauflösenden Scanner oder einer Kamera aufgenommen wurden.
   1. Verwenden Sie einen bestimmten Längenabstand, um die Skalierung festzulegen. Der bekannte Abstand der Maßstabsleiste in Abbildung 3 beträgt 2 cm. Wählen Sie das Werkzeug Gerade Linie aus der Symbolleiste ImageJ (fünftes Werkzeug von links) aus. Verwenden Sie das Werkzeug Gerade , um eine Linienauswahl zu erstellen, die die Maßstabsleiste umreißt. Beenden Sie die Gliederung, indem Sie mit der rechten Maustaste klicken, doppelklicken oder in das Feld am Anfang klicken.
   2. Messen Sie die Länge der bekannten Maßstabsleiste in Pixeln mit der Symbolleiste "Analysieren > Messen ". Notieren Sie sich die Pixellänge.
   3. Öffnen Sie das Dialogfeld "Skalierung festlegen", indem Sie auf der Registerkarte "Analysieren" auf die Registerkarte "Skalierung festlegen" klicken. Geben Sie im Feld Abstand in Pixeln die Pixellänge ein (wie oben angegeben). Geben Sie als Nächstes im Feld Bekannte Entfernung den Wert ein, der in der Maßstabsleiste angezeigt wird (hier sind es 20 mm). Legen Sie die Längeneinheit auf mm fest. Das Pixel-Seitenverhältnis beträgt 1,0. Nun wird die Skalierung durch die x-Anzahl der Pixel pro Millimeter angegeben. Um die Skalierung für dieses bestimmte Bild zu sperren, klicken Sie auf OK.
   4. Erstellen Sie mit dem Werkzeug Segmentierte Linie eine Linienauswahl, die die Wurzellänge umreißt. Beenden Sie die Gliederung, indem Sie mit der rechten Maustaste klicken, doppelklicken oder in das Feld am Anfang klicken. Klicken und ziehen Sie die kleinen schwarz-weißen "Griffe" entlang des Umrisses, um die Linienauswahl nach Bedarf anzupassen.
   5. Verwenden Sie den Befehl Messen auf der Registerkarte Analysieren von ImageJ, um die Länge des Stamms zu quantifizieren. Um die gemessenen Daten in eine Tabelle zu übertragen, klicken Sie mit der rechten Maustaste auf das Ergebnisfenster, wählen Sie Alle kopieren aus dem Popup-Menü, wechseln Sie zur Tabelle und fügen Sie dann die Daten ein.
      HINWEIS: Wie oben beschrieben, stellen Sie die Skalierung mit dem bekannten Abstand der Maßstabsleiste in der Option ImageJ set scale ein. Dies gibt die Anzahl der Pixel pro Längeneinheit an. Es ist erforderlich, die Skala jedes Mal neu einzustellen, wenn ein neues Bild analysiert wird.
3. Messung und Berechnung von RSA-Merkmalen
   1. Messen Sie die primäre Wurzellänge zwischen der Hypokotylverbindung und dem Ende der Wurzelspitze.
   2. Messen Sie die LR-Länge erster und zweiter Ordnung.
   3. Messen Sie die Verzweigungszone (BZ) der Primärwurzel. Die Verzweigungszone der Primärwurzel (BZ^PR) erstreckt sich über den ersten LR-Austrittspunkt bis zum letzten LR-Austrittspunkt.
   4. Notieren Sie die Anzahl der LRs, d. h. die Anzahl der LRs, die innerhalb der Grenzen der BZ^PR liegen.
   5. Messen Sie die durchschnittliche Länge der LRs erster und höherer Ordnung. Leiten Sie die durchschnittliche Länge der LR erster Ordnung (1° LR) (Zentimeter pro Wurzel) ab, indem Sie die Gesamtlänge der 1° LR durch die Gesamtzahl der 1° LRs dividieren.
   6. Messen Sie die durchschnittliche Länge des LR zweiter Ordnung. Berechnen Sie die durchschnittliche Länge des LR zweiter Ordnung (2° LR), indem Sie die Gesamtlänge des 2° LR durch die Gesamtzahl der 2° LRs dividieren.
   7. Messen Sie die Dichte von 1° LR. Berechnen Sie die 1° LR Dichte (Anzahl von 1° LRs pro Längeneinheit von BZ PR^), indem Sie die Anzahl der 1° LRs durch die Länge der BZ^PR dividieren.
   8. Messen Sie die Dichte von 2° LR. Berechnen Sie die Dichte von 2° LR, indem Sie die Anzahl der 2° LRs durch die Länge der BZ von 1° LRs (Anzahl der 2° LRs pro Längeneinheit der BZ von 1° Seitenwurzeln) dividieren.
   9. Messen Sie die Gesamtfußlänge (TRL). Dies ist das Aggregat der Längen der Primärwurzel, 1° LR und 2° LR (und mehr, falls vorhanden).

5. Messung der Wurzelhaare

HINWEIS: Obwohl das hydroponische System nicht gut darin ist, das Wachstum und die Entwicklung der Wurzelhaare zu fördern, obwohl es so robust ist wie in festen Wachstumsmedien, ist es dennoch wichtig, es im vorliegenden Kontext zu untersuchen. Führen Sie die folgenden Schritte aus, um die Entwicklung der Wurzelhaare in einem 5 mm großen Abschnitt von der Spitze der Primärwurzel der Sämlinge aus zu analysieren.

1. Schneiden Sie einen 2 cm langen Abschnitt der Primärwurzel von der Wurzelspitze ab.
2. Montieren Sie den Wurzelabschnitt auf einem Objektträger mit 10 % Glycerin als Eindeckmedium.
3. Legen Sie den Objektträger unter ein Stereomikroskop.
4. Verwenden Sie den axialen Träger, um Bilder der Wurzelhaare zu visualisieren und aufzunehmen.
5. Analysieren Sie die Bilder, um die Struktur und die Eigenschaften der Wurzelhaare mit der ImageJ-Software zu untersuchen, wie zuvor beschrieben.

Ergebnisse

Die verschiedenen morphometrischen Merkmale der Wurzelsystemarchitektur (RSA) werden mit einfachen Laborwerkzeugen gemessen und die Schritte sind in Abbildung 1 schematisch dargestellt. Die Details des hydroponischen Aufbaus zeigen das Potenzial des Protokolls bei der Messung des RSA (Abbildung 1 und Abbildung 2).

Angesichts der beobachteten Unterschiede bei den Geliermitteln verwendeten wir ein hydroponi...

Diskussion

In dieser Arbeit wurde die Kartierung von RSA mit einfachen Laborgeräten demonstriert. Mit dieser Methode werden phänotypische Veränderungen auf der verfeinerten Ebene erfasst. Der Vorteil dieser Strategie besteht darin, dass der Sprossteil nie mit dem Medium in Berührung kommt, so dass der Phänotyp der Pflänzchen ursprünglich ist. Bei dieser Methode wird ein hydroponisches System eingerichtet, um Pflänzchen zu züchten, wie im Protokoll beschrieben. Dann wird jedes Pflänzchen unversehrt herausgenommen und auf e...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Arabidospsis thaliana (Col 0)	Lehle Seeds	WT-02	Columbia (Col-0**, no markers)*
Art brushes	Amazon or any other vendor		Water color round brush size no. 14 (8 mm), 16 (9.5 mm), 18 (12 mm), and 20 (14.2 mm)
Automated Microscope with digital camera	Leica Microsystems		LAS version 4.12.0, Leica Microsystems
Imaging Software	ImageJ		ImageJ V  1.8.0
Magenta box GA-7	Fisher Scientific	50-255-176
Medicago sativa	Johnny's Seeds
Petri-plate (150 mm x 15 mm)	USA Scientific	8609-0215	150 mm x 15 mm PS Petri Dish (https://www.usascientific.com)
Photo camera	Cannon or Nikon		Any high mega pixel (atleast 12 mega pixel per inch) camera on macro mode
Plant-Agar	Sigma-Aldrich	A3301	Agargel  Suitable for plant tissue culture
Polycarbonate Sheets	Amazon		1 mm  thick
Polypropylene Mesh	Amazon		Pore size 250 µm, 500 µm and 1000 µm
Scanner	Epson		Epson Perfection V700 Photo (Scan at 600 dpi)