Modell der akuten Volumenüberlastung bei adulten und pädiatrischen Schweinen

Zusammenfassung

Das Protokoll hier zeigt, wie die kontinuierliche Verabreichung von Kristalloiden in die Zentralvenen eines euvolämischen Schweins/Ferkels eine angemessene Untersuchung der physiologischen Auswirkungen einer akuten Volumenüberladung ermöglicht.

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein Modell der akuten Volumenüberlastung von Schweinen für erwachsene Yorkshire-Schweine und -Ferkel. Beide Schweine werden einer Vollnarkose, einer endotrachealen Intubation und einer mechanischen Beatmung unterzogen. Ein zentraler Venenkatheter und ein arterieller Katheter werden mittels chirurgischem Cutdown in die Vena jugularis externa bzw. die Halsschlagader gelegt. Ein Pulmonalarterienkatheter wird durch eine Einführschleuse des zentralen Venenkatheters gelegt. PlasmaLyte kristalloide Lösung wird dann mit einer Rate von 100 ml/min bei erwachsenen Schweinen und mit 20 ml/kg Boli über 10 min bei Ferkeln verabreicht. Hypervolämie wird entweder bei einer Abnahme des Herzzeitvolumens um 15 % oder bei 5 l bei erwachsenen Schweinen und bei 500 ml bei Ferkeln erreicht. Hämodynamische Daten wie Herzfrequenz, Atemfrequenz, endtidales Kohlendioxid, Anteil des sauerstoffgesättigten Hämoglobins, arterieller Blutdruck, zentralvenöser Druck, pulmonaler Arteriendruck, pulmonaler Kapillarkeildruck, partieller arterieller Sauerstoffdruck, Laktat, pH-Wert, Basenüberschuss und pulmonalarterieller Anteil von sauerstoffgesättigtem Hämoglobin werden während des Experiments überwacht. Vorläufige Daten, die mit diesem Modell beobachtet wurden, zeigten statistisch signifikante Veränderungen und starke lineare Regressionen zwischen zentralen hämodynamischen Parametern und akuter Volumenüberladung bei erwachsenen Schweinen. Lediglich der pulmonale Kapillarkeildruck zeigte sowohl eine lineare Regression als auch eine statistische Signifikanz für eine akute Volumenüberlastung bei Ferkeln. Diese Modelle können Wissenschaftlern bei der Entdeckung altersgerechter Therapie- und Überwachungsstrategien helfen, um eine akute Volumenüberlastung zu verstehen und zu verhindern.

Einleitung

Akute Volumenüberlastung, ein Zustand, der durch eine abrupte und übermäßige Zunahme des Körperflüssigkeitsvolumens gekennzeichnet ist, ist ein kritisches medizinisches Problem, das eine umfassende Studie rechtfertigt¹. Sie ist oft mit aggressiver und/oder unangemessener Flüssigkeitswiederbelebung, Bluttransfusionen und Begleiterkrankungen wie Herzinsuffizienz und Nierenversagen verbunden. Sie kann zu schwerer Morbidität und einer erhöhten Mortalitätswahrscheinlichkeit führen ^1,2,3. Trotz ihrer klinischen Bedeutung ist die Pathophysiologie der akuten Volumenüberlastung nach wie vor wenig verstanden ^3,4. Darüber hinaus unterstreicht das Fehlen spezifischer diagnostischer Kriterien und wirksamer Überwachungsstrategien die Notwendigkeit einer rigorosen wissenschaftlichen Untersuchung. Die Untersuchung der akuten Volumenüberlastung ist nicht nur für die Verbesserung der Patientenergebnisse von entscheidender Bedeutung, sondern auch für das Verständnis der menschlichen Physiologie. Es bietet eine einzigartige Gelegenheit, die Mechanismen der Flüssigkeitshomöostase des Körpers und ihre Reaktionen auf extremen Stress^{zu erforschen 1}. Studien, in denen die zielgerichtete Flüssigkeitstherapie (GDFT) untersucht wurde, um eine liberale Flüssigkeitswiederbelebung zu verhindern und einen zielgerichteteren Wiederbelebungsansatz zu fördern, haben eine verbesserte Morbidität und Mortalität in perioperativen Settings und bei Sepsis gezeigt ^1,3,4. In diesen Studien wurde eine Vielzahl von Geräten zur Überwachung des Volumenzustands verwendet, darunter zentralvenöse Katheter mit zentralvenösen Druckmessungen, ScVO₂, Laktatmessungen an der arteriellen Leitung, Messungen des Schlagvolumens/Herzzeitvolumens durch transösophagealen Doppler, Lithiumverdünnungsherzzeitvolumen, arterielle Pulskonturanalyse, thorakale elektrische Bioimpedanz und transpulmonale Thermodilution 1,3,4,5 . Die zahlreichen Ansätze, die zur Beurteilung des Volumenstatus verwendet werden, jeweils mit Einschränkungen in Bezug auf Genauigkeit und Benutzerfreundlichkeit, deuten darauf hin, dass es Raum für eine signifikante Verbesserung der GDFT gibt, indem die Bewertung des intravaskulären Volumens verbessert^{wird 3,4}.

Schweinemodelle haben sich als besonders wertvolle Werkzeuge für die Erforschung der kardiovaskulären Physiologie des Menschen erwiesen⁶. Die anatomischen und physiologischen Ähnlichkeiten zwischen dem kardiovaskulären System von Schweinen und dem Menschen, wie z. B. Herzgröße, Koronarangatomie und hämodynamische Parameter, machen Schweine zu idealen Modellen für die translationale Forschung⁶. Darüber hinaus zeigen Schweine eine vergleichbare Reaktion auf Volumenüberlastung wie Menschen, was sie zu hervorragenden Modellen für die Untersuchung der Pathophysiologie der akuten Volumenüberlastung und der Wirksamkeit verschiedener therapeutischer Interventionen macht ^7,8. Die Verwendung von Schweinemodellen ermöglicht auch die Erfassung hochwertiger, detaillierter Datenpunkte, wie z. B. hämodynamische Echtzeitmessungen und Gewebeproben, die in Studien am Menschen oft unerreichbar sind⁷. Diese Überlegenheit der Datenpunkte ermöglicht ein umfassenderes Verständnis der akuten Volumenüberlastung, was letztendlich zur Entwicklung effektiverer Überwachungs- und Präventionsstrategien beitragen könnte.

Die Verwendung von Ferkelmodellen zur Untersuchung der akuten Volumenüberladung ist von größter Bedeutung, insbesondere angesichts des Mangels an pädiatrischer Forschung auf diesem Gebiet. Ferkel mit ihren physiologischen und entwicklungsbedingten Ähnlichkeiten mit menschlichen Säuglingen stellen wie ihre erwachsenen Pendants ein unschätzbares Modell für das Verständnis der pädiatrischen Population^{dar 9,10,11}. Trotz der hohen Inzidenz von Volumenüberlastungszuständen bei pädiatrischen Patienten, wie z. B. im Zusammenhang mit angeborenen Herzfehlern oder intensivmedizinischen Eingriffen, ist die Forschung in diesem Bereich deutlich eingeschränkt, insbesondere wenn es um Tiermodelle geht, die menschliche Säuglinge genau darstellen ^5,12,13. Die Verwendung von Ferkelmodellen kann dazu beitragen, diese Lücke zu schließen, indem sie Einblicke in die pädiatrische Pathophysiologie der akuten Volumenüberlastung und die Wirksamkeit potenzieller therapeutischer Strategien bietet ^7,11.

Dieses Manuskript beschreibt ein Verfahren zur Verwendung einer kontinuierlichen Infusion von kristalloider Lösung direkt in die Vena jugularis externa sowohl von adulten als auch von pädiatrischen Schweinen, um eine akute Volumenüberlastung zu induzieren und die hämodynamischen Auswirkungen solcher Volumenänderungen auf gemeinsame periphere und zentrale Datenpunkte zu untersuchen, die bei der Überwachung des Volumenstatus verwendet werden. Diese skizzierte Methode soll als wertvolles Instrument dienen, um zukünftigen Wissenschaftlern zu helfen, die zugrundeliegenden pathophysiologischen Mechanismen der akuten Volumenüberlastung zu untersuchen und potenziell überlegene Überwachungsmodalitäten und Innovationen zu bewerten.

Protokoll

Das Studienprotokoll wurde vom Vanderbilt University Institutional Animal Care and Use Committee (Protokoll M1800176-00) genehmigt und hielt sich strikt an die Richtlinien des National Institute of Health für die Pflege und Verwendung von Labortieren. In diesem Versuch werden männliche und weibliche Yorkshire-Schweine und Ferkel mit einem Gewicht von ca. 40-45 kg und 4-10 kg verwendet. Der derzeitige Ansatz umfasst kein Screening auf Vorerkrankungen bei den bestellten Schweinen. In Anbetracht der Tatsache, dass diese Vorgehensweise möglicherweise die gewünschten Ergebnisse beeinflussen oder verschleiern könnte, ist es wesentlich zu beachten, dass nach Angaben des Anbieters die Wahrscheinlichkeit einer solchen Beeinträchtigung gering ist. Die Einschränkung wird als inhärenter Aspekt des Verfahrens anerkannt und akzeptiert.

1. Anästhesie und Beatmung

1. Ausgewachsenes Schweinemodell
   1. Betäuben Sie das Schwein durch langsame intramuskuläre Injektion von Ketamin (2,2 mg/kg)/Xylazin (2,2 mg/kg)/Telazol (4,4 mg/kg). Unmittelbar nach der Induktion wird ein intravenöser (IV) 18-24G-Katheter in die zentrale oder marginale Ohrvene auf der hinteren Seite der Ohrmuschel gelegt. Sichern Sie die Infusion mit 1-Zoll-Klebeband.
   2. Legen Sie das Schwein in Rückenlage auf den OP-Tisch. Bitten Sie einen unabhängigen Tierlabortechniker, der für die Überwachung bestimmter Parameter verantwortlich ist, die Anästhesietiefe zu beurteilen, die von Faktoren wie Vitalfunktionen, Reaktionsfähigkeit auf Reize, Vorhandensein oder Fehlen von Bewegung, Kiefertonuslaxität, Schwankungen der Herzfrequenz, Veränderungen des endtidalen CO₂ -Spiegels und Schwankungen der Atemfrequenz bestimmt wird. Diese Bewertungen führen zu Anpassungen der Dosierung des inhalativen Anästhetikums.
   3. Intubieren Sie das Schwein endotracheal mit einem 6,5-mm-Endotrachealtubus durch direkte Laryngoskopie und blasen Sie die Endotrachealmanschette mit 3-5 ml Luft auf. Das Schwein wird volumenkontrolliert beatmet, mit einem Atemzugvolumen von 8 ml/kg, einer Atemfrequenz, titriert auf einen endtidalen CO₂ -Wert von 35-40 mmHg und einem positiven endexspiratorischen Druck von 5 cm H₂O. Die Anästhesie wird durch Inhalation von 1 % Isofluran aufrechterhalten.
   4. Legen Sie einen Foley-Katheter in die Harnröhre, um das Urinausscheidungsvolumen bei weiblichen Schweinen zu überwachen, und platzieren Sie ihn chirurgisch bei männlichen Schweinen, sekundär zu den anatomischen Schwierigkeiten der Foley-Platzierung durch die Harnröhre.
2. Ferkel-Modell
   1. Injizieren Sie einem etwa 5 Wochen alten Ferkel (entspricht einem etwa 12 Monate alten Menschen) eine Anästhesielösung aus Ketamin (2,2 mg/kg)/Xylazin (2,2 mg/kg)/Telazol (4,4 mg/kg)/Dexmedetomidin über eine intramuskuläre (IM) Injektion. Platzieren Sie dann sofort eine 22-24G IV in der besten verfügbaren Vene, wahrscheinlich auf der hinteren Seite der Ohrmuschel.
   2. Legen Sie das Ferkel in Rückenlage auf den OP-Tisch.
   3. Bei der direkten Laryngoskopie wird das Ferkel mit einem 4,5-5,5 mm Endotrachealtubus endotracheal intubiert. Blasen Sie die Manschette des Endotrachealtubus mit 3-5 ml Luft mit einer Spritze auf, an der keine Nadel befestigt ist. Halten Sie die Anästhesie mit 1 % Isofluran mit oder ohne erneute Verabreichung von Dexmedetomidin (0,005 - 0,01 mg/kg i.v.) alle 2 Stunden aufrecht, je nach der zum Zeitpunkt der erneuten Dosis geschätzten Anästhesietiefe.
   4. Bei volumenkontrollierter Beatmung wird ein Atemzugvolumen von 8 ml/kg, eine Atemfrequenz titriert auf einen endtidalen CO₂ -Wert von 35-40 mmHg und ein positiver endexspiratorischer Druck von 5 cm H₂O aufrechterhalten.
   5. Legen Sie einen Foley-Katheter in die Harnröhre, um das Urinausscheidungsvolumen bei weiblichen Ferkeln zu überwachen. Platzieren Sie den Foley-Katheter chirurgisch bei männlichen Ferkeln, die auf die anatomische Schwierigkeit der Foley-Platzierung durch die Harnröhre zurückzuführen sind.
      HINWEIS: Zusätzlich erfolgt die analgetische Verabreichung von Buprenorphin / Dexmedetomidin über Bolusverabreichung, wenn dies als notwendig erachtet wird. Um die Konsistenz zu wahren, wird die Atemfrequenz am Beatmungsgerät angepasst, um den endtidalen CO₂ -Spiegel während des gesamten Experiments im Bereich von 35-40 mmHg zu halten.

2. Platzierung des Kanülen- und Überwachungsgeräts

1. Ausgewachsenes Schweinemodell
   1. Desinfizieren Sie den gesamten vorderen Hals mit 2 % Chlorhexidin-Peelinglösung und sprühen Sie anschließend 5 % Povidon-Jod-Lösung¹⁴.
   2. Legen Sie sowohl die rechten als auch die linken Venen jugularis externa (EJ) und die Arteria carotis interna (CA) mit bilateralen vertikalen Schnitten unmittelbar lateral der Luftröhre chirurgisch frei und präparieren Sie mit einem monopolaren Kauter bis zum Gefäßsystem.
   3. Die Gurtmuskulatur und der Gurt werden nach Bedarf mit einer Kelly-Gewebeschere und einer Lahey-Retraktoren und/oder einer Gewebezange¹⁴ präpariert. Machen Sie bilaterale UGs und Zertifizierungsstellen verfügbar.
   4. Setzen Sie zwei 8,5 französische (Fr) Kanülen mit der Seldinger-Technik¹⁵ in die rechte UG ein. Nach der Kanülierung legen Sie einen 7 Fr Pulmonalarterienkatheter (PAC) durch die Einführhilfe des rechten EJ. Verwenden Sie diesen richtigen IJ-Katheter und PAC für die hämodynamische Überwachung.
   5. Kanülieren Sie den linken EJ mit einer 10 Fr Kanüle und verbinden Sie ihn mit einem speziellen Rollenpumpenschlauch, der mit PlasmaLyte-Lösung grundiert ist.
      HINWEIS: Die Vena jugularis externa hat tendenziell einen größeren Durchmesser und ist für die Herzkatheteruntersuchung besser abgewinkelt. Aus diesen Gründen haben wir uns entschieden, das EJ in den Schweineversuchen über dem inneren Jugular (IJ) zu kanülieren¹.
   6. Unter Verwendung der Seldinger-Technik¹⁵ wird während des gesamten Experiments ein arterieller Zugang von 4 Fr in die richtige CA für die invasive Blutdrucküberwachung gelegt.
   7. Befestigen Sie die gewünschte Überwachung am Molch.
      1. Überwachen Sie die Herzfrequenz (HF) mit Telemetrieleitungen und den systolischen Blutdruck (SBP), den diastolischen Blutdruck (DBP) und den mittleren arteriellen Druck (MAP), indem Sie einen Druckwandler, der an einen Blutdruckverstärker angeschlossen ist, an den CA-Katheter anschließen.
      2. Überwachen Sie den mittleren Lungenarteriendruck (MPAP), den systolischen Lungenarteriendruck (SPAP), den diastolischen Lungenarteriendruck (DPAP) und den zentralvenösen Druck (CVP), indem Sie einen Druckwandler, der an einem Blutdruckverstärker befestigt ist, an die entsprechenden PAC-Anschlüsse anschließen.
      3. Bestimmen Sie den Impulsdruck, indem Sie die Varianz zwischen SBP und DBP ermitteln. Um die Pulsdruckvariabilität (PPV) zu berechnen, berechnen Sie die Variation zwischen den Spitzenpulsdruckniveaus während der Einatmung und der Exspiration während des gesamten Atemzyklus.
      4. Berechnen Sie PPV-Messungen mit dem Blutdruckmodul von LabChart 8 und der Ausführung auf einem PowerLab-System. Wählen Sie in dieser Einstellung 3 Minuten Daten im Kanal der Arterialleitung aus, wobei die minimale Peakhöhe auf 10 mmHg festgelegt ist und die Zyklen über 10 Zyklen gemittelt werden. Im Modul der Software können die Spitzen jedes Impulszyklus automatisch berechnet und visuell bestätigt werden. Der resultierende minimale Impulsdruck und der maximale Impulsdruck werden dann zur Berechnung des PPV verwendet.
      5. Führen Sie das Thermodilutions-Herzzeitvolumen (CO) mit einer gerätespezifischen Volumen-/Temperaturkalibrierung durch. Ermitteln Sie den pulmonalen Kapillarkeildruck (PCWP), indem Sie den PAC-Ballon mit 1,5 ml Luft aufblasen und den Katheter so lange vorschieben, bis sowohl V- als auch A-Wellen sichtbar werden, die einen eingeschränkten Blutfluss von rechts nach links darstellen. Lesen Sie den PCWP zum Wert der A-Welle am Ende des Ablaufs.
   8. PlasmaLyte¹⁶ ist mit einer Geschwindigkeit von ca. 100 ml/min zu verabreichen, um eine anfängliche PCWP von 8-10 mmHg (Euvolämie) zu erhalten, bevor eine akute Volumenüberladung eingeleitet wird.
      ANMERKUNG: Das Gesamtvolumen, das zum Erreichen einer Euvolämie erforderlich ist, hängt von einer Vielzahl von Variablen ab, die in der Diskussion behandelt werden. Bei Schweinen, die sich diesem Versuchsprotokoll am Vanderbilt University Medical Center unterziehen, werden durchschnittlich etwa 500 ml benötigt. In diesem Modell wird PlasmaLyte als balancierte gepufferte kristalloide Lösung verwendet. Es ist wahrscheinlich, dass jedes andere balancierte gepufferte Kristalloid (z. B. Normosol-R, Laktated Ringer's) ähnliche Ergebnisse liefern würde. Nicht gepufferte, saure normale Kochsalzlösung ist und sollte in diesem Modell vermieden werden, um den bekannten Verlust der Integrität der Endothelzellmembran, die endotheliale Dysfunktion und die Azidose zu vermeiden, die durch normale Kochsalzlösung verursacht werden¹⁶.
2. Ferkel-Modell
   1. Ähnlich wie bei erwachsenen Schweinen desinfizieren Ferkel nach Betäubung und mechanischer Beatmung ihren gesamten vorderen Hals mit 2 %iger Chlorhexidin-Peelinglösung und sprühen anschließend 5 % Povidon-Jod-Lösung¹⁴. Kanülieren Sie nur die rechte UG, die Halsschlagader und die linke Oberschenkelarterie bei Ferkeln.
   2. Die rechte UG-Vene und die CA interna werden chirurgisch mit einem rechtsseitigen vertikalen Schnitt unmittelbar lateral der Luftröhre freigelegt und mit einem monopolaren Kauter bis zum Gefäßsystem präpariert.
   3. Die Gurtmuskulatur und der Gurt werden nach Bedarf mit einer Kelly-Gewebeschere und einer Lahey-Retraktoren und/oder einer Gewebezange¹⁴ präpariert. Machen Sie die rechtsseitige EJ und CA verfügbar.
   4. Desinfizieren Sie den Unterbauch und den Schambereich des Ferkels mit 2%iger Chlorhexidin-Peelinglösung und sprühen Sie anschließend 5% Povidon-Jod-Lösung ein. Chirurgische Freilegung der linken Oberschenkelarterie (FA) mit einer klassischen Längstechnik, wie in¹⁷ beschrieben.
   5. Legen Sie einen 6 Fr zentralen Venenkatheter in den rechten EJ ein, gefolgt von der Platzierung eines 5 Fr PAC in die Lungenarterie.
   6. Positionieren Sie zwei arterielle Katheter mit 3 Fr: einen im rechten CA und den anderen im linken FA. Widmen Sie den linken FA-Katheter der Blutentnahme für die häufige arterielle Blutgasanalyse. Verwenden Sie den offenen Port, der dem PAC-Einführer zugeordnet ist, für die Volumenverabreichung mit einer 60-ml-Spritze.
   7. Verabreichen Sie einen PlasmaLyte^16-Bolus von 10 ml/kg mit einer 60-ml-Spritze mit einer gleichmäßigen Druckgeschwindigkeit, stoppen Sie nach jedem Bolus, um einen PCWP zu erhalten, und stoppen Sie, sobald ein Wert von 8-10 mmHg (Euvolämie) erreicht ist.
      ANMERKUNG: Das Gesamtvolumen, das erforderlich ist, um eine Euvolämie zu erreichen, hängt von einer Vielzahl von Variablen ab, die in der Diskussion dieses Manuskripts behandelt werden. Durchschnittlich werden etwa 50-100 ml bei den Ferkeln benötigt, die dieses Versuchsprotokoll am Vanderbilt University Medical Center durchlaufen.

3. Volume-Verwaltung

1. Ausgewachsenes Schweinemodell
   1. Sobald die Kanülierung abgeschlossen und die Euvolämie erreicht ist, infundieren Sie warme PlasmaLyte-Kristalllösung in 500-ml-Schritten mit einer Geschwindigkeit von 100 ml/min (Abbildung 1).
   2. Bestätigen Sie die Aufzeichnung der hämodynamischen Endpunkte: HR, Anteil des sauerstoffgesättigten Hämoglobins (SpO₂), Atemfrequenz (RR), endtidales Kohlendioxid (ETCO₂), CVP, SBP, DBP, MAP, PPV, SPAP, DPAP und MPAP.
   3. Führen Sie die erforderlichen Verfahren durch, um die statischen Messungen (CO und PCWP) nach jeweils 500 ml Volumen bis zur Euthanasie durchzuführen, die bei 5 l Gesamtvolumen oder bis zu einer CO-Abnahme von 15 % gegenüber der vorherigen Messung erfolgt, je nachdem, was zuerst eintritt.
      HINWEIS: Der Abfall des CO stellt den Beginn des absteigenden Schenkels der Starling-Kurve¹⁸ dar. Zu diesem Zeitpunkt führt eine Volumenüberlastung zu einer Erweiterung des Herzens über die optimale Länge für die Muskelfaserkontraktion hinaus, was zu einer beeinträchtigten Kontraktion und einem verringerten CO^18-Gehalt führt.
   4. Bei Euvolämie und am Ende der Verabreichung des Gesamtvolumens ist eine arterielle Blutgasanalyse durchzuführen, um den arteriellen Sauerstoffpartialdruck (PaO₂), den pH-Wert, das Laktat und den Basenüberschuss des Schweins zu ermitteln.
   5. Zeichnen Sie die Urinausscheidung (ml) nach jedem 500-ml-Inkrement der kristalloiden PlasmaLyte-Lösung auf. Es ist ratsam, den Urin auf Null zu setzen, sobald die Euvolämie erreicht ist. Das Schwein wird entweder bei einem Gesamtvolumen von 5 l oder bei einer Abnahme des CO um 15 % eingeschläfert, je nachdem, was zuerst eintritt.
2. Ferkel-Modell
   1. Nach erfolgreicher Kanülierung und Erreichen einer Euvolämie ist PlasmaLyte in Schritten von 20 ml/kg alle 10 Minuten über einen Spritzenbolus zu verabreichen (Abbildung 1).
   2. Bestätigen Sie die Aufzeichnung der hämodynamischen Parameter (HR, RR, SpO₂, EtCO₂, CVP, SBP, DBP, MPAP, PPV und MPAP). Messen Sie PCWP nach jeweils 10 ml/kg Bolus.
      ANMERKUNG: Aufgrund des erforderlichen Volumens und des Widerstands, der durch den geringen Innendurchmesser des 5 Fr PAC entsteht, wird bei den Ferkeln keine Thermodilution CO durchgeführt. Stattdessen wird die-Methode^19,20 zur Berechnung des CO verwendet. Dabei wird ein Teil des sauerstoffgesättigten Hämoglobins aus dem Blut der Lungenarterie (SvO₂) gewonnen, die gleichzeitig mit der arteriellen Blutgasanalyse durchgeführt wird.
   3. Führen Sie nach jedem Bolus mit 20 ml/kg Volumen eine arterielle Blutgasanalyse durch, um den PaO₂-, pH-Wert-, Laktat- und Basenüberschuss zu erhalten.
      HINWEIS: Angesichts der Einschränkungen vieler dieser invasiven Datenpunkte in der klinischen Routineversorgung wird die transthorakale Echokardiographie (TTE) nach jedem Bolus von 20 ml/kg im Ferkelmodell durchgeführt, um den Durchmesser des Aortenblutflusses, der maximalen systolischen Geschwindigkeit (PSV) und des linksventrikulären Ausflusstrakts (LVOT) zu messen - zwei Datenpunkte, die in der pädiatrischen klinischen Praxis zur Abschätzung des Volumenzustands eines Patienten verwendet werden.
   4. Führen Sie TTE durch, um die Datenpunkte des PSV- und LVOT-Durchmessers nach jedem Bolus von 20 ml/kg zu messen. Zeichnen Sie die Urinausscheidung nach jeweils 20 ml/kg Bolus auf. Das Ferkel wird entweder bei einem Gesamtvolumen von 500 ml oder bei einer Abnahme des CO um 15 % eingeschläfert, je nachdem, was zuerst eintritt.

4. Euthanasie sowohl für ausgewachsene Schweine als auch für Ferkel

1. Bestätigen Sie die Aufrechterhaltung von 1 % Isofluran. Induzieren Sie einen Herzstillstand durch intravenöse Injektion von Natrium-Pentobarbital (125 mg/kg). Bestätigen Sie das Fehlen von Vitalzeichen nach der Injektion, um den Tod zu bestätigen.

Ergebnisse

Die vorläufigen repräsentativen Pilotdaten nach linearer Regressionsanalyse für das adulte Schweinemodell zeigten eine Linearität zur Volumenverabreichung bei den ersten acht Schweinen (Abbildung 2). Während viele andere Datenpunkte und ein Volumen jenseits von 2,5 l während dieses Experiments gemessen wurden, stellen diese Daten die bisherige Analyse dar. Die beiden für die Volumenbeurteilung am häufigsten verwendeten Vitalparameter, HR (R²

Diskussion

Dieses Protokoll besteht aus zwei kritischen Schritten. Zunächst ist es unerlässlich, dass sich Zeit genommen wird, um eine geeignete Kanülierung zu erhalten und die Positionierung der hämodynamischen/Volumenüberwachung sicherzustellen. Sowohl bei adulten als auch bei Ferkelmodellen ist ein chirurgischer Cutdown erforderlich, um das erforderliche Gefäß angemessen zu kanülieren und den erforderlichen Katheter einzuführen. Perkutane, ultraschallgesteuerte Ansätze haben sich im Be...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
1% Isoflurane	Primal, Boston, MA, USA	26675-46-7	https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/792632?gclid=Cj0KCQjw9fqnBhDSARIsAHl cQYS_W-q6tS2s6LQw2Qn7Roa3TGIpTLPf5 2351vrhgp44foEcRozPqtYaAtvfEAL w_wcB
Arterial Catheter	Merit Medical, South Jordan, UT, USA	MAK401	MAK Mini Access Kit 4F
Arterial Catheter	Cook Medical, Bloomington, IN, USA	C-PMS-300-RA/G01908	Radial Artery Catheter Set 3.0Fr./5cm
Blood Pressure Amp	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	FE117	https://www.adinstruments.com/products/bp-blood-pressure-amp
Central Venous Catheter Introducer	Arrow International Inc, Reading, PA, USA	AK-09800	8.5 Fr. x 4" (10 cm) Arrow-Flex
Central Venous Catheter-Introducer	Arrow International	CP-07611-P	Super Arrow-Flex Percutaneous Sheath Introducer Kit 6Fr./7.5cm
Disposable BP Transducers	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	MLT0670	https://www.adinstruments.com/products/disposable-bp-transducers
Kendall 930 FoamElectrodes	Covidien, Mansfield, MA, USA	22935	https://www.cardinalhealth.com/en/product-solutions/medical/patient-monitoring/electrocardiography/monitoring-ecg-electrodes/radiolucent-electrodes/kendall-930-series-radiolucent-foam-electrodes.html
LabChart 8 software	AD Instruments, Colorado Springs, CO, USA	N/A	https://www.adinstruments.com/products/labchart
Peripheral IV Catheter Angiocath 18-24 Gauge 1.16 inch	McKesson, Irving, TX, USA	329830	https://mms.mckesson.com/product/329830/Becton-Dickinson-381144
PlamaLyte Crystilloid Solution	Baxter International, Deerfield, IL USA	2B2544X	https://www.ciamedical.com/baxter-2b2544x-each-solution-plasma-lyte-a-inj-ph-7-4-1000ml
PowerLab	ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA	N/A	https://www.adinstruments.com/products/powerlab/c?creative=532995768429&keyword= powerlab&matchtype=e&network= g&device=c&gclid=CjwKCAjwysipB hBXEiwApJOcu-ulfO0bfCc-j6B7PpO kOAGur8IZ4SWNkhNZ7mORGstO vKON6plWLxoCigsQAvD_BwE
Pulmonary Artery Catheter	Edwards Life Sciences, Irvine, CA, USA	TS105F5	True Size Thermodilution Catheter 24cm Proximal Port- Swan Ganz
Pulmonary Artery Catheter (7F)	Edwards Life Sciences, Irvine, CA, USA	131F7	Swan Ganz 7F x 110cm
Telazol (Tiletamine HCl and Zolazepam HCl), Injectable Solution, 5 mL	Patterson Veterinary, Loveland, CO 80538	07-801-4969	https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078014969?omni=telazol
Terumo Sarns 8000 Roller Pump	Terumo Cardiovascular, Ann Arbor, MI, USA	16402	https://aamedicalstore.com/products/terumo-sarns%E2%84%A2-8000-roller-pump
Xylazine HCl 100 mg/mL, Injectable Solution, 50 mL	Patterson Veterinary, Loveland, CO 80538	07-894-5244	https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078945244
Yorkshire Adult Pigs	Oak Hill Genetics, Ewing, IL, USA	N/A	Yorkshire/Landrace 81-100lbs
Yorkshire Piglets	Oak Hill Genetics	N/A	Female "piglet", specify age 5 weeks with a correlating healthy weight range (approximately 10-20lbs.)