JoVE Logo
Autoren
Kontakt

Anmelden

Zum Anzeigen dieser Inhalte ist ein JoVE-Abonnement erforderlich. Melden Sie sich an oder starten Sie Ihre kostenlose Testversion.

In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Dieses Protokoll demonstriert die oropharyngeale Aspirationstechnik für den Einsatz im Bleomycin-Mausmodell der Lungenfibrose.

Zusammenfassung

Die interstitielle Lungenerkrankung (ILD) stellt ein breites Spektrum von Erkrankungen dar, die durch eine fortschreitende und oft irreversible Vernarbung des Lungenparenchyms gekennzeichnet sind, wobei die idiopathische Lungenfibrose (IPF) am häufigsten ist. Es wurden mehrere Tiermodelle von IPF entwickelt, wobei das Bleomycin-Mausmodell am weitesten verbreitet ist. Bleomycin ist ein Chemotherapeutikum, von dem bekannt ist, dass es DNA-Schäden im Alveolarepithel induziert, die beim Menschen zu akuten Lungenschäden und Lungenfibrose führen. Nagetiermodelle der IPF verwenden die Verabreichung von Bleomycin über verschiedene Methoden, die häufigste ist die intratracheale (IT). In jüngster Zeit hat sich gezeigt, dass die Technik der oropharyngealen Aspiration (OA) bei mehreren Fibrosierungsmitteln genauso wirksam ist wie die IT, mit deutlich weniger Nebenwirkungen und einem einfacheren Verabreichungsweg. Dieses Protokoll beschreibt die OA-Methode der Bleomycin-Verabreichung in die Lunge von Mäusen und zeigt Beispiele für potenzielle nachgelagerte Anwendungen zur Datenquantifizierung auf. Diese Methodik bietet eine einfache, schnelle und sichere Möglichkeit, dieses weit verbreitete Tiermodell für die Untersuchung der molekularen Mechanismen zu nutzen, die IPF zugrunde liegen.

Einleitung

Die interstitielle Lungenerkrankung (ILD) bezieht sich auf eine heterogene Gruppe von Erkrankungen, die durch eine fortschreitende und irreversible Vernarbung des Alveolenraums, des Interstitiums und der distalen Atemwege gekennzeichnetsind 1. Die idiopathische Lungenfibrose (IPF) ist die häufigste Form der ILD und hat ein medianes Überleben von etwa drei Jahren2. IPF ist eine letztlich unheilbare Erkrankung, wobei die orthotope Lungentransplantation für ausgewählte Patienten eine Salvage-Therapie darstellt. Derzeit gibt es zwei von der FDA zugelassene Therapien für IPF, die beide lediglich die Progressionsrate verlangsamen, anstatt die Lungenfunktion der Patienten zu stabilisieren oder zu verbessern 3,4. Es werden erhebliche Forschungsanstrengungen unternommen, um die Grundlagen der IPF aufzuklären und neue therapeutische Ziele zu identifizieren. Es gibt unzählige Tiermodelle, um die IPF-Pathogenese zu untersuchen, jedes mit seinen eigenen Vor- und Nachteilen5. Obwohl kein einzelnes Modell in der Lage ist, die Komplexität menschlicher Krankheiten vollständig zu rekapitulieren, bieten diese Ansätze einen signifikanten Einblick in die molekularen Mechanismen von IPF und können translationale Studien ergänzen.

Das Bleomycin-Mausmodell ist nach wie vor das am weitesten verbreitete und am besten charakterisierte In-vivo-Modell von IPF6. Bleomycin ist ein Peptidwirkstoff, der einzel- und doppelsträngige DNA-Brüche induziert. Nach seiner Entdeckung im Jahr 1962 wurde festgestellt, dass Bleomycin bei der Behandlung einer Reihe von Krebsarten, einschließlich Hodentumoren und Lymphomen, wirksam ist, seine Verwendung jedoch durch dosisabhängige Pneumonitis und daraus resultierende Lungenfibrose eingeschränktwurde 7,8. Diese Lungentoxizität wird bei Mäusen rekapituliert. Bei Verabreichung in einer Einzeldosis nach einer anfänglichen Entzündungsphase kann die Fibrose ab Tag 5 beobachtet werdenund an den Tagen 14-21 9,10,11 ihren Höhepunkt erreichen (Abbildung 1). Ein spontanes Abklingen tritt nach etwa 6 Wochen ein, obwohl dauerhafte fibrotische Veränderungen durch wiederholte Verabreichung erreicht werden können12. Angesichts der vorübergehenden und inflammatorischen Natur gibt es einige inhärente Nachteile des Bleomycin-Modells13, aber es bietet ein schnelles, robustes und reproduzierbares System, um einige der größten Lücken im Verständnis von ILD in unserem Fachgebiet zu schließen, und ermöglicht es den Forschern, die Ergebnisse der letzten fünf Jahrzehnte zu vergleichen. Andere Installationsansätze umfassen die Asbestose- und Siliziumdioxid-Mausmodelle, die ähnliche Zeitverläufe (Tage 14-28)6,14,15,16 bieten. Diese Modelle erzeugen jedoch ein histologisches Muster, das eher mit einer Pneumokoniose als mit IPF übereinstimmt, und erfordern die Verwendung von Partikeln in der Luft, was eine sorgfältige Handhabung erfordert. Alternativ gibt es Tiermodelle, die eine epithelialgesteuerte Transgenexpression nutzen, wie z. B. Diphtherietoxin und TGF-β1. Diese rekapitulieren die nicht-inflammatorische alveoläre Typ-2-Epithelzellschädigung, die bei IPF beobachtet wurde, dauern jedoch etwas länger (21-30d) und erfordern den Einsatz spezialisierter Tiere, die in bestehende transgene Modelle von Interesse rückgekreuzt werden müssen. Schließlich wurde gezeigt, dass eine adenoviral vermittelte Überexpression von Zytokinen, einschließlich TGF-β1, IL-β1 und TNF-α, bei Nagetieren Lungenfibrose induziert, typischerweise am Tag 14 17,18,19. Diese Zytokin-Überexpressionsmodelle ermöglichen eine bequeme intranasale Verabreichung, erfordern jedoch eine sorgfältige Reinigung und Handhabung.

Es gibt mehrere Ansätze für die Verabreichung von Bleomycin, einschließlich intratrachealer (IT), intranasaler, intraperitonealer, subkutaner und intravenöser Wege6. Die IT-Verabreichung ist die gebräuchlichste Methode, die traditionell entweder eine endotracheale Intubation oder eine chirurgische Tracheostomie20 umfasst, die beide eine tiefe Sedierung und technische Finesse erfordern und mit perioperativer Morbidität und Mortalität verbunden sind. In jüngster Zeit hat sich gezeigt, dass die Technik der oropharyngealen Aspiration (OA) genauso wirksam ist wie die IT, mit deutlich weniger Nebenwirkungen und einem einfacheren Verabreichungsweg 14,21,22,23,24,25,26. Hier stellen wir ein detailliertes visuelles Protokoll für die OA-Methode der Bleomycin-Verabreichung in die murine Lunge vor und zeigen verschiedene potenzielle nachgelagerte Anwendungen für die Datenquantifizierung auf.

Protokoll

Tierversuche, die in diesen Versuchen beschrieben wurden, wurden im Rahmen von Protokollen (ARC-2021-025, ARC-2010-039) durchgeführt, die vom UCLA Animal Research Committee (ARC) und dem Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt wurden. Die vollständige Einhaltung aller staatlichen und bundesstaatlichen Vorschriften und Richtlinien in Bezug auf die Verwendung von Labortieren wurde aufrechterhalten. Die Tiere wurden in der Animal Care Facility der UCLA untergebracht und vom Fachpersonal der UCLA Division of Laboratory and Animal Medicine (DLAM) unter pathogenfreien Bedingungen betreut. Wildtyp-Mäuse vom Typ C57BL/6 wurden kommerziell erworben und mindestens 14 Tage lang akklimatisiert. Für diese Studien wurden männliche Mäuse im Alter von 8-12 Wochen mit einem durchschnittlichen Körpergewicht von 20-25 g verwendet. Weibliche Mäuse können ebenfalls verwendet werden, obwohl es wichtig ist, das Geschlecht und das Alter der Tiere über Versuchsgruppen und -bedingungen hinweg anzupassen27. Die kommerziellen Details der Tiere, Reagenzien und Geräte, die in dieser Studie verwendet wurden, sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Oropharyngeale Verabreichung von Bleomycin

  1. Zubereitung von Bleomycin
    HINWEIS: Verwenden Sie Bleomycin in pharmazeutischer Qualität, um Konsistenz und Reproduzierbarkeit zwischen Tieren und Versuchen zu gewährleisten. Dosieren Sie Bleomycin in Einheiten des Arzneimittels pro kg Tier (U/kg), nicht in Milligramm (mg) pro kg.
    1. Bleomycin-Pulver in sterilem PBS in pharmazeutischer Qualität auf eine Stammkonzentration von 10 U/ml auflösen. Bleomycin sollte unter einer chemischen Haube unter geeigneten chemotherapeutischen Vorsichtsmaßnahmen hergestellt werden. Lagern Sie die Aliquote bei -20 °C bis zu 6 Monate.
    2. Bereiten Sie die abschließende Arbeitskonzentration vor. Die Dosis richtet sich nach dem Gewicht (0,5-3 E/kg) und wird je nach verwendetem Bleomycin und dem Zweck des Versuchs (z. B. Überlebens- oder letale Dosierung) bei Bedarf angepasst.
    3. Passen Sie die endgültige Verabreichungsmenge nach Bedarf an. Für diese Studien verdünnen Sie Bleomycin auf 0,375 U/ml, was 50 μl für eine 25-g-Maus entspricht, was zu einer endgültigen Arbeitskonzentration von 0,75 U/kg führt.

2. Einleitung der Anästhesie

  1. Bereiten Sie den Anästhesiecocktail vor, indem Sie Ketamin und Xylazin in PBS auf Arbeitskonzentrationen von 10 mg/ml bzw. 1 mg/ml verdünnen. Führen Sie diesen Schritt unter sterilen Bedingungen mit Reagenzien in pharmazeutischer Qualität und in Übereinstimmung mit institutionell anerkannten Protokollen durch.
  2. Verabreichen Sie 10 μl des Cocktails pro Gramm Körpergewicht des Tieres (Arbeitskonzentration: Ketamin 100 mg/kg, Xylazin 10 mg/kg) durch intraperitoneale Injektion mit einer 27,5-g-Nadel und einer 1-ml-Spritze.
    1. Stellen Sie sicher, dass die Maus ordnungsgemäß betäubt ist und nicht auf schädliche Reize wie Zehenkneifen reagiert. Die Wirkung sollte innerhalb von 5 Minuten zu sehen sein. Wenn es noch ansprechbar ist, verabreichen Sie zusätzliches Ketamin/Xylazin in Schritten von 20 μl, bis das gewünschte Anästhesieniveau erreicht ist. Tragen Sie eine Augensalbe auf, um Augentrockenheit während der Narkose zu verhindern.
      HINWEIS: Ketamin wird aufgrund seines günstigen Nebenwirkungsprofils gegenüber anderen injizierten Anästhetika und Beruhigungsmitteln bevorzugt. Es hat nur minimale Auswirkungen auf die Hämodynamik, einschließlich der Herzfrequenz und der Atemfrequenz. Inhalatives Isofluran kann als alternatives Anästhetikum verwendet werden. In diesen Studien wird Ketamin/Xylazin bevorzugt, da es zu einer verlängerten Sedierung und minimalem Husten oder Reflux von Bleomycin nach der Verabreichung führt.

3. Oropharyngeale Verabreichung

  1. Sobald die Maus richtig sediert ist, hängen Sie sie in einem Winkel von 60°-80° auf der Eingriffsplattform auf, indem Sie sie an den vorderen Schneidezähnen aufhängen, um den Oropharynx effektiv zu öffnen (Abbildung 2A).
  2. Verschließen Sie den Nasengang mit einer glatten mikrovaskulären Klemme und zwingen Sie die Maus, durch ihren Oropharynx zu atmen.
  3. Ziehen Sie die Zunge mit einer Pinzette aus dem Oropharynx zurück.
  4. Geben Sie mit einer Schrittpipette mit einer Stich-Leur-Stummelspitze vorsichtig das gewünschte Volumen Bleomycin oder Kochsalzlösung in den hinteren Teil des Oropharynx. Stellen Sie sicher, dass eine Flüssigkeitsblase grob sichtbar ist (Abbildung 2B).
  5. Halten Sie die Zunge so lange fest, bis das Tier die Lösung aspiriert. Dies sollte sicht- und oft auch hörbar sein.
    HINWEIS: Wenn das Tier die Lösung schnell aspiriert, kann die Visualisierung im hinteren Teil des Oropharynx innerhalb weniger Sekunden vorübergehend sein. Unabhängig davon zeigt das Tier, wenn es erfolgreich ist, eine abrupte und vorübergehende Veränderung seines Atemmusters und atmet schnell, flach ein. Es kann zu Blasenbildung der Flüssigkeit kommen, was wiederum darauf hinweist, dass die Flüssigkeit erfolgreich in die unteren Atemwege gelangt ist. Gelegentlich kann auch Husten auftreten. Dies ist in der Regel ein vernachlässigbares Volumen der Bleomycin-Lösung und sollte die Versuchsergebnisse nicht beeinflussen, so dass das Tier in die Studie einbezogen werden kann. Vermeiden Sie wiederholte Dosierungen, da dies das Erstickungsrisiko erhöht und die gewichtsabhängige Enddosierung verändert.
  6. Nachdem die Aspiration bestätigt wurde, entfernen Sie vorsichtig den Nasenclip.
  7. Beobachten Sie das Tier 15-30 s lang in hängender Position, um sicherzustellen, dass die Bleomycin-Lösung nicht zurückfließt, und bringen Sie es dann in seinen Käfig zurück.
    HINWEIS: Es wird ein maximales Volumen von 50 μl empfohlen, um das Erstickungsrisiko zu minimieren. Abhängig von der gewünschten Dosis von Bleomycin und dem Gewicht der Maus passen Sie die Konzentration der Bleomycin-Lösung nach Bedarf an. Wenn Sie diese Technik anwenden, verwenden Sie einen Farbstoff auf Wasserbasis wie Evansblau, um zu bestätigen, dass die Lösung in die unteren Atemwege und nicht in den Magen verabreicht wird14.

4. Bergung der Tiere

  1. Legen Sie das Tier nach der Behandlung auf die Seite in seinen Käfig mit einem Heizkissen darunter, um die Thermoneutralität zu erhalten.
  2. Überwachen Sie die Mäuse, bis sie bei vollem Bewusstsein sind. Dies dauert in der Regel 1-2 Stunden, abhängig von der verwendeten Ketamindosis und dem Stoffwechsel des Tieres. Kneifen Sie die Zehen vorsichtig zusammen und halten Sie die Tiere euthermisch, um das Aufwachen zu erleichtern.
  3. Überwachen Sie die Mäuse täglich klinisch auf Veränderungen des Körpergewichts, der Fellpflege, des Aktivitätsniveaus und des Atmungsstatus. Ähnlich wie bei anderen Verabreichungsmethoden von Bleomycin können die Tiere während des 14- bis 21-tägigen Verlaufs einen signifikanten Gewichtsverlust erfahren, was ein wichtiger Indikator für die Wirksamkeit des Modells ist.
  4. Gemäß den ARC- und IACUC-Protokollen sollten Tiere eingeschläfert werden, wenn der Gewichtsverlust 20 % des Ausgangsgewichts des Tieres übersteigt. Die Prävalenz und der Schweregrad des Gewichtsverlusts hängen von der verwendeten Dosis von Bleomycin und der Demografie der Mäuse ab (siehe oben).

5. Gewebegewinnung, -verarbeitung und Endpunktanalyse

  1. Abhängig von der experimentellen Fragestellung und dem gewünschten Zeitpunkt werden die Mäuse gemäß den IACUC-Protokollen eingeschläfert und ihre Lungen28 zum geeigneten Zeitpunkt entnommen. Die Wirkungen von Bleomycin sind im Vergleich zur Kontrolle oft stark visuell sichtbar, was auf eine erfolgreiche Verabreichung hinweist. In diesen Studien wurden die Mäuse an den Tagen 7, 14 und 21 getötet.
  2. Für die Histologie präparieren Sie die Lunge en bloc und fixieren sie 24 h lang in 4% PFA. Fahren Sie fort mit der Paraffineinbettung, dem Schneiden, Hämatoxylin und Eosin (H&E) und/oder der Masson-Trichrom-Färbung, wie zuvor beschrieben 28,29,30.
  3. Für die Kollagenmessung homogenisieren Sie die rechte Lunge und verwenden Sie ein kommerziell erhältliches Kit (siehe Materialtabelle), um den Hydroxyprolingehalt wie zuvor beschrieben zu messen31.
  4. Für die Durchflusszytometrie wird die rechte Lunge mit dem Gewebedissoziator und einer enzymatischen Lösung verdaut, um eine Einzelzellsuspension zu erhalten. Durchführung einer durchflusszytometrischen Färbung und Analyse wie zuvor beschrieben 32,33,34.

Ergebnisse

Das hier beschriebene Protokoll fasst den oropharyngealen Aspirationsweg der Verabreichung im Bleomycin-Mausmodell zusammen. In diesen Versuchen wurden die Tiere entweder mit Bleomycin (0,75 U/kg Körpergewicht) oder PBS zur Scheinkontrolle behandelt. An den Tagen 7, 14 und 21 wurden die Mäuse eingeschläfert, ihre Lungen explantiert und das Gewebe fixiert, wie zuvor beschrieben35. Die Fibrose wurde mittels histologischer Hämatoxylin- und Eosin-Färbung (H&E) be...

Diskussion

Ein detailliertes Videoprotokoll zur oropharyngealen Aspirationstechnik zur Verabreichung von Bleomycin zur Verwendung im Mausmodell der Lungenfibrose wird zur Verfügung gestellt. Darüber hinaus heben wir potenzielle Downstream-Anwendungen zur Quantifizierung von fibrotischen und Entzündungsveränderungen hervor, die durch OA-Bleomycin induziert werden.

Obwohl kein Tier die Komplexität menschlicher Krankheiten vollständig rekapituliert, wird das Bleomycin...

Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch den NIH Ruth L. Kirchstein National Research Service Award (NRSA) Institutional Research Training Grant (T32) unterstützt, der an RW (2T32HL072752-16) vergeben wurde. Die Autoren möchten sich auch für die Unterstützung des Lungengesundheitszentrums der Saul and Joyce Brandman Foundation bedanken.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
anti-mouse CD45, Brlliant Violet 605BioLegend103155
anti-mouse CD64, AlexaFluor 647BioLegend139322
anti-mouse Ly6G, AlexaFluor 700BioLegend127622
anti-mouse MerTK, PE/Cy7BioLegend151522
anti-mouse SiglecF, PEBD Biosciences552126
BD Luer-Stub AdaptorsFisher Scientific13-681-21
BleomycinMcKesson1129996From NorthStar Rx 16714088601
Endotracheal Mouse Intubation KitKent ScientificETI-MSE
Fixable Live/Dead VioletThermoL34955
FlowJo v10 SoftwareFlowJo
gentleMACS DissociatorMiltenyi130-093-235
Hydroxyproline Assay KitSigmaMAK463
Liberase TMRoche5401127001
Moria Vessel ClampFine Science Tools18350-11
Mouse Endotracheal Intubation KitKentETI-MSE
Stepper PipetteDymaxTI15469
Wildtype C57BL/6 mice Jackson LaboratoriesJAX, stain #000664

Referenzen

  1. Martinez, F. J., et al. Idiopathic pulmonary fibrosis. Nat Rev Dis Primers. 3, 17074 (2017).
  2. Hutchinson, J., Fogarty, A., Hubbard, R., Mckeever, T. Global incidence and mortality of idiopathic pulmonary fibrosis: A systematic review. Eur Respir J. 46 (3), 795-806 (2015).
  3. Richeldi, L., et al. Efficacy and safety of nintedanib in idiopathic pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 370 (22), 2071-2082 (2014).
  4. King, T. E., et al. A phase 3 trial of pirfenidone in patients with idiopathic pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 370 (22), 2083-2092 (2014).
  5. Moore, B. B., et al. Animal models of fibrotic lung disease. Am J Respir Cell Mol Biol. 49 (2), 167-179 (2013).
  6. Moore, B. B., Hogaboam, C. M. Murine models of pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 294 (2), L152-L160 (2008).
  7. Umezawa, H. Chemistry and mechanism of action of bleomycin. Fed Proc. 33 (11), 2296-2302 (1974).
  8. Muggia, F. M., Louie, A. C., Sikic, B. I. Pulmonary toxicity of antitumor agents. Cancer Treat Rev. 10 (4), 221-243 (1983).
  9. Degryse, A. L., et al. Repetitive intratracheal bleomycin models several features of idiopathic pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 299 (4), L442-L452 (2010).
  10. Kolb, P., et al. The importance of interventional timing in the bleomycin model of pulmonary fibrosis. Eur Respir J. 55 (6), 1901105 (2020).
  11. Izbicki, G., Segel, M. J., Christensen, T. G., Conner, M. W., Breuer, R. Time course of bleomycin-induced lung fibrosis. Int J Exp Pathol. 83 (3), 111-119 (2002).
  12. Chung, M. P., et al. Role of repeated lung injury and genetic background in bleomycin-induced fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 29 (3 Pt 1), 375-380 (2003).
  13. Moeller, A., Ask, K., Warburton, D., Gauldie, J., Kolb, M. The bleomycin animal model: A useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis. Int J Biochem Cell Biol. 40 (3), 362-382 (2008).
  14. Lakatos, H. F., et al. Oropharyngeal aspiration of a silica suspension produces a superior model of silicosis in the mouse when compared to intratracheal instillation. Exp Lung Res. 32 (5), 181-199 (2006).
  15. Sanchez, V. C., Pietruska, J. R., Miselis, N. R., Hurt, R. H., Kane, A. B. Biopersistence and potential adverse health impacts of fibrous nanomaterials: What have we learned from asbestos. Wiley Interdiscip Rev Nanomed Nanobiotechnol. 1 (5), 511-529 (2009).
  16. Barbarin, V., et al. The role of pro- and anti-inflammatory responses in silica-induced lung fibrosis. Respir Res. 6 (1), 112 (2005).
  17. Sime, P. J., Xing, Z., Graham, F. L., Csaky, K. G., Gauldie, J. Adenovector-mediated gene transfer of active transforming growth factor-beta1 induces prolonged severe fibrosis in rat lung. J Clin Invest. 100 (4), 768-776 (1997).
  18. Kolb, M., Margetts, P. J., Anthony, D. C., Pitossi, F., Gauldie, J. Transient expression of il-1beta induces acute lung injury and chronic repair leading to pulmonary fibrosis. J Clin Invest. 107 (12), 1529-1536 (2001).
  19. Sime, P. J., et al. Transfer of tumor necrosis factor-alpha to rat lung induces severe pulmonary inflammation and patchy interstitial fibrogenesis with induction of transforming growth factor-beta1 and myofibroblasts. Am J Pathol. 153 (3), 825-832 (1998).
  20. Orlando, F., et al. Induction of mouse lung injury by endotracheal injection of bleomycin. J Vis Exp. (146), e58922 (2019).
  21. Barbayianni, I., Ninou, I., Tzouvelekis, A., Aidinis, V. Bleomycin revisited: A direct comparison of the intratracheal micro-spraying and the oropharyngeal aspiration routes of bleomycin administration in mice. Front Med (Lausanne). 5, 269 (2018).
  22. Egger, C., et al. Administration of bleomycin via the oropharyngeal aspiration route leads to sustained lung fibrosis in mice and rats as quantified by ute-MRI and histology. PLoS One. 8 (5), e63432 (2013).
  23. Bale, S., Sunkoju, M., Reddy, S. S., Swamy, V., Godugu, C. Oropharyngeal aspiration of bleomycin: An alternative experimental model of pulmonary fibrosis developed in Swiss mice. Indian J Pharmacol. 48 (6), 643-648 (2016).
  24. Scotton, C. J., et al. Increased local expression of coagulation factor x contributes to the fibrotic response in human and murine lung injury. J Clin Invest. 119 (9), 2550-2563 (2009).
  25. Jenkins, R. G., et al. An official American Thoracic Society Workshop report: Use of animal models for the preclinical assessment of potential therapies for pulmonary fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 56 (5), 667-679 (2017).
  26. Rao, G. V., et al. Efficacy of a technique for exposing the mouse lung to particles aspirated from the pharynx. J Toxicol Environ Health A. 66 (15), 1441-1452 (2003).
  27. Redente, E. F., et al. Age and sex dimorphisms contribute to the severity of bleomycin-induced lung injury and fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 301 (4), L510-L518 (2011).
  28. Birjandi, S. Z., et al. CD4(+)CD25(hi)Foxp3(+) cells exacerbate bleomycin-induced pulmonary fibrosis. Am J Pathol. 186 (8), 2008-2020 (2016).
  29. Hubner, R. H., et al. Standardized quantification of pulmonary fibrosis in histological samples. Biotechniques. 44 (4), 507-514 (2008).
  30. Joshi, N., et al. A spatially restricted fibrotic niche in pulmonary fibrosis is sustained by M-CSF/M-CSFR signalling in monocyte-derived alveolar macrophages. Eur Respir J. 55 (1), 1900646 (2020).
  31. Belperio, J. A., et al. Interaction of IL-13 and C10 in the pathogenesis of bleomycin-induced pulmonary fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 27 (4), 419-427 (2002).
  32. Misharin, A. V., Morales-Nebreda, L., Mutlu, G. M., Budinger, G. R., Perlman, H. Flow cytometric analysis of macrophages and dendritic cell subsets in the mouse lung. Am J Respir Cell Mol Biol. 49 (4), 503-510 (2013).
  33. Misharin, A. V., et al. Monocyte-derived alveolar macrophages drive lung fibrosis and persist in the lung over the life span. J Exp Med. 214 (8), 2387-2404 (2017).
  34. Tighe, R. M., et al. Improving the quality and reproducibility of flow cytometry in the lung. An official American Thoracic Society workshop report. Am J Respir Cell Mol Biol. 61 (2), 150-161 (2019).
  35. Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and fixation methods useful in mouse lung cancer research. J Vis Exp. 102, e52964 (2015).
  36. Adamson, I. Y., Bowden, D. H. The pathogenesis of bleomycin-induced pulmonary fibrosis in mice. Am J Pathol. 77 (2), 185-197 (1974).
  37. Southam, D. S., Dolovich, M., O'byrne, P. M., Inman, M. D. Distribution of intranasal instillations in mice: Effects of volume, time, body position, and anesthesia. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 282 (4), L833-L839 (2002).
  38. Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy. J Appl Physiol (1985). 90 (3), 1111-1117 (2001).
  39. Schrier, D. J., Kunkel, R. G., Phan, S. H. The role of strain variation in murine bleomycin-induced pulmonary fibrosis. Am Rev Respir Dis. 127 (1), 63-66 (1983).
  40. Hecker, L., et al. Reversal of persistent fibrosis in aging by targeting nox4-nrf2 redox imbalance. Sci Transl Med. 6 (231), 231ra247 (2014).
  41. Chaudhary, N. I., Schnapp, A., Park, J. E. Pharmacologic differentiation of inflammation and fibrosis in the rat bleomycin model. Am J Respir Crit Care Med. 173 (7), 769-776 (2006).
  42. Kim, S. N., et al. Dose-response effects of bleomycin on inflammation and pulmonary fibrosis in mice. Toxicol Res. 26 (3), 217-222 (2010).
  43. Wells, A. U., Denton, C. P. Interstitial lung disease in connective tissue disease--mechanisms and management. Nat Rev Rheumatol. 10 (12), 728-739 (2014).
  44. Idiopathic Pulmonary Fibrosis Clinical Research Network. Prednisone, azathioprine, and n-acetylcysteine for pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 366 (21), 1968-1977 (2012).
  45. Raghu, G., et al. An official ATS/ERS/JRS/ALAT statement: Idiopathic pulmonary fibrosis: Evidence-based guidelines for diagnosis and management. Am J Respir Crit Care Med. 183 (6), 788-824 (2011).
  46. Kolb, M., et al. Differences in the fibrogenic response after transfer of active transforming growth factor-beta1 gene to lungs of "fibrosis-prone" and "fibrosis-resistant" mouse strains. Am J Respir Cell Mol Biol. 27 (2), 141-150 (2002).
  47. Sisson, T. H., et al. Targeted injury of type ii alveolar epithelial cells induces pulmonary fibrosis. Am J Respir Crit Care Med. 181 (3), 254-263 (2010).
  48. Pierce, E. M., et al. Therapeutic targeting of cc ligand 21 or cc chemokine receptor 7 abrogates pulmonary fibrosis induced by the adoptive transfer of human pulmonary fibroblasts to immunodeficient mice. Am J Pathol. 170 (4), 1152-1164 (2007).

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Weitere Artikel entdecken

Diesen Monat in JoVEAusgabe 219

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Kontakt

BIBLIOTHEKS-EMPFEHLUNG

JoVE-Newsletter

Forschung

Lehre

Autoren

Bibliothekare

ÜBER JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten