Produziert von Loredana Manfra des Instituts für Umweltschutz und Forschung (ISPRA-Department of Environmental Quality Monitoring) und Federica Savorelli der Landesanstalt für Umweltschutz (Emilia-Romagna, Italien). Referenz Mitglieder für die Sub-Arbeitsgruppe für die Artemia Krustentier innerhalb der biologischen Methoden Group - Salzwasser / Brackwasser und Sediment des Unichim Kommission auf die Wasserqualität (das Institut für technische Standardisierung Betriebssystem in der chemischen Industrie). Videographie und Bearbeitung von Marco Pisapia von Ispra (Web-Unit). Die Produktion Koordination von Anna Maria Cicero und Erika Magaletti von Ispra (Department of Environmental Quality Monitoring). Wir möchten das regionale Amt für Umweltschutz der Emilia-Romagna, Ferrara Branch, die biologische Methode Gruppe danken - Salzwasser / BrackwasserWasser und Sediment des Unichim Kommission für Wassergüte-und Luciana Migliore, der Universität Tor Vergata (Rom) für die gute Zusammenarbeit; Rossella Boscolo und Massimo Gabellini von Ispra (Abteilung für Prävention und Abmilderung der Auswirkungen) für ihre finanzielle Unterstützung; Fabio Matassa und dem London School of Languages ​​in Rom für ihre sprachliche Unterstützung.

1. Method Standard Unsere Tests schließt ein, dass Artemia Larven auf ein Intervall von Stoffkonzentrationen oder einer Probe zum Zwecke der Bestimmung der Konzentration oder Verdünnung Ebenen, die den Tod von 50% der Organismen (LC 50) über 14 Tage ausgesetzt wäre und die die Bedingungen definiert nach diesem Verfahren. Wenn nötig und möglich, kann die folgende ermittelt werden: a) die Konzentration, die den Tod von 20% der Organismen ausgesetzt (LC 20) bewirkt, b) die höchste Konzentration analysiert Ebene, die nicht ermittelt, eine höhere Sterblichkeitsrate als die von Die negative Kontrolle (NOEC), die niedrigste getestete Konzentration, die bestimmt, nach 14 Tagen, eine höhere Sterblichkeit als die der Negativ-Kontrolle (LOEC). 2. Testing Materials 2,1 Artemiaeier Um Tests durchzuführen, Artemia franciscana </em&gt; Larven von weniger als 48 Stunden alt (Nauplien) sind erforderlich, bei Stadium II oder III, erhalten von frisch geschlüpften Eiern 5. Zertifizierte Eier oder Zysten eingesetzt, um Tests zu unterstützen sind im Handel erhältlich, zB von der Quality Assurance Research Division, US Environmental Protection Agency, Cincinnati OH 45268, USA oder aus dem Labor für biologische Forschung in Wasserverschmutzung, Universität Gent, Belgien. 2,2 Wasserverdünnung Synthetische Salzwasser kann als Verdünnungswasser verwendet werden, hergestellt durch Lösen von anerkannter analytischer Qualität Reagenzien oder eine kommerziell erhältliche Formulierung in destilliertem oder deionisiertem Wasser. Salz Mischungen für die Erstellung der ideale Salzwasser sind kommerziell erhältlich, zB die Instant Ocean Mischungen. Es wird eine Verdünnung Wasser mit einem Salzgehalt von 35 (± 2) empfohlen Netzteil sowie eine Konzentration an gelöstem Sauerstoff von mehr als 80% des Wertes der Sättigung und einer Temperatur von 25 (± 2) unddeg; C Nach Belüftung für 48 Stunden Filtration Filter mit einer Porosität von mindestens 0,45 um, kann die Verdünnung für maximal 30 Tage lang im Dunkeln bei einer Temperatur von 0-4 ° C gelagert werden 2,3 Algenkultur Es wird empfohlen, Testorganismen ernähren sich von Dunaliella tertiolecta Mikroalgen, die exponentiell wachsen und erreichen Dichten von 1.3x10 6 sind - 2.0x10 6 Zellen / ml. Testen auf Umweltproben erfordert Kulturen mit einer Dichte höher als 2.0x10 6 Zellen / ml 6. Es wird vorgeschlagen, Dunaliella tertiolecta in einem Kulturmedium, enthaltend Meerwasser wächst (30 (± 2) Netzteil und 20 (± 1) ° C) mit Zusatz von Nährstoffen, Mineralien und Vitamine. Einige Angaben über die Algen-Medien Zusammensetzung und Herstellung sind in der Anlage berichtet. Die ersten Zelldichte wird vorgeschlagen, etwa 10 5 Zellen / ml betragen. Die Algenkultur wird in einer gepflegtenRaumthermostat auf 20 (± 1) ° C, beleuchtet mit Leuchtstofflampen 3000 (± 300) lx, mit einer Photoperiode Verhältnis von 16 Stunden Licht und 8 Stunden Dunkelheit. Andere Phytoplanktonarten könnte auch für die Fütterung verwendet werden, aber es wäre notwendig, um vergleichende Untersuchungen mit diesen Phytoplanktonarten machen, um die &quot;gleichwertig&quot; Spezies Dunaliella tertiolecta finden, weil die experimentellen Bedingungen (z. B. anfängliche Zelldichten, Beleuchtung, Temperatur, Zusammensetzung der Kulturmedien und Belichtungszeit) variiert zwischen Phytoplankton-Arten. Neben der Toleranz der Mikroalgen auf verschiedene Schadstoffe berücksichtigt werden muss, weil die Schadstoff-Auswirkungen auf das Wachstum und die Entwicklung des Phytoplanktons Auswirkungen auch auf die Artemia. 2,4 Referenzstoff Als Referenzsubstanz bei diesem Test ist Natriumdodecylsulfat. 2,5 Laborglas <ol><li> Testen Behältern einschließlich 100 ml Borosilikatglas Becher (18 bis 18 Tests und Lösungen für die Übertragung durchzuführen). </li><li> Ein Kolben (zB 500 ml-Kolben), um die Standard-Lösung herzustellen. </li><li> Sechs Flaschen (zB 200 ml-Kolben), die Lösungen für die Prüfung vorzubereiten. </li><li> Glas oder Polystyrol mit 5 cm Durchmesser Petrischalen mit abnehmbaren Bezügen, um für die Aktivierung der Zysten und Übertragen von Artemia aus dem Schlüpfen Gericht auf die Prüfung von Behältern verwendet werden. </li><li> Glas Pasteur Pipette (mit Tipps von Flamme gerundet) für die Übertragung der Nauplien. </li><li> Glas oder Kanülen Pasteur 3 ml Einweg-Kunststoff-Pipetten (zu schneidenden) zur Übertragung von Artemia. </li><li> Mikropipetten und Messpipetten zur Herstellung der Testlösungen. </li><li> Sechs Messzylinder (z. B. 50 ml Flaschen) zur Übertragung von Testlösungen aus den Flaschen zu ter testet Container. </li></ol> 3. Zyste Aktivierung 3.1. Petrischalen mit Zysten + Gießen von Wasser Um Testorganismen zu erzeugen, werden 20 mg von Zysten in eine Petrischale mit 12 ml Verdünnungswasser 48 Stunden vor dem Test gestellt. 3.2. Die Inkubation in dem Licht und der Dunkelheit Die Petrischale wird auf 25 (± 2) ° C und bei einer 4000 (± 1000) Lux (Lumen pro Quadratmeter) Lichtintensität für eine Stunde. 3.3. Ersetzen des Mediums mit dem Mikroskop Nach 24 Stunden werden die schlüpfenden Larven in eine neue Petrischale mit künstlichen Wasser gefüllt sind. Die Übertragung erfolgt mit Hilfe des Mikroskops, dh mit einer Lichtquelle, so dass die Schraffur, phototrope Larven in Richtung des Lichtstrahls zu migrieren. Ein Glas Pasteur Pipette wird verwendet, um den Transfer zu machen, dass nur die im Entstehen begriffene Larven are übertragen und nicht die Zysten oder die Larven noch in Membranen. 3.4. Inkubation im Dunkeln Die Schale mit den Larven in einem dunklen thermostatischen Kammer für 24 Stunden bei 25 (± 2) ° C 4. Erstellung von Lösungen für die Werkstoffprüfung 4.1. Wiegen der Substanz + in den Kolben übertragen Es wird empfohlen, dass die Standard-Lösung für die Testsubstanz durch Auflösen von 0,5 g des Materials in einen 500 ml-Kolben hergestellt wird. Der Kolben wird mit entionisiertem oder destilliertem Wasser gefüllt und die Lösung wird gerührt, bis die Testsubstanz vollständig gelöst ist. Lösungen müssen zum Zeitpunkt der Verwendung hergestellt werden, wenn es nicht bekannt, ob die Substanz in Lösung stabiles. In diesem Fall kann die Standard-Lösung bis zu zwei Tage vor dem Testen hergestellt werden. 4.2. Vorbereiten der Negativ-Kontrolle, indem Verdünnungswasser und Algen with der 10 ml Pipette Die negative Kontrolle wird in einen Kolben (z. B. 200 ml Volumen) mit indem ein Aliquot des Algensuspension dem Verdünnungswasser so daß eine Dichte von 10 5 Zellen / ml erhalten wird hergestellt. 4.3. Vorbereitung der Lösungen für die Prüfung: Zugabe von Verdünnung Wasser, Algen-und Standard-Lösung Es wird vermutet, dass Lösungen für die Prüfung in fünf 200-ml-Flaschen werden durch Hinzufügen der Standard-Lösung für das Verdünnungswasser in den Mengen, so dass die gewünschten Konzentrationen zum Testen erhalten angegeben wird vorbereitet. Um die Organismen ernähren, kann Aliquots einer Dunaliella tertiolecta Mikroalgen Suspension verwendet werden und hinzugefügt werden eine Dichte von 10 5 Zellen / ml zu erreichen, wenn Lösungen für die Prüfung vorbereitet werden. Die folgende Reihenfolge der Zugabe wird empfohlen: Verdünnungswasser, Algensuspension und Standard-Lösung. Nach der Vorbereitung der Lösungen für die Prüfung, sie müssen in dem Test verwendet so bald wie möglich werden. 4.4. Übertragen von Lösungen aus dem Kolben zu den Tests Container, dann zu den Petrischalen Gleiche Mengen (50 ml) der Test-Lösungen befinden sich im testing-Container unter Verwendung der Messzylinder eingeführt. Drei Repliken für jede Konzentration hergestellt werden. Für jede Reihe von Tests wird eine Steuerung Behälter mit einer Menge von Verdünnungswasser gleich dem Volumen der Testlösungen hergestellt. Gleiche Volumina (ca. 12 ml) der Testlösungen werden in die Petrischalen eingeführt. Für jede Testreihe wird eine Kontrolle Petrischale verwendet. 5. Vorbereitung für die Prüfungen 5.1. Nauplien auf der Bühne II-III Achtundvierzig Stunden nach der Aktivierung Zyste, erreichen die Nauplien die II-III Larvenstadium und sind dann einsetzbar für die Prüfung. 5.2. Nauplien Transfer in die Petrischalen mit dem Mikroskop Die Petrischale für Zyste verwendet<html> Aktivierung wird der thermostatischen Kammer entnommen. Eine kleine Menge der Larven werden in die Petrischalen mit der Steuerung und die Lösungen für die Prüfung übertragen. Diese Aufgabe ist mit dem Mikroskop unter Verwendung einer Pipette ausreichend großen Durchmesser, so dass die Organismen nicht beschädigt werden durchgeführt werden. In dieser Phase des Tests, kann die Übertragung mit einer Pasteurpipette aus Glas (mit Spitze von Flamme gerundet) und eine seitlich angeordnete Lichtquelle, die den Artemia ermutigt zu aggregieren durchgeführt werden. 5.3. Nauplien Transfer von den Petrischalen in die Test-Container mit dem Mikroskop Zehn Larven werden von den Testlösungen Petrischalen zu den Tests Container übertragen. Auch dieser Vorgang muss unter Verwendung des Pasteur-Pipette und Mikroskop durchgeführt werden. Es wird empfohlen, dass ein Volumen von 1 ml während der Passage der Larven übertragen wird nicht auf das Gesamtvolumen des Testsystems beeinflussen. e_step &quot;&gt; 5.4. Full Container mit Parafilm bedeckt Die Prüfung Bechergläser werden mit Parafilm (wobei ein Spalt für den Luftdurchgang) bedeckt, und bei einer Temperatur von 25 (± 2) ° C für die gesamte Dauer des Tests und bei einer Beleuchtungsstärke von 900 (± 100) lx einer Photoperiode Verhältnis von 14 Stunden Licht und 10 Stunden Dunkelheit. 6. Ersetzen des Mediums und Nahrungsergänzung 6.1. Überlebensrate Kontrolle Zwei Tage nach dem Test begonnen hat, und dann nach 5, 7, 9, und 12 Tage, wird der Artemia unter dem Mikroskop, um die Überlebensrate zu überprüfen und die mittel-und die Nahrungsergänzungsmittel ersetzen beobachtet. Anzahl der lebenden Organismen wird in jedem Test-Container gezählt. Nach Beobachtung unter dem Mikroskop und leichte mechanische Reize (zB Berührung der Larven mit einem Glas Pasteurpipette) Organismen handelt, die mit etwas Bewegung für ca. 10 seconds sollte als tot betrachtet werden. 6.2. Herstellung einer Testlösung Es werden Algen Abtastung mit einer 10 ml-Pipette und die Entnahme von diesem Stoff mit einer Mikropipette getestet werden. Übertragen von Lösungen aus dem Kolben zu den Test-Container Während des Tests müssen die Testlösungen regelmäßig ausgetauscht werden, und bereitete in selben Tag wie sie verwendet werden sollen. Die Testlösungen werden von der Standard-Lösung vorher zubereitet wird. 6.3. Artemia Übertragung unter Verwendung eines Cut Pasteurpipette aus den alten Test-Container auf die drei neuen Container Die Übertragung von Artemia wird unter Verwendung einer Pipette mit einer ausreichend großen Durchmesser, um nicht die Organismen beschädigen durchgeführt. Während dieser Phase kann ein 3-ml-Kunststoff-Pasteurpipette (zu schneidenden) verwendet werden. 6.4. Larven in einem Becher, die entweder lebende oder tote Artemia Nach 1<html> 4 Tage der Exposition am Ende des Tests wird die Anzahl der überlebenden Larven gezählt und aufgezeichnet auf dem Arbeitsblatt. LC 50 und / oder LC-20, sind NOEC und LOEC bei 14 Tagen, berechnet und aufgezeichnet sowie Konfidenzintervall bei 95% gegebenenfalls und Berechnungsmethoden. 7. Repräsentative Ergebnisse Am Ende des Tests (14 Tage), wird der Prozentsatz an Mortalität bei jeder Konzentration, gemäß der folgenden Formel: (M s / N) * 100 Wo: M s ist gestorben durchschnittliche Anzahl der Individuen in der analysierten Probe N die Anzahl der exponierten Personen Tabelle 1 zeigt ein Beispiel von Daten eines Tests (14d) mit Artemia ausgesetzt Natriumdodecylsulfat. <table border="1"><tbody><tr><td> Konzentrationen (mg / l) </td>&quot;&gt; Anzahl der verstorbenen Personen in jedem Replikat </td><td> Mortalität (%) </td></tr><tr><td></td><td> Ich </td><td> II </td><td> III </td><td></td></tr><tr><td> Negative Kontrolle </td><td> 0 </td><td> 2 </td><td> 1 </td><td> 10 </td></tr><tr><td> 1,56 </td><td> 1 </td><td> 2 </td><td> 0 </td><td> 10 </td></tr><tr><td> 3,12 </td><td> 2 </td><td> 0 </td><td> 2 </td><td> 13 </td></tr><tr><td> 6,25 </td><td> 3 </td><td> 2 </td><td> 3 </td><td> 27 </td></tr><tr><td> 12,5 </td><td> 8 </td><td> 9 </td><td> 10 </td><td> 90 </td></tr><tr><td> 25,0 </td><td> 10 </td><td> 10 </td><td> 10 </td><td> 100 </td></tr><tr><td> 50,0 </td><td> 10 </td><td> 10 </td><td> 10 </td><td> 100 </td></tr></tbody></table> Außerdem bestimmen dieLC 50-Wert durch eine graphische Gauss-logarithmischer Auftragung oder mit geeigneten statistischen Methoden (zB Spearman-Karber oder Probit-Methode). Die Berechnung der LC 50 für die Daten der Tabelle 1 ist 8,18 (7,15-9,37) mg / l beträgt. Falls die maximale Konzentration eine niedrigere Mortalitätsrate von 50% verursacht getestet, sollten Sie nicht auf die Berechnung der LC 50-Wert, der dann wäre unzuverlässig oder gar nicht berechenbar vorzugehen. In diesem Fall wäre jedoch sinnvoll sein, den Test durch die Verlängerung der Bereich der getesteten Konzentrationen zu wiederholen. Alternativ wird die LC 50-Wert richtiger als größer als die höchsten getesteten Konzentration exprimiert, was möglicherweise auf den Prozentsatz der Mortalität bei der höchsten getesteten Konzentration und die höchste Konzentration entsprechend einer nicht durch. Die Ergebnisse werden als gültig angesehen, wenn am Ende der Prüfung die folgenden Bedingungen erfüllt sind: <ol class="lalpha"><li> des Steuerelements durchschnittliche Sterblichkeitsrate≤ 20%; </li><li> wobei mit Natriumdodecylsulfat, die LC 50 nach 14 Tagen in der 8,0 (± 5) mg / l Intervall enthalten. </li></ol> Wenn die oben genannten Bedingungen nicht erfüllt wurden, sollten alle Daten mit der gleichen Charge von Organismen gewonnen als ungültig betrachtet und Tests wiederholt.

<ol>
	<li>Togulga, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Short-Term+Toxicity+of+Two+Toxicants+to+Artemia+Nauplii.">The Short-Term Toxicity of Two Toxicants to Artemia Nauplii.</a> Tr. J. of Zoology. 22, 259-266 (1998).</li><li>Persoone, G., Wells, P. G., Sorgeloos, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Artemia+in+aquatic+toxicology:+a+review.">Artemia in aquatic toxicology: a review.</a> Artemia Research and its Applications. Morphology, Genetics, Strain characterization Toxicology. , 259-275 (1987).</li><li>Nunes, B. S., Carvalho, F. D., Guilhermino, L. M., Stappen, G. V. a. n. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+the+genus+Artemia+in+ecotoxicity+testing.">Use of the genus Artemia in ecotoxicity testing.</a> Envir. Poll. 144, 453-462 (2006).</li><li>APAT IRSA-CNR. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Metodi analitici per le acque Manuali e Linee guida 29/2003. Terzo Metodo, 8060 (2003).</li><li>Sorgellos, P., Wielen, C. R. e. m. i. c. h. e. -. V. a. n. D. e. r., Persoone, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+Artemia+nauplii+for+toxicity+tests+â€“+a+critical+analysis.">The use of Artemia nauplii for toxicity tests â€“ a critical analysis.</a> Ecotox. Env. Saf. 2, 249-255 (1978).</li><li>Savorelli, F., Palazzi, D., Gorbi, G., Invidia, M., Sei, S., Magaletti, E., Manfra, L., Gelli, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Set+up+of+a+standard+methodology+for+14-day+bioassay+on+Artemia+franciscana+and+A.+parthenogenetica.">Set up of a standard methodology for 14-day bioassay on Artemia franciscana and A. parthenogenetica.</a> Biol. Amb. 21, 27-36 (2007).</li><li>Brix, K. V., Cardwell, R. D., Adams, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+toxicity+of+arsenic+to+the+Great+Salt+Lake+brine+shrimp,+Artemia+franciscana.">Chronic toxicity of arsenic to the Great Salt Lake brine shrimp, Artemia franciscana.</a> Ecotox. Environ. Saf. 54, 169-175 (2003).</li><li>Brix, K. V., Deforest, D. K., Cardwell, R. D., Adams, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Derivation+of+a+chronic+site-specific+water+quality+standard+for+selenium+in+the+Great+Salt+Lake,+Utah,+USA.">Derivation of a chronic site-specific water quality standard for selenium in the Great Salt Lake, Utah, USA.</a> Environ. Toxicol. Chem. 23, 606-612 (2004).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Qualit&#225;+dell'acqua+-+Determinazione+della+tossicit&#225;+letale+a+14+giorni+con+Artemia+franciscana+(Crustacea:+Anostraca).">Qualit&#225; dell'acqua - Determinazione della tossicit&#225; letale a 14 giorni con Artemia franciscana (Crustacea: Anostraca).</a> Commissione UNICHIM "Qualit&#225; dell'acqua" Gruppo di Lavoro "Metodi Biologici" Sottogruppo "Acque salate/salmastre e sedimenti". , (2010).</li><li>Varo, I., Navarro, J. C., Amat, F., Guilhermino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterisation+of+cholinesterases+and+evaluation+of+the+inhibitory+potential+of+chlorpyrifos+and+dichlorvos+to+Artemia+salina+and+Artemia+parthenogenetica.">Characterisation of cholinesterases and evaluation of the inhibitory potential of chlorpyrifos and dichlorvos to Artemia salina and Artemia parthenogenetica.</a> Chem. 48, 563-569 (2002).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Artemia ist eine der wertvollsten Testorganismen für Ökotoxizitätsuntersuchungen und Forschung bisher getan erlaubt uns zu behaupten, dass es möglich ist, mehrere Optionen im Zusammenhang mit Artemia Einsatz in Toxikologie und Ökotoxikologie zu erhalten. Die Merkmale, die diesen Organismus verwandeln in eine geeignete Arten für Bioassays sind: eine breite geografische Streuung, hohe Anpassungsfähigkeit an widrige Umgebungsbedingungen und abwechslungsreiche Nährstoffe, relativ einfachen Labor-Ku...

Produziert von Loredana Manfra des Instituts für Umweltschutz und Forschung (ISPRA-Department of Environmental Quality Monitoring) und Federica Savorelli der Landesanstalt für Umweltschutz (Emilia-Romagna, Italien). Referenz Mitglieder für die Sub-Arbeitsgruppe für die Artemia Krustentier innerhalb der biologischen Methoden Group - Salzwasser / Brackwasser und Sediment des Unichim Kommission auf die Wasserqualität (das Institut für technische Standardisierung Betriebssystem in der chemischen Industrie). Videographie und Bearbeitung von Marco Pisapia von Ispra (Scientific Advisory and Documentation Services). Die Produktion Koordination von Anna Maria Cicero und Erika Magaletti von Ispra (Department of Environmental Quality Monitoring). Wir möchten das regionale Amt für Umweltschutz der Emilia-Romagna danken, Ferrara Branch und dem BIOLOGiCal Methods Group - Salzwasser / Brackwasser und Sediment des Unichim Kommission auf die Wasserqualität für die gute Zusammenarbeit; Rossella Boscolo und Massimo Gabellini von Ispra (Abteilung für Prävention und Abmilderung der Auswirkungen) für ihre finanzielle Unterstützung, und die London School of Languages ​​in Rom für ihre sprachliche Unterstützung. <table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Produktnummer </td></tr><tr><td> Natriumdodecylsulfat </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> L4390 </td></tr></tbody></table> Anhang Die Algen-Medien muss unter Verwendung analytischer Qualität Reagenzien werden. Ein Liter der Nährlösung durch Auflösen von 300 g NaNO 3, 30 g KH 2 PO 4 und 20 g NH 4 Cl in destilliertem Wasser hergestellt. Vier erste Lösungen (A, B, C, D) Von Mineralien werden wie folgt hergestellt: <ul><li> Ein Liter der Lösung &quot;A&quot; mit 30 g ZnSO 4 H 2 O, 25 g CuSO 4 5 H 2 O, 30 g CoSO 4 7 H 2 O und 20 g MnSO 4 H 2 O in destilliertem Wasser; </li><li> Ein Liter der Lösung &quot;B&quot; mit 50 g FeCl 3 • 6 H 2 O in destilliertem Wasser; </li><li> Ein Liter der Lösung &quot;C&quot; mit 25 g Na 2 MoO 4 • 2 H 2 O in destilliertem Wasser; </li><li> Ein Liter der Lösung &quot;D&quot; mit 50 g Na 2 EDTA di • 2 H 2 O in destilliertem Wasser. </li></ul> Ein Liter einer endgültigen Lösung von Mineralien (Lösung &quot;E&quot;) erhalten Zugeben von Teilmengen der oben genannten Lösungen zu destilliertem Wasser. Die folgende Reihenfolge der Zugabe wird empfohlen: 100 ml Lösung &quot;D&quot;, 10 ml Lösung &quot;C&quot;, 10 ml der Lösung &quot;B&quot; und 10 ml Lösung &quot;A&quot;. Drei Initiativenl Lösungen (F, G, H) von Vitaminen werden wie folgt hergestellt: <ul><li> Ein Liter der Lösung &quot;F&quot;, die 100 mg Biotin in destilliertem Wasser; </li><li> Ein Liter der Lösung &quot;G&quot;, die 10 g Thiamin in destilliertem Wasser; </li><li> Ein Liter der Lösung &quot;H&quot; mit 100 mg Cobalamin in destilliertem Wasser. </li></ul> Ein Liter einer endgültigen Lösung der Vitamine (Lösung &quot;I&quot;) wird erhalten Zugabe von 10 ml der drei ersten Lösungen für destilliertes Wasser. Ein Liter der Algen Medien wird durch Auflösen von 1 ml der Nährlösung, 1 ml der mineralischen endgültige Lösung (Lösung &quot;E&quot;) und 1 ml der Vitamin endgültige Lösung (Lösung &quot;I&quot;) in Meerwasser hergestellt. Diese letztere kann durch Lösen analysenreine Qualität Reagenzien oder eine kommerziell erhältliche Formulierung in destilliertem oder entionisiertem Wasser erhalten werden. Salz Mischungen für die Erstellung der ideale Salzwasser sind kommerziell erhältlich, zB die Instant Ocean Mischungen. Jedoch ist zu empfehlenDed die Verwendung eines Meerwasser mit einem Salzgehalt von 30 (± 2) Netzteil und Temperatur von 20 (± 1) ° C

long-term lethal toxicity test with the crustacean artemia franciscana

Unsere Forschungsaktivitäten gezielt den Einsatz von biologischen Methoden zur Beurteilung der Umweltqualität, insbesondere in Bezug auf Salzwasser / Brackwasser und Sediment. Die Wahl des biologischen Indikatoren müssen auf zuverlässigen wissenschaftlichen Erkenntnissen beruhen und möglicherweise auf die Verfügbarkeit von standardisierten Verfahren. In diesem Artikel präsentieren wir ein standardisiertes Protokoll, das die Marine Krustentier Artemia verwendet, um die Toxizität von Chemikalien und / oder der Meeresumwelt Matrizen zu bewerten. Die Wissenschaftler schlagen vor, den Artemia (Artemia) ein geeigneter Kandidat für die Entwicklung eines Standard-Bioassay für die weltweite Nutzung ist. Eine Reihe von Arbeiten über die toxischen Wirkungen von verschiedenen Chemikalien und Schadstoffen auf Artemia (Artemia) veröffentlicht worden. Der große Vorteil dieses Krustentier für Studien zur Toxizität ist die allgemeine Verfügbarkeit der trockenen Zysten, diese können sofort in Tests verwendet werden und schwierige Anbau wird nicht verlangt <sup&gt; 1,2. Cyst-basierte Toxizitätstests sind billig, sind ständig verfügbar, einfach und zuverlässig und damit eine wichtige Antwort auf die Bedürfnisse von Routine-Screening Toxizität, für industrielle Überwachungs-Anforderungen für regulatorische Zwecke oder 3. Das vorgeschlagene Verfahren umfasst die Mortalität als Endpunkt. Die Zahl der Überlebenden wurden gezählt und Prozentsatz der Todesfälle wurden berechnet. Die Larven wurden als tot, wenn sie nicht zeigen alle internen oder externen Bewegung während mehreren Sekunden der Beobachtung 4. Dieses Verfahren war standardisierten Tests eine Referenzsubstanz (Natriumdodecylsulfat); Einige Ergebnisse sind in dieser Arbeit berichtet. Dieser Artikel begleitet ein Video, das die Leistung des Verfahrensrechts Toxizitätstests beschreibt, in der alle Schritte im Zusammenhang mit dem Protokoll.

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Long-term Lethal Toxicity Test with the Crustacean Artemia franciscana

Diese Studie bezieht sich auf die Entwicklung und Standardisierung eines wertvollen methodischen Protokoll, um langfristig (14 Tage) letale Toxizität von chemischen Substanzen, industrielles Abwasser oder Abwasser und flüssigen Umweltproben auf dem Salzwasser Krustentier ausgeübt zu bestimmen,<em&gt; Artemia franciscana</em&gt;.

Langfristige letale Toxizität Test mit dem Krustentier Artemia franciscana</em

Our research activities target the use of biological methods for the evaluation of environmental quality, with particular reference to saltwater/brackish ...

long-term-lethal-toxicity-test-with-the-crustacean-artemia-franciscana

Research

JoVE Journal

Biology

Long-term Lethal Toxicity Test with the Crustacean Artemia franciscana

19.4K Aufrufe.  Institute for Environmental Protection and Research. Diese Studie bezieht sich auf die Entwicklung und Standardisierung eines wertvollen methodischen Protokoll, um langfristig (14 Tage) letale Toxizität von chemischen Substanzen, industrielles Abwasser oder Abwasser und flüssigen Umweltproben auf dem Salzwasser Krustentier ausgeübt zu bestimmen, Artemia franciscana.

Serie: Long-term Lethal Toxicity Test with the Crustacean Artemia franciscana

Long-term Imaging Mammalian Cells using Wide-Field Microscopy

Langfristige Imaging Säugetierzellen mit Wide-Field-Mikroskopie

Forschung

Biologie

Long-term Culture of Human Breast Cancer Specimens and Their Analysis Using Optical Projection Tomography

Breast cancer is a leading cause of mortality in the Western world. It is well established that the spread of breast cancer, first locally and later distally, is a major factor in patient prognosis. Experimental systems of breast cancer rely on cell lines usually derived from primary tumours or pleural effusions. Two major obstacles hinder this research: (i) some known sub-types of breast cancers (notably poor prognosis luminal B tumours) are not represented within current line collections; (ii) the influence of the tumour microenvironment is not usually taken into account.
We demonstrate a technique to culture primary breast cancer specimens of all sub-types. This is achieved by using three-dimensional (3D) culture system in which small pieces of tumour are embedded in soft rat collagen I cushions. Within 2-3 weeks, the tumour cells spread into the collagen and form various structures similar to those observed in human tumours1. Viable adipocytes, epithelial cells and fibroblasts within the original core were evident on histology. Malignant epithelial cells with squamoid morphology were demonstrated invading into the surrounding collagen. Nuclear pleomorphism was evident within these cells, along with mitotic figures and apoptotic bodies.
We have employed Optical Projection Tomography (OPT), a 3D imaging technology, in order to quantify the extent of tumour spread in culture. We have used OPT to measure the bulk volume of the tumour culture, a parameter routinely measured during the neo-adjuvant treatment of breast cancer patients to assess response to drug therapy. 
Here, we present an opportunity to culture human breast tumours without sub-type bias and quantify the spread of those ex vivo. This method could be used in the future to quantify drug sensitivity in original tumour. This may provide a more predictive model than currently used cell lines.

We have developed a collagen-based in vitro assay which promotes proliferation and invasion from samples of all breast cancer subtypes. Optical Projection Tomography, a three dimensional microscopy technique was utilised to visualise and quantify tumour expansion. This assay may be used to quantify drug response of individual tumour samples.

Langfristige Culture of Human Breast Cancer Proben und deren Analyse mit Hilfe von optischen Projektion Tomography

Breast cancer is a leading cause of mortality in the Western world. It is well established that the spread of breast cancer, first locally and later ...

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue patterning. During animal development, key cell proliferation and patterning events occur very quickly. For instance, in Caenorhabditis elegans all cell divisions required for the larval body plan are completed within six hours after fertilization, with seven mitotic cycles1; the sixteen or more mitoses of Drosophila embryogenesis occur in less than 24 hr2. In contrast, cell divisions during plant development are slow, typically on the order of a day 3,4,5 . This imposes a unique challenge and a need for long-term live imaging for documenting dynamic behaviors of cell division and differentiation events during plant organogenesis. Arabidopsis epidermis is an excellent model system for investigating signaling, cell fate, and development in plants. In the cotyledon, this tissue consists of air- and water-resistant pavement cells interspersed with evenly distributed stomata, valves that open and close to control gas exchange and water loss. Proper spacing of these stomata is critical to their function, and their development follows a sequence of asymmetric division and cell differentiation steps to produce the organized epidermis (Fig. 1).
This protocol allows observation of cells and proteins in the epidermis over several days of development. This time frame enables precise documentation of stem-cell divisions and differentiation of epidermal cells, including stomata and epidermal pavement cells. Fluorescent proteins can be fused to proteins of interest to assess their dynamics during cell division and differentiation processes. This technique allows us to understand the localization of a novel protein, POLAR6, during the proliferation stage of stomatal-lineage cells in the Arabidopsis cotyledon epidermis, where it is expressed in cells preceding asymmetric division events and moves to a characteristic area of the cell cortex shortly before division occurs. Images can be registered and streamlined video easily produced using public domain software to visualize dynamic protein localization and cell types as they change over time.

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

We describe a protocol using chamber slides and media to immobilize plant cotyledons for confocal imaging of the epidermis over several days of development, documenting stomatal differentiation. Fluorophore-tagged proteins can be tracked dynamically by expression and subcellular localization, increasing understanding of their possible roles during cell division and cell-type differentiation.

Langfristige, High-Resolution Konfokale Zeitraffer Bildgebung<em&gt; Arabidopsis Cotyledon</em&gt; Epidermis während der Keimung

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue ...

Multilayer Mounting for Long-term Light Sheet Microscopy of Zebrafish

Light sheet microscopy is the ideal imaging technique to study zebrafish embryonic development. Due to minimal photo-toxicity and bleaching, it is particularly suited for long-term time-lapse imaging over many hours up to several days. However, an appropriate sample mounting strategy is needed that offers both confinement and normal development of the sample. Multilayer mounting, a new embedding technique using low-concentration agarose in optically clear tubes, now overcomes this limitation and unleashes the full potential of light sheet microscopy for real-time developmental biology.

The development of zebrafish can be followed over days with light sheet microscopy when embryos are embedded in optically clear polymer tubes with low-concentration agarose.

Multilayer-Halterung für Langzeit-Licht-Mikroskopie Blatt der Zebrafisch

Light sheet microscopy is the ideal imaging technique to study zebrafish embryonic development. Due to minimal photo-toxicity and bleaching, it is ...

LarvaSPA, A Method for Mounting Drosophila Larva for Long-Term Time-Lapse Imaging

Live imaging is a valuable approach for investigating cell biology questions. The Drosophila larva is particularly suited for in vivo live imaging because the larval body wall and most internal organs are transparent. However, continuous live imaging of intact Drosophila larvae for longer than 30 min has been challenging because it is difficult to noninvasively immobilizeimmobilizing larvae for a long time. Here we present a larval mounting method called LarvaSPA that allows for continuous imaging of live Drosophila larvae with high temporal and spatial resolution for longer than 10 hours. This method involves partially attaching larvae to the coverslip using a UV-reactive glue and additionally restraining larval movement using a polydimethylsiloxane (PDMS) block. This method is compatible with larvae at developmental stages from second instar to wandering third instar. We demonstrate applications of this method in studying dynamic processes of Drosophila somatosensory neurons, including dendrite growth and injury-induced dendrite degeneration. This method can also be applied to study many other cellular processes that happen near the larval body wall.

LarvaSPA, A Method for Mounting Drosophila Larva for Long-Term Time-Lapse Imaging

This protocol describes a method for mounting Drosophila larvae to achieve longer than 10 h of uninterrupted time-lapse imaging in intact live animals. This method can be used to image many biological processes close to the larval body wall.

LarvaSPA, Eine Methode zur Montage von Drosophila Larva für Langzeit-Zeitraffer-Imaging

Live imaging is a valuable approach for investigating cell biology questions. The Drosophila larva is particularly suited for in vivo live imaging because ...

Isolation, Transfection, and Long-Term Culture of Adult Mouse and Rat Cardiomyocytes

Ex vivo culture of the adult mammalian cardiomyocytes (CMs) presents the most relevant experimental system for the in vitro study of cardiac biology. Adult mammalian CMs are terminally differentiated cells with minimal proliferative capacity. The post-mitotic state of adult CMs not only restricts cardiomyocyte cell cycle progression but also limits the efficient culture of CMs. Moreover, the long-term culture of adult CMs is necessary for many studies, such as CM proliferation and analysis of gene expression.
The mouse and the rat are the two most preferred laboratory animals to be used for cardiomyocyte isolation. While the long-term culture of rat CMs is possible, adult mouse CMs are susceptible to death and cannot be cultured more than five days under normal conditions. Therefore, there is a critical need to optimize the cell isolation and long-term culture protocol for adult murine CMs. With this modified protocol, it is possible to successfully isolate and culture both adult mouse and rat CMs for more than 20 days. Moreover, the siRNA transfection efficiency of isolated CM is significantly increased compared to previous reports. For adult mouse CM isolation, the Langendorff perfusion method is utilized with an optimal enzyme solution and sufficient time for complete extracellular matrix dissociation. In order to obtain pure ventricular CMs, both atria were dissected and discarded before proceeding with the disassociation and plating. Cells were dispersed on a laminin coated plate, which allowed for efficient and rapid attachment. CMs were allowed to settle for 4-6 h before siRNA transfection. Culture media was refreshed every 24 h for 20 days, and subsequently, CMs were fixed and stained for cardiac-specific markers such as Troponin and markers of cell cycle such as KI67.

Here, we present a protocol for the isolation, transfection, and long-term culture of adult mouse and rat cardiomyocytes.

Isolation, Transfektion und Langzeitkultur von Erwachsenenmaus und Rattenkardiomyozyten

Ex vivo culture of the adult mammalian cardiomyocytes (CMs) presents the most relevant experimental system for the in vitro study of cardiac biology. ...

Application of Passive Head Motion to Generate Defined Accelerations at the Heads of Rodents

Exercise is widely recognized as effective for various diseases and physical disorders, including those related to brain dysfunction. However, molecular mechanisms behind the beneficial effects of exercise are poorly understood. Many physical workouts, particularly those classified as aerobic exercises such as jogging and walking, produce impulsive forces at the time of foot contact with the ground. Therefore, it was speculated that mechanical impact might be implicated in how exercise contributes to organismal homeostasis. For testing this hypothesis on the brain, a custom-designed ''passive head motion'' (hereafter referred to as PHM) system was developed that can generate vertical accelerations with controlled and defined magnitudes and modes and reproduce mechanical stimulation that might be applied to the heads of rodents during treadmill running at moderate velocities, a typical intervention to test the effects of exercise in animals. By using this system, it was demonstrated that PHM recapitulates the serotonin (5-hydroxytryptamine, hereafter referred to as 5-HT) receptor subtype 2A (5-HT2A) signaling in the prefrontal cortex (PFC) neurons of mice. This work provides detailed protocols for applying PHM and measuring its resultant mechanical accelerations at rodents' heads.

The present protocol describes a custom-designed ''passive head motion'' system, which reproduces mechanical accelerations at rodents' heads generated during their treadmill running at moderate velocities. It allows dissecting mechanical factors/elements from the beneficial effects of physical exercise.

Anwendung der passiven Kopfbewegung zur Erzeugung definierter Beschleunigungen an den Köpfen von Nagetieren

Exercise is widely recognized as effective for various diseases and physical disorders, including those related to brain dysfunction. However, molecular ...

Collection and Long-Term Maintenance of Leaf-Cutting Ants (Atta) in Laboratory Conditions

Ants are one of the most biodiverse groups of animals on the planet and inhabit different environments. The maintenance of ant colonies in controlled environments enables an enriched comprehension of their biology that can contribute to applied research. This practice is usually employed in population control studies of species that cause economic loss, such as Atta ants. To cultivate their mutualistic fungus, these leaf-cutting ants collect leaves and for this are considered agricultural pests widely distributed throughout the American continent. They are highly socially organized and inhabit elaborated underground nests composed of a variety of chambers. Their maintenance in a controlled environment depends on a daily routine of several procedures and frequent care that are described here. It starts with the collection of queens during the reproductive season (i.e., nuptial flight), which are then individually transferred to plastic containers. Due to the high mortality rate of queens, a second collection can be carried out about 6 months after the nuptial flight, when incipient nests with developed fungus wad are excavated, hand-picked, and placed in plastic containers. In the laboratory, leaves are daily provided to established colonies, and ant-produced waste is weekly removed along with remaining dry plant material. As the fungus garden keeps growing, colonies are transferred to different types of containers according to the experimental purpose. Leaf-cutting ant colonies are placed in interconnected containers, representing the organizational system with functional chambers built by those insects in nature. This setup is ideal to monitor factors such as waste amount, fungus garden health, and the behavior of workers and queen. Facilitated data collection and more detailed observations are considered the greatest advantage of keeping ant colonies in controlled conditions.

Collection and Long-Term Maintenance of Leaf-Cutting Ants Atta in Laboratory Conditions

Here, a protocol is described to successfully collect and maintain healthy Atta (Hymenoptera: Formicidae) ant colonies in laboratory conditions. Additionally, different nest types and configurations are detailed together with possible experimental procedures.

Sammlung und Langzeitpflege von Blattschneiderameisen (Atta) unter Laborbedingungen

Ants are one of the most biodiverse groups of animals on the planet and inhabit different environments. The maintenance of ant colonies in controlled ...

Long-Term Culture of Individual Caenorhabditis elegans on Solid Media for Longitudinal Fluorescence Monitoring and Aversive Interventions

Caenorhabditis elegans are widely used to study aging biology. The standard practice in C. elegans aging studies is to culture groups of worms on solid nematode growth media (NGM), allowing the efficient collection of population-level data for survival and other physiological phenotypes, and periodic sampling of subpopulations for fluorescent biomarker quantification. Limitations to this approach are the inability to (1) follow individual worms over time to develop age trajectories for phenotypes of interest and (2) monitor fluorescent biomarkers directly in the context of the culture environment. Alternative culture approaches use liquid culture or microfluidics to monitor individual animals over time, in some cases including fluorescence quantification, with the tradeoff that the culture environment is contextually distinct from solid NGM. The WorMotel is a previously described microfabricated multi-well device for culturing isolated worms on solid NGM. Each worm is maintained in a well containing solid NGM surrounded by a moat filled with copper sulfate, a contact repellent for C. elegans, allowing longitudinal monitoring of individual animals. We find copper sulfate insufficient to prevent worms from fleeing when subjected to aversive interventions common in aging research, including dietary restriction, pathogenic bacteria, and chemical agents that induce cellular stress. The multi-well devices are also molded from polydimethylsiloxane, which produces high background artifacts in fluorescence imaging. This protocol describes a new approach for culturing isolated roundworms on solid NGM using commercially available polystyrene microtrays, originally designed for human leukocyte antigen (HLA) typing, allowing the measurement of survival, physiological phenotypes, and fluorescence across the lifespan. A palmitic acid barrier prevents worms from fleeing, even in the presence of aversive conditions. Each plate can culture up to 96 animals and easily adapts to a variety of conditions, including dietary restriction, RNAi, and chemical additives, and is compatible with automated systems for collecting lifespan and activity data.

Long-Term Culture of Individual Caenorhabditis elegans on Solid Media for Longitudinal Fluorescence Monitoring and Aversive Interventions

Here, we present a protocol to culture isolated individual nematodes on solid media for lifelong physiological parameter tracking and fluorescence quantification. This culture system includes a palmitic acid barrier around single-worm wells to prevent animals from fleeing, allowing the use of aversive interventions, including pathogenic bacteria and chemical stressors.

Langzeitkultur einzelner Caenorhabditis elegans auf festen Medien für longitudinales Fluoreszenzmonitoring und aversive Interventionen

Caenorhabditis elegans are widely used to study aging biology. The standard practice in C. elegans aging studies is to culture groups of worms on solid ...

Long-Term Culture and Monitoring of Isolated Caenorhabditis elegans on Solid Media in Multi-Well Devices

The nematode Caenorhabditis elegans is among the most common model systems used in aging research owing to its simple and inexpensive culture techniques, rapid reproduction cycle (~3 days), short lifespan (~3 weeks), and numerous available tools for genetic manipulation and molecular analysis. The most common approach for conducting aging studies in C. elegans, including survival analysis, involves culturing populations of tens to hundreds of animals together on solid nematode growth media (NGM) in Petri plates. While this approach gathers data on a population of animals, most protocols do not track individual animals over time. Presented here is an optimized protocol for the long-term culturing of individual animals on microfabricated polydimethylsiloxane (PDMS) devices called WorMotels. Each device allows up to 240 animals to be cultured in small wells containing NGM, with each well isolated by a copper sulfate-containing moat that prevents the animals from fleeing. Building on the original WorMotel description, this paper provides a detailed protocol for molding, preparing, and populating each device, with descriptions of common technical complications and advice for troubleshooting. Within this protocol are techniques for the consistent loading of small-volume NGM, the consistent drying of both the NGM and bacterial food, options for delivering pharmacological interventions, instructions for and practical limitations to reusing PDMS devices, and tips for minimizing desiccation, even in low-humidity environments. This technique allows the longitudinal monitoring of various physiological parameters, including stimulated activity, unstimulated activity, body size, movement geometry, healthspan, and survival, in an environment similar to the standard technique for group culture on solid media in Petri plates. This method is compatible with high-throughput data collection when used in conjunction with automated microscopy and analysis software. Finally, the limitations of this technique are discussed, as well as a comparison of this approach to a recently developed method that uses microtrays to culture isolated nematodes on solid media.

Long-Term Culture and Monitoring of Isolated Caenorhabditis elegans on Solid Media in Multi-Well Devices

Presented here is an optimized protocol for culturing isolated individual nematodes on solid media in microfabricated multi-well devices. This approach allows individual animals to be monitored throughout their lives for a variety of phenotypes related to aging and health, including activity, body size and shape, movement geometry, and survival.

Langzeitkultur und Monitoring von isolierten Caenorhabditis elegans auf festen Medien in Multi-Well-Geräten

The nematode Caenorhabditis elegans is among the most common model systems used in aging research owing to its simple and inexpensive culture techniques, ...