Diese Studie wurde von der Canadian Institutes of Health Research and Genome Canada.JS unterstützt hat Gehaltszuschüssen Auszeichnungen von der Alberta Heritage Foundationfor Medical Research, Heart and Stroke Foundation von Canadaand der kanadischen Diabetes Association. Besonderer Dank geht an Dr. David Wasserman und Bingle Bracy für die Lehre dieses Verfahren, um die Shearer Labor.

A: Chirurgische Katheterisierung von arteriellen und venösen Blutkreislauf Teil 1: arterielle und venöse Katheter Vorbereitung <ol><li> Cut 15 cm von PE-50 (Innendurchmesser 58 mm (0,023 &quot;) x einen Außendurchmesser von 0,965 mm (0,038&quot;). Schneiden Sie einen 1mm Abschnitt Silastic Schlauch (0,76 mm (0,030 &quot;) Innendurchmesser x 1,65 mm (0,065 &quot;) Außendurchmesser) für den Einsatz als einstweilige Wulst. Die einstweilige Wulst verhindert, dass die Ratte aus Herausziehen des Katheters, sobald es in Kraft ist. </li><li> Legen Sie die Spitzen der Mikro-Pinzette in das Lumen der zurückhaltenden Wulst und sanft halten die Spitzen der Pinzette auseinander zu dehnen die Öffnung größer. Mit einem weiteren Paar von Mikro-Pinzette, schieben Sie die Silastic Schlauch in das Lumen der zurückhaltenden Wulst. Sicher mit starken Klebstoff Kleber (Loctite Super Glue). Die Sicke liegen muss um den Katheter flach. Lassen Katheter zum Trocknen (24 Stunden). </li><li> Für eine 300-Gramm-Ratte, wird die Arterie line ~ 2.7cm aus dem einstweilige Perle, während die Vena line ~ 3.2cm ist. Katheter Längen von der Eindämmung von 0,5 cm für jede 100g Zunahme des Körpergewichts angepasst. Nicht Abschrägung der Kanten des Katheters, da dies Punktion des Gefäßes während der Einführung. </li><li> Unmittelbar vor der Operation, füllen Sie die Zeilen mit heparinisierten Kochsalzlösung (10U/ml), Dichtung beiden Enden mit einem Edelstahlrohr Plug-and-Platz in Ethanol (70%) zu sterilisieren. Air vor dem Einsetzen trocken. </li></ol> Teil 2: Chirurgische Vorbereitung <ol><li> Die Verfahren wurden von der University of Calgary Animal Care genehmigt und Verwenden Ausschuss und einzuhalten theCanadian Association for Laboratory Animal Science-Richtlinien für Experimente. Die unten beschriebenen Verfahren wurden an adulten männlichen Sprague-Dawley Ratten (~ 300g) durchgeführt. Alle Verfahren werden unter Isofluran durchgeführt, obwohl es möglich ist, injizierbaren Anästhetika verwenden. Alle chirurgischen Eingriffe durchgeführt werden sicherstellen aseptischen Techniken. Chirurgische Geräte, Becher und heparinisierten Kochsalzlösung sind Autoklaven sterilisiert. OP-Handschuhe, Spritzen und Wattestäbchen Applikatoren sind erhältlich beim Lieferanten sterilisiert. </li><li> Wiegen der Ratte und vermerkt das Ergebnis. Das Gewicht wird in der post-chirurgischen Überwachung der Tiere wichtig. Nur Tiere, die erneute Gewichtszunahme vor der Operation sollten für Experimente verwendet werden. Anesthetize Ratte (3% Isofluran) in Narkose ein. Halten Sie die Ratte bei ~ 2% Isofluran während der Operation mit einer Nase Kegel. Chirurgie ist in einem Gebiet, das desinfiziert Asepsis fördert durchgeführt werden. </li><li> Bereiten Sie das Tier durch das Entfernen von Haaren aus dem OP-Gebiet (Hals und Schulterblätter). Eine kleine Haarschneidemaschine oder chemische Enthaarungsmittel verwendet werden kann. Führen Sie dieses Verfahren in einem Bereich zu trennen, von wo aus die Operation durchgeführt werden soll. </li><li> Sichere Tier OP-Tisch. Stellen Sie sicher, Tier ist voll narkotisiert, indem Sie auf das Vorhandensein von Fuß / Augenreflexe. Bereiten Sie die chirurgische Seiten mit einem geeigneten Hautdesinfektionsmittel (70% Ethanol betadine Gestrüpp von 70% Ethanol, gefolgt). </li></ol> Teil 3: Chirurgie <ol><li> Machen Sie kleine vertikale Mittellinienschnitt 1cm über dem Brustbein (Pick up Haut längs medial Achse mit einer Pinzette und schneiden mit Schere oder Skalpell). </li><li> Blunt sezieren mit Mikro Pinzette auf der linken M. sternocleidomastoideus aussetzen. Reflect dieses Muskels auf ca. 1cm von der linken Halsschlagader freizulegen. Verwenden Sie Mikro-Pinzette unter Halsschlagader, um die Arterie in Position zu halten. Gently tease aus Bindegewebe aus der Halsschlagader. Es ist wichtig, den Vagusnerv aus der Arterie ohne Beschädigung entweder die Arterie oder die Nerven zu isolieren. Isolieren Sie die Arterie dann ligieren die kraniale Ende mit 4-0 Seidenfaden (diese werden verwendet, um die Halsschlagader während der Operation zu manipulieren). Hinweis: 4-0 Nähte sollten mit 70% Ethanol vor dem Gebrauch sterilisiert werden. </li><li> Spannen Sie das Gefäß mit Wellenschliff, Mikro-Pinzette. Punktion der ligierten Ende mit einer 21-Gauge VENOJECT Multi-Sample Luer Adapter. Entfernen Sie das Edelstahlrohr Stecker und vorsichtig einführen Katheter mit Hilfe einer sterilen Katheter Einführhilfe, um es in die Arterie zugeben. Die Sicherstellung der Katheter ist sicher mit einer Pinzette, teilweise Freisetzung micro Pinzette Spannen der Arterie und weiterhin Einführen des Katheters an dem Wulst. An diesem Punkt sollte die Spitze des Katheters in den Aortenbogen werden. Achten Sie darauf, Katheter loslassen, wird der Druck des Gefäßes Kraft it out. </li><li> Binden Sie zwei 4-0 Nähten sicher unter Raupe und einer oben und bestätigen, dass der Katheter Probe. Spülen Sie die Zeile mit 10U/ml heparinisierten Kochsalzlösung. Re-plug das äußere Ende des Katheters mit einem rostfreien Stahlrohr-Stecker. </li><li> Mit dem gleichen Schnitt, stumpf sezieren nach rechts externen Halsschlagader freizulegen. Isolieren Sie sorgfältig und ligieren die kraniale Ende mit Seidenfaden. Punktion der Vene mit einer 21-Gauge VENOJECT Multi-Sample Luer Adapter. Entfernen Sie das Edelstahlrohr Plug-and-Insert-Katheter mit sterilem cAtheter Einführschleuse an dem Wulst und Krawatte zwei Nähten unterhalb der Wulst. Tie ein Drittel Naht oben Wulst und bestätigen, dass es Proben. Flush mit der venösen Leitung 10U/mL heparinisierten Kochsalzlösung. Re-Stecker des externen Katheters Ende mit Edelstahlrohren Stecker. </li><li> Tunnel 14-Gauge-Nadel stumpf unter die Haut und machen Einschnitt in den Rücken zwischen den Schulterblättern. Thema der Katheter durch die Nadel, um sie an der Rückseite der Ratte exteriorisieren. Etwa 4cm der Linie sichtbar ist. Cut 0.5cm von Tygon S-50-HL Medizinische Schläuche, legen Sie sie um sowohl die exteriorisierten Katheter und sichern mit einem Band nach Bedarf (blau für Vene, rot für Arterie). Retest-Katheter, um die Durchgängigkeit zu gewährleisten, bündig und füllen sich mit 150U/ml heparinisierten Kochsalzlösung Gerinnen zu verhindern. </li><li> Schließen Sie alle Schnitte mit 3-0 Seidenfaden. Legen Ratte neigt, in vorgewärmte, saubere Käfig mit Lebensmitteln in den Boden des Käfigs. </li></ol> B: Postoperative Pflege Teil 1: unmittelbare postoperative Pflege und Überwachung <ol><li> Sobald die Ratte wieder das volle ambulante Fähigkeit und Aufmerksamkeit wieder der Ratte zu Tierhaltung. </li><li> Lassen Sie die Ratte für 3-5 Tage zu erholen. </li><li> Monitor täglich für Infektionen, Schmerzen und Veränderungen in Gewicht. Die Infektion kann von Bedeutung sein, wenn der Entlassung aus Inzisionsstellen, allgemeine Lethargie und / oder Schmerzen zu beobachten ist. Der Schmerz wird durch gekrümmte Haltung, gekräuselte Fell zurück und das Fehlen von ambulanten und / oder das Essverhalten angegeben. Ein Gewichtsverlust sofort können nach der Operation bis zu drei Tage nach der Operation erlebt werden, jedoch sollte Gewicht zu stabilisieren und / oder zu erhöhen, um innerhalb von 10% der präoperativen Gewicht innerhalb von 5 Tagen. Schwere Gewichtsverlust kann darauf hindeuten, Infektionen, Schlaganfällen und / oder Schmerzen. </li><li> Retest Katheter täglich, um die Durchgängigkeit zu gewährleisten. </li></ol> Teil 2: Pflege-Katheter Durchgängigkeit <ol><li> Jeden Tag während der post-op Erholung, füllen 1ml Rutsch Tip Spritzen mit 150U/ml heparinisierten Kochsalzlösung und Kappe mit einer 22-Gauge-Nadel stumpf. Die stumpfe Nadel in 20cm von PE-50-Schlauch mit 23 mm-Edelstahl-Rohr Kupplung am anderen Ende eingefügt. </li><li> Luftblasen entfernen, indem Sie das Ende mit dem Schlauch Koppler höher als der Rest der 1ml Spritze und drücken die Blasen aus der Leitung. </li><li> Clamp off der arteriellen Linie von der Ratte mit Hämostatika knapp unterhalb des Steckers externalisiert. </li><li> Entfernen Sie die Stahl Katheterstopfen mit dem zweiten Paar von Hämostatika. </li><li> Legen Sie den Schlauch-Koppler mit der Spritze in den arteriellen und lassen Sie die Hämostatika Verschließen des externalisiert arteriellen Katheter. </li><li> Saugen Sie das arterielle Blut des Katheters in die Spritze. Wenn der Katheter nicht leicht zu ziehen, kann es notwendig, sehr vorsichtig in eine kleine Menge Spüllösung Push durch den Katheter an der Spitze des Katheters zu vertreiben, falls sie gegen die Gefäßwand eingekeilt ist. Der Katheter wurde komplett gelöscht, wenn das Blut gelangt der Spritze. </li><li> Klemmen Sie die PE-50-Schlauch in der Nähe des 1ml Spritze und entsorgen Sie die Spritze. Ersetzen durch eine neue Spritze mit frischen 150U/ml heparinisierten Kochsalzlösung gefüllt. Ausspannen Schlauch und Halten der neuen Spritze aufrecht, Flick die neue Spritze mit dem Finger, um mögliche neue Luftblasen nach oben und weg von der Linie zu entfernen. Hinweis: Es muss sichergestellt werden, wie Luftblasen einen Schlaganfall verursachen kann. </li><li> Spritzen Sie die 150U/ml heparinzed Kochsalzlösung, bis der Katheter Linie ist klar und frei von Blut. </li><li> Clamp off der arteriellen Linie von der Ratte mit Hämostatika knapp unterhalb der Schläuche Koppler externalisiert. Entfernen Sie die Spritze Stecker aus dem arteriellen Katheter Zeile und ersetzen Sie es mit dem Edelstahlrohr-Stecker. </li><li> Lassen Sie die Hämostatika Verschließen des externalisiert arteriellen Katheter. </li><li> Wiederholen Sie dies für Venenkatheter. Doch wegen der niedrigen Venendruck Probenahme ist oft nicht möglich. Wenn die 150U/ml heparinzed Kochsalzlösung mit minimalem Widerstand infundiert werden kann ist es wahrscheinlich, dass der Katheter gut in die Vene positioniert. </li></ol> C: hyperinsulinämische-euglykämische Clamp Teil 1: Clamp Set-up und Vorbereitung <ol><li> Wiegen der Ratte und das Gewicht aufgezeichnet. Dies wird benötigt, um Insulin und Glukose-Infusion Preise zu bestimmen. Schnell die Ratte für mindestens 5h vor, zu experimentieren. Dadurch wird sichergestellt, das Tier in einem postprandialen Zustand und den Beitrag von Glukose aus der Nahrung wird minimiert. Legen Sie die Ratte in einen kleinen Behälter / Käfig mit Einstreu, dass eine übermäßige Bewegung Grenzen. Das Tier sollte in der Lage sein, sich umzudrehen und Bräutigam frei. </li><li> Set up Linien und Infusionspumpen, wie in Abbildung 1 zu sehen. P50-Verbindung Schlauchlängen sind wie folgt: Spritze Y-Stecker ist 8cm, Y-Stecker an Ratte 15cm ist, ist die arterielle Linie 20cm, und die venöse Linie ist 10cm lang. Entfernen Edelstahlrohren Stecker und bündig jugulare und arterielle Linien der Infusion zu gewährleisten und Probenahme jeweils mit 10U/ml heparinisierten Kochsalzlösung. </li><li> Bestimmen Sie Insulin<html> Volumen benötigt. Dies ist abhängig von der Insulinspiegel und das Gewicht der Ratte. Hier ist 4mU/kg/min mit einer Rate von 2uL/min verwaltet. Dies ist eine hohe physiologische Dosis. Soweit möglich, sollte versucht werden, Infusionsvolumina zu begrenzen. Insulin sollte entsprechend verdünnt werden und in Anwesenheit von Plasma verabreicht werden. Eine 3% Rattenplasma in Kochsalzlösung wird verwendet, um das Insulin in diesem Labor zu verdünnen. Insulin ist HumulinR 100U/ml (Eli Lily), obwohl andere schnell wirkendes Insulin eingesetzt werden können. Stellen Sie sicher, verdünnt Insulin gut durchmischt ist vor der Inbetriebnahme in der Infusions-Spritze. </li><li> Bereiten Sie 50% Dextrose. Dies kann direkt in die Spritze gesetzt werden auf der Infusionspumpe. Mark Pumpe mit &quot;Glukose&quot;, um zukünftige Verwirrung zu vermeiden. Denken Sie daran, ausreichende Mengen von Insulin und Glukose für die Prüfung zu gewährleisten. Clamps dauern in der Regel ~ 2h. Im vorliegenden Protokoll sind 3ml Spritzen verwendet. </li><li> Legen Glukose und Insulin-Spritzen auf Harvard Apparatus Modell 11 Plus Spritzenpumpen. Advance-Glucose in Y-Stecker und Klemme Linie mit einem hemostat. Advance-Insulin, um Tier-, Klammer mit hemostat. Clamp-Linien und ermöglichen Ratte nach 30min vor entspannen Beginn des Experiments. HINWEIS: Hemostat Spitze Wachen werden vorgeschlagen, um eine dauerhafte Vermeidung Crimpen der Linien. </li><li> Bereiten Zentrifuge und EDTA-beschichtete Röhrchen für Plasma-Sammlung. In der vorliegenden Studie werden weitere Blutproben erhalten, sobald das Tier eingespannt werden. </li></ol> Teil 2: Experimentelles Protokoll <ol><li> Eine Baseline Insulin Probe und Hämatokrit Probe sollte erworben werden. Hämatokrit Sampling sorgt Blutvolumen während des gesamten Experiments wird beibehalten. Generell sollte Hämatokritwerte nicht fallen mehr als 10% des Ausgangswertes. </li><li> Besorgen Sie sich eine Grundlinie Glukose Probe (One Touch Ultra, LifeScan, Inc.) und bestimmen die gesamte Blutzuckerspiegel zu spannen. Hier haben wir bei Normoglykämie Klammer oder 5,0-5.5mm (Abbildung 2). Nach jeder Blutprobe, bündig arteriellen Linie mit einem kleinen Volumen 10U/ml heparinisierten Kochsalzlösung Gerinnen zu verhindern. HINWEIS: Sicherstellen, dass keine Klumpen oder Luftblasen in der Leitung vor Infusion. Diese können dem Tier einen Schlaganfall. </li><li> Starten Insulin-Infusion. Nehmen Blutzucker bei 5-10min Intervallen, Überwachung Glukose zu jedem Zeitpunkt. Passen Glukose Infusionsgeschwindigkeit wie erforderlich, bis ein steady state erreicht ist. Dieser Prozess ist in der Regel ein Trial-and-Error-Prozess und kann 30min auf&gt; 2h. Das Niveau der Glukose benötigt, um den Blutzucker zu halten sind abhängig von der experimentellen Protokoll, Arten und Voraussetzungen vorhanden (Abb. 2). </li><li> Steady-State-Glukosewerte sind drei aufeinander folgenden Messungen innerhalb eines definierten Bereiches. Hier wird drei Lesungen innerhalb ~ 1mm als geklemmt (z. B. 4,8, 5,2, 5,6 mm). Sobald Steady State erreicht ist, notieren Sie die Glukose Infusionsrate benötigt, um den Blutzucker für eine 30min Zeitraum aufrecht zu erhalten. Während dieser Zeit zusätzliche Blutproben erhalten werden kann. Zumindest sollte eine zweite Plasmainsulins Probe und Hämatokrit-Probe erhalten werden. </li><li> Sobald Klammer abgeschlossen ist, Tiere für weitere Tests oder eingeschläfert und Gewebe zur weiteren Analyse gesammelt genutzt werden kann. Je nach Tier können Katheter Linien Patent für 5-7 Tage zu bleiben. </li></ol> D: hyperinsulinämische-euglykämische (Insulin) Clamp Ergebnisse Wenn richtig ausgeführt, beurteilt der Klemme Verfahren der steady state Insulinempfindlichkeit der Ratte. Bei der Darstellung von Daten aus der Klemme erhalten, ist es wichtig, Glukose und Glukose-Infusion Preise zu dokumentieren. Stabile Blutzuckerspiegel über einen zeitlichen Verlauf von mindestens 30 Minuten (Abbildung 3) sind bezeichnend für einen stabilen Zustand. Glucose wird als stabil angesehen, wenn Vollblut Glucose innerhalb ~ 1mm eingehalten wird. Glucose Infusionsraten zeigen die Pegel von exogenen Glukose benötigt, um den Blutzucker zu halten. Wo möglich, sollten diese Zahlen als einen zeitlichen Verlauf als Einzel-, Mittelwert (Abbildung 4) gezeigt werden. Weitere empfohlene Maßnahmen zu übermitteln sind, Plasma-Insulin und Hämatokrit. Die Bestimmung sowohl der Nüchtern-geklemmt Insulinspiegel bestätigen, dass Insulin wurde erfolgreich angewendet und wird keine Unterschiede in Ebenen zwischen den Behandlungsgruppen (Abbildung 5) zu erkennen. Beziehen Hämatokrit Maßnahmen zu Beginn und am Ende der Insulin-Clamp vorgeschlagen (Abbildung 6). Damit soll sichergestellt werden Hämatokrit fallen nicht mehr als 5% während des Experiments und die damit einhergehende Veränderungen im Blutvolumen und Flow haben keinen Einfluss auf Glukose zur Verfügung. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Versuchsaufbau. Abbildung 1 zeigt hemmungslos, bewusste Ratte während der Klemme Verfahren. Katheter ermöglichen Blutentnahme und Infusionen ohne Umgang mit dem Tier. Pumps auf der linken Seite enthalten Insulin und Glukose. t &quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Erwartete Daten während des Clamp Verfahren. Um eine Klemme an den Ausgangswerten (Normoglykämie, 5mm), die Höhe der exogenen Glucose (D50) manipuliert, bis die Grundlinie oder &#39;Klammer&#39; erreicht ist. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> Abbildung 3. Erwartete Plasma-Glukose-Ergebnisse der Klemme Verfahren. Wenn das Tier ist &quot;eingeklemmt&quot; ist Blutzuckerwerte relativ stabil über die Zeit und experimentellen Gruppen. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig4.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 4. Representative Glukose-Infusion Preise der Klemme Verfahren. Die Höhe der exogenen Glucose benötigt, um Normoglykämie halten unterscheidet. Dies ist mit einer Kontrolle (chow zugeführt) und fettreiche zugeführt (Insulinresistenz) Tiere dargestellt. Der hohe Fett zugeführt Tier benötigt weniger Glukose infundiert, um den Blutzucker zu halten, vor allem weil es unempfindlich gegenüber Insulin infundiert wird. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig5.jpg" alt="Abbildung 5" /> Abbildung 5. Representative Plasmainsulins der Ratte. Die Plasma-Insulin bei der Insulin-Schelle sollte höher sein als die nüchternen, baseline Plasma Insulin. Dadurch wird sichergestellt, Insulin richtig war, das Tier während der Insulin Clamp verwaltet. <img src="/files/ftp_upload/2432/2432fig6.jpg" alt="Abbildung 6" /> Abbildung 6. Reporting Hämatokrit. Die Baseline-Hämatokrit-und Hämatokrit nach dem Experiment muss erhalten und gemeldet werden. Dadurch wird sichergestellt, Hämatokrit fallen nicht mehr als 5% der Ausgangswerte durch übermäßigen arteriellen Blutentnahme.

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	<li>Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limitations+to+basal+and+insulin-stimulated+skeletal+muscle+glucose+uptake+in+the+high-fat-fed+rat.">Limitations to basal and insulin-stimulated skeletal muscle glucose uptake in the high-fat-fed rat.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 279, E1064-E1071 (2000).</li><li>Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limitations+to+muscle+glucose+uptake+due+to+high+fat+feeding.">Limitations to muscle glucose uptake due to high fat feeding.</a> Am. J. Physiol. 279, E1064-E1071 (2000).</li><li>Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+approaches+for+assessing+insulin+sensitivity+and+resistance+in+vivo:+advantages,+limitations,+and+appropriate+usage.">Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, 15-26 (2008).</li><li>Cho, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insulin+resistance+and+a+diabetes+mellitus-like+syndrome+in+mice+lacking+the+protein+kinase+Akt2+(PKB+beta).">Insulin resistance and a diabetes mellitus-like syndrome in mice lacking the protein kinase Akt2 (PKB beta).</a> Science. 292, 1728-1731 (2001).</li><li>Dubois, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+SHP-1+protein+tyrosine+phosphatase+negatively+modulates+glucose+homeostasis.">The SHP-1 protein tyrosine phosphatase negatively modulates glucose homeostasis.</a> Nat Med. 12, 549-556 (2006).</li><li>Pacini, G., Thomaseth, K., Ahren, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+to+glucose+tolerance+of+insulin-independent+vs.+insulin-dependent+mechanisms+in+mice.">Contribution to glucose tolerance of insulin-independent vs. insulin-dependent mechanisms in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 281, 693-703 (2001).</li><li>Herbach, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dominant-negative+effects+of+a+novel+mutated+Ins2+allele+causes+early-onset+diabetes+and+severe+beta-cell+loss+in+Munich+Ins2C95S+mutant+mice.">Dominant-negative effects of a novel mutated Ins2 allele causes early-onset diabetes and severe beta-cell loss in Munich Ins2C95S mutant mice.</a> Diabetes. 56, 1268-1276 (2007).</li><li>Maeda, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diet-induced+insulin+resistance+in+mice+lacking+adiponectin/ACRP30.">Diet-induced insulin resistance in mice lacking adiponectin/ACRP30.</a> Nat Med. 8, 731-737 (2002).</li><li>Potenza, M. A., Marasciulo, F. L., Tarquinio, M., Quon, M. J., Montagnani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Treatment+of+spontaneously+hypertensive+rats+with+rosiglitazone+and/or+enalapril+restores+balance+between+vasodilator+and+vasoconstrictor+actions+of+insulin+with+simultaneous+improvement+in+hypertension+and+insulin+resistance.">Treatment of spontaneously hypertensive rats with rosiglitazone and/or enalapril restores balance between vasodilator and vasoconstrictor actions of insulin with simultaneous improvement in hypertension and insulin resistance.</a> Diabetes. 55, 3594-3603 (2006).</li><li>Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Considerations+in+the+design+of+hyperinsulinemic-euglycemic+clamps+in+the+conscious+mouse.">Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse.</a> Diabetes. 55, 390-397 (2006).</li><li>Wasserman, D. H., Ayala, J. E., McGuinness, O. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lost+in+translation.">Lost in translation.</a> Diabetes. 58, 1947-1950 (2009).</li></ol>

Die Verfahren wurden von der University of Calgary Animal Care genehmigt und Verwenden Ausschuss und halten uns an die Canadian Association for Laboratory Animal Science-Richtlinien für Experimente. Die Autoren haben keine Interessenkonflikte oder Angaben.

Zunächst für die Untersuchung der Insulinsensitivität beim Menschen entwickelt wurde, hat die Klemme Verfahren nun auf andere Tierarten einschließlich Labor Ratten und Mäusen angepasst. Die Untersuchung von Tiermodellen der Insulinresistenz eine bedeutende Hilfe für das Verständnis der Pathophysiologie der Insulinsensitivität und damit verbundene Krankheiten sowie die Identifizierung therapeutischer Interventionen, die klinischen Wert 1,2 haben. Mehrere Methoden zur Insulinsensitivität bei Tieren zu ...

<table border="1"><tbody><tr valign="top"><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare (optional) </td></tr><tr valign="top"><td> Intramedic Polyethylene Tubing (PE-50) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14 bis 170-12B </td><td> Innendurchmesser von 58 mm (0,023 &quot;) x Außendurchmesser von 0,965 mm (0,038&quot;) </td></tr><tr valign="top"><td> Dow Corning Silastic Laboratory Tubing </td><td> Fisher Scientific </td><td> 11 bis 189-15C </td><td> Innendurchmesser von 0,76 mm (0,030 &quot;) x Außendurchmesser von 1,65 mm (0,065&quot;) </td></tr><tr valign="top"><td> Tygon S-50-HL Medizinische Schläuche </td><td> Harvard Apparatus </td><td> PY2 72-1251 </td><td> Innendurchmesser von 3,2 mm (0,125 &quot;) x Außendurchmesser von 4,7 mm (0,1875&quot;) </td></tr><tr valign="top"><td> Loctite Super Glue </td><td> Grand &amp; Toy </td><td> 32237 </td><td> Gel Kontrolle </td></tr><tr valign="top"><td> Sterile OP-Klinge </td><td> VWR </td><td> BD371610 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Curved Micro Präparierklemmen </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 160-20 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Gerade Micro Präparierklemmen </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 160-15 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Curved Hemostat </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 105-1135 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Gerade Hemostat </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 105-1130 </td><td> x 2 </td></tr><tr valign="top"><td> Hemostat Tipp Guards </td><td> Robbins Instruments, Inc. </td><td> 15.09-2-004 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Gerade Chirurgie Scissors </td><td> George Tiemann &amp; Co. </td><td> 105-402 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> VENOJECT Multi-Sample Luer Adapter </td><td> Terumo Medical Products </td><td> 810127A </td><td> 21 Gauge, 1 Zoll </td></tr><tr valign="top"><td> Sterile Katheter Introducer </td><td> Becton Dickinson </td><td> 406999 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 14-Gauge-Nadel-Blunt </td><td> Becton Dickinson </td><td> 511310 </td><td> 14 gauge, 2 in. </td></tr><tr valign="top"><td> Steriles chirurgisches Nahtmaterial </td><td> Johnson &amp; Johnson Medical Products </td><td> 1679H </td><td> Silk, Größe 3-0 </td></tr><tr valign="top"><td> Non-steriles chirurgisches Nahtmaterial </td><td> Angiotech Pharmaceuticals, Inc. </td><td> SP116 </td><td> Silk, Größe 4-0 </td></tr><tr valign="top"><td> Wattestäbchen </td><td> VWR </td><td> 10806-005 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 4ply Gazekompressen </td><td> VWR </td><td> CA43845-062 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Small Animal Cordless Clippers </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 729063 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Isofluran </td><td> Halocarbon Products Corp </td><td> IPN-45 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Betäubungsmittel Warenkorb </td><td> Benson Medical Industries, Inc. </td><td></td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 70% Ethanol </td><td> Fisher Scientific </td><td> HC-1000 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Betadine antiseptischen Lösung </td><td> West-Drug Distribution Centre Ltd </td><td> 105267 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Modell 11 Plus Spritzenpumpe </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 702208 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Edelstahlrohre Kupplungen </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 72-4434 </td><td> 23 Gauge, 0,3 in. </td></tr><tr valign="top"><td> Edelstahlrohre Plugs </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 72-4436 </td><td> 23 Gauge, 0,5 Zoll </td></tr><tr valign="top"><td> Stainless Steel Blunt Needles </td><td> Instech Laboratories, Inc. </td><td> LS22 </td><td> 22 Gauge </td></tr><tr valign="top"><td> 60 Grad Y-Connectors </td><td> Kleinteile </td><td> STCY-22 bis 05 </td><td> 22 Gauge </td></tr><tr valign="top"><td> CritSpin Micro-Hämatokrit-Zentrifuge </td><td> Iris Sample Processing </td><td> CS12 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Mini-Zentrifuge </td><td> Fisher Scientific </td><td> 05-090-100 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Micro Zentrifugenröhrchen </td><td> VWR </td><td> 53550-778 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 50ml Polypropylenzentrifugenröhrchen </td><td> VWR</td><td> 89004-364 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 1ml Plastic Rutsch Tip Spritzen </td><td> Becton Dickinson </td><td> 309602 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> 3ml Plastic Luerlok Tip Spritzen </td><td> Becton Dickinson </td><td> 309585 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Heparin als Antikoagulans Injection </td><td> West-Drug Distribution Centre Ltd </td><td> 102824 </td><td> Hersteller: LEO Pharma Inc. Conc. 1000 IE </td></tr><tr valign="top"><td> EDTA-Lösung </td><td> Promega Corp </td><td> V4231 </td><td> 0,5 M, pH 8,0 </td></tr><tr valign="top"><td> Saline </td><td> West-Drug Distribution Centre Ltd </td><td> ABB7983154 </td><td> Hersteller: Hospira 0,9% Natriumchlorid </td></tr><tr valign="top"><td> 50% Dextrose </td><td> Vetoquinol </td><td> 8DEX012D </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Humulin-R </td><td> Eli Lilly </td><td> HALLO-210 </td><td> 100U/ml </td></tr><tr valign="top"><td> 1ml Insulinspritzen </td><td> Becton Dickinson </td><td> 309311 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Fisherbrand * Hämato-Seal-Versiegelung </td><td> Fisher Scientific </td><td> 02-678 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Fisherbrand * Mikrohämatokrit Kapillarröhrchen </td><td> Fisher Scientific </td><td> 22-362-574 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> One Touch Ultra Teststreifen </td><td> LifeScan, Inc. </td><td> AW 085-314H </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> One Touch Ultra Blutzuckermessgerät </td><td> LifeScan, Inc. </td><td> AW 085-314B </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Sodium Pentobarbitol </td><td> Ceva Sante Animale </td><td> 1715 138 </td><td> Conc. 54.7mg/ml </td></tr><tr valign="top"><td> Red Laboratory Labeling Band </td><td> VWR </td><td> 89097-932 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Blau Laboratory Labeling Band </td><td> VWR </td><td> 89097-936 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Waagen </td><td> Fisher Scientific </td><td> 01-913-88 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Wirbel </td><td> VWR </td><td> 58815-234 </td><td></td></tr><tr valign="top"><td> Timer </td><td> VWR </td><td> 62344-641 </td><td></td></tr></tbody></table>

hyperinsulinemic-euglycemic clamp in the conscious rat

Typ-2-Diabetes (T2D) steigt rasant in der Prävalenz. Gekennzeichnet durch entweder unzureichend Insulin-Produktion oder die Unfähigkeit, Insulin produziert, T2D zu erhöhten Blutzuckerwerten zu nutzen. Die &quot;Gold-Standard&quot; bei der Beurteilung der Insulin-Sensitivität ist ein hyperinsulinämische-euglykämische Clamp-oder Insulin zu klemmen. In diesem Verfahren wird Insulin mit einer konstanten Rate was zu einem Abfall des Blutzuckerspiegels infundiert. Zur Aufrechterhaltung des Blutzuckers auf einem konstanten Niveau, ist exogen Glucose (D50) in den venösen Blutkreislauf infundiert. Die Menge an Glukose infundiert, um die Homöostase aufrechtzuerhalten ist bezeichnend für die Insulinsensitivität. Hier zeigen wir die grundlegenden Clamp Verfahren in der chronisch katheterisiert, hemmungslos, bewusste Ratte. Dieses Modell ermöglicht es Blut mit minimalem Stress für das Tier abgeholt werden. Nach der Einleitung der Narkose, ist ein Mittellinienschnitt gemacht und die linke A. carotis communis und rechte Jugularvene sind katheterisiert. Eingefügte Katheter sind mit heparinisierten Kochsalzlösung gespült, dann exteriorisierten und gesichert. Tiere sind erlaubt, für 4-5 Tage vor der Experimente zu erholen, mit einer Gewichtszunahme täglich überwacht. Nur jene Tiere, die ihr Gewicht wieder vor der Operation Ebenen sind für Experimente verwendet. Am Tag des Experiments werden Ratten gefastet und an Pumpen mit Insulin und D50. Baseline Glukose aus dem arteriellen Linie beurteilt und eine Benchmark während des ganzen Experiments (Normoglykämie). Im Anschluss daran wird Insulin mit einer konstanten Rate in den venösen Blutkreislauf infundiert. Zur Anpassung an den Rückgang der Blutzuckerspiegel ist D50 infundiert. Wenn die Rate der D50 Infusion ist größer als die Geschwindigkeit der Aufnahme wird ein Anstieg der Glukose auftreten. Auch wenn die Rate nicht ausreichen, um ganze Körper Glukoseaufnahme Spiel ist, wird ein Tropfen auftreten. Titration von Glukose wird fortgesetzt, bis stabile Blutzuckerwerte erreicht werden. Blutzuckerspiegel und Glukose-Infusion Preise in diesem Zeitraum stabil erfasst und gemeldet. Ergebnisse liefern einen Index der ganze Körper Insulin-Empfindlichkeit. Die Technik kann verfeinert werden, um spezifische experimentelle Anforderungen gerecht zu werden. Es wird ferner durch die Verwendung radioaktiver Tracer, dass gewebespezifische Insulin-stimulierte Glukoseaufnahme sowie ganzen Körper Glukose Umsatz bestimmen kann, verbessert.

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Hyperinsulinemic-Euglycemic Clamp in the Conscious Rat

Die hyperinsulinämische-euglykämische Clamp ist der &quot;Goldstandard&quot; für die Beurteilung der Wirkung von Insulin. Insulin ist mit einer konstanten Rate anregende Glukoseaufnahme infundiert. Die Höhe der exogenen Glucose infundiert, um diese Tropfenzähler ist ein Hinweis auf die Insulinsensitivität. Hier ist das Verfahren auf einer bewussten, hemmungslos Ratte durchgeführt.

Hyperinsulinämische-euglykämische Clamp in der Conscious Rat

Type 2 diabetes (T2D) is rapidly rising in prevalence. Characterized by either inadequate insulin production or the inability to utilize insulin produced, ...

hyperinsulinemic-euglycemic-clamp-in-the-conscious-rat

Research

JoVE Journal

Medicine

51.8K Aufrufe.  University of Calgary. Die hyperinsulinämische-euglykämische Clamp ist der "Goldstandard" für die Beurteilung der Wirkung von Insulin. Insulin ist mit einer konstanten Rate anregende Glukoseaufnahme infundiert. Die Höhe der exogenen Glucose infundiert, um diese Tropfenzähler ist ein Hinweis auf die Insulinsensitivität. Hier ist das Verfahren auf einer bewussten, hemmungslos Ratte durchgeführt.

Serie: Hyperinsulinemic-Euglycemic Clamp in the Conscious Rat

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Hyperinsulinämische-euglykämische Schellen in dem Bewusstsein, Unrestrained Mäuse

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Forschung

Medizin

Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung

The adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that responds to a need for enhanced lung perfusion and shows robust neovascularization. Pulmonary vascular ischemia induced by pulmonary artery obstruction has been shown to result in rapid systemic arterial angiogenesis in man as well as in several animal models. Although the histologic assessment of the time course of bronchial artery proliferation in rats was carefully described by Weibel 1, mechanisms responsible for this organized growth of new vessels are not clear. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia in the rat that leads to bronchial neovascularization. Quantification of the extent of angiogenesis presents an additional challenge due to the presence of the two vascular beds within the lung. Methods to determine functional angiogenesis based on labeled microsphere injections are provided.

The lung is perfused by both the systemic bronchial artery and pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that shows robust neovascularization. Cessation of pulmonary blood flow promotes brisk bronchial angiogenesis. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia that promotes bronchial neovascularization.

Angiogenese im ischämischen Rat Lung

The  adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire  venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung ...

Slow-release Drug Delivery through Elvax 40W to the Rat Retina: Implications for the Treatment of Chronic Conditions

Diseases of the retina are difficult to treat as the retina lies deep within the eye. Invasive methods of drug delivery are often needed to treat these diseases. Chronic retinal diseases such as retinal oedema or neovascularization usually require multiple intraocular injections to effectively treat the condition. However, the risks associated with these injections increase with repeated delivery of the drug. Therefore, alternative delivery methods need to be established in order to minimize the risks of reinjection. Several other investigations have developed methods to deliver drugs over extended time, through materials capable of releasing chemicals slowly into the eye. In this investigation, we outline the use of Elvax 40W, a copolymer resin, to act as a vehicle for drug delivery to the adult rat retina. The resin is made and loaded with the drug. The drug-resin complex is then implanted into the vitreous cavity, where it will slowly release the drug over time. This method was tested using 2-amino-4-phosphonobutyrate (APB), a glutamate analogue that blocks the light response of the retina. It was demonstrated that the APB was slowly released from the resin, and was able to block the retinal response by 7 days after implantation. This indicates that slow-release drug delivery using this copolymer resin is effective for treating the retina, and could be used therapeutically with further testing.

This paper details how Elvax 40W can be used as a slow-release method for drug delivery to the adult rat retina. The protocol for preparing, loading, and delivering the drug-resin complex to the eye is described.

Slow-Release-Drug Delivery durch Elvax 40W, um die Ratte Retina: Implikationen für die Behandlung von chronischen Erkrankungen

Diseases of the retina are difficult to treat as the retina lies deep within the eye. Invasive methods of drug delivery are often needed to treat these ...

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Transcutaneous Assessment of Renal Function in Conscious Rodents

Glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional methods to evaluate GFR are cumbersome and time-consuming. In addition, serial blood or urine samples are required, with the associated stress for the experimental animals. A recent technique significantly reduces the investment in time and resources, minimizing the invasiveness and the animal stress, but being equally valid as the traditional approaches. The method measures transcutaneously renal function. Using an optical device and the exogenous renal marker fluorescein isothiocyanate (FITC)-sinistrin, this technique is capable of measuring the elimination kinetics of the marker through the skin. With neither blood nor urine samples nor the associated laboratory assays needed, the results of the transcutaneous measurement are almost instantaneously available. The method has been already validated in different species and successfully applied in several models of renal pathology. Moreover, due to its minimally invasive characteristics, it is suitable for sequential measurements within the same animal. Here is provided a detailed protocol to carry out the transcutaneous assessment of renal function in rodents.

Determination of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional procedures to measure this parameter are cumbersome and require a large investment of time. Here we describe a faster and minimally invasive method to determinate GFR transcutaneously.

Transkutane Beurteilung der Nierenfunktion in Conscious Nagetiere

Glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional methods to evaluate GFR are cumbersome and ...

The Dimethylnitrosamine Induced Liver Fibrosis Model in the Rat

Four to six week old, male Wistar rats were used to produce animal models of liver fibrosis. The process requires four weeks of administration of 10 mg/kg dimethylnitrosamine (DMN), given intraperitoneally for three consecutive days per week. Intraperitoneal injections were performed in the fume hood as DMN is a known hepatoxin and carcinogen. The model has several advantages. Firstly, liver changes can be studied sequentially or at particular stages of interest. Secondly, the stage of liver disease can be monitored by measurement of serum alanine aminotransferase (ALT) and aspartate aminotransferase (AST) enzymes. Thirdly, the severity of liver damage at different stages can be confirmed by sacrifice of animals at designated time points, followed by histological examination of Masson&#39;s Trichome stained liver tissues. After four weeks of DMN dosing, the typical fibrosis score is 5 to 6 on the Ishak scale. The model can be reproduced consistently and has been widely used to assess the efficacy of potential anti-fibrotic agents.

We describe a method to produce an animal model of liver fibrosis in the rat, and assess the degree of fibrosis by histological examination of the liver. The model can be used to study the development of liver disease as well as to test the efficacy of potential anti-fibrotic agents.

Die Dimethylnitrosamin Induced Liver Fibrosis Modell in der Ratte

Four to six week old, male Wistar rats were used to produce animal models of liver fibrosis. The process requires four weeks of administration of 10 mg/kg ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Methode der direkten segmentale Intra-Leber-Lieferung Mit einer Rattenleber Hilar Clamp Modell

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to non-invasively assess some features of the respiratory function in humans as well as in laboratory animals. The present article focuses on the application of the double-chamber plethysmography (DCP) in small animals. It provides background information on the methodology as well as a detailed step-by-step procedure to successfully assess respiratory function in conscious, spontaneously breathing animals in a non-invasive manner. The DCP can be used to monitor the respiratory function of multiple animals in parallel, as well as to identify changes induced by aerosolized substances over a chosen time period and in a repeated manner. Experiments on control and allergic mice are used herein to demonstrate the utility of the technique, explain the associated outcome parameters, as well as to discuss the related advantages and shortcomings. Overall, the DCP provides valid and theoretically sound readouts that can be trusted to evaluate the respiratory function of conscious small animals both at baseline and after challenges with aerosolized substances.

The objective of the present article is to provide a detailed description of the recommended procedures to evaluate respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography.

Beurteilung der Atemfunktion in bewusste Mäuse durch Doppel-Kammer-Plethysmographie

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

Multi-system Monitoring for Identification of Seizures, Arrhythmias and Apnea in Conscious Restrained Rabbits

Patients with ion channelopathies are at a high risk of developing seizures and fatal cardiac arrhythmias. There is a higher prevalence of heart disease and arrhythmias in people with epilepsy (i.e., epileptic heart.) Additionally, cardiac and autonomic disturbances have been reported surrounding seizures. 1:1,000 epilepsy patients/year die of sudden unexpected death in epilepsy (SUDEP). The mechanisms for SUDEP remain incompletely understood. Electroencephalograms (EEG) and electrocardiograms (ECG) are two techniques routinely used in the clinical setting to detect and study the substrates/triggers for seizures and arrhythmias. While many studies and descriptions of this methodology are in rodents, their cardiac electrical activity differs significantly from humans. This article provides a description of a non-invasive method for recording simultaneous video-EEG-ECG-oximetry-capnography in conscious rabbits. As cardiac electrical function is similar in rabbits and humans, rabbits provide an excellent model of translational diagnostic and therapeutic studies. In addition to outlining the methodology for data acquisition, we discuss the analytical approaches for examining neuro-cardiac electrical function and pathology in rabbits. This includes arrhythmia detection, spectral analysis of EEG and a seizure scale developed for restrained rabbits.

Using simultaneous video-EEG-ECG-oximetry-capnography, we developed a methodology to evaluate the susceptibility of rabbit models to develop provoked arrhythmias and seizures. This novel recording system establishes a platform to test the efficacy and safety of therapeutics and can capture the complex cascade of multi-system events that culminate in sudden death.

Multisystem-Monitoring zur Identifizierung von Anfällen, Arrhythmien und Apnoe bei bewusst zurückhaltenden Kaninchen

Patients with ion channelopathies are at a high risk of developing seizures and fatal cardiac arrhythmias. There is a higher prevalence of heart disease ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...