Diese Studie wurde durch das Cuiying Plan Project des Lanzhou University Second Hospital (Grant No. PR0121015) und das Schlüssellabor für die Erforschung von Harnwegserkrankungen der Provinz Gansu (Förderkennzeichen 0412D2).

Diese Studie entsprach den Richtlinien der 8. Auflage des Leitfadens für die Pflege und Verwendung von Labortieren13. Die Studie wurde von der Ethikkommission des Lanzhou University Second Hospital genehmigt und in Übereinstimmung mit den ARRIVE-Richtlinien 2.014 dokumentiert. Zwölf gesunde Wistar-Ratten (sechs Männchen mit einem Gewicht von 290-330 g und sechs Weibchen mit einem Gewicht von 250-280 g) im Alter von 12-16 Wochen wurden vor dem eigentlichen Experiment für 3 Tage im GLP-Tierlabor der Universität Lanzhou untergebracht. Die verwendeten Rattenkäfige waren vom Typ R5 mit den Maßen 545 mm x 395 mm x 200 mm und mit autoklaviertem Einstreumaterial ausgestattet. Alle Ratten erhielten uneingeschränkten Zugang zu Futter und Wasser. Das Labor hatte eine durchschnittliche Luftfeuchtigkeit von 25 %, eine Durchschnittstemperatur von 24 °C und einen Lichtzyklus, der zwischen Tag und Nacht wechselte (7:00 Uhr/19:00 Uhr). Am Ende der Studie wurden alle Tiere mit einer Überdosis Isofluran auf humane Weise eingeschläfert. Umfassende Informationen zu den in dieser Studie verwendeten Materialien und Instrumenten finden Sie in der Materialtabelle.
1. Berechnung der Stichprobengröße und Auswahl der Tiere
<ol><li>Wählen Sie die Ressourcengleichungsmethode15 aus, um die Stichprobengröße des Tieres anhand von Gleichung (1) zu schätzen. E = Gesamtzahl der Tiere − Gesamtzahl der Gruppen (1) Dabei ist E der Freiheitsgrad der Varianzanalyse (ANOVA) und reicht von 10 bis 20. HINWEIS: In dieser Studie wurden 12 Tiere in zwei Gruppen A und B eingeteilt (drei Männchen und drei Weibchen pro Gruppe).</li>
	<li>Definieren Sie den primären Endpunkt dieser Studie als die Erfolgsrate und den Zeitaufwand der wiederholten Blutentnahme durch eine einzelne Person.</li>
	<li>Definieren Sie die sekundären Endpunkte als Veränderungen des Körpergewichts der Ratte, der Nahrungs- und Wasseraufnahme sowie der Häufigkeit unerwünschter Ereignisse (wie Schlüsselbeinfrakturen, subkutane Hämatome, Pneumothorax und Mortalität).</li>
	<li>Definieren Sie eine erfolgreiche Blutentnahme als Erfüllung der folgenden Kriterien: i) weniger als drei Punktionen für eine einzige Blutentnahme; ii) eine Gesamtzeit (von der Fixierung der Ratte bis zur Beendigung der Blutentnahme) von höchstens 5 Minuten; und iii) das Erreichen des angestrebten Blutvolumens bei gleichzeitiger Gewinnung von klarem Plasma. Betrachten Sie jede Abweichung von diesen Kriterien als Stichprobenfehler.</li>
</ol>2. Fixierung der Tiere und Blutentnahme
HINWEIS: Blutproben von Ratten der Gruppen A und B wurden von zwei erfahrenen Forschern entnommen, die beide mindestens 100 Blutproben entnommen hatten. Von beiden Rattengruppen wurden über einen Zeitraum von 4 Tagen insgesamt 96 Mal Blutproben entnommen. Diese Blutentnahmemethode erfordert keine Anästhesie oder zusätzliche Fixiervorrichtungen für die Ratten. Es erfordert jedoch geschickte Handhabungstechniken.
<ol><li>Am Tag vor der Blutentnahme (Tag 1) um 8:00 Uhr wird jede Ratte in ihren eigenen Käfig eingeteilt, während Futter und Wasser gewogen werden. Lassen Sie dann einen anderen Forscher, der für die Messungen blind ist, ab Tag 1 jeden Tag um 8:00 Uhr das Gewicht, die Nahrungsaufnahme und die Wasseraufnahme der Ratten aufzeichnen.</li>
	<li>Um dieses Protokoll zu befolgen, nehmen Sie jeden Tag zuerst um 10:00 Uhr und dann um 22:00 Uhr Blut ab, wobei abwechselnd 0,15 ml Blut aus den Venen subclavia auf beiden Seiten entnommen werden. HINWEIS: Die zu entnehmende Blutmenge wurde durch das maximale Volumen bestimmt, das die Ratte mit dem niedrigsten Gewicht innerhalb einer Woche vertragen konnte.</li>
	<li>Spülen Sie eine Spritze mit Natriumheparin (25 U/ml) und desinfizieren Sie die Injektionsstelle mit Alkohol.</li>
	<li>Streicheln Sie vorsichtig über die Rückenhaut der Ratte und kneifen Sie wiederholt in den Hals, um der Ratte zu helfen, sich zu entspannen (Video 1).</li>
	<li>Greifen und heben Sie mit dem Daumen und Zeigefinger der nicht dominanten Hand die Halshaut der Ratte fest an (Abbildung 1A und Video 1).</li>
	<li>Verwenden Sie mit der Koordination der dominanten Hand die verbleibenden drei Finger und die Handfläche der nicht-dominanten Hand, um die Rückenhaut der Ratte zu sichern und ihre vorderen Gliedmaßen zu immobilisieren (Abbildung 1B, C und Video 2). HINWEIS: Wenn die Ratte Widerstand leistet oder sich wehrt, kann dieser Vorgang mehrmals wiederholt werden, um der Ratte zu helfen, sich an die Handhabung zu gewöhnen. Die folgenden Schritte sind der Schlüssel zu einer erfolgreichen Blutentnahme.</li>
	<li>Drücken Sie mit dem Zeigefinger der nicht-dominanten Hand sanft auf die Kopfhaut der Ratte, während die anderen Finger zusammen mit der Handfläche helfen, das Schultergelenk nach außen zu drehen. Verwenden Sie während dieses Vorgangs die dominante Hand, um das Schultergelenk der Ratte vollständig zu strecken (Abbildung 1D-F und Video 2).</li>
	<li>Fassen Sie die Ratte fest mit der nicht-dominanten Hand, um den Kopf und den Körper der Ratte in einer geraden Linie auszurichten (Abbildung 1G,H). Verwenden Sie dann die dominante Hand, um die Position des Schlüsselbeins zu lokalisieren und die Einstichstelle zu bestätigen (Abbildung 1I, Video 2 und Video 3). HINWEIS: Das Rasieren der Ratte ist nicht notwendig. In Abbildung 1 wurde nur rasiert, um die Schlüsselbein- und Punktionsposition stärker zu zeigen. Bei der Fixierung von Ratten, insbesondere Ratten >350 g, hilft es, der Ratte zu erlauben, ihre Füße auf einer festen Oberfläche abzulegen, um ihr Körpergewicht zu stützen. Darüber hinaus sollte der Fixierer die Atemfrequenz jeder Ratte überwachen, während er Blut entnimmt, um sicherzustellen, dass die Fessel nicht zu fest sitzt, was zu Atemnot führen kann.</li>
	<li>Halten Sie die Spritze parallel zum Körper der Ratte in der dominanten Hand, wobei die Nadelspitze nach oben zeigt und die Spritzenskala zum Versuchsleiter zeigt, und halten Sie einen Winkel von etwa 15° zur Mittellinie des Rattenkörpers. Führen Sie die Nadel 0,5 cm unterhalb der Schlüsselbeinkerbe (an der Verbindung des proximalen Drittels des Schlüsselbeins und des Brustbeins) ein und achten Sie darauf, dass die Nadel parallel zum Körper der Ratte bleibt (Abbildung 1J und Video 3). HINWEIS: Besonderes Augenmerk sollte auf den Winkel und die Tiefe der Nadeleinführung gelegt werden, um ein Durchstechen des Blutgefäßes oder eine versehentliche Beschädigung benachbarter Gefäße zu vermeiden.</li>
	<li>Ziehen Sie die Spritze vorsichtig leicht zurück, um einen Unterdruck zu erzeugen, der oft von einem spürbaren Durchbruchsgefühl beim Eintritt in das Blutgefäß begleitet wird (besonders ausgeprägt während der anfänglichen Blutentnahme). Halten Sie diese Position und entnehmen Sie bei Bedarf 0,1-1,0 ml Blut mit konstanter Geschwindigkeit (gemäß den IACUC-Richtlinien von ca. 4-5,3 ml/kg Blut pro Woche1) (Abbildung 1K und Video 3).</li>
	<li>Wenn bei der Punktion kein Blut vorhanden ist, versuchen Sie, den Winkel und die Tiefe der Nadel vorsichtig einzustellen oder die Spritze vorsichtig zu drehen (Video 3). Wenn drei aufeinanderfolgende Versuche auf derselben Seite erfolglos sind, stoppen Sie alle Blutungen und wechseln Sie dann für die Punktion auf die gegenüberliegende Seite. HINWEIS: Eine schnelle Punktion durch die Haut ist ratsam, um zu verhindern, dass die Ratte aufgrund von Beschwerden zu kämpfen hat.</li>
	<li>Legen Sie ein Wattestäbchen zur Hämostase an und bringen Sie die Ratte in ihren Käfig zurück (Video 4).</li>
	<li>Bereiten Sie die Blutproben entsprechend den experimentellen Anforderungen auf.</li>
</ol>3. Verarbeitung von Blutproben
<ol><li>Entsorgen Sie die Spritzennadel in einem Behälter für scharfe und scharfe Gegenstände. Das entnommene Blut wird in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen überführt, das zuvor mit Heparin gespült wurde. Stellen Sie das Röhrchen in eine Zentrifuge, stellen Sie es auf 4 °C und 1.200 x g ein und zentrifugieren Sie es 10 Minuten lang, um das Plasma abzutrennen. Das Serum wird mit einer 1,0-ml-Pasteurpipette in ein sauberes Mikrozentrifugenröhrchen überführt und bei -80 °C gelagert. HINWEIS: Um eine Hämolyse aufgrund von Druck zu verhindern, entfernen Sie bei Bedarf die Nadelspitze. Vermeiden Sie während der Plasmaaspiration die Entnahme von Blutzellen vom Boden des Röhrchens. Gelegentlich kann sich auf der Oberfläche der Spritze Rattenfell sammeln. Achten Sie darauf, dass kein Fell in die Röhre gelangt, da dies zu Gerinnseln führen kann.</li>
</ol>4. Statistische Analyse
<ol><li>Stellen Sie alle Daten als Mittelwert ± Standardabweichung dar und testen Sie sie auf Homogenität der Varianz.</li>
	<li>Verwenden Sie den exakten Fisher-Test, um die Erfolgsquoten zwischen den Gruppen zu vergleichen.</li>
	<li>Verwenden Sie einen unabhängigen t-Test mit zwei Stichproben, um die Gesamtmittelwerte zwischen den beiden Gruppen zu vergleichen.</li>
	<li>Verwenden Sie die Varianzanalyse (ANOVA) für kontinuierliche Messungen wie Blutentnahmezeit, Körpergewicht, Nahrungsaufnahme und Wasserverbrauch. Betrachten Sie P < 0,05 als statistisch signifikant.</li>
</ol>

Methode zur Punktion der Vena subclavia zur wiederholten Blutentnahme bei bewussten Ratten

<ol>
	<li>. Blood collection: The rat IACUC Guideline Available from: <a target="_blank" href="https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf">https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf</a> (2022)</li><li>Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+serial+cervical+or+tail+blood+sampling+on+toxicity+and+toxicokinetic+evaluation+in+rats.">Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+blood+collection+from+tail+veins+of+non-anesthetized+mice+with+a+vacuum+blood+collection+system+and+eyeglass+magnifier.">Modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier.</a> Journal of Visualized Experiments. (144), e65513 (2019).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+blood+collection+from+tail+vein+of+non-anesthetized+rats+with+a+vacuum+blood+collection+system.">Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).</li><li>Charl&#232;s, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+tail+vein+and+penile+vein+puncture+for+blood+sampling+in+the+rat+model.">Modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model.</a> Journal of Visualized Experiments. (196), e65513 (2023).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat.">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subclavian+vein+puncture+as+an+alternative+method+of+blood+sample+collection+in+rats.">Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).</li><li>Tochitani, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+microsampling+on+toxicity+assessment+of+hematotoxic+compounds+in+a+general+toxicity+study+in+rats.">Effects of microsampling on toxicity assessment of hematotoxic compounds in a general toxicity study in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 47 (7), 269-276 (2022).</li><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., S&#248;rensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats:+Effects+on+animal+welfare.">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li><li>Yokoyama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+toxicological+influences+by+microsampling+(50+&#181;L)+from+jugular+vein+of+rats+in+a+collaborative+28-day+study.">Lack of toxicological influences by microsampling (50 &#181;L) from jugular vein of rats in a collaborative 28-day study.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (6), 319-325 (2020).</li><li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies:+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling.">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li><li>Lu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microsurgical+skills+of+establishing+permanent+jugular+vein+cannulation+in+rats+for+serial+blood+sampling+of+orally+administered+drug.">Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug.</a> Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).</li><li>National Research Council of the National Academies, Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li><li>Perciedu Sert, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ARRIVE+guidelines+2.0:+updated+guidelines+for+reporting+animal+research.">The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research.</a> The Journal of Physiology. 598 (18), 3793-3801 (2020).</li><li>Charan, J., Kantharia, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+calculate+sample+size+in+animal+studies.">How to calculate sample size in animal studies.</a> Journal of Pharmacology &amp; Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).</li><li>Turner, P. V., Pang, D. S., Lofgren, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+pain+assessment+methods+in+laboratory+rodents.">A review of pain assessment methods in laboratory rodents.</a> Comparative Medicine. 69 (6), 451-467 (2019).</li><li>Kurata, M., Misawa, K., Noguchi, N., Kasuga, Y., Matsumoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+blood+collection+imitating+toxicokinetic+study+on+rat+hematological+parameters.">Effect of blood collection imitating toxicokinetic study on rat hematological parameters.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 22 (3), 231-238 (1997).</li><li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., B&#252;rge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats.">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li></ol>

Die Autoren haben keine relevanten finanziellen oder nicht-finanziellen Interessen offenzulegen.

Obwohl die Blutentnahme der Schwanzvene die häufigste Methode zur wiederholten Blutentnahme bei Ratten ist, kann sie durch Anästhesiemedikamente beeinflusst werden, und aufgrund der geringen Größe der Schwanzvene ist die Blutmenge, die in einem einzigen Fall entnommen werden kann, begrenzt, was zu einer längeren Blutentnahmedauer führt 4,5. Obwohl Hochleistungs-Flüssigkeitschromatographie (HPLC)-Tandem-Massenspektrometrie (MS/MS)-Systeme in Kombination mit...

<a href="https://app.jove.com/t/6595">This corrects</a> the article <a href="https://dx.doi.org/10.3791/66075">10.3791/66075</a>

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/t/66075">Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats</a>. The Discussion section was&#160;updated.

Erratum: Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

Ratten gehören zu den häufigsten Versuchstieren, und es gibt viele Möglichkeiten, Blutproben zu gewinnen. Bei Experimenten mit einer einzigen Blutentnahme in der Schlussphase kann eine ausreichende Menge Blut durch Herzpunktion oder Blutentnahme aus der Bauchaorta gewonnen werden1. Einige Studien erfordern jedoch eine wiederholte Blutentnahme von Ratten für routinemäßige Blut- oder biochemische Analysen, insbesondere bei pharmakokinetischen und toxikologischen Studien, bei denen eine wiederholte Blutentnahme erforderlich ist, um die Resorption, Verteilung und den Metabolismus von Arzneimitteln zu bestimmen2.
Obwohl die Blutentnahme aus der Schwanzvene die häufigste Methode für die Blutentnahme von Ratten ist, obwohl keine Anästhesie erforderlich ist, kann diese Methode bei wiederholten Blutentnahmen eine Herausforderung darstellen, und die Menge des entnommenen Blutes ist relativ gering 3,4. Obwohl Blut aus den Stamm- und Penisvenen entnommen werden kann, ist die gewonnene Blutmenge begrenzt und eine Anästhesie ist erforderlich 1,5. Darüber hinaus liefern Blutproben, die aus dem submandibulären Venenplexus sowie aus den Venen sublingual, jugularis und subclavia entnommen werden, qualitativ hochwertigere Proben, erfordern jedoch in der Regel eine Anästhesie oder die Unterstützung mehrerer Personen 1,6,7,8,9. Schließlich erfordert die retroorbitale Sinus-/Kanalblutentnahme nicht nur eine Anästhesie, sondern kann auch zu Verletzungen und Stress bei den Ratten führen9.
Die Qualität von Blutproben, die typischerweise aus großen Venen gewonnen werden, entspricht in der Regel dem höchsten Standard1. Gegenwärtig haben einige Studien ergeben, dass die kontinuierliche Mikroprobenahme durch die Halsvene eine sehr geeignete Methode für die toxikologische Forschung an Ratten ist, obwohl diese Methode in der Regel eine Halsvenenkatheterisierung erfordert 10,11,12. Daher lohnt es sich zu erforschen, wie man ohne chirurgischen Eingriff qualitativ hochwertige Blutproben nach dem 3R-Prinzip der Tierversuche gewinnen kann. Das Ziel dieser Studie war es, eine Methode zur effizienten Entnahme von Blut aus der Vena subclavia bei Ratten vorzustellen. Diese Technik ermöglicht die schnelle Entnahme zufriedenstellender Proben durch ein Ein-Personen-Verfahren, ohne dass eine Anästhesie erforderlich ist.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.75% normal saline</td>
			<td>Gansu Fuzheng Pharmaceutical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Prepared heparin sodium solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Pasteur pipette&#160;</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-XG-01-NS</td>
			<td>Blood collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringe (26 G, 0.45 mm x 12 mm)</td>
			<td>Shinva Medical Instrument Co.,Ltd.</td>
			<td>0.45*12RWLB</td>
			<td>Blood collection&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL Eppendorf tube</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-15-M</td>
			<td>Blood storage and collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75% medical alcohol</td>
			<td>Shandong Lircon Medical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Disinfection of rat blood collection site</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tube holder</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-05/15-SM60</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electronic scale</td>
			<td>Shanghai PUCHUN Measure Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>JE1002</td>
			<td>Weigh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin sodium injection</td>
			<td>Hebei Changshan Biochemical Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Rinse the syringe and EP tube; dilute with normal saline to 25 U/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low temperature centrifuge</td>
			<td>HuNan Xiang Yi Centrifuge Instrument&#160; Co., Ltd.</td>
			<td>&#160;H1750R</td>
			<td>Separation of serum</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

subclavian vein blood sampling in conscious rats

Es gibt mehrere etablierte Methoden zur Gewinnung wiederholter Blutproben von Ratten, wobei die am häufigsten verwendeten Methoden die laterale Schwanzvenenentnahme ohne Anästhesie und die Jugularvenenentnahme mit Anästhesie sind. Die meisten dieser Methoden erfordern jedoch Hilfe und Anästhesiegeräte und werfen manchmal Schwierigkeiten in Bezug auf die Blutentnahme oder die schlechte Qualität der Blutproben auf. Darüber hinaus verbrauchen diese Methoden der Blutentnahme viel Zeit und personelle Ressourcen, wenn bei einer großen Anzahl von Ratten wiederholte Blutentnahmen erforderlich sind. In dieser Studie wird eine Technik zur wiederholten Blutentnahme bei nicht anästhesierten Ratten durch eine einzelne kompetente Person vorgestellt. Sehr zufriedenstellende Blutproben können durch Punktion der Vena subclavia gewonnen werden. Die Methode zeigte eine beeindruckende Gesamterfolgsrate von 95 % mit einer medianen Zeit von nur 2 Minuten von der Fixierung der Ratte bis zum Abschluss der Blutentnahme. Darüber hinaus fügt die Durchführung von aufeinanderfolgenden Blutentnahmen innerhalb des vorgesehenen Bereichs den Ratten keinen Schaden zu. Diese Methode ist es wert, für die Blutentnahme gefördert zu werden, insbesondere in groß angelegten pharmakokinetischen Studien.

Rats are one of the most common experimental animals, and there are many ways to obtain blood samples. For experiments involving a single blood collection at the concluding stage, a sufficient amount of blood can be obtained through cardiac puncture or abdominal aorta blood collection1. However, some studies require repeated blood collection from rats for routine blood or biochemical analysis, especially in pharmacokinetics and toxicology studies, where repeated blood collection is required to determine the absorption, distribution, and metabolism of drugs2.
Currently, although tail vein blood collection is the most common method for blood sampling from rats, despite not requiring anesthesia, this method can be challenging for repeated collections, and the volume of blood collected is relatively small3,4. Additionally, although blood can be collected from the saphenous and penile veins, the amount of blood obtained is limited, and anesthesia is required1,5. Furthermore, blood samples collected from the submandibular venous plexus, as well as sublingual, jugular, and subclavian veins provide higher-quality samples but typically require anesthesia or the assistance of multiple individuals1,6,7,8,9. Finally, retro-orbital sinus/canal blood collection not only necessitates anesthesia but may also potentially cause injury and stress to the rats9.
The quality of blood samples typically obtained from major veins is generally of the highest standard1. At present, some studies have found that continuous microsampling through the jugular vein is a very suitable method for toxicological research in rats although this method usually requires jugular vein catheterization10,11,12. Therefore, it is worth exploring how to obtain high-quality blood samples in accordance with the 3R principle of animal research without surgical intervention. The objective of this study was to present a method for efficiently extracting blood from the subclavian vein in rats. This technique enables the swift collection of satisfactory samples through a single-person procedure without the need for anesthesia.

Autor im Rampenlicht: Entwicklung einer effizienten Blutentnahmemethode bei nicht anästhesierten Ratten 

Blutentnahme der Vena subclavia bei bewussten Ratten

The scope of our research is centered on devising infection methodologies for collecting blood samples from rats. Our aim is to ensure rapid and set procedures that align with our principle, utilizing minimal manpower and resources. One of the current experimental challenges is to effectively immobilize the rat in a manner that simultaneously maintains the subclavian vein enclosed proximately to the skin surface for optimal blood collection.The advantages of our protocol is that high quality blood samples can be obtained quickly by a person without anesthesizing the rats.

Hochwertige Plasmaproben weisen einen blassgelben Farbton, Klarheit und Transparenz auf, frei von jeglichem Rotstich oder Blutgerinnung, wie in Abbildung 2A dargestellt. Abbildung 2B zeigt die Hämolyse (linke Seite) bzw. die Gerinnung (rechte Seite) als Folge unsachgemäßer Eingriffe. Im Verlauf von 96 Blutabnahmesitzungen innerhalb von 4 Tagen betrugen die durchschnittlichen Einzelblutabnahmezeiten für die Gruppen A und B 11...

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Hier stellen wir eine Kombination aus effektiver Rattenrestriktion und Subclaviavenenpunktionsmethoden vor, die eine schnelle, sichere und wiederholte Blutentnahme bei Ratten ohne Anästhesie ermöglichen.

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein ...

Der Umfang unserer Forschung konzentriert sich auf die Entwicklung von Infektionsmethoden für die Entnahme von Blutproben von Ratten. Unser Ziel ist es, schnelle und festgelegte Verfahren zu gewährleisten, die mit unserem Prinzip übereinstimmen und dabei nur minimale Arbeitskräfte und Ressourcen einsetzen. Eine der aktuellen experimentellen Herausforderungen besteht darin, die Ratte effektiv so zu immobilisieren, dass gleichzeitig die Vena subclavia, die in der Nähe der Hautoberfläche eingeschlossen ist, für eine optimale Blutentnahme erhalten bleibt.Der Vorteil unseres Protokolls besteht darin, dass eine Person schnell qualitativ hochwertige Blutproben erhalten kann, ohne die Ratten zu betäuben.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

1.2K Aufrufe.  Lanzhou University Second Hospital. Der Umfang unserer Forschung konzentriert sich auf die Entwicklung von Infektionsmethoden für die Entnahme von Blutproben von Ratten. Unser Ziel ist es, schnelle und festgelegte Verfahren zu gewährleisten, die mit unserem Prinzip übereinstimmen und dabei nur minimale Arbeitskräfte und Ressourcen einsetzen. Eine der aktuellen experimentellen Herausforderungen besteht darin, die Ratte effektiv so zu immobilisieren, dass gleichzeitig die Vena subclavia, die in der Nähe der Hautoberfläche e...

Serie: Autor im Rampenlicht: Entwicklung einer effizienten Blutentnahmemethode bei nicht anästhesierten Ratten 

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein sampling without anesthesia and jugular vein sampling with anesthesia. However, most of these methods require assistance and anesthetic equipment and sometimes pose difficulties in terms of blood collection or the poor quality of blood samples. In addition, these methods of blood collection consume significant time and human resources when repeated blood sampling is required for a large number of rats. This study presents a technique for repetitive blood sampling in non-anesthetized rats by a single proficient individual. Highly satisfactory blood samples can be obtained by puncturing the subclavian vein. The method demonstrated an impressive overall success rate of 95%, with a median time of merely 2 min from rat restraint to the completion of blood collection. Furthermore, performing consecutive blood collections within the designated range does not inflict any harm on the rats. This method is worth promoting for blood collection, especially in large-scale pharmacokinetic studies.

Here we present a combination of effective rat restriction and subclavian vein puncture methods that enable rapid, safe, and repeated blood collection in rats without anesthesia.

Forschung

Medizin

Subclavian Vein Puncture Blood Collection and Observation of Secondary Outcome Measures in Rats

On the day of the blood sampling, place the rat in the cage at 8:00 AM.Weigh the food and water and place them in the cage. Define successful blood sampling based on the following criteria. Have a blinded researcher record the rat's weight, food consumption, and water intake daily at 8:00 AM.Next, gently stroke the rat's back skin and pinch its neck repeatedly to help the rat relax.Using the non-dominant hand's thumb and index finger, grip and lift the rat's neck skin. Using the remaining three fingers and the palm of the non-dominant hand, secure the rat's back skin, and with the help of the dominant hand, immobilize its front limbs. Using the non-dominant hand's index finger, gently push down on the rat's head skin.Rotate the shoulder joint outwardly with the other fingers along the palm while the dominant hand fully extends the shoulder joint. Grip the rat firmly with the non-dominant hand to align its head and body in a straight line. Locate the clavicle with the dominant hand and confirm the injection site.Disinfect the site with alcohol, then flush the syringe with sodium heparin. Hold the syringe parallel to the rat's body and the dominant hand with the needle tip facing upwards and the syringe scale toward the experimenter. Insert the needle 0.5 centimeters below the clavicle notch.Gently withdraw the syringe to create negative pressure, collecting 0.1 to 1 milliliters of blood at a constant speed. Apply a cotton swab for hemostasis and return the rat to its cage. Average blood collection times for groups A and B were similar over 96 hours.Blood collection success rates were 93.8%for group A and 95.8%for group B, with no significant difference. Group A had a shorter average blood collection time on the second day compared to the fourth day. The number of attempts for successful blood collection averaged 1.21 for group A and 1.17 for group B.More attempts and longer puncture times indicated higher failure rates.Both groups showed steady weight gain over four days. Water and food intake remained relatively constant among rats of the same sex.