Name: the olfactory system as a model to study axonal growth patterns and morphology in vivo
Uploaded: 2014-10-30T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 29 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo at JoVE.com

This work was supported by DFG Schwerpunktprogramm 1392 (project MA 4113/2-2), cluster of Excellence and DFG Research Center Nanoscale Microscopy and Molecular Physiology of the Brain (project B1-9), and the German Ministry of Research and Education (BMBF; project 1364480).

HINWEIS: Animal Handling und Experimente wurden durchgeführt, wie durch die Universität Göttingen Kommission für Ethik in Tierversuchen bestätigt. 1. Herstellung der Instrumente und Pipette Fabrication <ol><li> Stellen Sie sicher, dass die Elektroporation Setup besteht aus einem Stereomikroskop mit großen Arbeitsabstand und mit Fluoreszenzbeleuchtung und Filtersätze für das verwendete Farbstoff ausgestattet. </li><li> Zur Elektroporation verwenden entweder eine dedizierte Einzelzelle Elektroporator oder eine generische Rechteckimpulsgenerator an ein Oszilloskop angeschlossen. Schließen Sie die Elektroporator Ausgänge in einen Pipettenhalter und einem Bad Elektrode. Den Pluspol des Impulsgenerators an die Mikropipette Halter und dem negativen Anschluß zu dem Bad Elektrode. Sorgen sowohl der Pipettenhalter und die Badelektrode enthalten Silberdrähte mit einer dünnen Schicht von Silberchlorid überzogen ist. </li><li> Montieren Sie den Pipettenhalter auf einem Mikromanipulator zur exakten Positionierung ermöglichen. </li&gt; <li> Fabrizieren Elektroporation Mikropipetten aus Borosilikatglas Kapillaren mit Innen Filament. </li><li> Verwenden eine horizontale Pipettenziehvorrichtung und Anwendung einer modifizierten Protokoll für die Herstellung von Pipetten für Patch-Clamp-Experimente wie Bestman et al. 13 beschrieben. </li><li> Parameter anzupassen, um einen längeren Schaft und einen kleineren Spitzenöffnung, was zu einer höheren Pipettenwiderstand von ca. 15-20 MOhm für Einzelzelle Elektroporation herzustellen. Die Pipettenwiderstand niedriger sein sollte, beispielsweise, 3-4 MOhm, zur Beschriftung von Gruppen von Zellen. </li><li> Messung der Pipettenwiderstand entweder direkt mit einer eigenen Einzelzell -Elektroporator oder berechnen sie mit dem Ohmschen Gesetz nach Messen des Stromflusses mit einem Oszilloskop nach dem Anlegen eines Spannungsimpulses definiert. </li></ol> 2. Herstellung der Lösung Electroporation <ol><li> Löse Fluorophor-gekoppelten Dextran in Frosch Rufton (98 mM NaCl, 2 mM KCl, 1 mM CaCl 2, 2 mM MgCll 2, 5 mM Glucose, 5 mM Na-Pyruvat, 10 mM HEPES, pH 7,8 eingestellt, Osmolarität betrug 230 mOsmol / l) bei einer Konzentration von 3 mM. Die Zellen können nicht so hell markierten niedrigeren Farbstoffkonzentrationen verwendet werden. Bereiten Sie ein großes Volumen Stammlösung und teilen sie in kleine Aliquots. Frieren Sie sie für die Lagerung (über Monate stabil). HINWEIS: Dextrane sind in verschiedenen Größen und einer Vielzahl von Emissions / Anregungsspektren (zB Alexa 488-Dextran 10kD, Alexa 546-Dextran 10kD, Alexa 568-Dextran 10kD, Alexa 594-Dextran 10kD, TMR-Dextran 3 kD liegen.). </li><li> Verfüllung der Mikropipette mit einem langgestreckten Pipettenspitze mit einem kleinen Volumen von Dextran-Lösung (1-5 ul). Sorgfältig Fingern an die Mikropipette mit dem Finger, um Restluftblasen aus der Pipettenspitze zu entfernen. </li><li> Montieren Sie die Mikropipette in der Pipettenhalter. Stellen Sie sicher, dass der Silberdraht in der Pipette ist in Kontakt mit der Farbstofflösung. </li></ol> 3. Auswahl der Larven X. laevis &lt;/ Em&gt; <ol><li> Verwenden Albino Larven von X. laevis für die Experimente. Wildtyp-Tiere besitzen Pigment gefüllten Melanophoren, die Autofluoreszenzemission während konfokalen / Multiphotonen-Bildgebung zeigen und daher nicht geeignet für den beschriebenen Experimenten. </li><li> Inszenieren premetamorphotic Kaulquappen nach Nieuwkoop und Faber 14. Wählen Kaulquappen der Stufen 45-53 für die Experimente. </li></ol> 4. Elektroporation von Fluorophor-gekoppelten Dextrane <ol><li> Legen Sie ein kleines Stück Gewebe in einer Petrischale und decken Sie es mit einer kleinen Menge Wasser, das 0,02% Tricaine (Ethyl-3-aminobenzoat Methansulfonat, auf pH 7 eingestellt). </li><li> Anesthetize die Kaulquappen im Wasser, das 0,02% Tricaine. Nach einigen Minuten werden die Tiere nicht mehr bewegt. Überprüfen Sie die Narkose durch Berühren Kaulquappen. Sie sollten nicht reagiert werden. </li><li> Die Kaulquappe aus der Narkose vorsichtig in das Gewebe abgedeckt Petrischale. </li><li> Stellen Sie sicher, das Bad elektrOde schließt die Elektroporation Kreis. Sicherzustellen, dass die Elektrode in Kontakt mit dem Feuchttuch; ein direkter Kontakt mit der Kaulquappe ist nicht erforderlich. </li><li> Positionieren Sie den Mikropipettenspitze in der Nähe des Riechorgan mit Hilfe der Mikromanipulator. </li><li> Durchdringen die Haut, welche die Riechorgan mit der Pipettenspitze und vorsichtig voran die Spitze in der zentral gelegenen sensorischen Neuronenschicht des Haupt Riechepithel oder vomeronasalen Epithel. </li><li> Auslösen positive quadratische Spannungsimpulse an Farbstoff in sensorischen Neuronen übertragen. Anwendung einer einzigen Spannungspuls (z. B. 25 V, Impulslänge 25 msec) oder Zügen von mehreren Impulsen (z. B. 50 V, Pulslänge von 300 &amp; mgr; s, 400 ms Folgedauer bei 200 Hz). HINWEIS: Bestimmen Sie die optimale Spannungspulsparameter für den gewünschten Umfang der Kennzeichnung. Spannung verringern Impulsamplitude, Dauer und Anzahl der Wiederholungen, die Zahl der markierten Zellen zu senken. Anwendung höherer Spannung die Impulsamplitude, Dauer und Anzahl von pulses für eine breitere Markierung. </li><li> Visualisieren erfolgreiche Farbstoff Extrusion und Elektroporation von ausgelösten Impulse mit Fluoreszenzbeleuchtung des Stereomikroskops. Der Farbstoff breitet sich schnell in Zellkörper und Dendriten nach erfolgreicher Elektroporation. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 4,5-4,9 für den zweiten Riechorgan der Kaulquappe. </li><li> Übertragen Sie die Kaulquappe in einen Becher mit frischem Wasser für die Wiederherstellung gefüllt. Nach ca. 5 min die Kaulquappen aufwachen aus der Narkose und starten normalen Schwimmbewegungen. </li><li> Nach 24 Stunden das elektroporierte Farbstoff Spreads in den sensorischen Neuronen und erreicht den Riechkolben über axonalen Transport schließlich. </li></ol> 5. Montage Tiere für die in vivo Visualisierung von Zellen und Nervenbahnen steuert Prozesse <ol><li> Anesthetize die Kaulquappen im Wasser, das 0,02% Tricaine. </li><li> Sorgfältig übertragen Kaulquappen in eine Abbildungskammer, zB, überdachte ein kleines Silikongummi Petrischale mit einer Kaulquappe großen Aussparung. &lt;/ Li&gt; <li> Schneiden Sie ein kleines Rechteck in einem Streifen Parafilm. Decken Sie die Kaulquappe mit dem Parafilm, so dass die vordere Telenzephalon durch die ausgeschnittenen Fenster belichtet. Befestigen Sie den Parafilm mit Nadeln auf dem Teller ohne Verletzung der Kaulquappe. </li><li> Achten Sie darauf, die Kaulquappe wird in ausreichend Wasser mit 0,02% Tricaine getaucht. </li><li> Montieren Sie den Imaging-Kammer auf der Bühne eines aufrechten Multiphotonen-Mikroskop oder konfokalen Mikroskop. </li><li> Erwerben eines dreidimensionalen Stapel von Bildern des Riechkolbens. Sicherzustellen, dass das Bildgebungsverfahren ist so kurz wie möglich und ist 10-15 min nicht überschreiten. </li><li> Liefert die Kaulquappe in normales Wasser in einem separaten Tank und verhindern, dass im Licht. Nach 5 min, wacht die Kaulquappe aus der Narkose. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 5.1-5.7 nach bestimmten Zeitabständen, z. B. täglich. </li></ol> 6. Montage Tiere für die ex vivo Visualisierung von Zellen und Nervenbahnen steuert Prozesse <ol><li> Alternativ zu Abschnitt 5des Protokolls, verwenden Sie ein ausgeschnitten Gehirn Vorbereitung, um die markierten sensorischen Neuronen zu visualisieren. </li><li> Anesthetize und töten die Kaulquappe durch Durchtrennung des Gehirns am Übergang zum Rückenmark. Auszuschneiden einen Block von Gewebe, das die Geruchsorgane, die Geruchsnerven und die vordere Telenzephalon. </li><li> Übertragen Sie die Gewebeblock zu Froschringerlösung und entfernen Bindegewebe mit einer feinen Schere, um die Bauchseite des Gehirns aus. </li><li> Übertragen Sie die Gewebeblock zu einer Abbildungskammer und befestigen Sie sie mit einem Platin-Rahmen mit Nylonfäden bespannt. </li><li> Montieren Sie den Imaging-Kammer auf der Bühne eines konfokalen / Multiphotonen-Mikroskop. </li><li> Erwerben eines dreidimensionalen Stapel von Bildern des Riechkolbens. </li></ol> 7. Bildverarbeitung und Datenauswertung <ol><li> Optimieren und anzuwenden, nicht lokale mittels Filterung, um die Bildqualität und die Visualisierung von neuronalen Strukturen zu verbessern, wie durch Coupé, P. et al. 15. HINWEIS: Die Daten aus bildgebenden Experimenten in tieferen Gewebeschichten lebender Exemplare sind oft laut. </li><li> Erstellen maximale Intensität Projektionen der Bildstapel für einen Überblick. </li><li> Für Zeitraffer Bildschirm Imaging Experimente Datensätze für Einzel eindeutig identifizierbar Axone der sensorischen Neuronen. </li><li> Rekonstruktion der Zellmorphologie über softwaregestützte Ablaufverfolgung von neuronalen Prozessen von Peng et al. 16 beschrieben. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Die hier beschriebenen Versuchsdurchführung ermöglicht die Kennzeichnung sensorischen Neuronen des Riechorgan der Larven X. laevis durch Elektroporation von Fluorophor gekoppelt Dextrane und anschließende Visualisierung der sensorischen Axonen Wachstum der lebenden Tieres. Durch Variation der Parameter der in vivo Elektroporation ist es möglich, die Anzahl der markierten sensorischen Neuronen steuern. Dadurch ist es möglich, große Gruppen von Neuronen einer sensorischen Epithel, sehr wenige oder sogar einzelne Zellen zu markieren. Um sicherzustellen, das gewünschte Ausmaß der neuronalen Kennzeichnung ist es wichtig, besonders vorsichtig über die Mikropipette Eigenschaften und der Elektroporation Impulse zu sein. Höhere Pipettenwiderstände und die Verringerung der Spannungsimpulsamplitude, Dauer und Anzahl der Wiederholungen kann die Menge der markierten Zellen zu verringern, während eine Verringerung Pipettenwiderstände und Hochspannungsimpulsamplitude, Dauer und Anzahl von Impulsen auf, stärkeren Kennzeichnung führen. The Verwendung von fluoreszierenden Dextrane für die Elektroporation bietet sofortiges visuelles Feedback, wenn die angewendeten Einstellungen geeignet sind. Achten Sie darauf, dass mit Hilfe von Parametern für Amplitude, Dauer und Anzahl der Impulse, die die in dem Protokoll vorgesehenen Werte überschreiten kann potenziell zu Zellschäden führen oder sogar zum Zelltod 17. Verstopfte oder zerbrochen Spitzen Mikropipetten können auch erfolgreiche Elektroporation behindern. In vivo Elektroporation im Riechorgan X. laevis ist larvalen Stadien beschränkt, da die Haut von Fröschen postmetamorphotic ist härter und kann nicht einfach mit einer Mikropipette durchstoßen werden. Die in vivo Darstellung von neuronalen Prozesse können durch Streuung der Anregungs- / Emissionslicht in tieferen Bereichen des Gehirns oder durch Blutgefäße verhindert werden. Dieses Problem wird besonders deutlich in höhere Larvenstadien aufgrund einer größeren Gehirn und kann zu verrauschten Signalen macht die eindeutige Identifizierung von feinen axonalen Prozessen schwieriger zu führen. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; Das vorgestellte Protokoll erlaubt die sensorischen Neuronen im intakten olfaktorische System ohne Zerlegung der Tier, die Zellen zu schädigen beim Etikettieren, die Vorbereitung von Gewebeschnitten oder Fixieren des Gewebes nach alternativen Methoden wie nötig, wie die Kennzeichnung in Ganzzell Patch visualisieren -clamp Experimenten 18. Bei der Kombination der Kennzeichnung von wenigen oder einzelnen sensorischen Neuronen mit in vivo Zeitraffer Bildgebung, ist es möglich, die glomeruläre Verbindungen einzelner reifer sensorischen Neuronen über lange Zeitintervalle zu visualisieren. Auf diese Weise ist es auch möglich, die Entwicklung der axonalen Projektionsmuster von unreifen sensorischen Neuronen über mehrere Wochen überwacht. Diese letztere Möglichkeit ist besonders interessant, denn sie ermöglicht die Überwachung der Wachstumsmuster einzelner Axone im lebenden Tier. Dies eröffnet die Möglichkeit, zelluläre und molekulare Mechanismen, die Axon Führung und Wegfindung steuern zu untersuchen. Mehrere Faktoren, darunter Geruchsrezeptor-Expression, verschiedene axon Führung Moleküle und Duftstoff-induzierte / spontanen Aktivität sensorischer Neuronen ist gezeigt worden, um die Zielstellung der sensorischen Nervenbahnen 4,5 regulieren. Die Anwendung des Protokolls ist nicht auf Riechzellen beschränkt, sondern kann auch angewandt, um andere Zelltypen, beispielsweise zu untersuchen., Stamm / Vorläuferzellen der neurogenen Zonen des sich entwickelnden Gehirns oder Mitralklappen Zellen im Riechkolben. Zusätzlich zeigte der Technik kann auch in Kombination mit Calcium-empfindlichen Dextrane verwendet oder eingebracht werden membranpermeabler Calcium Farbstoffe, funktionelle Informationen über die markierten Neuronen und / oder der angeschlossenen Schaltungs 7,19 zu erhalten. Die Verfügbarkeit einer Vielzahl von Fluorophoren Dextrane gekoppelt ermöglicht Kennzeichnung einer Vielzahl einzelner Zellen oder Populationen mit verschiedenen Farben. Auch Plasmid-DNA-Lösung, beispielsweise Codierung für fluoreszierende Proteine, geeignet für die Elektroporation und die versatili weiter zu verbessernty und die Nützlichkeit der Methode 6. Das Protokoll kann weiter verbessert werden, damit die kombinierten Elektroporation von DNA und Dextrane oder geladenen Morpholino Genexpression 13,17 zu manipulieren. Das beschriebene Verfahren stellt sicherlich ein neues Tool, das komplexe und immer noch nicht vollständig verstanden Prozesse, die axonalen Führung in der Wirbeltier-Geruchssystem regulieren zu untersuchen.

The lifelong turnover of sensory neurons distinguishes the olfactory system from many other sensory and neuronal systems1,2. Newly formed sensory neurons are continuously generated in the basal portion of the olfactory epithelium3 and extend their axons into the olfactory bulb, the first relay station of the olfactory system4. However, the cellular and molecular mechanisms controlling the formation and maintenance of the olfactory map are far from being fully understood4,5.
Here, we describe a protocol for labeling sensory neurons of the olfactory organ of larval X. laevis by in vivo electroporation of fluorophore-coupled dextrans. The presented protocol allows visualization of axonal morphology and connectivity, track axonal development over time and study mechanisms regulating axonal wiring and guidance.
Electroporation is a well established method to introduce charged macromolecules, like dextran-coupled dyes and DNA, into cells6,7. The cell membrane is permeabilized by application of short voltage pulses and the molecules are electrophoretically delivered into the cytosol8. Spatially restricted electroporation using a micropipette permits selective labeling of cells including neurons and has been applied in various neuronal systems including the visual system of X. laevis9,10.
We show how the electroporated animals can be used to study axonal growth patterns and morphology in living animals using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. The described procedure allows identifying the coarse topology of axonal projections of sensory neurons of the main and accessory olfactory system11,12. Using in vivo time lapse imaging, it is also suitable to supervise the glomerular connections of single mature sensory neurons, and to monitor the evolution of the axonal projection patterns of immature sensory neurons12. The described protocol can be applied to investigate the structure and formation of olfactory circuits in the intact animal and can be adapted to other cell types within the olfactory and other neuronal systems.

<table><tbody><tr><td>SZX16</td><td>Olympus</td><td></td><td>Stereomicroscope with fluorescent illumination</td></tr><tr><td>Axon Axoporator 800A</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td>Single cell electroporator</td></tr><tr><td>ELP-01D</td><td>npi electronic</td><td></td><td>Electroporator</td></tr><tr><td>MMJ</td><td>M&amp;auml;rzh&amp;auml;user Wetzlar</td><td></td><td>Manual micromanipulator</td></tr><tr><td>P-1000</td><td>Sutter</td><td></td><td>Horizontal micropipette puller</td></tr><tr><td>G150F-4</td><td>Warner Instruments</td><td></td><td>Glass capillaries for electroporation pipette fabrication; internal filament makes backfilling easier</td></tr><tr><td>Alexa 488-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22910</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 546-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22911</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 568-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22912</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 594-dextran 10 kD</td><td>Life Technologies</td><td>D22913</td><td></td></tr><tr><td>TMR-dextran 3 kD (micro-Ruby)</td><td>Life Technologies</td><td>D7162</td><td></td></tr><tr><td>Microloader pipette tips</td><td>Eppendorf</td><td>930001007</td><td></td></tr><tr><td>Tricaine (Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E10521</td><td>Anesthetic; use gloves</td></tr><tr><td>A1-MP</td><td>Nikon</td><td></td><td>Multiphoton microscope</td></tr><tr><td>LSM 780</td><td>Zeiss</td><td></td><td>Confocal microscope</td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane</td><td></td><td>Alternative software for neuronal tracing</td></tr></tbody></table>

the olfactory system as a model to study axonal growth patterns and morphology in vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

Das beschriebene Protokoll kann erfolgreich für die Elektroporation und die in vivo Darstellung von axonalen Prozessen der sensorischen Neuronen des olfaktorischen Systems von betäubten X. angewendet laevis, mittels konfokaler Laser-Scanning oder Multiphotonen-Mikroskopie (Abbildung 1). Elektroporation ermöglicht Fluorophor-gekoppelten Dextranen zu betreten und schnell innerhalb der Zellen des Riechorgan zu verbreiten. Es ist hilfreich, Fluoreszenzbeleuchtung gelten für erfolgreiche Kennzeichnung nach dem Auslösen der Spannungsimpulse zu überprüfen. Je nach den Parametern der Elektroporation, z. B., Pipettenwiderstand, Gruppen von Zellen (2A, B) oder einzelne Zellen (2C) des Riechorgan markiert sind. Axone markierten sensorischen Neuronen in den Riechnerv (2D) visualisiert und axonalen Prozesse können auch in den Riechkolben der Regel 24 Stunden nach Elektroporation erfolgreiche beobachtet werden,(Abbildung 3). Elektroporation von Gruppen von sensorischen Neuronen ermöglicht die Visualisierung der Grobverdrahtungsmuster im Riechkolben (3A). Einzelzelle Elektroporation kann angewendet werden, um einzelne axonalen Projektionsmuster, axonale Verzweigungen und Anbindung an Glomeruli im Riechkolben (3C-E) zu untersuchen. Transparent Albino Kaulquappen von X. laevis Erlaubnis in vivo konfokalen oder Multiphotonen-Imaging von markierten sensorischen Neuronen im intakten Gehirn von anästhesiert Kaulquappe. Die Entwicklung der axonalen Wachstumsmuster kann über mehrere Tage / Wochen verfolgt werden durch in vivo Visualisierung der gleichen markierten sensorischen Neuronen (Abbildung 4) wiederholt. Je nach Laufzeit der sensorischen Neuronen im Zeitpunkt der Elektroporation das Axon Muster im Riechkolben kann erheblich variieren. Ältere Neuronen bereits aufwendige axonalen Verzweigungen, die Büschel verfügen besitzened Bereichen verbunden Glomeruli. Die axonalen Wachstumsmuster von reifen Neuronen ist ziemlich stabil, aber Dehnung von Axon Niederlassungen und Verfeinerungen der glomerulären Büschel beobachtbar sind (4A-E). Sensorischen Neuronen in vivo für längere Zeiträume zu beobachten, z. B., mehr als drei Wochen (4F-I). Andererseits sind die Axone von unreifen Neuronen noch im Prozess des anfänglichen Wachstums nicht getuftet Verzweigungen besitzen und noch nicht ihre endgültige glomerulären Ziele verbunden. Das experimentelle Protokoll ermöglicht die Verfolgung der Entwicklung dieser Neuronen während der Reifung, zB., Axon Dehnung, Gabelungen und Etablierung von Tufting Verzweigungen (4J-L). Weitere Beispiele siehe auch Hassenklöver und Manzini 12. <img alt="Figur 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig1highres.jpg" width="500"/&gt; Abbildung 1. Schematische Darstellung des experimentellen Protokolls. (A) sensorischen Neuronen im Haupt Riechepithel (MOE) oder Vomeronasalorgan (VNO) der Riechorgan von betäubten X. laevis-Larven werden durch Elektroporation unter Verwendung einer Glaspipette mit fluoreszierenden Dextran-Lösung gefüllt markiert. Die Axone der markierten Neuronen durch den Riechnerv (ON) folgen und schließlich den Riechkolben (OB) zu erreichen. (B) Die Kaulquappe anästhesiert und die markierten Neuronen werden wiederholt unter Verwendung eines konfokalen Mikroskops oder Multi in bestimmten Zeitabständen untersucht. (C) Das inkrementelle Entwicklung der axonalen Wachstumsmuster der markierten Zellen können über Zeiträume von Tagen bis Wochen folgen. <img alt="Figur 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig2highres.jpg" width="500" /> Abbildung 2. Electroporation der sensorischen Neuronen im Riechorgan. (A) Die Elektroporation mit niedrigem Widerstand Pipetten führt zu Kennzeichnung von mehreren Zellen im Riechorgan. In diesem repräsentativen Beispiel mehrere olfaktorische Rezeptorneuronen (ORN, gefüllt Pfeilspitzen) und zwei säulenförmigen Stützzellen (VZ, Sternchen) wurden gefärbt. Gestrichelte Linien grenzen die Grenzen des olfaktorischen Epithels (OE). (B) Verfeinerung der Elektroporation Parameter, z. B. Erhöhung der Pipettenwiderstand, schränkt die Anzahl der markierten Zellen. In diesem Beispiel wurden eine einzelne sensorischen Neuronen (gefüllte Pfeilköpfe) und einem benachbarten tragenden Zelle (Sternchen) nach der Elektroporation gefärbt. Beachten Sie die einzelnes Axon Verlassen des olfaktorischen Epithels (offene Pfeilspitzen). (C) Erfolgreiche Einzelzelle Elektroporation führt zu exklusiven Kennzeichnung eines einzelnen sensorischen Neuronen (gefüllte Pfeilspitze) und seine angeschlossenen Axon (offene Pfeilspitzen) im Riechepithel. <sTrong&gt; (D) Die einzigen markierten Axon (offene Pfeilspitzen) durch den Riechnerv (ON) in die Riechkolben folgen. <img alt="Figur 3" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig3highres.jpg" width="400" /> Abbildung 3. Visualisierung Riech Axon Projektionen im geschnitten Riechkolben. (A) Die grobe Topologie axonalen Projektionen der sensorischen Neuronen im Riechkolben kann mit geringeren Widerstand Elektroporation Pipetten visualisiert werden. Ein Riechkolben Hemisphäre und die damit verbundenen Geruchsnerv (ON) sind dargestellt. Vier Dextrane auf unterschiedliche Fluorophore gekoppelt wurden an vier entfernten Orten des Riechorgan elektroporiert: lateral (grün), Mittelstufe (gelb), medial MOE (rot) und VNO (orange). Dies ermöglicht die Visualisierung der akzessorischen olfaktorischen Bulbus (AOB) und die drei Projektionsfelder des Hauptriechkolben (MOB). <strOng&gt; (B) Verschiedene axonalen Wachstumsmuster einzelner Riechzellen auf die Struktur des Riechkolbens überlagert. Dargestellt werden kombiniert dreidimensionale Rekonstruktionen von mehreren Einzelzellfärbungen aus verschiedenen Larvenproben abgeleitet. (CE) Beispiele für Einzel olfaktorischen Axone in den Riechkolben ragt und Bilden Tufting Verzweigungen / Synapsen im kugelförmigen Glomeruli (gefüllte Pfeilspitzen). Beachten Sie, dass in X. laevis olfaktorischen Axone gabeln regelmäßig (offene Pfeilspitzen) vor dem Anschluss an ein, zwei oder mehrere Glomeruli (gefüllte Pfeilspitzen, siehe auch Hassenklöver und Manzini 12). <img alt="Figur 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig4highres.jpg" width="500" /> Abbildung 4. In vivo Zeitraffer-Bildgebung einzelner Riechnervenbahnen. (AE)Nach erfolgreicher Einzelzelle Elektroporation der markierte Axon kann wiederholt im Riechkolben (OB) visualisiert werden. Dieses Beispiel zeigt einen einzelnen Axon, für eine Woche untersucht wurde. Die Gesamt Morphologie nicht wesentlich ändern und zwei Hauptverzweigungspunkte identifiziert werden können (offene Pfeilspitzen). Beachten Sie, dass über den Zeitverlauf, einer glomerulären Büschel erfährt kontinuierliche Reduktion (gefüllte Pfeilspitze), während die beiden anderen glomerulären Büschel stabil bleiben (Sternchen). (FI) Diese repräsentative Beispiel zeigt die Lebensfähigkeit von Langzeitbeobachtungen, wie diese spezifische Axon wurde untersucht länger als drei Wochen. Keine offensichtliche Änderung der Wachstumsmuster detektiert werden kann. (JL) Ein Beispiel eines unreifen sensorischen Axonen in den Wachstumsprozess dargestellt. Es ist noch nicht angeschlossen, um Glomeruli und charakteristische glomerulären Büschel fehlen. Nach 5 Tagen die axonalen Verzweigungen verlängert sind, gegabelt das Axon mehrfach und feine Verzweigungen sindetabliert.

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The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

Das olfaktorische System als Modell zur Axonal Wachstumsmuster und Morphologie Studieren<em&gt; In Vivo</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

10.9K Aufrufe.  University of Göttingen. We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

Serie: The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the olfactory bulb (OB). The molecular mechanisms of OSN axon growth and targeting are not well understood. Manipulating gene expression and subsequent 
visualizing of single OSN axons and their terminal arbor morphology have thus far been challenging. To study gene function at the single cell level within a specified 
time frame, we developed a lentiviral based technique to manipulate gene expression in OSNs in vivo. Lentiviral particles are delivered to OSNs by microinjection 
into the olfactory epithelium (OE). Expression cassettes are then permanently integrated into the genome of transduced OSNs. Green fluorescent protein expression 
identifies infected OSNs and outlines their entire morphology, including the axon terminal arbor. Due to the short turnaround time between microinjection and 
reporter detection, gene function studies can be focused within a very narrow period of development. With this method, we have detected GFP expression within as 
few as three days and as long as three months following injection. We have achieved both over-expression and shRNA mediated knock-down by lentiviral microinjection. 
This method provides detailed morphologies of OSN cell bodies and axons at the single cell level in vivo, and thus allows characterization of candidate gene function 
during olfactory development.

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

We present a lentiviral technique for genetic manipulation and visualization of single olfactory sensory neuron axon and its terminal arborization in vivo.

Lentivirus-vermittelte Gen-Manipulation und Visualisierung von Riechzellen In vivo</em

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the ...

Forschung

Neurowissenschaften

Genetic Study of Axon Regeneration with Cultured Adult Dorsal Root Ganglion Neurons

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability to support axon growth and a hostile environment in the mature CNS1,2. In contrast, mature neurons in the peripheral nervous system (PNS) regenerate readily after injuries3. Adult dorsal root ganglion (DRG) neurons are well known to regenerate robustly after peripheral nerve injuries. Each DRG neuron grows one axon from the cell soma, which branches into two axonal branches: a peripheral branch innervating peripheral targets and a central branch extending into the spinal cord. Injury of the DRG peripheral axons results in substantial axon regeneration, whereas central axons in the spinal cord regenerate poorly after the injury. However, if the peripheral axonal injury occurs prior to the spinal cord injury (a process called the conditioning lesion), regeneration of central axons is greatly improved4. Moreover, the central axons of DRG neurons share the same hostile environment as descending corticospinal axons in the spinal cord. Together, it is hypothesized that the molecular mechanisms controlling axon regeneration of adult DRG neurons can be harnessed to enhance CNS axon regeneration. As a result, adult DRG neurons are now widely used as a model system to study regenerative axon growth5-7.
Here we describe a method of adult DRG neuron culture that can be used for genetic study of axon regeneration in vitro. In this model adult DRG neurons are genetically manipulated via electroporation-mediated gene transfection6,8. By transfecting neurons with DNA plasmid or si/shRNA, this approach enables both gain- and loss-of-function experiments to investigate the role of any gene-of-interest in axon growth from adult DRG neurons. When neurons are transfected with si/shRNA, the targeted endogenous protein is usually depleted after 3-4 days in culture, during which time robust axon growth has already occurred, making the loss-of-function studies less effective. To solve this problem, the method described here includes a re-suspension and re-plating step after transfection, which allows axons to re-grow from neurons in the absence of the targeted protein. Finally, we provide an example of using this in vitro model to study the role of an axon regeneration-associated gene, c-Jun, in mediating axon growth from adult DRG neurons9.

An in vitro model for genetic study of axon regeneration using cultured adult mouse dorsal root ganglion neurons is described. The method includes a re-suspension/re-plating step to allow axon re-growth from neurons undergoing genetic manipulation. This approach is especially useful for loss-of-function studies of axon regeneration using RNAi-based protein knockdown.

Genetic Study of Axonregeneration mit kultivierten adulten Spinalganglienneuronen

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability ...

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to understand the mechanism that promotes neuronal regeneration, an in-depth analysis of the neuronal types that can remodel after injury is needed. Several studies showed that damaged climbing fibers are capable of regrowing also in adult animals1,2. The investigation of the time-lapse dynamics of degeneration and regeneration of these axons within their complex environment can be performed by time-lapse two-photon fluorescence (TPF) imaging in vivo3,4. This technique is here combined with laser surgery, which proved to be a highly selective tool to disrupt fluorescent structures in the intact mouse cortex5-9.
This protocol describes how to perform TPF time-lapse imaging and laser nanosurgery of single axonal branches in the cerebellum in vivo. Olivocerebellar neurons are labeled by anterograde tracing with a dextran-conjugated dye and then monitored by TPF imaging through a cranial window. The terminal portion of their axons are then dissected by irradiation with a Ti:Sapphire laser at high power. The degeneration and potential regrowth of the damaged neuron are monitored by TPF in vivo imaging during the days following the injury.

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Two-photon imaging, coupled to laser nanodissection, are useful tools to study degenerative and regenerative processes in the central nervous system with subcellular resolution. This protocol shows how to label, image, and dissect single climbing fibers in the cerebellar cortex in vivo.

Laser-Nanochirurgie der Kleinhirn-Axone<em&gt; In Vivo</em

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to ...

An Explant System for Time-Lapse Imaging Studies of Olfactory Circuit Assembly in Drosophila

~Neurons are precisely interconnected to form circuits essential for the proper function of the brain. The Drosophila olfactory system provides an excellent model to investigate this process since 50 types of olfactory receptor neurons (ORNs) from the antennae and maxillary palps project their axons to 50 identifiable glomeruli in the antennal lobe and form synaptic connections with dendrites from 50 types of second-order projection neurons (PNs). Previous studies mainly focused on identifying important molecules that regulate the precise targeting in the olfactory circuit using fixed tissues. Here, an antennae-brain explant system that recapitulates key developmental milestones of olfactory circuit assembly in culture is described. Through dissecting the external cuticle and cleaning opaque fat bodies covering the developing pupal brain, high quality images of single neurons from live brains can be collected using two-photon microscopy. This allows time-lapse imaging of single ORN axon targeting from live tissue. This approach will help reveal important cell biological contexts and functions of previously identified important genes and identify mechanisms underpinning the dynamic process of circuit assembly.

An Explant System for Time-Lapse Imaging Studies of Olfactory Circuit Assembly in Drosophila

This protocol describes the dissection procedure, culture condition, and live imaging of an antennae-brain explant system for the study of the olfactory circuit assembly.

Ein Explantationssystem für Zeitraffer-Bildgebungsstudien der olfaktorischen Schaltkreismontage bei Drosophila

~Neurons are precisely interconnected to form circuits essential for the proper function of the brain. The Drosophila olfactory system provides an ...

Entwicklungsbiologie

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

Quadruple Immunfärbung der olfaktorischen Glühbirne zur Visualisierung von olfaktorischen sensorischen Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Visualization of Thalamocortical Axon Branching and Synapse Formation in Organotypic Cocultures

Axon branching and synapse formation are crucial processes for establishing precise neuronal circuits. During development, sensory thalamocortical (TC) axons form branches and synapses in specific layers of the cerebral cortex. Despite the obvious spatial correlation between axon branching and synapse formation, the causal relationship between them is poorly understood. To address this issue, we recently developed a method for simultaneous imaging of branching and synapse formation of individual TC axons in organotypic cocultures.
This protocol describes a method which consists of a combination of an organotypic coculture and electroporation. Organotypic cocultures of the thalamus and cerebral cortex facilitate gene manipulation and observation of axonal processes, preserving characteristic structures such as laminar configuration. Two distinct plasmids encoding DsRed and EGFP-tagged synaptophysin (SYP-EGFP) were co-transfected into a small number of thalamic neurons by an electroporation technique. This method allowed us to visualize individual axonal morphologies of TC neurons and their presynaptic sites simultaneously. The method also enabled long-term observation which revealed the causal relationship between axon branching and synapse formation.

This protocol describes a method for simultaneous imaging of thalamocortical axon branching and synapse formation in organotypic cocultures of the thalamus and cerebral cortex. Individual thalamocortical axons and their presynaptic terminals are visualized by a single cell electroporation technique with DsRed and GFP-tagged synaptophysin.

Visualisierung von Thalamocortical Axon Verzweigung und Synapse Bildung in organotypischen Kokulturen

Axon branching and synapse formation are crucial processes for establishing precise neuronal circuits. During development, sensory thalamocortical (TC) ...

Functional Evaluation of Olfactory Pathways in Living Xenopus Tadpoles

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system. They provide multiple experimental advantages, such as accessibility to numerous imaging approaches, electrophysiological techniques and behavioral assays. The Xenopus tadpole olfactory system is particularly well suited to investigate the function of synapses established during normal development or reformed after injury. Here, we describe methodologies to evaluate the processing of olfactory information in living Xenopus larvae. We outline a combination of in vivo measurements of presynaptic calcium responses in glomeruli of the olfactory bulb with olfactory-guided behavior assays. Methods can be combined with the transection of olfactory nerves to study the rewiring of synaptic connectivity. Experiments are presented using both wild-type and genetically modified animals expressing GFP reporters in central nervous system cells. Application of the approaches described to genetically modified tadpoles can be useful for unraveling the molecular bases that define vertebrate behavior.

Functional Evaluation of Olfactory Pathways in Living Xenopus Tadpoles

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system in vivo. We describe methodologies to evaluate the processing of olfactory information in living Xenopus larvae in normal rearing conditions or after injury.

Funktionsauswertung olfaktorische Wege im Leben Xenopus Kaulquappen

Xenopus tadpoles offer a unique platform to investigate the function of the nervous system. They provide multiple experimental advantages, such as ...

Ex Vivo Oculomotor Slice Culture from Embryonic GFP-Expressing Mice for Time-Lapse Imaging of Oculomotor Nerve Outgrowth

Accurate eye movements are crucial for vision, but the development of the ocular motor system, especially the molecular pathways controlling axon guidance, has not been fully elucidated. This is partly due to technical limitations of traditional axon guidance assays. To identify additional axon guidance cues influencing the oculomotor nerve, an ex vivo slice assay to image the oculomotor nerve in real-time as it grows towards the eye was developed. E10.5 IslMN-GFP embryos are used to generate ex vivo slices by embedding them in agarose, slicing on a vibratome, then growing them in a microscope stage-top incubator with time-lapse photomicroscopy for 24-72 h. Control slices recapitulate the in vivo timing of outgrowth of axons from the nucleus to the orbit. Small molecule inhibitors or recombinant proteins can be added to the culture media to assess the role of different axon guidance pathways. This method has the advantages of maintaining more of the local microenvironment through which axons traverse, not axotomizing the growing axons, and assessing the axons at multiple points along their trajectory. It can also identify effects on specific subsets of axons. For example, inhibition of CXCR4 causes axons still within the midbrain to grow dorsally rather than ventrally, but axons that have already exited ventrally are not affected.

An ex vivo slice assay allows oculomotor nerve outgrowth to be imaged in real time. Slices are generated by embedding E10.5 IslMN:GFP embryos in agarose, slicing on a vibratome, and growing in a stage-top incubator. The role of axon guidance pathways is assessed by adding inhibitors to the culture media.

Ex Vivo Okulomotor Slice Culture von embryonalen GFP-ausdrückenden Mäusen für Time-Lapse Imaging of Oculomotor Nerve Outgrowth

Accurate eye movements are crucial for vision, but the development of the ocular motor system, especially the molecular pathways controlling axon ...

Coculture of Axotomized Rat Retinal Ganglion Neurons with Olfactory Ensheathing Glia, as an In Vitro Model of Adult Axonal Regeneration

Olfactory ensheathing glia (OEG) cells are localized all the way from the olfactory mucosa to and into the olfactory nerve layer (ONL) of the olfactory bulb. Throughout adult life, they are key for axonal growing of newly generated olfactory neurons, from the lamina propria to the ONL. Due to their pro-regenerative properties, these cells have been used to foster axonal regeneration in spinal cord or optic nerve injury models.
We present an in vitro model to assay and measure OEG neuroregenerative capacity after neural injury. In this model, reversibly immortalized human OEG (ihOEG) is cultured as a monolayer, retinas are extracted from adult rats and retinal ganglion neurons (RGN) are cocultured onto the OEG monolayer. After 96 h, axonal and somatodendritic markers in RGNs are analyzed by immunofluorescence and the number of RGNs with axon and the mean axonal length/neuron are quantified.
This protocol has the advantage over other in vitro assays that rely on embryonic or postnatal neurons, that it evaluates OEG neuroregenerative properties in adult tissue. Also, it is not only useful for assessing the neuroregenerative potential of ihOEG but can be extended to different sources of OEG or other glial cells.

We present an in vitro model to assess olfactory ensheathing glia (OEG) neuroregenerative capacity, after neural injury. It is based on a coculture of axotomized adult retinal ganglion neurons (RGN) on OEG monolayers and subsequent study of axonal regeneration, by analyzing RGN axonal and somatodendritic markers.

Cokultur von Axotomized Rat Retinal Ganglion Neurons mit olfactory Ensheathing Glia, als In-Vitro-Modell der erwachsenen axonalen Regeneration

Olfactory ensheathing glia (OEG) cells are localized all the way from the olfactory mucosa to and into the olfactory nerve layer (ONL) of the olfactory ...

In Situ Visualization of Axon Growth and Growth Cone Dynamics in Acute Ex Vivo Embryonic Brain Slice Cultures

During neuronal development, axons navigate the cortical environment to reach their final destinations and establish synaptic connections. Growth cones -the sensory structures located at the distal tips of developing axons- execute this process. Studying the structure and dynamics of the growth cone is crucial to understanding axonal development and the interactions with the surrounding central nervous system (CNS) that enable it to form neural circuits. This is essential when devising methods to reintegrate axons into neural circuits following injury in fundamental research and pre-clinical contexts. Thus far, the general understanding of growth cone dynamics is primarily founded on studies of neurons cultured in two dimensions (2D). Although undoubtedly fundamental to the current knowledge of growth cone structural dynamics and response to stimuli, 2D studies misrepresent the physiological three-dimensional (3D) environment encountered by neuronal growth cones in intact CNS tissue. More recently, collagen gels were employed to overcome some of these limitations, enabling the investigation of neuronal development in 3D. However, both synthetic 2D and 3D environments lack signaling cues within CNS tissue, which direct the extension and pathfinding of developing axons. This protocol provides a method for studying axons and growth cones using organotypic brain slices, where developing axons encounter physiologically relevant physical and chemical cues. By combining fine-tuned in utero and ex utero electroporation to sparsely deliver fluorescent reporters along with super-resolution microscopy, this protocol presents a methodological pipeline for the visualization of axon and growth cone dynamics in situ. Furthermore, a detailed toolkit description of the analysis of long-term and live-cell imaging data is included.

In Situ Visualization of Axon Growth and Growth Cone Dynamics in Acute Ex Vivo Embryonic Brain Slice Cultures

This protocol demonstrates a straightforward and robust method to study in situ axon growth and growth cone dynamics. It describes how to prepare ex vivo physiologically relevant acute brain slices and provides a user-friendly analysis pipeline.

In situ Visualisierung des Axonwachstums und der Wachstumskegeldynamik in akuten ex vivo embryonalen Hirnschnittkulturen

During neuronal development, axons navigate the cortical environment to reach their final destinations and establish synaptic connections. Growth cones ...

Das olfaktorische System als Modell zur Axonal Wachstumsmuster und Morphologie Studieren

Zusammenfassung

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Lentivirus-vermittelte Gen-Manipulation und Visualisierung von Riechzellen In vivo