This work was supported by DFG Schwerpunktprogramm 1392 (project MA 4113/2-2), cluster of Excellence and DFG Research Center Nanoscale Microscopy and Molecular Physiology of the Brain (project B1-9), and the German Ministry of Research and Education (BMBF; project 1364480).

HINWEIS: Animal Handling und Experimente wurden durchgeführt, wie durch die Universität Göttingen Kommission für Ethik in Tierversuchen bestätigt. 1. Herstellung der Instrumente und Pipette Fabrication <ol><li> Stellen Sie sicher, dass die Elektroporation Setup besteht aus einem Stereomikroskop mit großen Arbeitsabstand und mit Fluoreszenzbeleuchtung und Filtersätze für das verwendete Farbstoff ausgestattet. </li><li> Zur Elektroporation verwenden entweder eine dedizierte Einzelzelle Elektroporator oder eine generische Rechteckimpulsgenerator an ein Oszilloskop angeschlossen. Schließen Sie die Elektroporator Ausgänge in einen Pipettenhalter und einem Bad Elektrode. Den Pluspol des Impulsgenerators an die Mikropipette Halter und dem negativen Anschluß zu dem Bad Elektrode. Sorgen sowohl der Pipettenhalter und die Badelektrode enthalten Silberdrähte mit einer dünnen Schicht von Silberchlorid überzogen ist. </li><li> Montieren Sie den Pipettenhalter auf einem Mikromanipulator zur exakten Positionierung ermöglichen. </li&gt; <li> Fabrizieren Elektroporation Mikropipetten aus Borosilikatglas Kapillaren mit Innen Filament. </li><li> Verwenden eine horizontale Pipettenziehvorrichtung und Anwendung einer modifizierten Protokoll für die Herstellung von Pipetten für Patch-Clamp-Experimente wie Bestman et al. 13 beschrieben. </li><li> Parameter anzupassen, um einen längeren Schaft und einen kleineren Spitzenöffnung, was zu einer höheren Pipettenwiderstand von ca. 15-20 MOhm für Einzelzelle Elektroporation herzustellen. Die Pipettenwiderstand niedriger sein sollte, beispielsweise, 3-4 MOhm, zur Beschriftung von Gruppen von Zellen. </li><li> Messung der Pipettenwiderstand entweder direkt mit einer eigenen Einzelzell -Elektroporator oder berechnen sie mit dem Ohmschen Gesetz nach Messen des Stromflusses mit einem Oszilloskop nach dem Anlegen eines Spannungsimpulses definiert. </li></ol> 2. Herstellung der Lösung Electroporation <ol><li> Löse Fluorophor-gekoppelten Dextran in Frosch Rufton (98 mM NaCl, 2 mM KCl, 1 mM CaCl 2, 2 mM MgCll 2, 5 mM Glucose, 5 mM Na-Pyruvat, 10 mM HEPES, pH 7,8 eingestellt, Osmolarität betrug 230 mOsmol / l) bei einer Konzentration von 3 mM. Die Zellen können nicht so hell markierten niedrigeren Farbstoffkonzentrationen verwendet werden. Bereiten Sie ein großes Volumen Stammlösung und teilen sie in kleine Aliquots. Frieren Sie sie für die Lagerung (über Monate stabil). HINWEIS: Dextrane sind in verschiedenen Größen und einer Vielzahl von Emissions / Anregungsspektren (zB Alexa 488-Dextran 10kD, Alexa 546-Dextran 10kD, Alexa 568-Dextran 10kD, Alexa 594-Dextran 10kD, TMR-Dextran 3 kD liegen.). </li><li> Verfüllung der Mikropipette mit einem langgestreckten Pipettenspitze mit einem kleinen Volumen von Dextran-Lösung (1-5 ul). Sorgfältig Fingern an die Mikropipette mit dem Finger, um Restluftblasen aus der Pipettenspitze zu entfernen. </li><li> Montieren Sie die Mikropipette in der Pipettenhalter. Stellen Sie sicher, dass der Silberdraht in der Pipette ist in Kontakt mit der Farbstofflösung. </li></ol> 3. Auswahl der Larven X. laevis &lt;/ Em&gt; <ol><li> Verwenden Albino Larven von X. laevis für die Experimente. Wildtyp-Tiere besitzen Pigment gefüllten Melanophoren, die Autofluoreszenzemission während konfokalen / Multiphotonen-Bildgebung zeigen und daher nicht geeignet für den beschriebenen Experimenten. </li><li> Inszenieren premetamorphotic Kaulquappen nach Nieuwkoop und Faber 14. Wählen Kaulquappen der Stufen 45-53 für die Experimente. </li></ol> 4. Elektroporation von Fluorophor-gekoppelten Dextrane <ol><li> Legen Sie ein kleines Stück Gewebe in einer Petrischale und decken Sie es mit einer kleinen Menge Wasser, das 0,02% Tricaine (Ethyl-3-aminobenzoat Methansulfonat, auf pH 7 eingestellt). </li><li> Anesthetize die Kaulquappen im Wasser, das 0,02% Tricaine. Nach einigen Minuten werden die Tiere nicht mehr bewegt. Überprüfen Sie die Narkose durch Berühren Kaulquappen. Sie sollten nicht reagiert werden. </li><li> Die Kaulquappe aus der Narkose vorsichtig in das Gewebe abgedeckt Petrischale. </li><li> Stellen Sie sicher, das Bad elektrOde schließt die Elektroporation Kreis. Sicherzustellen, dass die Elektrode in Kontakt mit dem Feuchttuch; ein direkter Kontakt mit der Kaulquappe ist nicht erforderlich. </li><li> Positionieren Sie den Mikropipettenspitze in der Nähe des Riechorgan mit Hilfe der Mikromanipulator. </li><li> Durchdringen die Haut, welche die Riechorgan mit der Pipettenspitze und vorsichtig voran die Spitze in der zentral gelegenen sensorischen Neuronenschicht des Haupt Riechepithel oder vomeronasalen Epithel. </li><li> Auslösen positive quadratische Spannungsimpulse an Farbstoff in sensorischen Neuronen übertragen. Anwendung einer einzigen Spannungspuls (z. B. 25 V, Impulslänge 25 msec) oder Zügen von mehreren Impulsen (z. B. 50 V, Pulslänge von 300 &amp; mgr; s, 400 ms Folgedauer bei 200 Hz). HINWEIS: Bestimmen Sie die optimale Spannungspulsparameter für den gewünschten Umfang der Kennzeichnung. Spannung verringern Impulsamplitude, Dauer und Anzahl der Wiederholungen, die Zahl der markierten Zellen zu senken. Anwendung höherer Spannung die Impulsamplitude, Dauer und Anzahl von pulses für eine breitere Markierung. </li><li> Visualisieren erfolgreiche Farbstoff Extrusion und Elektroporation von ausgelösten Impulse mit Fluoreszenzbeleuchtung des Stereomikroskops. Der Farbstoff breitet sich schnell in Zellkörper und Dendriten nach erfolgreicher Elektroporation. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 4,5-4,9 für den zweiten Riechorgan der Kaulquappe. </li><li> Übertragen Sie die Kaulquappe in einen Becher mit frischem Wasser für die Wiederherstellung gefüllt. Nach ca. 5 min die Kaulquappen aufwachen aus der Narkose und starten normalen Schwimmbewegungen. </li><li> Nach 24 Stunden das elektroporierte Farbstoff Spreads in den sensorischen Neuronen und erreicht den Riechkolben über axonalen Transport schließlich. </li></ol> 5. Montage Tiere für die in vivo Visualisierung von Zellen und Nervenbahnen steuert Prozesse <ol><li> Anesthetize die Kaulquappen im Wasser, das 0,02% Tricaine. </li><li> Sorgfältig übertragen Kaulquappen in eine Abbildungskammer, zB, überdachte ein kleines Silikongummi Petrischale mit einer Kaulquappe großen Aussparung. &lt;/ Li&gt; <li> Schneiden Sie ein kleines Rechteck in einem Streifen Parafilm. Decken Sie die Kaulquappe mit dem Parafilm, so dass die vordere Telenzephalon durch die ausgeschnittenen Fenster belichtet. Befestigen Sie den Parafilm mit Nadeln auf dem Teller ohne Verletzung der Kaulquappe. </li><li> Achten Sie darauf, die Kaulquappe wird in ausreichend Wasser mit 0,02% Tricaine getaucht. </li><li> Montieren Sie den Imaging-Kammer auf der Bühne eines aufrechten Multiphotonen-Mikroskop oder konfokalen Mikroskop. </li><li> Erwerben eines dreidimensionalen Stapel von Bildern des Riechkolbens. Sicherzustellen, dass das Bildgebungsverfahren ist so kurz wie möglich und ist 10-15 min nicht überschreiten. </li><li> Liefert die Kaulquappe in normales Wasser in einem separaten Tank und verhindern, dass im Licht. Nach 5 min, wacht die Kaulquappe aus der Narkose. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 5.1-5.7 nach bestimmten Zeitabständen, z. B. täglich. </li></ol> 6. Montage Tiere für die ex vivo Visualisierung von Zellen und Nervenbahnen steuert Prozesse <ol><li> Alternativ zu Abschnitt 5des Protokolls, verwenden Sie ein ausgeschnitten Gehirn Vorbereitung, um die markierten sensorischen Neuronen zu visualisieren. </li><li> Anesthetize und töten die Kaulquappe durch Durchtrennung des Gehirns am Übergang zum Rückenmark. Auszuschneiden einen Block von Gewebe, das die Geruchsorgane, die Geruchsnerven und die vordere Telenzephalon. </li><li> Übertragen Sie die Gewebeblock zu Froschringerlösung und entfernen Bindegewebe mit einer feinen Schere, um die Bauchseite des Gehirns aus. </li><li> Übertragen Sie die Gewebeblock zu einer Abbildungskammer und befestigen Sie sie mit einem Platin-Rahmen mit Nylonfäden bespannt. </li><li> Montieren Sie den Imaging-Kammer auf der Bühne eines konfokalen / Multiphotonen-Mikroskop. </li><li> Erwerben eines dreidimensionalen Stapel von Bildern des Riechkolbens. </li></ol> 7. Bildverarbeitung und Datenauswertung <ol><li> Optimieren und anzuwenden, nicht lokale mittels Filterung, um die Bildqualität und die Visualisierung von neuronalen Strukturen zu verbessern, wie durch Coupé, P. et al. 15. HINWEIS: Die Daten aus bildgebenden Experimenten in tieferen Gewebeschichten lebender Exemplare sind oft laut. </li><li> Erstellen maximale Intensität Projektionen der Bildstapel für einen Überblick. </li><li> Für Zeitraffer Bildschirm Imaging Experimente Datensätze für Einzel eindeutig identifizierbar Axone der sensorischen Neuronen. </li><li> Rekonstruktion der Zellmorphologie über softwaregestützte Ablaufverfolgung von neuronalen Prozessen von Peng et al. 16 beschrieben. </li></ol>

<ol>
	<li>Huard, J. M., Youngentob, S. L., Goldstein, B. J., Luskin, M. B., Schwob, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+olfactory+epithelium+contains+multipotent+progenitors+that+give+rise+to+neurons+and+non-neural+cells.">Adult olfactory epithelium contains multipotent progenitors that give rise to neurons and non-neural cells.</a> J. Comp. Neurol. 400 (4), 486-4810 (1998).</li><li>Schwob, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+regeneration+and+the+peripheral+olfactory+system.">Neural regeneration and the peripheral olfactory system.</a> Anat. Rec. 269 (1), 33-49 (2002).</li><li>Leung, C. T., Coulombe, P. A., Reed, R. 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Neurol. 481 (3), 233-239 (2005).</li><li>Nagayama, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+simultaneous+tracing+and+Ca2++imaging+of+local+neuronal+circuits.">In vivo simultaneous tracing and Ca2+ imaging of local neuronal circuits.</a> Neuron. 53 (6), 789-803 (2007).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Die hier beschriebenen Versuchsdurchführung ermöglicht die Kennzeichnung sensorischen Neuronen des Riechorgan der Larven X. laevis durch Elektroporation von Fluorophor gekoppelt Dextrane und anschließende Visualisierung der sensorischen Axonen Wachstum der lebenden Tieres. Durch Variation der Parameter der in vivo Elektroporation ist es möglich, die Anzahl der markierten sensorischen Neuronen steuern. Dadurch ist es möglich, große Gruppen von Neuronen einer sensorischen Epithel, sehr wenige oder sogar einzelne Zellen zu markieren. Um sicherzustellen, das gewünschte Ausmaß der neuronalen Kennzeichnung ist es wichtig, besonders vorsichtig über die Mikropipette Eigenschaften und der Elektroporation Impulse zu sein. Höhere Pipettenwiderstände und die Verringerung der Spannungsimpulsamplitude, Dauer und Anzahl der Wiederholungen kann die Menge der markierten Zellen zu verringern, während eine Verringerung Pipettenwiderstände und Hochspannungsimpulsamplitude, Dauer und Anzahl von Impulsen auf, stärkeren Kennzeichnung führen. The Verwendung von fluoreszierenden Dextrane für die Elektroporation bietet sofortiges visuelles Feedback, wenn die angewendeten Einstellungen geeignet sind. Achten Sie darauf, dass mit Hilfe von Parametern für Amplitude, Dauer und Anzahl der Impulse, die die in dem Protokoll vorgesehenen Werte überschreiten kann potenziell zu Zellschäden führen oder sogar zum Zelltod 17. Verstopfte oder zerbrochen Spitzen Mikropipetten können auch erfolgreiche Elektroporation behindern. In vivo Elektroporation im Riechorgan X. laevis ist larvalen Stadien beschränkt, da die Haut von Fröschen postmetamorphotic ist härter und kann nicht einfach mit einer Mikropipette durchstoßen werden. Die in vivo Darstellung von neuronalen Prozesse können durch Streuung der Anregungs- / Emissionslicht in tieferen Bereichen des Gehirns oder durch Blutgefäße verhindert werden. Dieses Problem wird besonders deutlich in höhere Larvenstadien aufgrund einer größeren Gehirn und kann zu verrauschten Signalen macht die eindeutige Identifizierung von feinen axonalen Prozessen schwieriger zu führen. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; Das vorgestellte Protokoll erlaubt die sensorischen Neuronen im intakten olfaktorische System ohne Zerlegung der Tier, die Zellen zu schädigen beim Etikettieren, die Vorbereitung von Gewebeschnitten oder Fixieren des Gewebes nach alternativen Methoden wie nötig, wie die Kennzeichnung in Ganzzell Patch visualisieren -clamp Experimenten 18. Bei der Kombination der Kennzeichnung von wenigen oder einzelnen sensorischen Neuronen mit in vivo Zeitraffer Bildgebung, ist es möglich, die glomeruläre Verbindungen einzelner reifer sensorischen Neuronen über lange Zeitintervalle zu visualisieren. Auf diese Weise ist es auch möglich, die Entwicklung der axonalen Projektionsmuster von unreifen sensorischen Neuronen über mehrere Wochen überwacht. Diese letztere Möglichkeit ist besonders interessant, denn sie ermöglicht die Überwachung der Wachstumsmuster einzelner Axone im lebenden Tier. Dies eröffnet die Möglichkeit, zelluläre und molekulare Mechanismen, die Axon Führung und Wegfindung steuern zu untersuchen. Mehrere Faktoren, darunter Geruchsrezeptor-Expression, verschiedene axon Führung Moleküle und Duftstoff-induzierte / spontanen Aktivität sensorischer Neuronen ist gezeigt worden, um die Zielstellung der sensorischen Nervenbahnen 4,5 regulieren. Die Anwendung des Protokolls ist nicht auf Riechzellen beschränkt, sondern kann auch angewandt, um andere Zelltypen, beispielsweise zu untersuchen., Stamm / Vorläuferzellen der neurogenen Zonen des sich entwickelnden Gehirns oder Mitralklappen Zellen im Riechkolben. Zusätzlich zeigte der Technik kann auch in Kombination mit Calcium-empfindlichen Dextrane verwendet oder eingebracht werden membranpermeabler Calcium Farbstoffe, funktionelle Informationen über die markierten Neuronen und / oder der angeschlossenen Schaltungs 7,19 zu erhalten. Die Verfügbarkeit einer Vielzahl von Fluorophoren Dextrane gekoppelt ermöglicht Kennzeichnung einer Vielzahl einzelner Zellen oder Populationen mit verschiedenen Farben. Auch Plasmid-DNA-Lösung, beispielsweise Codierung für fluoreszierende Proteine, geeignet für die Elektroporation und die versatili weiter zu verbessernty und die Nützlichkeit der Methode 6. Das Protokoll kann weiter verbessert werden, damit die kombinierten Elektroporation von DNA und Dextrane oder geladenen Morpholino Genexpression 13,17 zu manipulieren. Das beschriebene Verfahren stellt sicherlich ein neues Tool, das komplexe und immer noch nicht vollständig verstanden Prozesse, die axonalen Führung in der Wirbeltier-Geruchssystem regulieren zu untersuchen.

The lifelong turnover of sensory neurons distinguishes the olfactory system from many other sensory and neuronal systems1,2. Newly formed sensory neurons are continuously generated in the basal portion of the olfactory epithelium3 and extend their axons into the olfactory bulb, the first relay station of the olfactory system4. However, the cellular and molecular mechanisms controlling the formation and maintenance of the olfactory map are far from being fully understood4,5.
Here, we describe a protocol for labeling sensory neurons of the olfactory organ of larval X. laevis by in vivo electroporation of fluorophore-coupled dextrans. The presented protocol allows visualization of axonal morphology and connectivity, track axonal development over time and study mechanisms regulating axonal wiring and guidance.
Electroporation is a well established method to introduce charged macromolecules, like dextran-coupled dyes and DNA, into cells6,7. The cell membrane is permeabilized by application of short voltage pulses and the molecules are electrophoretically delivered into the cytosol8. Spatially restricted electroporation using a micropipette permits selective labeling of cells including neurons and has been applied in various neuronal systems including the visual system of X. laevis9,10.
We show how the electroporated animals can be used to study axonal growth patterns and morphology in living animals using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. The described procedure allows identifying the coarse topology of axonal projections of sensory neurons of the main and accessory olfactory system11,12. Using in vivo time lapse imaging, it is also suitable to supervise the glomerular connections of single mature sensory neurons, and to monitor the evolution of the axonal projection patterns of immature sensory neurons12. The described protocol can be applied to investigate the structure and formation of olfactory circuits in the intact animal and can be adapted to other cell types within the olfactory and other neuronal systems.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="589">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:203px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:100px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:203px;">SZX16</td>
			<td style="width:100px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">stereomicroscope with fluorescent illumination</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:203px;">Axon Axoporator 800A</td>
			<td style="width:100px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">single cell electroporator</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:203px;">ELP-01D</td>
			<td style="width:100px;">npi electronic</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">electroporator</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:203px;">MMJ</td>
			<td style="width:100px;">M&#228;rzh&#228;user Wetzlar</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">manual micromanipulator</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:203px;">P-1000</td>
			<td style="width:100px;">Sutter</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Horizontal micropipette puller</td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:203px;">G150F-4</td>
			<td style="width:100px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">glass capillaries for electroporation pipette fabrication; internal filament makes backfilling easier</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:203px;">Alexa 488-dextran 10kD</td>
			<td style="width:100px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">D22910</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:203px;">Alexa 546-dextran 10kD</td>
			<td style="width:100px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">D22911</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:203px;">Alexa 568-dextran 10kD</td>
			<td style="width:100px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">D22912</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:203px;">Alexa 594-dextran 10kD</td>
			<td style="width:100px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">D22913</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:203px;">TMR-dextran 3kD (micro-Ruby)</td>
			<td style="width:100px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">D7162</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:203px;">microloader pipette tips</td>
			<td style="width:100px;">eppendorf</td>
			<td style="width:119px;">930001007</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:203px;">tricaine (Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate)</td>
			<td style="width:100px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">E10521</td>
			<td style="width:167px;">anesthetic; use gloves</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:203px;">A1-MP</td>
			<td style="width:100px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">multiphoton microscope</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:203px;">LSM 780</td>
			<td style="width:100px;">Zeiss</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">confocal microscope</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:203px;">Imaris</td>
			<td style="width:100px;">Bitplane</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">alternative software for neuronal tracing</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the olfactory system as a model to study axonal growth patterns and morphology in vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

Das beschriebene Protokoll kann erfolgreich für die Elektroporation und die in vivo Darstellung von axonalen Prozessen der sensorischen Neuronen des olfaktorischen Systems von betäubten X. angewendet laevis, mittels konfokaler Laser-Scanning oder Multiphotonen-Mikroskopie (Abbildung 1). Elektroporation ermöglicht Fluorophor-gekoppelten Dextranen zu betreten und schnell innerhalb der Zellen des Riechorgan zu verbreiten. Es ist hilfreich, Fluoreszenzbeleuchtung gelten für erfolgreiche Kennzeichnung nach dem Auslösen der Spannungsimpulse zu überprüfen. Je nach den Parametern der Elektroporation, z. B., Pipettenwiderstand, Gruppen von Zellen (2A, B) oder einzelne Zellen (2C) des Riechorgan markiert sind. Axone markierten sensorischen Neuronen in den Riechnerv (2D) visualisiert und axonalen Prozesse können auch in den Riechkolben der Regel 24 Stunden nach Elektroporation erfolgreiche beobachtet werden,(Abbildung 3). Elektroporation von Gruppen von sensorischen Neuronen ermöglicht die Visualisierung der Grobverdrahtungsmuster im Riechkolben (3A). Einzelzelle Elektroporation kann angewendet werden, um einzelne axonalen Projektionsmuster, axonale Verzweigungen und Anbindung an Glomeruli im Riechkolben (3C-E) zu untersuchen. Transparent Albino Kaulquappen von X. laevis Erlaubnis in vivo konfokalen oder Multiphotonen-Imaging von markierten sensorischen Neuronen im intakten Gehirn von anästhesiert Kaulquappe. Die Entwicklung der axonalen Wachstumsmuster kann über mehrere Tage / Wochen verfolgt werden durch in vivo Visualisierung der gleichen markierten sensorischen Neuronen (Abbildung 4) wiederholt. Je nach Laufzeit der sensorischen Neuronen im Zeitpunkt der Elektroporation das Axon Muster im Riechkolben kann erheblich variieren. Ältere Neuronen bereits aufwendige axonalen Verzweigungen, die Büschel verfügen besitzened Bereichen verbunden Glomeruli. Die axonalen Wachstumsmuster von reifen Neuronen ist ziemlich stabil, aber Dehnung von Axon Niederlassungen und Verfeinerungen der glomerulären Büschel beobachtbar sind (4A-E). Sensorischen Neuronen in vivo für längere Zeiträume zu beobachten, z. B., mehr als drei Wochen (4F-I). Andererseits sind die Axone von unreifen Neuronen noch im Prozess des anfänglichen Wachstums nicht getuftet Verzweigungen besitzen und noch nicht ihre endgültige glomerulären Ziele verbunden. Das experimentelle Protokoll ermöglicht die Verfolgung der Entwicklung dieser Neuronen während der Reifung, zB., Axon Dehnung, Gabelungen und Etablierung von Tufting Verzweigungen (4J-L). Weitere Beispiele siehe auch Hassenklöver und Manzini 12. <img alt="Figur 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig1highres.jpg" width="500"/&gt; Abbildung 1. Schematische Darstellung des experimentellen Protokolls. (A) sensorischen Neuronen im Haupt Riechepithel (MOE) oder Vomeronasalorgan (VNO) der Riechorgan von betäubten X. laevis-Larven werden durch Elektroporation unter Verwendung einer Glaspipette mit fluoreszierenden Dextran-Lösung gefüllt markiert. Die Axone der markierten Neuronen durch den Riechnerv (ON) folgen und schließlich den Riechkolben (OB) zu erreichen. (B) Die Kaulquappe anästhesiert und die markierten Neuronen werden wiederholt unter Verwendung eines konfokalen Mikroskops oder Multi in bestimmten Zeitabständen untersucht. (C) Das inkrementelle Entwicklung der axonalen Wachstumsmuster der markierten Zellen können über Zeiträume von Tagen bis Wochen folgen. <img alt="Figur 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig2highres.jpg" width="500" /> Abbildung 2. Electroporation der sensorischen Neuronen im Riechorgan. (A) Die Elektroporation mit niedrigem Widerstand Pipetten führt zu Kennzeichnung von mehreren Zellen im Riechorgan. In diesem repräsentativen Beispiel mehrere olfaktorische Rezeptorneuronen (ORN, gefüllt Pfeilspitzen) und zwei säulenförmigen Stützzellen (VZ, Sternchen) wurden gefärbt. Gestrichelte Linien grenzen die Grenzen des olfaktorischen Epithels (OE). (B) Verfeinerung der Elektroporation Parameter, z. B. Erhöhung der Pipettenwiderstand, schränkt die Anzahl der markierten Zellen. In diesem Beispiel wurden eine einzelne sensorischen Neuronen (gefüllte Pfeilköpfe) und einem benachbarten tragenden Zelle (Sternchen) nach der Elektroporation gefärbt. Beachten Sie die einzelnes Axon Verlassen des olfaktorischen Epithels (offene Pfeilspitzen). (C) Erfolgreiche Einzelzelle Elektroporation führt zu exklusiven Kennzeichnung eines einzelnen sensorischen Neuronen (gefüllte Pfeilspitze) und seine angeschlossenen Axon (offene Pfeilspitzen) im Riechepithel. <sTrong&gt; (D) Die einzigen markierten Axon (offene Pfeilspitzen) durch den Riechnerv (ON) in die Riechkolben folgen. <img alt="Figur 3" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig3highres.jpg" width="400" /> Abbildung 3. Visualisierung Riech Axon Projektionen im geschnitten Riechkolben. (A) Die grobe Topologie axonalen Projektionen der sensorischen Neuronen im Riechkolben kann mit geringeren Widerstand Elektroporation Pipetten visualisiert werden. Ein Riechkolben Hemisphäre und die damit verbundenen Geruchsnerv (ON) sind dargestellt. Vier Dextrane auf unterschiedliche Fluorophore gekoppelt wurden an vier entfernten Orten des Riechorgan elektroporiert: lateral (grün), Mittelstufe (gelb), medial MOE (rot) und VNO (orange). Dies ermöglicht die Visualisierung der akzessorischen olfaktorischen Bulbus (AOB) und die drei Projektionsfelder des Hauptriechkolben (MOB). <strOng&gt; (B) Verschiedene axonalen Wachstumsmuster einzelner Riechzellen auf die Struktur des Riechkolbens überlagert. Dargestellt werden kombiniert dreidimensionale Rekonstruktionen von mehreren Einzelzellfärbungen aus verschiedenen Larvenproben abgeleitet. (CE) Beispiele für Einzel olfaktorischen Axone in den Riechkolben ragt und Bilden Tufting Verzweigungen / Synapsen im kugelförmigen Glomeruli (gefüllte Pfeilspitzen). Beachten Sie, dass in X. laevis olfaktorischen Axone gabeln regelmäßig (offene Pfeilspitzen) vor dem Anschluss an ein, zwei oder mehrere Glomeruli (gefüllte Pfeilspitzen, siehe auch Hassenklöver und Manzini 12). <img alt="Figur 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52143/52143fig4highres.jpg" width="500" /> Abbildung 4. In vivo Zeitraffer-Bildgebung einzelner Riechnervenbahnen. (AE)Nach erfolgreicher Einzelzelle Elektroporation der markierte Axon kann wiederholt im Riechkolben (OB) visualisiert werden. Dieses Beispiel zeigt einen einzelnen Axon, für eine Woche untersucht wurde. Die Gesamt Morphologie nicht wesentlich ändern und zwei Hauptverzweigungspunkte identifiziert werden können (offene Pfeilspitzen). Beachten Sie, dass über den Zeitverlauf, einer glomerulären Büschel erfährt kontinuierliche Reduktion (gefüllte Pfeilspitze), während die beiden anderen glomerulären Büschel stabil bleiben (Sternchen). (FI) Diese repräsentative Beispiel zeigt die Lebensfähigkeit von Langzeitbeobachtungen, wie diese spezifische Axon wurde untersucht länger als drei Wochen. Keine offensichtliche Änderung der Wachstumsmuster detektiert werden kann. (JL) Ein Beispiel eines unreifen sensorischen Axonen in den Wachstumsprozess dargestellt. Es ist noch nicht angeschlossen, um Glomeruli und charakteristische glomerulären Büschel fehlen. Nach 5 Tagen die axonalen Verzweigungen verlängert sind, gegabelt das Axon mehrfach und feine Verzweigungen sindetabliert.

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The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

Das olfaktorische System als Modell zur Axonal Wachstumsmuster und Morphologie Studieren<em&gt; In Vivo</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

10.8K Aufrufe.  University of Göttingen. We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

Serie: The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

A Caenorhabditis elegans Model System for Amylopathy Study

Amylopathy is a term that describes abnormal synthesis and accumulation of amyloid beta (A&beta;) in tissues with time. A&beta; is a hallmark of Alzheimer's disease (AD) and is found in Lewy body dementia, inclusion body myositis and cerebral amyloid angiopathy 1-4. Amylopathies progressively develop with time. For this reason simple organisms with short lifespans may help to elucidate molecular aspects of these conditions. Here, we describe experimental protocols to study A&beta;-mediated neurodegeneration using the worm Caenorhabditis elegans. Thus, we construct transgenic worms by injecting DNA encoding human A&beta;42 into the syncytial gonads of adult hermaphrodites. Transformant lines are stabilized by a mutagenesis-induced integration. Nematodes are age synchronized by collecting and seeding their eggs. The function of neurons expressing A&beta;42 is tested in opportune behavioral assays (chemotaxis assays). Primary neuronal cultures obtained from embryos are used to complement behavioral data and to test the neuroprotective effects of anti-apoptotic compounds.

A Caenorhabditis elegans Model System for Amylopathy Study

We describe methods to study aspects of amylopathies in the worm C. elegans. We show how to construct worms expressing human A&beta;42 in neurons and how to test their function in behavioral assays. We further show how to obtain primary neuronal cultures that can be used for pharmacological testing.

A<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Modell-System für Amylopathy Study

Amylopathy is a term that describes abnormal synthesis and accumulation of amyloid beta (A&beta;) in tissues with time. A&beta; is a hallmark of ...

Forschung

Neurowissenschaften

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

Genetische Manipulation von Kleinhirnkörnerzellen<em&gt; In-vitro-</em&gt; Und<em&gt; In Vivo</em&gt;, Um neuronale Morphologie und Migration Studieren

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first neural circuit in the AOS pathway, called the accessory olfactory bulb (AOB), plays an important role in establishing sex-typical behaviors such as territorial aggression and mating. This small (&#60;1 mm3) circuit possesses the capacity to distinguish unique behavioral states, such as sex, strain, and stress from chemosensory cues in the secretions and excretions of conspecifics. While the compact organization of this system presents unique opportunities for recording from large portions of the circuit simultaneously, investigation of sensory processing in the AOB remains challenging, largely due to its experimentally disadvantageous location in the brain. Here, we demonstrate a multi-stage dissection that removes the intact AOB inside a single hemisphere of the anterior mouse skull, leaving connections to both the peripheral vomeronasal sensory neurons (VSNs) and local neuronal circuitry intact. The procedure exposes the AOB surface to direct visual inspection, facilitating electrophysiological and optical recordings from AOB circuit elements in the absence of anesthetics. Upon inserting a thin cannula into the vomeronasal organ (VNO), which houses the VSNs, one can directly expose the periphery to social odors and pheromones while recording downstream activity in the AOB. This procedure enables controlled inquiries into AOS information processing, which can shed light on mechanisms linking pheromone exposure to changes in behavior.

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory bulb (AOB) has been difficult to study in the context of sensory coding. Here, we demonstrate a dissection that produces an ex vivo preparation in which AOB neurons remain functionally connected to their peripheral inputs, facilitating research into information processing of mouse pheromones and kairomones.

Ex vivo Zubereitungen der Intact Vomeronasalorgan und akzessorischen olfaktorischen Bulbus

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first ...

A Free-breathing fMRI Method to Study Human Olfactory Function

The study of human olfaction is a highly complex and valuable field with applications ranging from biomedical research to clinical evaluation. Currently, evaluation of the functions of the human central olfactory system with functional magnetic resonance imaging (fMRI) is still a challenge because of several technical difficulties. There are some significant variables to take into account when considering an effective method for mapping the function of the central olfactory system using fMRI, including proper odorant selection, the interaction between odor presentation and respiration, and potential anticipation of or habituation to odorants. An event-related, respiration-triggered olfactory fMRI technique can accurately administer odorants to stimulate the olfactory system while minimizing potential interference. It can effectively capture the precise onsets of fMRI signals in the primary olfactory cortex using our data post-processing method. The technique presented here provides an efficient and practical means for generating reliable olfactory fMRI results. Such a technique can ultimately be applied in the clinical realm as a diagnostic tool for diseases associated with olfactory degeneration, including Alzheimer&#39;s and Parkinson&#39;s disease, as we begin to further understand the complexities of the human olfactory system.

We present the technical challenges and solutions for obtaining reliable functional magnetic resonance imaging (fMRI) data from the human central olfactory system. This includes special considerations in olfactory fMRI paradigm design, descriptions of fMRI data acquisition with an MRI-compatible olfactometer, odorant selection, and a special software tool for data post-processing.

Eine frei atmende fMRI-Methode zur Untersuchung der menschlichen olfaktorischen Funktion

The study of human olfaction is a highly complex and valuable field with applications ranging from biomedical research to clinical evaluation. Currently, ...

Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration

This protocol describes consistent and reproducible methods to study axonal regeneration and inhibition in a rat facial nerve injury model. The facial nerve can be manipulated along its entire length, from its intracranial segment to its extratemporal course. There are three primary types of nerve injury used for the experimental study of regenerative properties: nerve crush, transection, and nerve gap. The range of possible interventions is vast, including surgical manipulation of the nerve, delivery of neuroactive reagents or cells, and either central or end-organ manipulations. Advantages of this model for studying nerve regeneration include simplicity, reproducibility, interspecies consistency, reliable survival rates of the rat, and an increased anatomic size relative to murine models. Its limitations involve a more limited genetic manipulation versus the mouse model and the superlative regenerative capability of the rat, such that the facial nerve scientist must carefully assess time points for recovery and whether to translate results to higher animals and human studies. The rat model for facial nerve injury allows for functional, electrophysiological, and histomorphometric parameters for the interpretation and comparison of nerve regeneration. It thereby boasts tremendous potential toward furthering the understanding and treatment of the devastating consequences of facial nerve injury in human patients.

This protocol describes a reproducible approach to facial nerve surgery in the rat model, including descriptions of various inducible patterns of injury.

Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell zur Untersuchung der axonalen Hemmung und Regeneration

This protocol describes consistent and reproducible methods to study axonal regeneration and inhibition in a rat facial nerve injury model. The facial ...

Generation of 3-D Collagen-based Hydrogels to Analyze Axonal Growth and Behavior During Nervous System Development

This protocol uses natural type I collagen to generate three-dimensional (3-D) hydrogel for monitoring and analyzing the axonal growth. The protocol is centered on culturing small pieces of embryonic or early postnatal rodent brains inside a 3-D hydrogel formed by the rat tail tendon-derived type I collagen with specific porosity. Tissue pieces are cultured inside the hydrogel and confronted to specific brain fragments or genetically-modified cell aggregates to produce and secrete molecules suitable for creating a gradient inside the porous matrix. The steps of this protocol are simple and reproducible but include critical steps to be considered carefully during its development. Moreover, the behavior of growing axons can be monitored and analyzed directly using a phase-contrast microscope or mono/multiphoton fluorescence microscope after fixation by immunocytochemical methods.

Here, we provide a method for analyzing the behavior of growing axons in 3D matrices, mimicking their natural development.

Generation von 3-D-Kollagen-basierten Hydrogelen zur Analyse des axonalen Wachstums und Verhaltens während der Entwicklung des Nervensystems

This protocol uses natural type I collagen to generate three-dimensional (3-D) hydrogel for monitoring and analyzing the axonal growth. The protocol is ...

Coculture of Axotomized Rat Retinal Ganglion Neurons with Olfactory Ensheathing Glia, as an In Vitro Model of Adult Axonal Regeneration

Olfactory ensheathing glia (OEG) cells are localized all the way from the olfactory mucosa to and into the olfactory nerve layer (ONL) of the olfactory bulb. Throughout adult life, they are key for axonal growing of newly generated olfactory neurons, from the lamina propria to the ONL. Due to their pro-regenerative properties, these cells have been used to foster axonal regeneration in spinal cord or optic nerve injury models.
We present an in vitro model to assay and measure OEG neuroregenerative capacity after neural injury. In this model, reversibly immortalized human OEG (ihOEG) is cultured as a monolayer, retinas are extracted from adult rats and retinal ganglion neurons (RGN) are cocultured onto the OEG monolayer. After 96 h, axonal and somatodendritic markers in RGNs are analyzed by immunofluorescence and the number of RGNs with axon and the mean axonal length/neuron are quantified.
This protocol has the advantage over other in vitro assays that rely on embryonic or postnatal neurons, that it evaluates OEG neuroregenerative properties in adult tissue. Also, it is not only useful for assessing the neuroregenerative potential of ihOEG but can be extended to different sources of OEG or other glial cells.

We present an in vitro model to assess olfactory ensheathing glia (OEG) neuroregenerative capacity, after neural injury. It is based on a coculture of axotomized adult retinal ganglion neurons (RGN) on OEG monolayers and subsequent study of axonal regeneration, by analyzing RGN axonal and somatodendritic markers.

Cokultur von Axotomized Rat Retinal Ganglion Neurons mit olfactory Ensheathing Glia, als In-Vitro-Modell der erwachsenen axonalen Regeneration

Olfactory ensheathing glia (OEG) cells are localized all the way from the olfactory mucosa to and into the olfactory nerve layer (ONL) of the olfactory ...

Utilizing In Vivo Postnatal Electroporation to Study Cerebellar Granule Neuron Morphology and Synapse Development

Neurons undergo dynamic changes in their structure and function during brain development to form appropriate connections with other cells. The rodent cerebellum is an ideal system to track the development and morphogenesis of a single cell type, the cerebellar granule neuron (CGN), across time. Here, in vivo electroporation of granule neuron progenitors in the developing mouse cerebellum was employed to sparsely label cells for subsequent morphological analyses. The efficacy of this technique is demonstrated in its ability to showcase key developmental stages of CGN maturation, with a specific focus on the formation of dendritic claws, which are specialized structures where these cells receive the majority of their synaptic inputs. In addition to providing snapshots of CGN synaptic structures&#160;throughout cerebellar development, this technique can be adapted to genetically manipulate granule neurons in a cell-autonomous manner to study the role of any gene of interest and its effect on CGN morphology, claw development, and synaptogenesis.

Utilizing In Vivo Postnatal Electroporation to Study Cerebellar Granule Neuron Morphology and Synapse Development

Here we describe a method to visualize synaptogenesis of granule neurons in the mouse cerebellum over the time course of postnatal brain development when these cells refine their synaptic structures and form synapses to integrate themselves into the overall brain circuit.

Verwendung der postnatalen In-vivo-Elektroporation zur Untersuchung der Morphologie von Kleinhirngranula-Neuronen und der Synapsenentwicklung

Neurons undergo dynamic changes in their structure and function during brain development to form appropriate connections with other cells. The rodent ...

Optimizing the Setup and Conditions for Ex Vivo Electroretinogram to Study Retina Function in Small and Large Eyes

Measurements of retinal neuronal light responses are critical to investigating the physiology of the healthy retina, determining pathological changes in retinal diseases, and testing therapeutic interventions. The ex vivo electroretinogram (ERG) allows the quantification of contributions from individual cell types in the isolated retina by addition of specific pharmacological agents and evaluation of tissue-intrinsic changes independently of systemic influences. Retinal light responses can be measured using a specialized ex vivo ERG specimen holder and recording setup, modified from existing patch clamp or microelectrode array equipment. Particularly, the study of ON-bipolar cells, but also of photoreceptors, has been hampered by the slow but progressive decline of light responses in the ex vivo ERG over time. Increased perfusion speed and adjustment of the perfusate temperature improve ex vivo retinal function and maximize response amplitude and stability. The ex vivo ERG uniquely allows the study of individual retinal neuronal cell types. In addition, improvements to maximize response amplitudes and stability allow the investigation of light responses in retina samples from large animals, as well as human donor eyes, making the ex vivo ERG a valuable addition to the repertoire of techniques used to investigate retinal function.

Optimizing the Setup and Conditions for Ex Vivo Electroretinogram to Study Retina Function in Small and Large Eyes

Modification of existing multielectrode array or patch clamp equipment makes the ex vivo electroretinogram more widely accessible. Improved methods to record and maintain ex vivo light responses facilitate the study of photoreceptor and ON-bipolar cell function in the healthy retina, animal models of eye diseases, and human donor retinas.

Optimierung des Aufbaus und der Bedingungen für das Ex-vivo-Elektroretinogramm zur Untersuchung der Netzhautfunktion bei kleinen und großen Augen

Measurements of retinal neuronal light responses are critical to investigating the physiology of the healthy retina, determining pathological changes in ...

In Situ Visualization of Axon Growth and Growth Cone Dynamics in Acute Ex Vivo Embryonic Brain Slice Cultures

During neuronal development, axons navigate the cortical environment to reach their final destinations and establish synaptic connections. Growth cones -the sensory structures located at the distal tips of developing axons- execute this process. Studying the structure and dynamics of the growth cone is crucial to understanding axonal development and the interactions with the surrounding central nervous system (CNS) that enable it to form neural circuits. This is essential when devising methods to reintegrate axons into neural circuits following injury in fundamental research and pre-clinical contexts. Thus far, the general understanding of growth cone dynamics is primarily founded on studies of neurons cultured in two dimensions (2D). Although undoubtedly fundamental to the current knowledge of growth cone structural dynamics and response to stimuli, 2D studies misrepresent the physiological three-dimensional (3D) environment encountered by neuronal growth cones in intact CNS tissue. More recently, collagen gels were employed to overcome some of these limitations, enabling the investigation of neuronal development in 3D. However, both synthetic 2D and 3D environments lack signaling cues within CNS tissue, which direct the extension and pathfinding of developing axons. This protocol provides a method for studying axons and growth cones using organotypic brain slices, where developing axons encounter physiologically relevant physical and chemical cues. By combining fine-tuned in utero and ex utero electroporation to sparsely deliver fluorescent reporters along with super-resolution microscopy, this protocol presents a methodological pipeline for the visualization of axon and growth cone dynamics in situ. Furthermore, a detailed toolkit description of the analysis of long-term and live-cell imaging data is included.

In Situ Visualization of Axon Growth and Growth Cone Dynamics in Acute Ex Vivo Embryonic Brain Slice Cultures

This protocol demonstrates a straightforward and robust method to study in situ axon growth and growth cone dynamics. It describes how to prepare ex vivo physiologically relevant acute brain slices and provides a user-friendly analysis pipeline.

In situ Visualisierung des Axonwachstums und der Wachstumskegeldynamik in akuten ex vivo embryonalen Hirnschnittkulturen

During neuronal development, axons navigate the cortical environment to reach their final destinations and establish synaptic connections. Growth cones ...