This study was supported by the National Health and Medical Research Council of Australia (NHMRC) Project grant 1022839. AJH is an Australian Research Council (ARC) FT3 Future Fellow (FT100100835). The Florey Institute of Neuroscience and Mental Health acknowledges support from the Victorian Government&#8217;s Operational Infrastructure Support Grant.

HINWEIS: Alle experimentellen Verfahren an Tieren wurden durch die Florey Institut für Neurowissenschaften und psychische Gesundheit Tierethikkommission genehmigt und entsprechen den australischen National Health und Medical Research Council veröffentlichten Verhaltenskodex für die Pflege und Verwendung von Tieren zu wissenschaftlichen Zwecken (7. Auflage, 2004). 1. Umwelt Manipulationen <ol><li> Geschlecht Pairing <ol><li> Verwenden geschlechtsreif (&gt; 8 Wochen alt), bei gleichaltrigen männlichen und weiblichen Mäusen. HINWEIS: Wir verwenden in der Regel C57BL / 6 Mäusen, haben aber die gleichen Ergebnisse mit Swiss-Mäusen in diesem Protokoll hatte. Wir verwenden in der Regel n = 8 Männchen und n = 8 Frauen für jedes Experiment, eingeteilt in n = 2 Stecker-Stecker-Paare (n = 4 Männer), n = 2 Buchse-Buchse-Paare (n = 4 Frauen) und n = 4 Mann-Frau-Paare (n = 4 Rüden und n = 4 Frauen). </li><li> Nach der Ankunft in den Tierhalteeinrichtung, Gruppenhaus die Mäuse nach Geschlecht für&gt; 3 Tage zu akklimatisieren. Hier und throughout das Geschlecht Paarung halten fremde Reize aus der Umwelt (zB Umgebungstemperatur, Licht: Dunkel-Zyklus, Nahrung, Wasser, Handhabung und Reinigung) konstant oder gleichmäßig zu verteilen, um allen Mäusen. </li><li> Jede Maus zufällig ordnet einem Stecker-Stecker-Paar, eine Buchse-Buchse-Paar oder eine Mann-Frau-Paar. Legen Sie jedes Paar in einen sauberen Käfig isoliert (2 Mäuse / Käfig) mit freien Zugang zu Nahrung und Wasser, und einfach zu beherbergen sie auf diese Weise kontinuierlich für 7 Tage. HINWEIS: Routinetierhaltung ist in diesem Zeitraum OK sondern muss gleichermaßen für alle Mäuse verteilt werden. Achten Sie darauf, Paarung von männlichen und weiblichen Geschwistern zu vermeiden. </li></ol></li><li> Umwelt Enrichment <ol><li> Verwenden geschlechtsreif (&gt; 8 Wochen alt), bei gleichaltrigen männlichen oder weiblichen Mäusen. HINWEIS: Wir verwenden typischerweise n = 18 Mäuse pro Experiment in n = 6 / Behandlungsgruppe eingeteilt. </li><li> Nach der Ankunft in den Tierhalteeinrichtung halten sie in Gruppen gehalten in identischen Standard untergebracht (SH) (zB </em&gt; Siehe unten) Bedingungen in dieser Phase für&gt; 3 Tage zu akklimatisieren. Hier und im gesamten Experiment halten fremde Reize aus der Umwelt (zB Umgebungstemperatur, Licht: Dunkel-Zyklus, Nahrung, Wasser, Handhabung und Reinigung) konstant oder gleichmäßig zu verteilen, um allen Mäusen. </li><li> Zur Anreicherung der Umwelt zu beginnen, nach dem Zufallsprinzip jedes Maus an einen der drei Gruppen zu: SH; Laufrad (RW) oder Umwelt angereichert (EE) und platzieren Sie jede Gruppe von Mäusen, die zusammen in einem identischen sauberen Käfig mit freien Zugang zu Nahrung und Wasser. HINWEIS: Hier größeren Rattenhaltekäfige für alle Gruppen, die Messung 27 cm breit, 42 cm lang und 16 cm Tiefe wurden verwendet. <ol><li> Darüber hinaus bieten die folgenden Umweltbedingungen für jede Gruppe: SH, das nur Wurf (Papier Pellets oder Sägemehl) auf dem Boden; RW mit SH + 2 Laufräder; EE aus RW und Spielzeuge (Seile, Leitern, Tunnel und Objekte wie leere Papierrollen und Stücke von Tissue-Papier), mit dem Explore, spielen, klettern, verstecken und Nest. </li><li> Haus sie auf diese Weise kontinuierlich für 14 Tage. HINWEIS: Routinetierhaltung ist in diesem Zeitraum OK sondern muss gleichermaßen für alle Mäuse verteilt werden. </li></ol></li><li> Betreff EE Mäusen zusätzliche &quot;Super-Bereicherung&quot; (SE), indem Sie sie zusammen in einen größeren Käfig mit Roman Spielzeug für 1 Stunde / Tag (gleiche Stunde pro Tag), 5 Tage / Woche. HINWEIS: Hier wird eine 46 cm breit, 69 cm lang und 40 cm tiefe Kunststoffwanne verwendet wurde. <ol><li> Pflegen Neuheit, indem sie eine andere Gruppe von Spielzeug jede Sitzung. Reinigen Sie Spielzeug, das sind an Mäusen mit Seifenwasser und 80% Ethanol, um Gerüche zu entfernen erneut vorgelegt werden. </li><li> Nach jeder SE Sitzung geben die Mäuse auf ihre EE Käfig. Handle SH und RW Mäusen das gleiche wie SE-Mäuse (mit Ausnahme der SE selbst) in diesem Zeitraum (zB entfernen und jedes SH und RW Maus aus und in seinen Käfig). </li></ol></li></ol></li></ol><ol><li> Zubereitung <ol><li> Steriles osmotische Pumpen und Gehirninfusionssets, die im Handel erhältlich sind. Am Tag vor der Implantation unter aseptischen Bedingungen, Prime die Implantate, indem jede Pumpe, Verbindungsrohr und Kanüle mit steriler Arzneimittel oder Vehikel-Lösung (wie in der Anleitung mit den Pumpen geliefert beschrieben). Schließen Sie sie zusammen und Inkubation in steriler Kochsalzlösung über Nacht bei 37 ° C. Inkubieren drogen- und Fahrzeug gefüllte Implantate getrennt um eine Kreuzkontamination zu vermeiden. </li></ol></li><li> Chirurgie. HINWEIS: Je nach Land des Experimentators, werden spezielle Tierversuche Genehmigungen oder Zertifikate erforderlich, um solche Arten von Operationen und postoperative Experimente verfolgen. <ol><li> Sterilisieren Sie alle chirurgischen Geräten und beschäftigen aseptischen Bedingungen in ganz. Anesthetize eine Maus (zB mit 1-2% Isofluran in Luft) und legen Sie sie in einem Sterotaxic Förderturm. Überprüfen Sie die Narkosetiefe während des gesamten Verfahrens und zu verwalten, weiter Betäubung bei Bedarf (zB Fehlen von Gliedmaßen Rückzug auf schädliche Pfote Prise ist ein Hinweis auf eine adäquate Anästhesie). Stellen Sie sicher, die Augen vor Austrocknung durch Schmiermittel Augensalbe geschützt werden und dass die Körpertemperatur der Maus die bleibt während des gesamten Verfahrens normal. </li><li> Machen Sie einen Mittelschnitt durch die Haut ab zwischen den Augen und Finishing 2 cm an der hinteren Kante des Schädels posterior. Blunt die Haut von der darunter liegenden Faszie über den Rücken der Maus zu zerlegen, um eine subkutane &quot;Tasche&quot; groß genug, um bequem zu passen die Pumpe und Verbindungsrohr sobald die Kanüle implantiert ist (das Verbindungsrohr nicht bei Beendigung gebogen werden) zu erzeugen. Kratzen Sie deaktivieren Sie die Blende aus über die Dorsalseite des Schädels. </li><li> Mit einer etwa 1,5 mm Durchmesser Zahn Grat, einen Drilldown in den Schädel zu dem entsprechenden stereotaktischen Koordinaten until eine dünne, flexible Schicht der Knochenreste. Peel diese Schicht entfernt mit feinen Pinzetten (dies vermeidet eine Beschädigung des darunter liegenden harten Hirnhaut und des Gehirns mit dem dentalen Bohrers). Stellen Sie sicher, der Schädel aller Blut- und Knochenfragmente zu reinigen, und dass es keine weiteren Blutungen. </li><li> Mit der Kanüle durch einen Kanülenhalter gehalten wird, setzen Sie die Pumpe und Verbindungsrohr in das Unterhaut &quot;Tasche&quot;, die über die Maus zurück. Als nächstes stellen Sie den Spitze der Kanüle an den entsprechenden stereotaktischen Koordinaten und auf der Oberfläche des Gehirns. Die Kanüle in das Gehirn vorsichtig absenken aber halt ca. 1 mm vor der gewünschten Tiefe. ANMERKUNG: Die restlichen Tiefe wird nach Aufbringen der ersten Schicht aus Dentalacryl ausgehandelt werden. </li><li> Wieder sicher, dass die Oberfläche des Schädels sauber und trocken ist, dann bereiten Sie ein kleines Volumen der zahnärztlichen Acryl und mit einem Zahnstocher, um sie über die gesamte freiliegende Fläche des Schädels zu glätten, einschließlich in den Grat-Loch durch den Schädel um the Kanüle. Bevor der Acryl härtet, senken die Kanülenspitze die verbleibende Tiefe in das Ziel. </li><li> Bereiten weiteres kleines Volumen der Dentalacryl und Schicht dieses über den ersten als auch über dem weißen Kunststoffträger für die Kanüle, um die Kanüle zu fixieren. Wiederholen mit zusätzlichen Schichten aus Acryl, wie notwendig. </li><li> Sobald die Acrylausgehärtet ist, entfernen Sie vorsichtig den Kanülenhalter und schneiden Sie die weiße Kunststoff abnehmbare Registerkarte Kanüle mit einer Skalpellklinge mit einer Butanflamme erhitzt. Schließlich Naht der Haut über das gesamte Implantat geschlossen. </li></ol></li><li> Postoperative Behandlung der Tiere <ol><li> Bewerben Wundsalbe auf die Haut Margen und verwalten eine entzündungshemmende, um der Maus (zB Meloxicam, 3 mg / kg sc). Entfernen Sie die Maus aus dem Rahmen, legen Sie sie unter einer Wärmelampe, und beobachten Sie, bis er wieder zu sich kommt. Sie eine Maus, die Operation, um der Gesellschaft von anderen Tieren unterzogen wurde, bis vollständig erholt nicht zurück. HINWEIS: Experimental Manipulationen wie Geschlecht Paarung und Umwelt Anreicherung begonnen oder wieder aufgenommen am Tag nach der Operation so früh werden. </li><li> Überwachung ihres Körpergewichts, allgemeinen Verhalten und Aussehen täglich. Behandeln Sie Anzeichen einer Infektion (zB Schwellung, Rötung, Eiter) um chirurgische Einschnitte mit topischen Wundsalbe. Gönnen keine Anzeichen Krankheit, Schmerzen, Stress oder Unbehagen (zB Verlust von&gt; 10% des Körpergewichts, sozialer Rückzug, mangelnde Pflege, &quot;Flusen&quot;, Bewegung Dysfunktion, Krampfanfälle) mit systemischen Analgetika und / oder Antibiotika wie nötig. </li><li> Euthanize Mäusen, wenn&gt; 15% Gewichtsverlust oder Symptome einer Krankheit, Schmerzen, Stress oder Unbehagen sind nicht behebbar innerhalb 1 Woche nach Heilbehandlung. </li></ol></li></ol> 3. Hirngewebepräparation, Immunhistochemische Verarbeitung und Stereologie <ol><li> Perfusion <ol><li> Unmittelbar nach ökologischen / Droge Manipulationen, bereiten das Gehirn für die Studie. <br/&gt; Hinweis: In den Experimenten hier berichtet die Anzahl von SNc TH + Neuronen wurden gemessen und in jeder der Behandlungsgruppen. </li><li> Erste verwalten eine Überdosis des Narkosemittels, um die Mäuse zu töten (zB 100 mg / kg ip Natriumpentobarbiton). Einmal betäubt, aber bevor das Herz aufhört zu schlagen, legen Sie die Maus auf den Rücken und Krawatte oder fassen beide Vorderbeine. </li><li> Mit einem Skalpell weggeschnitten die Haut über der Thorax dann durch den Muskel gerade unterhalb des Brustkorbs einschneiden in die Bauchhöhle. Legen Sie eine Klemme an der Schwertfortsatz des Brustkorbs und heben Sie den Brustkorb nach oben und weg von der Leber Freilegung der Membran. </li><li> Schnitt durch die Membran und durch die Rippen seitlich auf beiden Seiten mit großen Scheren, bis der Brustkorb kann über den Kopf, um die Lunge und Herz aussetzen zurückgeklappt werden. Mit einer feinen Schere machen einen kleinen Schnitt im rechten Vorhof als Ausgangspunkt für Blut und Lösungen durchströmt, dann durch die Basis des linken ventri geschnittenkel und legen eine Kanüle nach oben durch den linken Ventrikel, dem linken Atrium und in der Aorta. </li><li> Klemmen Sie die Kanüle an Ort und Stelle dann Pumpe warm (37 ° C) mit Heparin und 0,1 M phosphatgepufferter physiologischer Kochsalzlösung (PBS) durch das Gefäßsystem, bis die Lösung Verlassen des rechten Vorhof ist völlig frei von Blut. Als nächstes wird die Pumpe kaltem (4 ° C) Fixierlösung (wie beispielsweise 4% Paraformaldehyd in PBS) durch das Gefßsystem, bis der gesamte Maus ist gut fixiert. Entfernen Sie das Gehirn und in PBS mit 30% Saccharose für 2-3 Tage, bis das Gehirn sinkt. Hinweis: andere Arten von Gewebe Vorbereitung könnte abhängig von der Expertise in der entsprechenden Labor angewendet werden. </li></ol></li><li> Vorbereitung der im Streubesitz befindlichen Kryoschnitte <ol><li> Schneiden Sie die Serienschnitte durch die Hirnregionen von Interesse und sammeln diese in PBS. HINWEIS: Wir schneiden 40 &amp; mgr; m dicke Schnitte mit Hilfe eines Kryostaten. Andere Arten von Gewebe Schnitte können je nach Know-how in den entsprechende angewendet werdenng Labor. </li></ol></li><li> Immunhistochemie <ol><li> Führen Standard Immunhistochemie für Proteine ​​von Interesse. Abschnitte in 5% normalem Ziegenserum und 0,3% Triton X-100 in PBS bei Raumtemperatur inkubiert für 30 min, dann eine Immunreaktion mit einem polyklonalen Kaninchen-Anti-TH (1: 400) bei 4 ° C für 48 Stunden inkubiert, anschließend polyklonaler biotinylierter Ziege-Anti -rabbit (1: 1000) bei Raumtemperatur für 2 Std. </li><li> Weiter, Inkubation in Avidin-Peroxidase (1: 500) bei Raumtemperatur für 1 h, dann in Kobalt- und Nickel-verstärkten Diamino-benzidin (0,5 mg / ml) bei Raumtemperatur für 18-20 min; für die letzten 3-5 min der Diamino-Benzidin Inkubation Zugabe von Wasserstoffperoxid (0,01%) an Chromogen Ausfällung katalysieren. Dreimal für 10 Minuten jeden Waschabschnitte in PBS vor, nach und zwischen jeder der oben genannten Schritte. </li><li> Montieren Sie die Abschnitte über verkleistert Objektträger, Luft trocknen, dann Nissl-Färbung (neutral rot), entwässern in Alkohol, klar (X-3B) und Deckglas. </li></ol></li><li&gt; Stereologie <ol><li> Schätzen Sie die Gesamtzahl der TH + und TH- SNc (und VTA und LC) Neuronen mit unvoreingenommene stereo Methoden. Stellen Sie sicher, dass die stereologist ist blind für die Behandlung erhalten. Ausschließen Glia auf der Grundlage Soma Durchmesser &lt;5 um und zählen nur jene Zellen, die mit einem sichtbaren Kern. </li><li> Identifizieren Sie die SNc (und VTA und LC) von den räumlichen Positionen der TH + Zellen und anatomischen Landmarken / Grenzen nach den Hirnatlas von Paxinos und Watson 7. Graf TH + Zellen innerhalb einer Zählung Rahmen (55 x 55 &amp; mgr; m = 3025 &amp; mgr; m 2) in regelmäßigen vordefinierten Zeitabständen (x = 140 um, y = 140 um für SNc; x = 100 um, y = 100 &amp; mgr; m für VTA und LC) während jeder Kern in jedem vierten Abschnitt. </li></ol></li></ol>

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M., Baumans, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strength+of+preference+for+nesting+material+as+environmental+enrichment+for+laboratory+mice.">Strength of preference for nesting material as environmental enrichment for laboratory mice.</a> Applied Animal Behaviour Science. 55, 369-382 (1998).</li><li>Rampon, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+environmental+enrichment+on+gene+expression+in+the+brain.">Effects of environmental enrichment on gene expression in the brain.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97, 12880-12884 (2000).</li><li>Eckert, M. J., Abraham, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+environmental+enrichment+exposure+on+synaptic+transmission+and+plasticity+in+the+hippocampus.">Effects of environmental enrichment exposure on synaptic transmission and plasticity in the hippocampus.</a> Current topics in behavioral neurosciences. 15, 165-187 (2013).</li><li>Sztainberg, Y., Chen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+environmental+enrichment+model+for+mice.">An environmental enrichment model for mice.</a> Nature protocols. 5, 1535-1539 (2010).</li><li>Sale, A., Berardi, N., Maffei, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environment+and+brain+plasticity:+towards+an+endogenous+pharmacotherapy.">Environment and brain plasticity: towards an endogenous pharmacotherapy.</a> Physiological reviews. 94, 189-234 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Umwelt Manipulationen Die Motivation für die Gestaltung dieser Umwelt Manipulationen (Geschlecht Paarung und Umweltanreicherung) war es, ob die Umwelt zu bestimmen, und / oder das Verhalten von der Umwelt aufgefordert, sich mit den Veränderungen in der Anzahl der Mittelhirn DA Neuronen verbunden. Der Schwerpunkt lag daher auf die Bereitstellung von Umgebungen und stimulierende Verhaltensweisen, die wahrscheinlich im Mittelhirn DA Signal engagieren. Dazu gehörten Paarung mit dem a...

DArgic Signalisierung von Neuronen im ventralen Tegmentum (VTA) und Substantia nigra pars compacta (SNC) des Mittelhirns wird als wichtig für die Belohnung motiviert kognitive, emotionale und motorische Verhaltensweisen sein. Jedoch verursacht zu viel oder zu wenig Mittelhirn DA Signal viele behindernden Symptome in einer Vielzahl von neurologischen Erkrankungen (zB Parkinson-Krankheit, Aufmerksamkeitsdefizit und Hyperaktivität, Schizophrenie und Drogenabhängigkeit). Medikamente, die erhöhen oder zu verringern DA Signal diese Symptome zu lindern, aber sie produzieren auch Nebenwirkungen zuzuschreiben fehlregulierte Signal und Nebeneffekte. Wirksamkeit von Medikamenten auch lehnt Laufe der Zeit durch kompensatorische Reaktionen des Gehirns. Die Herausforderung besteht daher darin, normale Mittelhirn DA Signal gezielter und physiologische Weise wiederherzustellen, und eine bevorzugte Ansatz ist durch Erhöhung oder Verringerung der Anzahl von Mittelhirn DA Neuronen. Der Nachweis wurde für sev angesammeltrere Jahrzehnte, dass die Expression von Genen und Proteinen in Metabolisierung und Menschenhandel DA und andere Katecholamine in reifen Erwachsenen Zellen beteiligt ist änderbar (in 1 überprüft). Im Mittelhirn, die Zahl der Tyrosin-Hydroxylase immun (TH +, der geschwindigkeitsbestimmende Enzym im DA-Synthese) Neuronen sinkt dann erhöht folgenden Neurotoxin Verwaltung 2,3, während die Zahl der TH immunonegative (TH) Neuronen zeigt das Gegenteil Muster (dh steigt dann ab 3). Dies ist konsistent mit dem Verlust dann der &quot;DA Phänotyp &#39;von einigen Zellen zu gewinnen. Die Anzahl der TH + und TH- SNc Neuronen wurde auch gezeigt, die in gleichen aber entgegengesetzten Richtungen nach verschiedenen Behandlungen, die die elektrische Aktivität der Zellen zu verändern 4,5 ändern. Zum Beispiel Infusion des kleinen Leitwert, Calcium-aktivierten Kalium (SK) Kanalantagonist Apamin in Hirn für 2 Wochen verringert die Zahl der TH + und erhöht (durch die gleiche Menge) die number der TH SNc Neuronen 4,5. Demgegenüber Infusion des SK-Kanalagonisten 1- EBIO erhöht die Anzahl der TH + und verringert (um den gleichen Betrag) die Anzahl der TH- SNc Neuronen 4,5. Ähnliche Veränderungen wurden im Anschluss an eine Vielzahl von Behandlungen Targeting SNc neuronale Aktivität, darunter auch einige, die afferenten Eingänge 4 gezielt zu sehen. Dieser scheinbare Regelung der Anzahl der SNc DArgic Neuronen durch neuronale Aktivität und afferenten Input ergibt sich die Möglichkeit, die Umwelt oder das Verhalten können die Anzahl der SNc Neuronen beeinflussen. Tatsächlich erwachsenen Mäusen zu verschiedenen Umgebungen ausgesetzt sind, mehr oder weniger Mittelhirn (SNC und VTA) TH + -Neuronen, und zumindest einige dieser Umgebungsbedingte Änderungen werden durch die gleichzeitige Blockade der synaptischen Eingangs im Mittelhirn 6 aufgehoben. Die Ziele dieser Mitteilung sind: (1) liefern weitere Details über, wie wir unsere Umwelt Manipulationen und Drogen Infusionen umzusetzen; und (2) liefern weitere Daten unterstützen unsere Behauptung, dass der environment regelt die Anzahl von Mittelhirn DA Neuronen, über Zuflüsse.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1300">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:636px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Isofluorane</td>
			<td style="width:636px;">Baxter Healthcare Pty Ltd, Baxter Drive, NSW 2146, Australia</td>
			<td style="width:119px;">AHN3640</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">ALZET Osmotic pump 1002</td>
			<td style="width:636px;">DURECT Corporation, PO Box 530 Cupertino, CA 95015-0530</td>
			<td>0004317</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">ALZET Brain infusion kit 1</td>
			<td style="width:636px;">DURECT Corporation, PO Box 530 Cupertino, CA 95015-0530</td>
			<td>0004760</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">ALZET cannula holder 1</td>
			<td style="width:636px;">DURECT Corporation, PO Box 530 Cupertino, CA 95015-0530</td>
			<td>0008860</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Vertex Monomer Self-curing (dental acrylic solvent)</td>
			<td>Vertex Dental, Postbus 10, 3700 AA ZEIST, The Netherlands</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Vertex Self Curing (dental acrylic powder)</td>
			<td>Vertex Dental, Postbus 10, 3700 AA ZEIST, The Netherlands</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">METACAM (Meloxicam)</td>
			<td>Troy Laboratories, 98 long Street, smithfield NSW 2164 Australia</td>
			<td style="width:119px;">L10100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Sodium Pentobarbitone</td>
			<td>Lethabarb, Virbac, Milperra, NSW, Australia</td>
			<td style="width:119px;">571177</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Normal goat serum</td>
			<td>chemicon-temecula, CA</td>
			<td style="width:119px;">S26-Litre</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Triton X-100</td>
			<td>Merck Millipore Headquarters&#160;, 290 Concord road, Billerica, MA 01821</td>
			<td style="width:119px;">1.08603.1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Polyclonal rabbit anti-tyrosine hydroxylase</td>
			<td>Merck Millipore Headquarters&#160;, 290 Concord road, Billerica, MA 01821</td>
			<td style="width:119px;">AB152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Polyclonal biotinylated goat anti-rabbit</td>
			<td>Dako Australia Pty. Ltd., Suite 4, Level 4, 56 Berry street, North Sydney, NSW, Australia 2060</td>
			<td style="width:119px;">EO432</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Avidin peroxidase</td>
			<td>Sigma-aldrich, Castle Hill, NSW 1765 AU</td>
			<td style="width:119px;">A3151-1mg</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Diamino-benzidine</td>
			<td>Sigma-aldrich, Castle Hill, NSW 1765 AU</td>
			<td style="width:119px;">D-5637</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Stereo Investigator</td>
			<td>MicroBrightField Bioscience, 185 Allen Brook Lane, Suite 101, Williston, VT 05495</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

environmental modulations of the number of midbrain dopamine neurons in adult mice

Lang anhaltende Veränderungen im Gehirn oder &quot;Plastizität des Gehirns&quot; zugrunde liegen, adaptives Verhalten und Gehirn Reparatur nach Krankheit oder Verletzung. Des Weiteren können Wechselwirkungen mit der Umwelt Plastizität des Gehirns induzieren. In zunehmendem Maße wird Forschung versucht zu ermitteln, welche Umgebungen Plastizität des Gehirns vorteilhaft für die Behandlung des Gehirns und Verhaltensstörungen zu stimulieren. Zwei Umwelt Manipulationen beschrieben, die Erhöhung oder Verringerung der Anzahl der Tyrosin-Hydroxylase immun (TH +, das geschwindigkeitsbestimmende Enzym in Dopamin (DA) Synthese) Nervenzellen im erwachsenen Maushirn. Die erste umfasst Paarung männlichen und weiblichen Mäusen zusammen kontinuierlich für 1 Woche, das Mittelhirn TH + Neuronen bei Männern steigt um ca. 12%, verringert jedoch Hirn TH + Neuronen um ca. 12% bei Frauen. Die zweite besteht aus Gehäuse-Mäuse kontinuierlich für 2 Wochen im &quot;angereicherten Umgebungen&quot; (EE), die Laufräder, Spielzeug, Seile, Nistmaterial usw., die icherhöh Mittelhirn TH + Neuronen von ca. 14% bei Männern. Darüber hinaus wird ein Protokoll zur gleichzeitigen Infusion von Medikamenten direkt in das Mittelhirn in diesen Umwelt Manipulationen zur Identifizierung Mechanismen umweltinduzierten Plastizität des Gehirns zugrunde liegenden beschrieben. Beispielsweise ist EE-Induktion größer Hirn TH + -Neuronen durch gleichzeitige Blockade von synaptischen Eingangs auf Mittelhirnneuronen aufgehoben. Zusammen zeigen diese Daten, dass die Informationen über die Umgebung über synaptischen Eingang zum Mittelhirn-Neuronen übertragen, um ein oder aus Ausdruck &quot;DA&quot; Gene zu wechseln. So geeigneten Umweltreize oder Drug-Targeting der zugrunde liegenden Mechanismen, könnte hilfreich sein für die Behandlung von Hirn- und Verhaltensstörungen Ungleichgewichte im Mittelhirn DA in Verbindung gebracht werden (zB Parkinson-Krankheit, Aufmerksamkeits-Defizit-und Hyperaktivitätsstörung, Schizophrenie und Drogenabhängigkeit).

Erwachsene Mäuse diesen Umwelt Manipulationen unterworfen wurden Zahlen Hirn (SNC und VTA), aber nicht LC verändert, TH + -Neuronen und EE sowie gleichzeitige Hirn Infusion von Picrotoxin oder Bicucullin (GABA A-Rezeptor-Antagonisten) aufhebt EE-Induktion größer SNc TH + Neuronen. Diese Daten wurden zuvor in 6 veröffentlicht. Die vorliegenden Daten wurden in Wiederholungsversuchen als Teil dieser früheren Studie durchgeführt zusammengestellt, aber noch nicht an anderer Stelle veröffentlicht...

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Environmental Modulations of the Number of Midbrain Dopamine Neurons in Adult Mice

This protocol describes two different environmental manipulations and a concurrent brain infusion protocol to study environmentally-induced brain changes underlying adaptive behavior and brain repair in adult mice.

Umwelt Modulationen der Anzahl der Mittelhirn Dopamin-Neuronen in erwachsenen Mäusen

Long-lasting changes in the brain or &#8216;brain plasticity&#8217; underlie adaptive behavior and brain repair following disease or injury. Furthermore, ...

environmental-modulations-number-midbrain-dopamine-neurons-adult

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.7K Aufrufe.  The University of Melbourne. This protocol describes two different environmental manipulations and a concurrent brain infusion protocol to study environmentally-induced brain changes underlying adaptive behavior and brain repair in adult mice.

Serie: Environmental Modulations of the Number of Midbrain Dopamine Neurons in Adult Mice

Application of a NMDA Receptor Conductance in Rat Midbrain Dopaminergic Neurons Using the Dynamic Clamp Technique

Neuroscientists study the function of the brain by investigating how neurons in the brain communicate. Many investigators look at changes in the electrical activity of one or more neurons in response to an experimentally-controlled input. The electrical activity of neurons can be recorded in isolated brain slices using patch clamp techniques with glass micropipettes. Traditionally, experimenters can mimic neuronal input by direct injection of current through the pipette, electrical stimulation of the other cells or remaining axonal connections in the slice, or pharmacological manipulation by receptors located on the neuronal membrane of the recorded cell.
Direct current injection has the advantages of passing a predetermined current waveform with high temporal precision at the site of the recording (usually the soma). However, it does not change the resistance of the neuronal membrane as no ion channels are physically opened. Current injection usually employs rectangular pulses and thus does not model the kinetics of ion channels. Finally, current injection cannot mimic the chemical changes in the cell that occurs with the opening of ion channels.
Receptors can be physically activated by electrical or pharmacological stimulation. The experimenter has good temporal precision of receptor activation with electrical stimulation of the slice. However, there is limited spatial precision of receptor activation and the exact nature of what is activated upon stimulation is unknown. This latter problem can be partially alleviated by specific pharmacological agents. Unfortunately, the time course of activation of pharmacological agents is typically slow and the spatial precision of inputs onto the recorded cell is unknown.
The dynamic clamp technique allows an experimenter to change the current passed directly into the cell based on real-time feedback of the membrane potential of the cell (Robinson and Kawai 1993, Sharp et al., 1993a,b; for review, see Prinz et al. 2004). This allows an experimenter to mimic the electrical changes that occur at the site of the recording in response to activation of a receptor. Real-time changes in applied current are determined by a mathematical equation implemented in hardware.
We have recently used the dynamic clamp technique to investigate the generation of bursts of action potentials by phasic activation of NMDA receptors in dopaminergic neurons of the substantia nigra pars compacta (Deister et al., 2009; Lobb et al., 2010). In this video, we demonstrate the procedures needed to apply a NMDA receptor conductance into a dopaminergic neuron.

In this video, we demonstrate how to apply a conductance into a dopaminergic neuron recorded in the whole cell configuration in rat brain slices. This technique is called the dynamic clamp.

Die Anwendung eines NMDA-Rezeptor-Leitwert in Rat Mittelhirn dopaminergen Neuronen Mit der Dynamic-Clamp-Technik

Neuroscientists study the function of the brain by investigating how neurons in the brain communicate. Many investigators look at changes in the ...

Forschung

Neurowissenschaften

Studying the Integration of Adult-born Neurons

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the hippocampal dentate gyrus throughout life. Previous reports have shown that adult hippocampal neurogenesis is associated with diverse brain disorders, including epilepsy, schizophrenia, depression and anxiety (1). Deciphering the process of normal and aberrant adult-born neuron integration may shed light on the etiology of these diseases and inform the development of new therapies.
SGZ adult neurogenesis mirrors embryonic and post-natal neuronal development, including stages of fate specification, migration, synaptic integration, and maturation. However, full integration occurs over a prolonged, 6-week period. Initial synaptic input to adult-born SGZ dentate granule cells (DGCs) is GABAergic, followed by glutamatergic input at 14 days (2). The specific factors which regulate circuit formation of adult-born neurons in the dentate gyrus are currently unknown.
Our laboratory uses a replication-deficient retroviral vector based on the Moloney murine leukemia virus to deliver fluorescent proteins and hypothesized regulatory genes to these proliferating cells. This viral technique provides high specificity and resolution for analysis of cell birth date, lineage, morphology, and synaptogenesis.
A typical experiment often employs two or three viruses containing unique label, transgene, and promoter elements for single-cell analysis of a desired developmental process in vivo. The following protocol describes a method for analyzing functional newborn neuron integration using a single green (GFP) or red (dTomato) fluorescent protein retrovirus and patch-clamp electrophysiology.

A way to study the integration of newborn dentate granule cells in adult animals is described. This technique uses an engineered retrovirus to label newborn neurons, followed by electrophysiological recordings to determine in vivo functional integration.

Die Untersuchung der Integration von Adult-geboren Neurons

Neurogenesis occurs in adult mammalian brains in the sub-ventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and in the sub-granular zone (SGZ) of the ...

An In-vitro Preparation of Isolated Enteric Neurons and Glia from the Myenteric Plexus of the Adult Mouse

The enteric nervous system is a vast network of neurons and glia running the length of the gastrointestinal tract that functionally controls gastrointestinal motility. A procedure for the isolation and culture of a mixed population of neurons and glia from the myenteric plexus is described. The primary cultures can be maintained for over 7 days, with connections developing among the neurons and glia. The longitudinal muscle strip with the attached myenteric plexus is stripped from the underlying circular muscle of the mouse ileum or colon and subjected to enzymatic digestion. In sterile conditions, the isolated neuronal and glia population are preserved within the pellet following centrifugation and plated on coverslips. Within 24-48 hr, neurite outgrowth occurs and neurons can be identified by pan-neuronal markers. After two days in culture, isolated neurons fire action potentials as observed by patch clamp studies. Furthermore, enteric glia can also be identified by GFAP staining. A network of neurons and glia in close apposition forms within 5 - 7 days. Enteric neurons can be individually and directly studied using methods such as immunohistochemistry, electrophysiology, calcium imaging, and single-cell PCR. Furthermore, this procedure can be performed in genetically modified animals. This methodology is simple to perform and inexpensive. Overall, this protocol exposes the components of the enteric nervous system in an easily manipulated manner so that we may better discover the functionality of the ENS in normal and disease states.

An In-vitro Preparation of Isolated Enteric Neurons and Glia from the Myenteric Plexus of the Adult Mouse

We demonstrate a cell culture protocol for the direct study of neuronal and glial components of the enteric nervous system. A neuron/glia mixed culture on coverslips is prepared from the myenteric plexus of adult mouse providing the ability to examine individual neuron and glia function by electrophysiology, immunohistochemical, etc.

Ein<em&gt; In-vitro</em&gt; Vorbereitung von isolierten Neuronen und Glia Enteric vom Plexus myentericus der erwachsenen Maus

The enteric nervous system is a vast network of neurons and glia running the length of the gastrointestinal tract that functionally controls ...

Membrane Potential Dye Imaging of Ventromedial Hypothalamus Neurons From Adult Mice to Study Glucose Sensing

Studies of neuronal activity are often performed using neurons from rodents less than 2 months of age due to the technical difficulties associated with increasing connective tissue and decreased neuronal viability that occur with age. Here, we describe a methodology for the dissociation of healthy hypothalamic neurons from adult-aged mice. The ability to study neurons from adult-aged mice allows the use of disease models that manifest at a later age and might be more developmentally accurate for certain studies. Fluorescence imaging of dissociated neurons can be used to study the activity of a population of neurons, as opposed to using electrophysiology to study a single neuron. This is particularly useful when studying a heterogeneous neuronal population in which the desired neuronal type is rare such as for hypothalamic glucose sensing neurons. We utilized membrane potential dye imaging of adult ventromedial hypothalamic neurons to study their responses to changes in extracellular glucose. Glucose sensing neurons are believed to play a role in central regulation of energy balance. The ability to study glucose sensing in adult rodents is particularly useful since the predominance of diseases related to dysfunctional energy balance (e.g.&#160;obesity) increase with age.

The activity of single neurons from adult-aged mice can be studied by dissociating neurons from specific brain regions and using fluorescent membrane potential dye imaging. By testing responses to changes in glucose, this technique can be used to study the glucose sensitivity of adult ventromedial hypothalamic neurons.

Membrane Potential Dye Imaging von Ventromedial Hypothalamus Neuronen aus erwachsenen Mäusen zu Glucose Sensing Studieren

Studies of neuronal activity are often performed using neurons from rodents less than 2 months of age due to the technical difficulties associated with ...

Lineage-reprogramming of Pericyte-derived Cells of the Adult Human Brain into Induced Neurons

Direct lineage-reprogramming of non-neuronal cells into induced neurons (iNs) may provide insights into the molecular mechanisms underlying neurogenesis and enable new strategies for in vitro modeling or repairing the diseased brain. Identifying brain-resident non-neuronal cell types amenable to direct conversion into iNs might allow for launching such an approach in situ, i.e. within the damaged brain tissue. Here we describe a protocol developed in the attempt of identifying cells derived from the adult human brain that fulfill this premise. This protocol involves: (1) the culturing of human cells from the cerebral cortex obtained from adult human brain biopsies; (2) the in vitro expansion (approximately requiring 2-4 weeks) and characterization of the culture by immunocytochemistry and flow cytometry; (3) the enrichment by fluorescence-activated cell sorting (FACS) using anti-PDGF receptor-&#946; and anti-CD146 antibodies; (4) the retrovirus-mediated transduction with the neurogenic transcription factors sox2 and ascl1; (5) and finally the characterization of the resultant pericyte-derived induced neurons (PdiNs) by immunocytochemistry (14 days to 8 weeks following retroviral transduction). At this stage, iNs can be probed for their electrical properties by patch-clamp recording. This protocol provides a highly reproducible procedure for the in vitro lineage conversion of brain-resident pericytes into functional human iNs.

Targeting brain-resident cells for direct lineage-reprogramming offers new perspectives for brain repair. Here we describe a protocol of how to prepare cultures enriched for brain-resident pericytes from the adult human cerebral cortex and convert these into induced neurons by retrovirus-mediated expression of the transcription factors Sox2 and Ascl1.

Lineage-Umprogrammierung der Perizyten-abgeleiteten Zellen des erwachsenen menschlichen Gehirn in Neuronen induziert

Direct lineage-reprogramming of non-neuronal cells into induced neurons (iNs) may provide insights into the molecular mechanisms underlying neurogenesis ...

Laser Capture Microdissection - A Demonstration of the Isolation of Individual Dopamine Neurons and the Entire Ventral Tegmental Area

Laser capture microdissection (LCM) is used to isolate a concentrated population of individual cells or precise anatomical regions of tissue from tissue sections on a microscope slide. When combined with immunohistochemistry, LCM can be used to isolate individual cells types based on a specific protein marker. Here, the LCM technique is described for collecting a specific population of dopamine neurons directly labeled with&#160;tyrosine hydroxylase immunohistochemistry and for isolation of the dopamine neuron containing region of the ventral tegmental area using indirect tyrosine hydroxylase immunohistochemistry on a section adjacent to those used for LCM. An infrared (IR) capture laser is used to both dissect individual neurons as well as the ventral tegmental area off glass slides and onto an LCM cap for analysis. Complete dehydration of the tissue with 100% ethanol and xylene is critical. The combination of the IR capture laser and the ultraviolet (UV) cutting laser is used to isolate individual dopamine neurons or the ventral tegmental area when using PEN membrane slides. A PEN membrane slide has significant advantages over a glass slide as it offers better consistency in capturing and collecting cells, is faster collecting large pieces of tissue, is less reliant on dehydration and results in complete removal of the tissue from the slide. Although removal of large areas of tissue from a glass slide is feasible, it is considerably more time consuming and frequently leaves some residual tissue behind. Data shown here demonstrate that RNA of sufficient quantity and quality can be obtained using these procedures for quantitative PCR measurements. Although RNA and DNA are the most commonly isolated molecules from tissue and cells collected with LCM, isolation and measurement of microRNA, protein and epigenetic changes in DNA can also benefit from the enhanced anatomical and cellular resolution obtained using LCM.

The isolation of individual dopamine neurons or the ventral tegmental area with direct or indirect immunohistochemistry is demonstrated using laser capture microdissection. Parameters for isolation of tissue from a glass slide using an infrared laser and from membrane slides using the combination of an infrared and ultraviolet laser are discussed.

Laser Mikrodissektion - Eine Demonstration der Isolation der einzelnen Dopamin-Neuronen und die gesamte ventrale Tegmentum

Laser capture microdissection (LCM) is used to isolate a concentrated population of individual cells or precise anatomical regions of tissue from tissue ...

Subcellular Patch-clamp Recordings from the Somatodendritic Domain of Nigral Dopamine Neurons

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding these fundamental functions will shed light on the information transfer in these neurons. Dendritic patch-clamp recordings provide the possibility to directly examine the electrical properties of dendrites and underlying voltage-gated ion channels. However, these fine structures are not easily accessible to patch pipettes because of their small diameter. This report describes a step-by-step procedure to collect stable and reliable recordings from the dendrites of dopaminergic neurons in acute slices. Electrophysiological measurements are combined with post hoc recovery of cell morphology. Successful experiments rely on improved preparation of slices, solutions and pipettes, adequate adjustment of the optics and stability of the pipette in contact with the recorded structure. Standard principles of somatic patch-clamp recording are applied to dendrites but with a gentler approach of the pipette. These versatile techniques can be implemented to address various questions concerning the excitable properties of dendrites.

Subcellular patch-clamp recordings offer the possibility to investigate the functional properties of dendrites. However these fine structures are not easily accessible due to their small diameter. The protocol described here aims to facilitate the collection of stable and reliable recordings from the dendrites of dopamine neurons in slices in vitro.

Subzellulärer Patch-Clamp-Aufnahmen aus der somatodendritische Domain nigraler Dopamine Neurons

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding ...

Quantification of Endosome and Lysosome Motilities in Cultured Neurons Using Fluorescent Probes

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, survival, and glial communications. To date, numerous studies have reported that defects in these systems cause various neuronal diseases. Thus, understanding the mechanisms underlying vesicle dynamics may provide influential clues that could aid in the treatment of several neuronal disorders. Here, we describe a method for quantifying vesicle motilities, such as motility distance and rate of movement, using a software plug-in for the ImageJ platform. To obtain images for quantification, we labeled neuronal endosome-lysosome structures with EGFP-tagged vesicle marker proteins and observed the movement of vesicles using a time-lapse microscopy. This method is highly useful and simplify measuring vesicle motility in neurites, such as axons and dendrites, as well as in the soma of both neurons and glial cells. Furthermore, this method can be applied to other cell lines, such as fibroblasts and endothelial cells. This approach could provide a valuable advancement of our understanding of membrane trafficking.

The investigation of membrane trafficking is crucial for understanding neuronal functions. Here, we introduce a method for quantifying vesicle motility in neurons. This is a convenient method that can be adapted to the quantification of membrane trafficking in the nervous system.

Quantifizierung von Endosom- und Lysosom-Motilen in kultivierten Neuronen mit fluoreszierenden Sonden

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, ...

Assessment of Dopaminergic Homeostasis in Mice by Use of High-performance Liquid Chromatography Analysis and Synaptosomal Dopamine Uptake

Dopamine (DA) is a modulatory neurotransmitter controlling motor activity, reward processes and cognitive function. Impairment of dopaminergic (DAergic) neurotransmission is strongly associated with several central nervous system-associated diseases such as Parkinson&#39;s disease, attention-deficit-hyperactivity disorder and drug addiction1,2,3,4. Delineating disease mechanisms involving DA imbalance is critically dependent on animal models to mimic aspects of the diseases, and thus protocols that assess specific parts of the DA homeostasis are important to provide novel insights and possible therapeutic targets for these diseases.
Here, we present two useful experimental protocols that when combined provide a functional read-out of the DAergic system in mice. Biochemical and functional parameters on DA homeostasis are obtained through assessment of DA levels and dopamine transporter (DAT) functionality5. When investigating the DA system, the ability to reliably measure endogenous levels of DA from adult brain is essential. Therefore, we present how to perform high-performance liquid chromatography (HPLC) on brain tissue from mice to determine levels of DA. We perform the experiment on tissue from dorsal striatum (dStr) and nucleus accumbens (NAc), but the method is also suitable for other DA-innervated brain areas.
DAT is essential for reuptake of DA into the presynaptic terminal, thereby controlling the temporal and spatial activity of released DA. Knowing the levels and functionality of DAT in the striatum is of major importance when assessing DA homeostasis. Here, we provide a protocol that allows to simultaneously deduce information on surface levels and function using a synaptosomal6 DA uptake assay.
Current methods combined with standard immunoblotting protocols provide the researcher with relevant tools to characterize the DAergic system.

Synaptosomal dopamine uptake and high-performance liquid chromatography analysis represent experimental tools to investigate dopamine homeostasis in mice by assessing the function of the dopamine transporter and levels of dopamine in striatal tissue, respectively. Here we present protocols to measure dopamine tissue content and assess the functionality of the dopamine transporter.

Bewertung der dopaminergen Homöostase bei Mäusen durch Verwendung von High-Performance Liquid Chromatography Analyse und Synaptosomal Dopamin-Aufnahme

Dopamine (DA) is a modulatory neurotransmitter controlling motor activity, reward processes and cognitive function. Impairment of dopaminergic (DAergic) ...

Use of Synaptic Zinc Histochemistry to Reveal Different Regions and Laminae in the Developing and Adult Brain

Characterization of anatomical and functional brain organization and development requires accurate identification of distinct neural circuits and regions in the immature and adult brain. Here we describe a zinc histochemical staining procedure that reveals differences in staining patterns among different layers and brain regions. Others have utilized this procedure not only to reveal the distribution of zinc-containing neurons and circuits in the brain, but also to successfully delineate areal and laminar boundaries in the developing and adult brain in several species. Here we illustrate this staining procedure with images from developing and adult ferret brains. We reveal a zinc-staining pattern that serves as an anatomical marker of areas and layers, and can be reliably used to distinguish visual cortical areas in the developing and adult visual cortex. The main goal of this protocol is to present a histochemical method that allows the accurate identification of layers and regions in the developing and adult brain where other methods fail to do so. Secondarily, in conjunction with densitometric image analysis, this method allows one to assess the distribution of synaptic zinc to reveal potential changes throughout development. This protocol describes in detail the reagents, tools, and steps necessary to successively stain frozen brain sections. Although this protocol is described using ferret brain tissue, it can easily be adapted for use in rodents, cats, or monkeys as well as in other brain regions.

We describe a histochemical procedure that reveals characteristic laminar and areal zinc staining patterns in different brain regions. The zinc-staining pattern may be used in conjunction with other anatomical markers to reliably distinguish layers and regions in the developing and adult brain.

Verwendung von synaptischen Zink Histochemie, verschiedene Regionen und Schichten im Entwicklungs- und Erwachsenen Gehirn zu offenbaren

Characterization of anatomical and functional brain organization and development requires accurate identification of distinct neural circuits and regions ...