Nicole Vella (Macquarie University) for providing reagents; Alexia Saunder (Bionics Institute; BI), Michelle McPhedran (BI), Chris Williams (BI) for experimental support; the Royal Victorian Eye and Ear Hospital (RVEEH) Biological Research Centre staff for animal care; Sue Pierce (RVEEH) for veterinary advice; Anthony Burkitt (Bionic Vision Australia; BVA), Tamara Brawn (BVA) and the BVA staff for administrative support. 
This research was supported by the Australian Research Council (ARC) through its Special Research Initiative (SRI) in Bionic Vision Science and Technology grant to Bionic Vision Australia (BVA). The Bionics Institute receives Operational Infrastructure Support from the Victorian Government and also acknowledges support from the Bertalli Family Trust and the J T Reid Charitable Trust. The funders had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript.
The Bionic Vision Australia Consortia authors for this manuscript are (a-z): 
Penelope J. Allen, Owen Burns, Kate E. Fox, Kumaravelu Ganesan, David J. Garret, Hamish Meffin, Joel Villalobos, and Jonathan Yeoh.

HINWEIS: Alle Verfahren wurden von der Royal Victorian Eye and Ear Hospital Tierforschung und Ethik-Kommission genehmigt (RVEEH AEC; # 10-199AB). Die Probanden wurden nach dem National Health und Medical Research Council &quot;Australian Code of Practice für die Pflege und Verwendung von Tieren zu wissenschaftlichen Zwecken&quot; (2013) und die &quot;Prävention von Tierquälerei Act&quot; behandelt (1986 und Änderungen). Alle chirurgischen, klinische Bewertung und elektrophysiologische Verfahren wurden unter Narkose durchgeführt und alle Anstrengungen unternommen, um das Leiden zu minimieren. 1. Enukleation und Fixierung HINWEIS: Befolgen Sie die im Detail in der Begleiter Manuskript 16 beschrieben Enukleation und Fixierung Verfahren, wobei besonders vorsichtig, um Gerätekabel oder Vitrektomie-Ports, falls vorhanden. Kurz gesagt, dies beinhaltet: <ol><li> Transkardial perfuse das Thema mit warmer Kochsalzlösung, gefolgt von kalten neutralen bufferot Formalin. </li><li> Binden Sie Nähte am Augapfel als Landmarken dienen. </li><li> Entkernen das Auge 16 unter Beibehaltung der Gerätekabel und alle Befestigungs patches / Tabs. </li><li> Post-fix das Auge in Davidsons Lösung für 18 - 36 Stunden. </li><li> Transfer zum 50% Ethanol für 6-8 Std. </li><li> Transfer zum 70% Ethanol und im Kühlschrank (4 ° C), bis Dissektion. </li></ol> 2. Elektroden-Entfernung und Dissection. HINWEIS: Nicht alle epiretinalen Implantate den gleichen Formfaktor aufweisen, aber im allgemeinen wird es eine Elektrodenanordnung und eine gewisse Form von flexiblen und anpaßbare Trägermaterial sein. Geräte, die auf der Netzhaut angeheftet sind mit einem Tack Loch, wo der Metallheft dringt das Array und den hinteren Teil des Auges, wobei diese zusammen. <ol><li> Visualisieren des Implantats und dem Punkt, wo es auf die Netzhaut befestigt. <ol><li> Mit einem 15-Grad-Klinge einen Umfangstranshornhautschnitt und entfernen Sie die Hornhautkappe zu expose der zugrunde liegenden Iris und Linse. </li><li> Mit einem 15-Grad-Klinge, disinsert die Zonulafasern der Linse und entfernen Sie die Linse in toto, Freilegung der hinteren Kammer mit dem epiretinalen Implantat und dem Metall tack in situ. </li></ol></li><li> Abhängig von dem Implantat und dem die Prüfung durchgeführt wird, zu entfernen Fremdkomponenten vor der weiteren Zerlegung. HINWEIS: Bei dem vorliegenden Beispiel ist die epiretinale Array ausgewertet bestand aus einem hermetischen Prototyp Diamantelektrode und Elektronikpaket innerhalb einer konformen Silikonträger untergebracht (im Haus hergestellt, siehe 20). <ol><li> Hier vorsichtig heraus die Diamantelektrode Paket von feinen Sezierung mit einem Skalpell. Lassen Sie das Silikon Körper des Implantats zusammen mit der Netzhauthaftung und den Überresten der Platin Verdrahtung (Bild 2). Wenn ein Embedded Array / Gehäuse ist nicht Bestandteil des Gerätes Design untersucht, dann lassen Sie diesen Schritt (2.2). </li></ol></li><li> Vorsichtigsezieren ein Beispiel, das die Klebrigkeit und das umgebende Gewebe in der gewünschten Ausrichtung umfasst. Verwenden Sie feinen Sezierung Schere gesamten Dicke Streifen von der Rückseite des Auges, einschließlich der Lederhaut, Aderhaut und der Netzhaut zu schneiden. Nehmen Sie eine Probe, die einen Längsschnitt des Tack gibt, in der alle Netzhautschichten neben dem Tack (Abbildung 2) HINWEIS: Die gewünschte Ausrichtung für die Probe kann abhängig von der speziellen gewünschten Ergebnis. Zum Beispiel, wenn man die Nähe der klebe Beschädigung der optischen Platte dann sollte die optische Platte innerhalb der Probe enthalten sein zu prüfen wünscht. </li></ol> 3. Dehydration, Einbetten, Montage, reiben, Färbung und Imaging <ol><li> Entwässern der Probe über drei Tage in progressive Ethanol Stufen: <ol><li> Dehydrieren der Probe in 70% Ethanol für 2 Stunden zweimal. </li><li> Dehydrieren der Probe in 80% Ethanol für 2 Stunden zweimal und dann O / N. </li><li> Entwässern der Probe in 90% Ethanol für 2 Stunden TWICe. </li><li> Dehydrieren der Probe in 100% Ethanol für 2 Stunden zweimal und dann O / N. </li></ol></li><li> Entwässern der Probe in 100% Aceton für 2 Stunden zweimal. <ol><li> Entfernen Sie die Probe aus dem Aceton und unter einem Lichtmikroskop, wie es Luft trocknet bei Raumtemperatur zu beobachten es. Die Probe in Epoxidharz (siehe Schritt 3.4), kurz bevor es beginnt zu rollen / verdecken. Hinweis: das Entfernen von Flüssigkeit aus den Weichteilen ergibt sich zusammengebrochen Zellen und Schrumpfung. Eine Würdigung, wenn das Gewebe Curling / verdecken tritt mit Erfahrung entwickelt. </li></ol></li><li> Bereiten medical grade Epoxidharz nach den Anweisungen des Herstellers. Um das Harz zu härten, verwenden Sie entweder 55 ° C für 1 Stunde oder 24 Stunden bei Raumtemperatur. In einer Vakuumkammer für ~ 5 min bei ~ 50 mbar zur Entfernung der Luftblasen. Manuell regeln das Vakuum als ein übermäßiges Vakuum bewirkt, dass der Epoxy Mischung zum Kochen bringen und Entgasung nicht wirksam auftreten HINWEIS: Führen Sie Schritt 3.3 gleichzeitig mit Schritt 3.2. </li><li> Betten Sie die sample in klaren Epoxidharz. Tauchen Sie die Augengewebe in entgastem Epoxy in geeigneter verschließbaren Behälter und lassen Sie O / N bei RT zu heilen. </li><li> Achten Sie darauf, um die Probe in der gewünschten Orientierung (Abbildung 2), die durch die Größenänderung und Wieder Einbettung des ausgehärteten Epoxid Block einbetten. Re-betten die Größe verändert Satz mit dem Augengewebe, so dass die lange Achse des Tack ist parallel zum Boden der Form ausgerichtet (gelbe Tasse - 3A). </li><li> Montieren Sie das Harz in einem Schleifprobenhalter und schleifen die Probe (230 bis 250 Umdrehungen pro Minute mit Wasser auf, manuelles Schleifen) mit Siliziumkarbid-Papier (beginnend mit 800 Gitter; 3C und 3E). </li><li> Zur Färbung, tauchen die Bodenoberfläche in Toluidinblau-Färbung für 3-5 min, oder bis der Fleck entwickelt (3F). </li><li> Spülen mit Leitungswasser (Abbildung 3G). </li><li> Bild die geschliffene Oberfläche der Probe mit einer hohen Leistungs Dissektion Umfang um die Zellschichten des visualisierenNetzhaut (3H). Einen Tropfen von destilliertem Wasser auf die Oberseite des Epoxy oberhalb der Probe, um die Beugung an der Luft-Epoxy-Schnittstelle zu glätten. Verwenden Sie eine optische Faser &quot;Schwanenhals&quot; Lichtquelle, um die Probe zu beleuchten. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3,6 bis 3,9, bei jedem Schleifen entfernt eine vorgegebene Dicke der Probe (Mindest präzise und reproduzierbare Schleifschritt der Probenhalter ist 20 um). </li></ol>

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Authors have nothing to disclose. Irfan Durmo is an employee of Cochlear Ltd.

Histologischen Standardtechniken sind nicht imstande, Hartmetallimplantate in situ Prozess wegen der Beschränkungen in Schneid diese Objekte mit Metall, Glas oder auch Diamantscheiben. In unserem Begleiter Papier 16 zeigten wir, daß die Verwendung einer modifizierten Vollaugenfixierung Technik könnte artifactual retinalen Delaminierung verringern. In der aktuellen Manuskript, ein etabliertes Schleif- und Poliertechnik zur Visualisierung Cochlea-Implantate in situ 21-23 wurde für die Netzhautprothesen modifiziert. Ein Titan-tack, verwendet werden, um eine Elektrodenanordnung auf die Netzhaut zu sichern, epiretinal wurde in Epoxidharz zusammen mit dem umgebenden Augengewebe eingebettet. Diese Harzblock wurde dann in geeigneter Weise, um die Gewebemorphologie unmittelbar angrenzend an die Metall tack offenbaren orientiert und schrittweise geschliffen / poliert. Bilder von der polierten Oberfläche des Blocks in verschiedenen Tiefen wurden mit einem leistungsstarken Dissektionsmikroskop gemacht. Diese Technik ist nützlich für: Visualisieren und evaluating die Gewebereaktion neben dem epiretinalen Implantats; um das Operationstrauma mit der Implantation des Implantats verbunden sind, bewerten; die biologische Reaktion auf die Hartmetallkomponenten zu bestimmen; und um den Abstand zwischen dem Implantat und der Oberfläche der Netzhaut zu messen. Diese Technik wird in situ Visualisierung der Bereich in der Nähe einer Netzhaut-Tack oder andere harte (zB metallischen) Gegenstände in die Augen, die in Zukunft Sicherheitsstudien sein. Dies hat direkte Anwendung bei der Beurteilung der präklinischen Sicherheits Prothesen an der Netzhaut angeheftet epiretinal. Es kann auch nützlich für die Bewertung Gewebeschäden bei Retinabereiche in Kontakt mit Implantaten im subretinalen Stelle angeordnet sein. Es gibt mehrere Möglichkeiten, um sicherzustellen, daß das Verfahren korrekt durchgeführt wurde. Bei jedem Schritt sollte die Netzhaut zu den äußeren Schichten des Auges befestigt bleiben. Wenn es Brutto artifactual Netzhautablösung kann dieser indischenaß ein Problem bei der Fixierung. Wenn die Probe eingebettet ist, und in der endgültigen Harz umorientiert blockieren die Retina sollte in der Nähe der Schleiffläche des Blocks orthogonal sein; dies Schrägschneid minimieren. Es ist nützlich, um zu überprüfen, dass die Anzahl der inkrementellen Schleifschritte (bekannter Schrittgröße), die für ein Objekt (wie ein Retina Klebrigkeit) durchlaufen entsprechend korrelieren mit den Abmessungen des Objekts. Die Technik kann auf verschiedene Weisen optimiert werden. Kratzer auf der Oberfläche des mit der Schleifprozess verbunden Epoxydblock kann mit zunehmend feineren Poliergrad reduziert werden. Für die vorliegende Studie verwendeten wir 800, 1000, 1200, 2400, und 4000 Grad Siliciumcarbidpapier. Diamantpaste könnte auch verwendet werden, um die Oberflächenqualität zu verbessern. Eine feinere Oberflächengüte ergibt eine höhere Bildqualität, aber auf Kosten einer zusätzlichen Polierzeit. Ein weiterer kritischer Betrachtung zur Verbesserung der Ergebnisse dieser Technik ist die Auswahl und Qualität des optics und Beleuchtung für die Bildaufnahme verwendet. Andere histologische Grundflecken - besonders Nissl Flecken, kann anstelle von Toluidinblau verwendet werden, jedoch kann eine weitere Optimierung erforderlich. Einige Flecken wird das Harz als auch das Gewebe (zB Eosin), daher kann eine flache Lack nach der Färbung erforderlich ist, um Hintergrundfärbung zu entfernen Fleck. Spezialisierte Flecken, Fluoreszenzfarbstoffe und immunhistochemischen Färbung wurde nicht versucht, aber wenn ein sehr spezifisches Ergebnis erwünscht ist, ist die erforderliche Zeit, um diese Flecken an jedem Schleifebene ausführen wahrscheinlich unerschwinglich. Jedoch kann es möglich sein, das Gewebe als Ganzes vor dem Einbettungsschritt (Schritt 3.4) 24 zu färben. Die Haupteinschränkung dieser Technik ist, dass, sobald der interessierende Bereich wurde abgeschliffen, nicht wiederhergestellt werden können, ist es daher ratsam, viele (möglicherweise redundant) Bilder mit einer Vielzahl von Vergrßerungen in jeder Stufe des Schleifens und Polierens zu erfassen. Es istauch wichtig, in kleinen Schritten für jeden Schleiftiefeneinstellung zu verwenden. Eine weitere Einschränkung dieses Verfahrens ist, dass von der optischen Vergrßerung und Auflösung im Vergleich mit dem Gewebe auf einem Glasträger befestigt und mit einem Standard (Transmission) Lichtmikroskop betrachtet. Für die Zwecke des Prototyping und Bewertung der Sicherheit eines neuartigen Implantatvorrichtung ist von primärem Interesse der pathologische Auswertung. Dieses Verfahren stellt eine effiziente Methode zur Beobachtung der klinisch relevanten Schäden mit einer Retina Klebrigkeit verbunden. Mit etwas Übung die Gesamtzeit zum schleifen, polieren zu sammeln und zu fotografieren eine gegebene Probe (einmal eingebettet) ist vergleichbar mit der Zeit würde es dem Kapitel einen Paraffinblock oder Gefrierschnitt zu nehmen. Es besteht auch das Potential für die vorliegenden Techniken auf Anwendungen außerhalb des Bereichs der Netzhautimplantate verlängert. Diese Technik ist für die Bewertung des Gewebes angrenzend an eine Fest Implantat gegebenen Implantat Extraktion nicht geeignet feasible oder würde die Schnittstelle beschädigt werden. Zum Beispiel könnte diese Technik erweitert werden, um Implantate aus Metall (beispielsweise Platin, Nitinol, etc.), die nicht mit herkömmlichen histologischen Verfahren geschnitten werden können, hergestellt werden, zu bewerten, wie einige tiefe Gehirn oder peripheren Nervenelektroden, Kanülen für die Arzneimittelabgabe, Gefäßstents oder orthopädische Prothesen.

Retinitis pigmentosa (RP) ist eine erbliche Erkrankung, die weitverbreitete Verlust von Photorezeptoren, die die Zellen in der äußersten Schicht der zur Transduktion Licht verantwortlich Retina verursacht, in der Form von Photonen, in neuronale Aktivität. Wichtig ist, dass Patienten mit RP haben typischerweise Rest Neuronen in den anderen Schichten der Netzhaut, die noch funktionsfähig sind. Netzhautprothesen zur Wiederherstellung einige begrenzte Vision für diese Patienten, indem sie auf diese überlebenden Neuronen mit elektrischer Stimulation ihrer Sehbahn 1,2 zu aktivieren. Perceptual Ergebnisse aus klinischen Studien haben gezeigt, viel versprechende erste Ergebnisse und vor kurzem einige Geräte sind für den kommerziellen Gebrauch zugelassen ist. Derzeit gibt es drei Haupt anatomischen Stellen, in denen klinische retinalen Prothesen positioniert worden: epiretinal 3,4, subretinal 5,6 und suprachoroidally 7,8. Verschiedene Geräte verwenden unterschiedliche Materialien und deren Form angepasst wirdan den Ort, in dem sie implantiert werden. Jedoch alle schaffen visuelle Wahrnehmungen durch Aktivieren der Rest Neuronen der Retina mit elektrischen Impulsen. Es besteht die Möglichkeit für jede medizinische Prothese beschädigen umliegende Gewebe durch mechanische Einwirkungen des anfänglichen Platzierung oder die späteren laufenden Kräfte. Im Falle von implantierbaren Stimulatoren, wie Netzhautprothesen besteht die zusätzliche Überlegung, dass die elektrischen Parameter sollten innerhalb sicherer Grenzen liegen. Die Sicherheit der Patienten ist von größter Bedeutung, so dass Geräte müssen konsequent in präklinischen Studien, bevor zum klinischen Bereich 9-15 getestet werden. In unserem Begleiter Artikel beschrieben wir eine Methode zur Bewertung der lokalisierten Histopathologie des Auges ein Implantat in der Suprachoroidalraum 16 positioniert Umgebung. Im vorliegenden Manuskript beschreiben wir ein Verfahren zur Visualisierung von umgebenden eine Elektrodenanordnung an der Netzhaut angeheftet epiretinal, in einem präklinischen Augengewebe (zBLinie) Modell (Abbildung 1). Die epiretinalen Lage ist die am häufigsten verwendete Position zur Lokalisierung eines Sehprothese. Elektrodenanordnungen hier entfernt werden typischerweise an der Netzhaut mit einer Metall Klebrigkeit, die alle Schichten des Auges eindringt 17-20 befestigt. Vor den in der vorliegenden Handschrift beschriebenen Techniken, war es schwierig, genau zu beurteilen die Netzhaut und anderen Geweben eine Wende in unmittelbarer Umgebung. Standard-Augenfixierung mit neutral gepuffertem Formalin führte artifactual Netzhautschäden durch die unterschiedliche Bewegung der Netzhaut und Lederhaut gegen die feste Spitze des Stifts. Daher ist jede tatsächliche Schaden durch die Klebrigkeit und epiretinalen Array verursacht nicht genau eingehalten werden. Zusätzlich könnte Schneiden des Augengewebes nicht mit der retinalen Klebrigkeit in situ durchgeführt werden, wie Metallgegenständen kann nicht ohne weiteres mit herkömmlichen histologischen Vorrichtung geschnitten werden; Entfernen der Heft vor histologische Verarbeitung war auchunerwünscht, da dies führte auch zu artifactual Netzhautschäden. Das Ziel der vorliegenden Studie war zweifach: 1) zu einer Netzhautablösung Artefakt zu reduzieren, so dass keinerlei Einfluss auf die Klebrigkeit und das epiretinale Implantat Array verursacht verlässlich bewertet werden; und 2), um die Netzhautarchitektur benachbart zur Klebrigkeit, ohne es zu visualisieren. Um Ziel 1 zu erreichen, wurde eine neue Befestigungstechnik verwendet, die Artefakt retinale Ablösung reduziert (wie in der Begleiter Artikel 16 beschrieben). Um Ziel 2 zu erreichen, modifizierten wir eine Einbettung, Schleif-, und Poliertechnik, die ursprünglich für in situ Beobachtung der Cochlea-Implantat-Elektroden 21 bis 23 entwickelt. Die in dieser Handschrift beschriebenen Verfahren ermöglichen die Visualisierung der Netzhaut umgeben und grenzt an einer Wende in situ bei gleichzeitiger Minimierung artifactual Netzhautschäden und ermöglicht so eine genaue Abschätzung der möglichen Schäden, die durch die Klebrigkeit und epiretinalen Array verursacht.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="853">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:337px;">Name of the reagent / equipment</td>
			<td style="width:191px;">Company</td>
			<td style="width:176px;">Catalogue number</td>
			<td style="width:151px;">Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:337px;">Acetone</td>
			<td style="width:191px;">Chem-Supply</td>
			<td style="width:176px;">AA008</td>
			<td style="width:151px;">Propanone BHD Medical grade</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:337px;">Epo-Tek 301 Epoxy</td>
			<td style="width:191px;">Epoxy Technology</td>
			<td style="width:176px;">Part A 1675-54-3 Part B 9046-10-0</td>
			<td style="width:151px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:337px;">Ethanol 70-75% v/v</td>
			<td style="width:191px;">Merck PTY LTD</td>
			<td style="width:176px;">4.10261</td>
			<td style="width:151px;">Alcohol</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:337px;">Ethanol</td>
			<td style="width:191px;">Merck PTY LTD</td>
			<td style="width:176px;">90143</td>
			<td style="width:151px;">Alcohol</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:337px;">Toluidine blue O</td>
			<td style="width:191px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:176px;">T3260</td>
			<td style="width:151px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:337px;">Ethylenediamine Tetraacetic Acid</td>
			<td style="width:191px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:176px;"></td>
			<td style="width:151px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:337px;">TegraPol grinding/polishing machine</td>
			<td>Struers</td>
			<td>TegraPol-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:337px;">AccuStop specimen holder</td>
			<td style="width:191px;">Struers</td>
			<td style="width:176px;">Accustop</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Light microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>MZ16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Objective lens</td>
			<td>Leica</td>
			<td>2.0x Planapo Objective</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Digital Microscope Camera</td>
			<td>Leica</td>
			<td>DFC-420C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microscope Software</td>
			<td>Leica&#160;</td>
			<td>Application Suite v4.1.0</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

techniques for processing eyes implanted with a retinal prosthesis for localized histopathological analysis: part 2 epiretinal implants with retinal tacks

Retinal prostheses for the treatment of certain forms of blindness are gaining traction in clinical trials around the world with commercial devices currently entering the market. In order to evaluate the safety of these devices, in preclinical studies, reliable techniques are needed. However, the hard metal components utilised in some retinal implants are not compatible with traditional histological processes, particularly in consideration for the delicate nature of the surrounding tissue. Here we describe techniques for assessing the health of the eye directly adjacent to a retinal implant secured epiretinally with a metal tack.
Retinal prostheses feature electrode arrays in contact with eye tissue. The most commonly used location for implantation is the epiretinal location (posterior chamber of the eye), where the implant is secured to the retina with a metal tack that penetrates all the layers of the eye. Previous methods have not been able to assess the proximal ocular tissue with the tack in situ, due to the inability of traditional histological techniques to cut metal objects. Consequently, it has been difficult to assess localized damage, if present, caused by tack insertion.
Therefore, we developed a technique for visualizing the tissue around a retinal tack and implant. We have modified an established technique, used for processing and visualizing hard bony tissue around a cochlear implant, for the soft delicate tissues of the eye. We orientated and embedded the fixed eye tissue, including the implant and retinal tack, in epoxy resin, to stabilise and protect the structure of the sample. Embedded samples were then ground, polished, stained, and imaged under various magnifications at incremental depths through the sample. This technique allowed the reliable assessment of eye tissue integrity and cytoarchitecture adjacent to the metal tack.

Die Fixierung Protokoll erheblich reduziert artifactual Ablösung und Delamination der Netzhaut 16. Orientierung der Probe innerhalb des Epoxydblock wurde durchweg unter Verwendung der beschriebenen zweistufigen Einbettungsprozess erreicht. Die inkrementelle Schleifvorgang erforderlich eine moderate manuelle Geschicklichkeit, um optimale Ergebnisse zu erzielen, wurde aber durch die einstellbare Probenhalter, die Feineinstellung der Schrittauflösung vorgesehen unterstützt. In allen Fällen (n = 5) der Klebrigkeit wurde entfernt und Boden / mit erwünschten und konsistente Ergebnisse poliert. Die Netzhaut neben den Reißzwecken wurden aufgelöst und entsprechend gefärbt. Polieren der Oberfläche der Epoxidharz-Block mit der Note P # 800 Siliciumcarbidpapier war ausreichend, um Bild die zelluläre Makrostruktur der eingebetteten Gewebe. Schleifpapier höher oder Diamantsuspension verwendet werden, um die Oberfläche weiter zu polieren zu einem bestimmten Tiefe, falls gewünscht. Ein Dissektionsmikroskop und Glasfaser &quot;Schwanenhals&quot; light Quelle wurde als geeignet für die Abbildung der Oberfläche der Masseblock und der eingebetteten Gewebeprobe sein. Die Position der Lichtquelle wurde durch Versuch und Irrtum variiert, um eine Position und Winkel, die die beste Ausleuchtung und Kontrast durch das Mikroskop ergab finden. Indem ein Tropfen destilliertes Wasser auf die Oberfläche des Blocks, oberhalb der Probe, war nützlich für Lichtweg Beugung und / oder glatte Verzerrungen am Epoxy-Luftschnittstelle zu verringern, Fig. 4 zeigt beispielhafte Bilder von Retinagewebe sichtbar unmittelbar neben einer Titan retinalen tack mit dieser Technik. Nicht artifactual Netzhautablösung und Faltung kann auf beiden Seiten des Silikon (4A) gesehen werden. Die Klebrigkeit Welle sichtbar ist in Silikon eingebettet ist; der Leiter der Wende hat sich die Netzhaut und Lederhaut eingedrungen. Es ist nicht artifactual Netzhautablösung im ungefärbten Retina beiden Seiten des Silikon (4C). Die Technik hat sich gezeigt, daß in diesem Fall there Netzhaut Desorganisation neben dem Tack und Kompression der Netzhaut auf der einen Seite durch eine schräge Einführungswinkel. Beachten Sie, dass die gezeigten Bilder sind lediglich Illustrationen der Erfolg der Technik, nicht repräsentativ für klebe Schäden Histopathologie im Allgemeinen. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52348/52348fig1highres.jpg" /> Abbildung 1. Platzierung eines epiretinalen Elektrodenarray. (A) Schematische Darstellung des Auges zeigt eine vergrößerte Querschnitt des hinteren Lederhaut, Aderhaut und Netzhaut degeneriert (ohne Photorezeptoren). Eine Elektrodenanordnung ist in blau dargestellt, epiretinal angebracht. (B) den computergestützten Darstellung einer epiretinalen Elektrodenarray. a, integrierten Schaltungen (&quot;Chip&quot;) und Elektrodenpaket; b, Titan Netzhaut Tack; c, medizinischem Silikon Gehäuse; d, Blei Austrittsstelle. Panel A geändert von ursprünglich illustratiauf zur Verfügung gestellt von Bionic Vision Australia, Copyright Beth Croce. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52348/52348fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/52348/52348fig2highres.jpg" /> Abbildung 2. Elektrodenentfernung und Präparation des Auges. Hoher Dynamikbereich Makroaufnahmen einer entkernten Katzenauge mit epiretinalen tack in situ. (A) Beitrag Fixierung mit Davidsons Fixiermittel, die mit Retina-Architektur 16 zu erhalten, wurde die entkernte Auge seziert. Die Elektrodenanordnung Paket wurde von dem Siliconträger entfernt (gestrichelte quadratischen Umriss zeigt ursprüngliche Position Elektrodenanordnung) mit der Klebrigkeit (Pfeil) und Silikonkörper des verbleibenden Implantats. (B) Das Auge wurde mit der Längsquerschnitt angrenzend an die seziert Stift(Gestrichelte Linie). Die Klebrigkeit bleibt in der hinteren Wand der Augenmuschel (Pfeil) eingebettet ist, stabilisiert überwiegend von der Lederhaut. Der Gewebeschnitt, der die Klebrigkeit wurde zur Harzeinbettung und Schleifen (rechtes Segment) erstellt, während der Abschnitt, der die Netzhaut unter dem entfernten Elektroden-Array wurde für Standard-histologische Verarbeitung 16 (linkes Segment) erstellt. Ein Herrscher mit 0,5-mm-Raster ist an der Unterkante jeder Platte angezeigt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52348/52348fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52348/52348fig3highres.jpg" /> Abbildung 3. Epoxy Einbettung und Schleifen der Klebrigkeit und Netzhautgewebe. Fotos der Epoxy eingebettet und ausgerichtet Gewebeprobe, Schleifen, Beizen und Bildgebung des Tack und Netzhautgewebe. (A) Die tac<html> k Probe wurde in ein Epoxyharz Block eingebettet. Unter Verwendung der Form wurde die Probe so ausgerichtet, die Längsebene parallel zum Boden der Form ist. (B) Die ausgehärtete Epoxid Block die Klebrigkeit Probe enthält. (C) Das Epoxid Block wurde in einem Schleifprobenhalter montiert, bereit zum Schleifen . (D) Die Probe wurde die Bodenoberfläche der so orientiert abgebildeten Teile der Grundgewebe enthalten die Netzhautzellschichten und Längsachse des Tack. (E) Die Probe wurde gemahlen mit Siliziumkarbid-Papier auf einem Rotationsschleifer. (F) der Block mit Toluidinblau, um die Netzhautschichten zu identifizieren gefärbt. (G) Der Block wurde in Leitungswasser gespült, um überschüssigen Farbstoff zu entfernen. (H) Die Toluidinblau gefärbten Netzhautschichten und Tack wurden mit einem Hochleistungs-Dissektion Umfang abgebildet. ad / 52.348 / 52348fig4highres.jpg &quot;/&gt; Abbildung 4: Hohe und niedrige Strom Bilder der Klebrigkeit und Netzhaut. An verschiedenen Stellen während des Schleifprozesses Bilder wurden mit einem Binokular aufgenommen wurde, die Längsschnitte der Tack (Sternchen) durchdringt das Auge und Verlassen der Lederhaut (&#39;S&#39; ), angrenzende Silikon (Hash) und Toluidinblau gefärbt und ungefärbt Netzhaut (&quot;R&quot;). Beachten Sie, das sind lediglich Beispiele, die vorliegende Visualisierungstechnik zu demonstrieren und sind nicht repräsentativ für alle epiretinalen Implantat oder tack Einsetzen Histologie Ergebnisse. Boden Reste der Platin Verdrahtung sind sichtbar in Platten AD (&quot;W&quot;). (A) Niedriger Stromverbrauch, ungefärbten Bild des Tack Eindringen in die Netzhaut und Lederhaut. (B) Leistungsstarke Bild der Netzhautablösung und Falten in ungefärbten Netzhaut angrenzenden an den Silikonträger Bild A. (C) Low Bildleistung in der Mitte am Bolzenschaft. <strong&gt; (D) Hohe Leistungsbild der Mitte des Tack in Bild C (E) In einer separaten Probe, ohne Silikonträger wird ein Hochleistungs-Bild der Toluidinblau gefärbten Netzhaut unter dem Tack Griff gezeigt, unmittelbar vor Schleifen der tack Welle (F) Normale Toluidinblau gefärbten Netzhaut Architektur (GCL: retinalen Ganglienzellschicht; INL: innere Körnerschicht; ONL: äußere Körnerschicht; PR: Photorezeptoren; T: Katzen Tapetum lucidum). mit dem gleichen Schleiftechnik visualisiert . Maßstabsbalken in jeder Platte sind: A und C = 2 mm; B und D = 500 um; E = 200 um; F = 100 um.

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Techniques for Processing Eyes Implanted with a Retinal Prosthesis for Localized Histopathological Analysis: Part 2 Epiretinal Implants with Retinal Tacks

Here we describe histological techniques for visualising ocular tissue directly adjacent to a metal epiretinal tack and retinal prosthesis.

Techniken für die Verarbeitung Augen mit einer Netzhautprothese für Implantierte Lokalisierte histopathologische Analyse: Teil 2 Epiretinale Implantate mit Retinal Tacks

Retinal prostheses for the treatment of certain forms of blindness are gaining traction in clinical trials around the world with commercial devices ...

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