Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse aus dem kanadischen Institutes of Health Research und Herz-und Schlaganfall-Stiftung von BC &amp; Yukon (JCC) unterstützt.

Alle Protokolle in dieser Studie wurden überprüft und von der Simon Fraser University Tierpflege Ethik-Kommission genehmigt. Verwenden Balb / CYJ (H2 d) Spendermäusen und C57BL / 6 (H2 b) Empfängermäuse zu allogenen Reaktionen zu untersuchen. Mäuse werden für Experimente im Alter von 8 bis 12 Wochen zwischen verwendet. Verwenden Sie entweder weiblichen oder männlichen Mäusen. Syngenen Kontrollen bestehen aus Aortasegmente von C57BL / 6-Geber in C57BL / 6-Empfänger. 1. Spender und Empfänger Vorbereitung Anmerkung: Sowohl der Spender und Empfänger anästhesiert und vor der Operation bereit, Ischämie des Transplantats zu minimieren. Injizierbare Anästhetika sind in dem Protokoll zur Behinderung der tierischen Nebenanlagen für die Lieferung von inhalativen Anästhetika erforderlich zu verhindern. Wenn gewünscht, ist aber inhalierten Narkose eine geeignete Alternative. Von der anfänglichen Injektion von Anästhetika, wird der gesamte Prozess in etwa 90 min in Anspruch. Ischämische Zeit des Transplantats weniger Than 30 min. <ol><li> Betäuben die Maus mit intraperitonealen Injektionen von Ketamin (100 mg / kg; 10 mg / ml) und Xylazin (10 mg / kg; 1 mg / ml). Die Maus wird innerhalb von 10 bis 15 min sediert werden. Beurteilen Sie die Narkosetiefe durch Einklemmen des Fett Teil des Tieres Fuß-Pad. Verwalten 1/3 der ursprünglichen Dosis des Anästhetikums Cocktail, nach Bedarf, bis das Tier nicht Rückzug Reflex aufweisen. Überwachen Sie die Atemfrequenz eng nach jedem Cocktail verabreicht wird. Während der Operation beurteilen das Niveau der Anästhesie alle 15 min durch Einklemmen des vorderen Bauchwand mit einer Pinzette. Die Mäuse sollten tief für 60 bis 90 min narkotisiert bleiben. </li><li> Augen der Maus die Schmieren mit einer Augensalbe zur Trockene, während der Narkose zu verhindern. </li><li> Rasieren Haare so nah an der Haut wie möglich auf die Bauch ventralen Region aus der Mitte des Brustkorbs bis zum Schambein. Seien Sie besonders vorsichtig, nicht nick jede Haut. Verwenden Sie keine Enthaarungscreme, weil es i absorbiert werdenNTO die Haut und kann entzündliche sein. </li><li> Legen Sie das Tier in Rückenlage auf einem Handtuch über der Heizung Tisch oder Unterlage. </li><li> Reinigen Sie die Operationsstelle mit einer vorläufigen Peeling mit 2% Chlorhexidin. Bereiten Sie einen großen Arbeitsbereich, um das Operationsfeld zu maximieren. Beginnen Schrubben in der Mitte der Operationsstelle und Bewegung nach außen in einer linearen oder zirkulären Art und Weise. Entsorgen Sie die Gaze. Wiederholen Sie diesen Vorgang mindestens 5 weitere Male. Tragen Sie eine Alkohol prep Pad auf den gleichen Bereich. Sobald der Alkohol trocken ist, bereiten den sauberen Bereich mit Betadine-Lösung und drapieren mit steriler Gaze. </li></ol> 2. End-to-End-Anastomose Ordnung <ol><li> Donor Betrieb <ol><li> Pflegen aseptische Technik während des gesamten Betriebs. Reinigen Sie alle Arbeitsplatte und OP-Tisch Oberflächen mit 0,5% beschleunigt Wasserstoffperoxidlösung vor der Verwendung. Wickeln und Autoklaven alle chirurgische Instrumente, Gazen, Vorhänge und Kleider vor der Verwendung. Stellen Sie sicher, die Sterilität der Instrumente mit einer DampfSterilisator Indikatorstreifen in jeder Packung platziert. Sterile OP-Handschuhe werden verwendet und der zwischen Operationen angeordnet ist. Für mehrere Operationen, sterilisieren die chirurgischen Instrumente zwischen den Anwendungen mit der heißen Glasperlen Sterilisator. </li><li> Legen Sie die Spendermaus in Rückenlage auf eine saubere, dünne Plexiglasplatte mit sterilen Tuch unter dem Operationsmikroskop bei 8-30X Vergrößerung gewickelt. </li><li> Nachdem eine angemessene chirurgische Anästhesie, wie in Abschnitt 1.1 dargelegt, gehen Sie mit der Operation. </li><li> Mit Hilfe einer sterilen Schere, stellen eine einzige Mittellinie untere Längsbauchschnitt, vom Schambein bis zum Schwertfortsatz. </li><li> Mit einem kleinen Retraktors, öffnen Sie die Bauchwand in den Hohlraum zu entlarven. </li><li> Mit sterilen Wattestäbchen Applikatoren, sanft zurückziehen den Darm souverän an die Tier links und Abdeckung mit Gaze mit Kochsalzlösung angefeuchtet haben. Bewegen Sie die Fortpflanzungsorgane inferior und suchen Sie den infrarenalen Aorta und der unteren Hohlvene (IVC). Moiszehn des freigelegten Gewebes periodisch mit Kochsalzlösung. </li><li> Verwendung der medizinischen No. 5 Zange, trenne die Aorta vom IVC, der Pegel des linken Nierenarterie zur Bifurkation. Verwenden 10-0 Polyamid Monofilamentnahtmaterialien die kleine Äste in der Nähe von der Aorta zu ligieren. </li><li> Sobald der Geber Aorta aus der IVC getrennt worden ist, zu sättigen, das Gefäß mit Kochsalzlösung, decken Sie die freiliegenden Hohlraum mit feuchten Gaze und legen Sie den Spender zur Seite auf einen sterilen Bereich. Überprüfen Sie den Status des Spenders (Atemwegs- und Herz-Kreislauf-Funktion, und die Tiefe der Anästhesie) alle 15 min. Beginnen, die auf den Empfänger, Isolierung der Aorta wie unten (Schritte 2.2.1 bis 2.2.7) beschrieben. </li><li> Sobald der Empfänger Aorta aus der IVC getrennt worden und zur Seite stellen, geben Sie den Geber unter dem Mikroskop. Kreuzklemme (proximal und distal zu dem Segment von Interesse) der Spender Aorta ungefähr 5 mm voneinander entfernt sind, mit zwei 4 mm mikrovaskulärer Klemmen. </li><li> Mit den Vannas-Tübinger Mikroschere,transect einen kleinen Implantatsegment (3 bis 4 mm in der Länge) der Bauchaorta. </li><li> Unter Verwendung einer 25 G 5/8 Nadel an einer Spritze befestigt ist, spülen Sie die ausgeschnitten Aorta mit Heparin (100 U / ml) Kochsalzlösung. Sicherstellen, dass die Spitze der Nadel nicht in Kontakt mit dem Schiff kommen. </li><li> Platz Aorta in heparinisierten (100 U / ml) Kochsalzlösung auf Eis und beiseite stellen. Noch unter tiefer Narkose, lassen Sie die mikrovaskuläre Schellen. Euthanize den Spender durch Ausbluten. </li><li> Implantieren das abgebende Schiff innerhalb von 30 Minuten der Exzision. Obwohl es möglich ist, eine Spenderbehälter für mehrere Empfänger durch Herausschneiden einer größeren Länge der Aorta zu verwenden, halten Sie die ischämischen Zeit auf weniger als 30 min. </li></ol></li><li> Empfänger Betrieb <ol><li> Pflegen aseptische Technik während des Betriebs, wie in den Geberbetrieb. </li><li> Platzieren Sie den Empfänger der Maus in Rückenlage auf einer dünnen Plexiglasplatte mit sterilen Tuch unter dem Operationsmikroskop bei 8-30X Vergrößerung gewickelt. </li><li> After eine angemessene Betäubung, gehen Sie mit der Operation, wenn das Tier nicht Rückzug Reflex aufweisen. </li><li> Mit Hilfe einer sterilen Schere, stellen eine einzige Mittellinie untere Längsbauchschnitt, vom Schambein bis zum Schwertfortsatz. </li><li> Mit einem kleinen Retraktors, öffnen Sie die Bauchwand in den Hohlraum zu entlarven. </li><li> Mit sterilen Wattestäbchen Applikatoren, sanft zurückziehen den Darm souverän an die Tier links und Abdeckung mit Gaze mit Kochsalzlösung angefeuchtet haben. Bewegen Sie die Fortpflanzungsorgane inferior und suchen Sie den infrarenalen Aorta und die IVC. Befeuchten Sie die freiliegenden Gewebe periodisch mit Kochsalzlösung. </li><li> Trenne die Aorta vom IVC, von der Ebene der linken Nierenarterie zur Bifurkation. Falls erforderlich, verwenden 10-0 Polyamid Monofilamentnahtmaterialien die kleine Äste in der Nähe von der Aorta zu ligieren. </li><li> Kreuzklemme (proximal und distal zu dem Segment von Interesse) die Aorta ungefähr 5 mm voneinander entfernt, mit zwei 4 mm mikrovaskulärer Klemmen. </li><li> Verwendung der Vannas-Tübingen Mikroscheren, stellen eine einzelne horizontale Aortotomie und resezieren ein kleines Segment (nicht mehr als 0,5 mm) aus der Bauchaorta, den Spender Aortentransplantat aufzunehmen. </li><li> Spülen Sie die ausgeschnitten Aorta mit heparinisierter (100 U / ml) Kochsalzlösung. Der Spender Aortentransplantat sollte von geeigneter Länge zu durchtrennten Enden der Aorta des Empfängers zu verbinden. </li><li> Setzen Sie den Spender Aortentransplantat im orthotopen Position und anastomosieren Transplantat Ende des Spenders auf der Empfängerseite, passend zu den jeweiligen Transplantat anatomischen Orientierung mit dem des Empfängers an. </li><li> Fassen Sie die Tunica externa des Schiffes und umzustülpen es leicht mit den medizinischen No.5 Pinzette. Mit den Zangen, fahren die Nadel an der 10-0 Polyamid-Monofilament Faden durch die gesamte Dicke der Gefäßwand befestigt, um die Spender Aortentransplantat reseziert Gefäß des Empfängers zu sichern. Achten Sie darauf, dass die Gefäßöffnung nicht ausgeschaltet aufgrund t geschlosseno unbeabsichtigte Nähte der Rückwand des Behälters. </li><li> Für kontinuierliche Maschen, legen Nähte bei 9 Uhr in der oberen und unteren Enden des Transplantats. Beginnend am oberen Ende des Transplantats ab 3 Uhr, anastomosieren die reseziert Enden mit 2 Lauf Nähte und sichern Sie die Naht auf die Naht Aufenthalt. <ol><li> Flip das Transplantat über und setzen Sie die fortlaufende Naht, einen Teil des Schiffes dorsal, welche den Ursprung Aufenthalt Naht. Befestigen, ohne großen Druck auf das Gefäß. Wiederholen Sie das Nähen für den unteren Anastomose. Anmerkung: Die Einzelnähten beginnen auf die gleiche Weise wie die fortlaufende Naht, mit der Ausnahme, dass der Behälter mit drei getrennten Stichen zwischen den Haltefäden anastomosiert. Anastomose Zeit beträgt gewöhnlich 20 min. </li></ol></li><li> Sobald die Anastomose abgeschlossen ist, lassen Sie die mikrovaskuläre distale Klemme, damit retrograden Blut zu fließen und überprüfen Sie die Leckage der Anastomose Webseiten. Wenn es eine Leckage immediately legen einen Stich, um den defekten Stelle zu schließen. Wenn es keine Blutungen an den Standorten, lassen Sie die proximale Klemme. </li><li> Untersuchen Sie die Transplantation und überprüfen, dass es keine Blut Hindernis in dem Transplantat und der proximalen und distalen Teil des Schiffes des Empfängers. Kräftigem Impulsmuster sowohl des Spenders und des Empfängers Gefäß ist eine primäre Anzeige, daß das Blut frei fließt. Unter Verwendung der Pinzette vorsichtig greifen ein Ende der Haltefäden und leicht umzustülpen, das Schiff an der Rückwand des Schiffes zu prüfen. Anmerkung: Es sollte kein Kräuseln der Gefäßwand an den beiden Enden der anastomosiert Seiten besteht. Schlechte Durchblutung nach dem Entfernen der Klemmen ist ein Zeichen der Thrombose. </li><li> Verwendung Wattestäbchen Applikatoren, zurück in den Darm in die Bauchhöhle. </li><li> Mit dem Nadelhalter Castroviejo und Graefe Pinzette, schließen Sie die Bauchdecke mit 5-0 Polypropylen Nähte mit Seriennähen. Schließen Sie die Hautschicht mit dem gleichenNähte mit subkutikuläre Verschluss. </li><li> Verabreichen Torbugesic (1 mg / kg) im unmittelbar nach Beendigung der Transplantation. </li><li> Geben sofort, in der Reihenfolge, Atipamezol (1 mg / kg), Ketoprofen (5 mg / kg) und erwärmte Ringer-Lactat-Lösung subkutan. </li><li> Unmittelbar nach der Operation, legen Mäuse in einem beheizten Käfig unter einem Wasser Decke über Nacht (12 h). Während der Narkose-Erholungsphase, legen die Tiere allein in einem sauberen, trockenen unverbauten Gegend. Linie den Käfig (autoklaviert) mit sauberen Papiertüchern und stellen Sie die Temperatur des Wassers, Decke, um etwa 20 bis 22 ° C. Bieten Trocken- und Nass kibbles ad libitum auf dem Käfigboden. Wichtig: eine wichtige Komponente von postoperativen Betreuung ist die Beobachtung des Tieres und ein entsprechender Eingriff, wenn erforderlich, während der Erholung von der Anästhesie und Chirurgie. Die notwendige Intensität der Überwachung wird mit dem Tier unterscheiden und konnten während der sofortigen Betäubung Erholungsphase als Co größer seinmpared später in postoperative Erholung. </li><li> Kontinuierlich Tiere unterzogene Narkose überwacht, bis sie wieder ganz gesund zu überwachen. Das Tier muss in der Lage, ohne fremde Hilfe Brustlage zu halten, und es muss ruhig und schmerzfrei erscheinen, bevor sie unbeaufsichtigt gelassen werden. </li><li> Geben Buprenorphin (0,1 mg / kg BID) und Ketoprofen (5 mg / kg SID) für einen Zeitraum von drei Tagen, sowohl subkutan. </li><li> Überwachen kardiovaskulären und respiratorischen Funktion, Körpertemperatur, und postoperative Schmerzen oder Beschwerden während der Erholung von der Anästhesie für ein Minimum von drei Tagen. Zusätzliche Sorgfalt erforderlich sein kann, wie beispielsweise Analgetika und anderen Drogen, und parenterale Fluide zu Dehydratation und Elektrolytverlust zu minimieren. </li><li> Beurteilen Sie den Erfolg der Transplantationschirurgie durch die Beobachtung der motorischen Funktion der hinteren Gliedmaßen. Voller Erfolg der Transplantation beinhaltet ungehinderten Blutfluss in den hinteren Gliedmaßen und Schwanz, der sofort bei der Wiederherstellung des anim sein sollteal und vollständige Erholung ohne Lähmung der hinteren Gliedmaßen am zweiten Tag </li></ol></li></ol> 3. Gewebeentnahme Anmerkung: Vorbestimmte Endpunkte in Abhängigkeit von der Art der gewünschten Analyse und der Natur des Antigens Fehlanpassungsbereich von 3 bis 60 Tagen. Im Allgemeinen ist Intimaverdickung nach der Transplantation über komplette MHC mismatched Mausstämme robust am Tag 30. <ol><li> Betäuben die Maus mit intraperitonealen Injektionen von Ketamin (100 mg / kg; 10 mg / ml) und Xylazin (10 mg / kg; 1 mg / ml). Beurteilen Sie die Narkosetiefe durch Einklemmen des Fett Teil des Tieres Fuß-Pad. Fahren Sie mit der Operation, wenn das Tier nicht Rückzug Reflex aufweisen. </li><li> Reinigen Sie die Operationsstelle mit Wasser und endend mit 70% Alkohol. </li><li> Legen Sie das Tier in Rückenlage auf einem Tablett mit absorbierenden Kissen ausgekleidet. </li><li> Öffnen Sie die Bauchhöhle mit einem großen Mittellinie Längsschnitt. Legen Sie ein Selbsthalter, um den Hohlraum freizulegen, die IVC eind der Bauchaorta. </li><li> Trennen sanft das transplantierte Spender Aortensegment vom benachbarten IVC Verwendung eines Paars von medizinischen No. 5 Pinzette. Seien Sie besonders vorsichtig, nicht zu der Adventitia des transplantierten Gefäß abstreifen. </li><li> Setzen die Brusthöhle durch Schneiden durch die Rippen auf beiden Seiten der Brustwirbelsäule ganzen Weg zu der Brusteinlass. Spiegeln die vorderen Brustwand superior, den Herzbeutel freizulegen und sichern Sie den Brustkorb mit einem Paar von Gefäßklemme. </li><li> Sobald das Herz ausgesetzt ist, legen Sie eine 25 G 5/8 Nadel (an einer Spritze angebracht ist) in den linken Ventrikel und bündig mit 0,1 ml heparinisiertes (100 U / ml) Kochsalzlösung. </li><li> Verwenden Sie eine Schere, entfernen Sie den rechten Vorhof, damit das Blut, heparinisierter Kochsalzlösung, und Fixiermittel, um den Körper während der Perfusion zu verlassen. Perfundieren das Tier mit 5 ml 4% Paraformaldehyd oder bis die Flüssigkeit klar ist. Entfernen Sie die Herzen der Euthanasie zu gewährleisten. </li><li> Excise transplantiert Gefäßsegment und tauchen in 4% paraFormaldehyd nicht mehr als eine Stunde. Stellen Sie die transplantierte Gefäß in OCT (optimale Schnitttemperatur) Matrix und Flash-Freeze. Abschnitt der Behälter unter einem Kryostaten bei 8 um Dicke eingestellt. Stain Abschnitte mit Hämatoxylin und Eosin und / oder Verhoeff-van Gieson (van Gieson) elastische Fleck. </li></ol> 4. Morphologische Analyse von Grafts Anmerkung: TA durch Intimaverdickung 13 gekennzeichnet. In diesem Modell Intimaverdickung und eine resultierende Verringerung der Größe des Lumens reflektierend sind für die Schwere der immunvermittelten Gefäßverletzung. Syngraft Kontrollen werden verwendet, um die Baseline-Charakteristika der Schiffe in der Abwesenheit von allogenen Immunantworten zu bestimmen. Diese Steuerungen ermöglichen auch Auswertung Arterienschädigung, die als Ergebnis des chirurgischen Eingriffs auftritt. Es sollte keine intimale Verdickung in syngrafts sein. <ol><li> Um Intimaverdickung und luminale Okklusion prüfen, messen Sie den Bereich innerhalb der EndothelzellenSchicht, innere elastische Lamina (IEL) und auf elastischen van Gieson gefärbt Arterien-Segmente mit einer Bildanalysesoftware externe elastische Lamina (EEL). Die folgenden Parameter können verwendet werden, um den arteriellen Veränderungen widerspiegeln TA zu bestimmen. <ol><li> Messen Sie die absolute Intima-Bereich: Bereich innerhalb der innere elastische Lamina - Bereich innerhalb der endothelialen Zellschicht. Dies stellt eine absolute Messung der Intima-Expansion, die das Markenzeichen der TA ist. </li><li> Messen Sie die absolute medialen Bereich: Bereich innerhalb des externen elastischen Lamina - Bereich innerhalb der innere elastische Lamina. Dies liefert eine absolute Messung der medialen Zersetzung oder das Wachstum, die gelegentlich als Folge immunvermittelte Änderungen in diesem Bereich der Gefäßwand auftreten. </li><li> Messen die gesamte Gefäßfläche als der Bereich innerhalb der äußeren elastischen Lamina. Dies stellt eine Messung des Gefäßumbau die Expansion oder Verengung der Arterie infolge der immunologische Schäden beinhaltet. </li><li> Maßnahmedie Intima / Media-: (Gebiet innerhalb der Lamina elastica interna - Bereich innerhalb der endothelialen Zellschicht) / (Fläche innerhalb der externen elastischen Lamina - Bereich innerhalb der inneren elastischen Lamina). Dies liefert ein relatives Maß der intimalen Expansion und normalisiert auf Unterschiede in Gefäßgröße. </li><li> Messung der% Lumeneinengung: [(Fläche innerhalb der Lamina elastica interna - Bereich innerhalb der endothelialen Zellschicht) / Fläche der internen elastischen Lamina)] * 100. Dies liefert ein Maß für das Ausmaß der luminalen Okklusion, die aus einer Kombination der intimalen Expansion und Umbau (innen oder außen) der Gefäßwand führt. </li></ol></li></ol>

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C., Kerjner, A., Wong, B. W., McManus, B. M., Granville, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perforin+mediates+endothelial+cell+death+and+resultant+transplant+vascular+disease+in+cardiac+allografts.">Perforin mediates endothelial cell death and resultant transplant vascular disease in cardiac allografts.</a> Am J Pathol. 165, 127-133 (2004).</li><li>Choy, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Granzyme+B+induces+endothelial+cell+apoptosis+and+contributes+to+the+development+of+transplant+vascular+disease.">Granzyme B induces endothelial cell apoptosis and contributes to the development of transplant vascular disease.</a> Am J Transplant. 5, 494-499 (2005).</li><li>Reis, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dramatic+remodeling+of+advanced+atherosclerotic+plaques+of+the+apolipoprotein+E-deficient+mouse+in+a+novel+transplantation+model.">Dramatic remodeling of advanced atherosclerotic plaques of the apolipoprotein E-deficient mouse in a novel transplantation model.</a> Journal of vascular surgery. 34, 541-547 (2001).</li><li>Potteaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppressed+monocyte+recruitment+drives+macrophage+removal+from+atherosclerotic+plaques+of+Apoe-/-+mice+during+disease+regression.">Suppressed monocyte recruitment drives macrophage removal from atherosclerotic plaques of Apoe-/- mice during disease regression.</a> J Clin Invest. 121, 2025-2036 (2011).</li></ol>

Wir haben ein Protokoll für Aorten Zwischen Pfropfung bei Mäusen, die zur Untersuchung von immunvermittelten Gefäßabstoßung und TA beschrieben. Dieses Modell kann verwendet werden, um die Ursachen der TA als auch die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien zu untersuchen. Es hat in der Vergangenheit verwendet, um eine wesentliche Rolle der adaptiven Immunität, zytotoxische T-Zellreaktionen, Zytokin-vermittelte CD4 T-Zell-Effektor-Reaktionen und Antikörper-vermittelte Transplantatschäden TA 14,17-21</su...

In den vergangenen mehr als 30 Jahren haben Fortschritte in der Immunsuppressiva Transplantatabstoßung aufgrund von akuten Abstoßung verringert, sondern chronische Abstoßung bleibt eine zentrale Herausforderung. Die wichtigste Manifestation der chronischen Herztransplantatabstoßung ist Transplantat-Arteriosklerose (TA) 1,2. Dieser Zustand wird durch Intimahyperplasie und vasomotorische Dysfunktion Allotransplantat Arterien charakterisiert und entwickelt sich als Folge der immunologischen Targeting von Endothelzellen und glatte Muskelzellen des Empfängers Immunsystems. Die spezifische Ausrichtung des Transplantats Gefäßsystem durch Anerkennung ausländischer Peptid-Haupthistokompatibilitätskomplex (MHC) ist durch die Entwicklung der TA ausschließlich im Transplantat Arterien hervorgehoben unter Schonung Wirtsgefäßen 3. In diesem Sinne ist die Beobachtung, dass TA nicht experimentell auftreten, wenn der Empfänger genetisch identisch zu dem Spender oder wenn der Empfänger-T-Zellen und B-4 fehlt. Immunvermittelten Gefäßverletzung und dysfunction bewirkt, dass die Entwicklung der Intimaverdickung und Fibrose sowie die aberrant Akkumulation von Lipiden und ECM-Proteine, TA 5. Intimaverdickung neigt während der gesamten arteriellen Baum 4-6 konzentrisch zu sein. Graft Verlust und Tod treten in der Regel als Folge der fortschreitenden Ischämie von Lumen Verschluss der Arterien Allograft 4 resultieren. Im Jahr 1991 Mennander et al. 7 Pionier eine Aorten Zwischenmodell bei Ratten zu Modell TA. Mehrere Gruppen haben anschließend diese Prozedur für den Einsatz in Mäusen angepasst. In diesem Modell entwickeln Allograft Aortasegmente Läsionen, die Funktionen vergleichbar mit TA in klinischen Transplantationen beobachtet haben. Dies schließt Intimaverdickung die durch die Ansammlung von glatten muskelähnlichen Zellen und Leukozyten Empfänger 7. In den letzten 2 Jahren ist dieses Modell verwendet worden, um wichtige Einblicke in die Mechanismen der Gefäßverletzung, Ablehnung und TA zu erzeugen. Es kann unsed, Fragen an Immun- und Kreislauf-Reaktionen während arterielle Pathologie untersuchen. Die Wahl des Antigens Einstimmung beeinflusst die Fähigkeit, diese Fragen angemessen anzugehen. Transplantation über komplette MHC Barrieren ermöglicht eine umfassende Bewertung der Immunreaktionen, die bekanntermaßen in Organtransplantatabstoßung beteiligt sein. Dies beinhaltet direkte CD4- und CD8-T-Zell-Erkennung und Ausrichtung der Fremdpeptid-MHC durch Pfropf-abgeleiteten Zellen präsentiert, indirekte CD4 (und möglicherweise CD8) T-Zell-Erkennung und Ausrichtung der Transplantat-Empfänger von abgeleiteten Alloantigene Antigen-präsentierenden Zellen präsentiert, und Antikörper- vermittelte Erkennung Alloantigene auf Gefäßzelloberflächen 8. Jedoch kann die vaskuläre Reaktion auf eine Verletzung im vollständigen MHC-fehlangepaßt Experimenten anders als die klinisch beobachtet wird. Johnson et al. 9 zeigt, daß in Zwischenaortatransplantate in einem vollständigen MHC Mismatch Barriere transplantiert meistendie neointimale Zellen des Empfängers Herkunft und nicht die von Spenderursprung. Dies ist anders als in den Menschen transplantiert wird, wo die meisten der intimalen glatten Muskelzellen von Spenderursprung 9,10 beobachtet. Um diese Einschränkung zu berücksichtigen, haben alternative Versuchsmodellen, die über kleinere Histokompatibilitätsantigen Mismatches Pfropfen beinhalten entwickelt, die Gefäßreaktionen, die mehr ähneln denen in der klinischen Transplantation 11 beobachtet auslösen. Während diese alternative Modelle erlauben wichtige Rückschlüsse auf den Gefäßreaktionen, die die Entwicklung der TA, die immunologischen Prozesse, die vaskuläre Abstoßung in kleinere Histokompatibilitätsantigen mismatched Transplantate verursachen nicht komplett neu kapitulieren solche, die in der klinischen Einstellung auftreten fahren hergestellt werden. Zum Beispiel sind Nebenhistokompatibilitätsantigene schlecht von Transplantat reaktive Antikörper 12 erkannt. Angesichts der vorstehenden Erwägungen ist es wichtig, die pathologische questi betrachtenon untersucht bei der Auswahl der Art des Antigens Fehlanpassung in einem aortischen Zwischenmodell verwendet. Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll für die Maus-Aortazwischen Pfropfen. Wir beschreiben Zwischen Pfropfung zwischen vollständigen MHC-fehlgepa Mäusen, aber das gleiche Protokoll wird für die Transplantation in andere Antigen mismatched Mausstämme verwendet.

<table><tbody><tr><td>C57BL/6J (H-2b)</td><td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td><td>Strain# 000664</td><td></td></tr><tr><td>Balb/cBYJ</td><td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td><td>Strain# 001026</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine Hydrochloride Injection USP 100 mg/ml</td><td>Ketalean</td><td>DIN 00612316</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazine Injection 20 mg/ml</td><td>Rompum</td><td>DIN 02169592</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen Injection 100 mg/ml</td><td>Anafen</td><td>DIN 01938126</td><td></td></tr><tr><td>Butorphanol Tartrate&amp;nbsp;injection 10 mg/ml</td><td>Torbugesic</td><td>DIN 008450000</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine Injection 0.3 mg/ml</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>B.N. 5241</td><td></td></tr><tr><td>Atipamezole hydrochloride sterile injectable solution</td><td>Antisedan</td><td>DIN 02237744</td><td></td></tr><tr><td>Heparin Sodium Injection, USP, 1,000 units/ml</td><td>McKesson Distribution</td><td>DIN 02264315</td><td></td></tr><tr><td>Tears naturale ophthalmic ointment</td><td>Alcon</td><td>DIN 02082519</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>0.9% Sodium Chloride, sterile</td><td>Baxter Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lactated Ringer&amp;rsquo;s solution, sterile</td><td>Baxter Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.9% Sodium Chloride Injection, sterile, 10 ml</td><td>Baxter Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcohol Prep Pads</td><td>Loris</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidone Iodine</td><td>Betadine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorohexidine Gluconate 4% w/v</td><td>Germi-Stat</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Black Polyamide Monofilament</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>T4A10Q07</td><td></td></tr><tr><td>Suture, 10-0 suture, 70 microns</td><td>Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Blue monofilament suture 5-0, P3 needle</td><td>Ethicon</td><td>8698G</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Syringe</td><td>BD</td><td>REF 309659</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Syringe</td><td>BD</td><td>REF 309604</td><td></td></tr><tr><td>1cc TB insulin syringe with 28 G 1/2</td><td>BD</td><td>REF 309309</td><td></td></tr><tr><td>25 G 7/8, hypodermic needle</td><td>BD</td><td>REF 305124</td><td></td></tr><tr><td>27 G 1/2, hypodermic needle</td><td>BD</td><td>REF 305109</td><td></td></tr><tr><td>Colibri Retractor- 1.5 cm spread 4 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>S&amp;amp;T CAF-4 Clip applying forceps, without lock</td><td>Fine Science Tools</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>Supergrip forceps, S&amp;amp;T</td><td>Fine Science Tools</td><td>00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Medical No.5 forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-20</td><td></td></tr><tr><td>Lexer Baby Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro Adson forceps serrated</td><td>Fine Science Tools</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Vannas-Tubingen microscissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>Micro clamps, b-1; 3.5mm x 1mm; 7mm length</td><td>Fine Science Tools</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Graefe-forceps, 10cm 1x2 teeth</td><td>Fine Science Tools</td><td>11054-10</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo with lock and tungsten jaws</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Hot glass bead sterilizer</td><td>Inotech 250</td><td>IS-250 - Steri-250</td><td></td></tr><tr><td>Non-woven gauzes</td><td>Progene</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cotton Tipped Applicators</td><td>Puritan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Beard Trimmer</td><td>Wahl</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Sunbeam</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

mouse model of alloimmune-induced vascular rejection and transplant arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

In diesem Modell wird die Bauchaorta, die von einer Balb / CYJ Maus in der infrarenalen Aorta einer C57BL / 6-Empfänger angeordnet ist. Dies ermöglicht eine umfassende Bewertung der Alloimmune Reaktionen, Transplantat Arterien Ziel. Immunvermittelte Gefäßverletzung in diesem Modell initiiert Gefäß reparative Antworten, die in Verdickung der Intima, Lumeneinengung und die Rekrutierung von Immunzellen gipfeln (Abbildungen 1 und 2). Diese Kriterien dann als Auslese für die Schwere d...

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Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

Maus-Modell der Alloimmune-induzierte Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

mouse-model-alloimmune-induced-vascular-rejection-transplant

Research

JoVE Journal

Medicine

8.4K Aufrufe.  Simon Fraser University. We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure. 

Serie: Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Forschung

Medizin

Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. This is largely true, but there are a number of important principles that can reduce the difficulty of these procedures and enhance reproducibility. Orthotopic aortic transplantation is an excellent procedure in which to learn these principles because it involves only two end-to-end anastomoses, but requires good suturing technique and handling of the vessels for consistent success. This procedure begins with the procurement of a length of abdominal aorta from a donor animal, followed by division of the native aorta in the recipient. The procured aorta is then placed between the divided ends of the recipient aorta and sutured into place using end-to-end anastomoses. To accomplish this objective successfully requires a high degree of concentration, good tools, a steady hand, and an appreciation of how easily the vasculature of a mouse can be damaged, resulting in thrombosis. Learning these important principles is what occupies most of the beginner's time when learning microsurgery in small rodents. Throughout this protocol, we refer to these important points. This model can be used to study vascular disease in a variety of different experimental systems1-8. In the context shown here, it is most often used for the study of post-transplant vascular disease, a common long-term complication of solid organ transplantation in which intimal hyperplasia occurs within the allograft. The primary advantage of the model is that it facilitates quantitative morphometric analyses and the transplanted vessel lies contiguous to the endogenous vessel, which can serve as an additional control9. The technique shown here is most often used for mice weighing 18-25 grams. We have accumulated most of our experience using the C57BL/6J, BALB/cJ, and C3H/HeJ strains.

We describe a technique in which a section of the abdominal aorta from a mouse is transplanted orthotopically to just below the renal arteries in an allogeneic or syngeneic recipient. This technique can be useful in studies in which transplantation of large arteries of uniform size is deemed advantageous.

Orthotopen Aortic Transplantation in Mäuse für das Studium der Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

Mouse Models for Graft Arteriosclerosis

Graft arteriosclerois (GA), also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over months to years in transplanted organs characterized by diffuse, circumferential stenosis of the entire graft vascular tree. The most critical component of GA pathogenesis is the proliferation of smooth muscle-like cells within the intima. When a human coronary artery segment is interposed into the infra-renal aortae of immunodeficient mice, the intimas could be expand in response to adoptively transferred human T cells allogeneic to the artery donor or exogenous human IFN-&gamma; in the absence of human T cells. Interposition of a mouse aorta from one strain into another mouse strain recipient is limited as a model for chronic rejection in humans because the acute cell-mediated rejection response in this mouse model completely eliminates all donor-derived vascular cells from the graft within two-three weeks. We have recently developed two new mouse models to circumvent these problems. The first model involves interposition of a vessel segment from a male mouse into a female recipient of the same inbred strain (C57BL/6J). Graft rejection in this case is directed only against minor histocompatibility antigens encoded by the Y chromosome (present in the male but not the female) and the rejection response that ensues is sufficiently indolent to preserve donor-derived smooth muscle cells for several weeks. The second model involves interposing an artery segment from a wild type C57BL/6J mouse donor into a host mouse of the same strain and gender that lacks the receptor for IFN-&gamma; followed by administration of mouse IFN-&gamma; (delivered via infection of the mouse liver with an adenoviral vector. There is no rejection in this case as both donor and recipient mice are of the same strain and gender but donor smooth muscle cells proliferate in response to the cytokine while host-derived cells, lacking receptor for this cytokine, are unresponsive. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, both models can be used to assess the effect of specific genes on GA progression. Here, we describe detailed protocols for our mouse GA models.

We describe protocols for our mouse graft arteriosclerois (GA) models which involve interposition of a mouse vessel segment into a recipient of the same inbred strain. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, the model can assess the effect of specific genes on GA.

Mausmodelle für Graft Arteriosklerose

Graft arteriosclerois (GA),  also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over  months to years in transplanted organs ...

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms requires reliable models. Here, we describe models of tolerance to cardiac allograft in rat, induced by blockade of costimulation signals or by upregulation of immunoregulatory molecules through gene transfer. Each of these models allowed in vivo generation of regulatory cells such as regulatory T cells (Tregs), regulatory B cells (Bregs) or regulatory myeloid cells (RegMCs). In this manuscript, we describe two complementary protocols that have been used to identify and define in vitro and in vivo regulatory cell activity to determine their responsibility in tolerance induction and maintenance. First, an in vitro suppressive assay allowed rapid identification of cells with suppressive capacity on effector immune responses in a dose dependent manner, and can be used for further analysis such as cytokine measurement or cytotoxicity. Second, the adoptive transfer of cells from a tolerant treated recipient to a newly irradiated grafted recipient, highlighted the tolerogenic properties of these cells in controlling graft directed immune responses and/or converting new regulatory cells (termed infectious tolerance). These methods are not restricted to cells with known phenotypic markers and can be extended to any cell population. Furthermore, donor directed allospecificity of regulatory cells (an important goal in the field) can be assessed by using third party donor cells or graft either in vitro or in vivo. Finally, to determine the specific tolerogenic capacity of these regulatory cells, we provide protocols to assess the humoral anti-donor antibody responses and the capacity of the recipient to develop humoral responses against new or former known antigens. The models of tolerance described can be used to further characterize regulatory cells, to identify new biomarkers, and immunoregulatory molecules, and are adaptable to other transplantation models or autoimmune diseases in rodent or human.

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

Here, we present a protocol to induce tolerance in transplantation, and assess in vitro and in vivo the suppressive capacity of distinct cell subsets from the recipient and the immune status of the recipient toward donor or exogenous antigens.

In Vitro und In Vivo Beurteilung der T, B und myeloische Zellen Suppressive Aktivität und humorale Reaktionen von Transplantationspatienten

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms ...

Immunologie und Infektion

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

Orthotopische Hind Gliedmaßen Transplantation in der Maus

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand and face transplants and, more recently, abdominal wall, uterus, and urogenital transplants. Functional outcomes have exceeded initial expectations, and most recipients enjoy an improved quality of life. However, as clinical experience accumulates, chronic rejection and complications from the immunosuppression must be addressed. In many cases where grafts have failed, the causative pathology has been ischemic vasculopathy. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">The biological mechanisms of the acute and chronic rejection associated with VCA, especially ischemic vasculopathy, are important areas of research. However, due to the very small number of VCA patients, the evaluation of proposed mechanisms is better addressed in an experimental model. Multiple groups have used animal models to address some of the relevant unsolved questions in VCA rejection and vasculopathy. Several model designs involving a variety of species are described in the literature. Here we present a reproducible model of VCA heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap in the rat that can be utilized for translational VCA research. This model allows for the serial evaluation of the graft, including biopsies and different imaging modalities, while maintaining a low level of morbidity.

Vascularized composite allograft offers life-altering benefits to transplant recipients, but the biological causes of graft rejection and vasculopathy remain poorly understood. The rodent surgical model presented here offers a reproducible, clinically relevant model of transplantation, allowing researchers to evaluate rejection events and potential therapeutic strategies to prevent their occurrence.

Modifiziertes Heterotopisches Hindlimb Osteomyoskan Flap Model im Rat für translational Vasculariisierte Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

Murine Cervical Aortic Transplantation Modell mit einer modifizierten Non-Suture Manschettentechnik

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...

A Rat Orthotopic Renal Transplantation Model for Renal Allograft Rejection

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential model to investigate the mechanism of renal allograft rejection in pre-clinical studies and could aid in the development of novel approaches to improve the long-term survival of renal allografts. Donor kidney implantation in rat orthotopic renal transplantation is commonly performed by end-to-side anastomosis to recipients' aorta and inferior vena cava. In this model, the donor's kidney was implanted using end-to-end anastomosis to the recipients' renal artery and renal vein. The donor's ureter was anastomosed to the recipient's bladder in an end-to-side 'tunnel' method. This model contributes to better healing of ureter-bladder anastomosis and increases the recipients' survival by avoiding interference with blood supply and venous reflux of the lower body. This model can be used to investigate the mechanisms of acute and chronic immune and pathologic rejection of renal allografts. Here, the study describes the detailed protocols of this orthotopic renal transplantation between rats.

The rat orthotopic renal transplantation model contributes to investigating the mechanism of renal allograft rejection. The current model increases the recipients' survival without interference with blood supply and venous reflux of the lower body using an end-to-end anastomosis of kidney implantation and an end-to-side "tunnel" method of ureter-bladder anastomosis.

Ein orthotopes Nierentransplantationsmodell für die renale Allotransplantatabstoßung

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential ...