Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse aus dem kanadischen Institutes of Health Research und Herz-und Schlaganfall-Stiftung von BC &amp; Yukon (JCC) unterstützt.

Alle Protokolle in dieser Studie wurden überprüft und von der Simon Fraser University Tierpflege Ethik-Kommission genehmigt. Verwenden Balb / CYJ (H2 d) Spendermäusen und C57BL / 6 (H2 b) Empfängermäuse zu allogenen Reaktionen zu untersuchen. Mäuse werden für Experimente im Alter von 8 bis 12 Wochen zwischen verwendet. Verwenden Sie entweder weiblichen oder männlichen Mäusen. Syngenen Kontrollen bestehen aus Aortasegmente von C57BL / 6-Geber in C57BL / 6-Empfänger. 1. Spender und Empfänger Vorbereitung Anmerkung: Sowohl der Spender und Empfänger anästhesiert und vor der Operation bereit, Ischämie des Transplantats zu minimieren. Injizierbare Anästhetika sind in dem Protokoll zur Behinderung der tierischen Nebenanlagen für die Lieferung von inhalativen Anästhetika erforderlich zu verhindern. Wenn gewünscht, ist aber inhalierten Narkose eine geeignete Alternative. Von der anfänglichen Injektion von Anästhetika, wird der gesamte Prozess in etwa 90 min in Anspruch. Ischämische Zeit des Transplantats weniger Than 30 min. <ol><li> Betäuben die Maus mit intraperitonealen Injektionen von Ketamin (100 mg / kg; 10 mg / ml) und Xylazin (10 mg / kg; 1 mg / ml). Die Maus wird innerhalb von 10 bis 15 min sediert werden. Beurteilen Sie die Narkosetiefe durch Einklemmen des Fett Teil des Tieres Fuß-Pad. Verwalten 1/3 der ursprünglichen Dosis des Anästhetikums Cocktail, nach Bedarf, bis das Tier nicht Rückzug Reflex aufweisen. Überwachen Sie die Atemfrequenz eng nach jedem Cocktail verabreicht wird. Während der Operation beurteilen das Niveau der Anästhesie alle 15 min durch Einklemmen des vorderen Bauchwand mit einer Pinzette. Die Mäuse sollten tief für 60 bis 90 min narkotisiert bleiben. </li><li> Augen der Maus die Schmieren mit einer Augensalbe zur Trockene, während der Narkose zu verhindern. </li><li> Rasieren Haare so nah an der Haut wie möglich auf die Bauch ventralen Region aus der Mitte des Brustkorbs bis zum Schambein. Seien Sie besonders vorsichtig, nicht nick jede Haut. Verwenden Sie keine Enthaarungscreme, weil es i absorbiert werdenNTO die Haut und kann entzündliche sein. </li><li> Legen Sie das Tier in Rückenlage auf einem Handtuch über der Heizung Tisch oder Unterlage. </li><li> Reinigen Sie die Operationsstelle mit einer vorläufigen Peeling mit 2% Chlorhexidin. Bereiten Sie einen großen Arbeitsbereich, um das Operationsfeld zu maximieren. Beginnen Schrubben in der Mitte der Operationsstelle und Bewegung nach außen in einer linearen oder zirkulären Art und Weise. Entsorgen Sie die Gaze. Wiederholen Sie diesen Vorgang mindestens 5 weitere Male. Tragen Sie eine Alkohol prep Pad auf den gleichen Bereich. Sobald der Alkohol trocken ist, bereiten den sauberen Bereich mit Betadine-Lösung und drapieren mit steriler Gaze. </li></ol> 2. End-to-End-Anastomose Ordnung <ol><li> Donor Betrieb <ol><li> Pflegen aseptische Technik während des gesamten Betriebs. Reinigen Sie alle Arbeitsplatte und OP-Tisch Oberflächen mit 0,5% beschleunigt Wasserstoffperoxidlösung vor der Verwendung. Wickeln und Autoklaven alle chirurgische Instrumente, Gazen, Vorhänge und Kleider vor der Verwendung. Stellen Sie sicher, die Sterilität der Instrumente mit einer DampfSterilisator Indikatorstreifen in jeder Packung platziert. Sterile OP-Handschuhe werden verwendet und der zwischen Operationen angeordnet ist. Für mehrere Operationen, sterilisieren die chirurgischen Instrumente zwischen den Anwendungen mit der heißen Glasperlen Sterilisator. </li><li> Legen Sie die Spendermaus in Rückenlage auf eine saubere, dünne Plexiglasplatte mit sterilen Tuch unter dem Operationsmikroskop bei 8-30X Vergrößerung gewickelt. </li><li> Nachdem eine angemessene chirurgische Anästhesie, wie in Abschnitt 1.1 dargelegt, gehen Sie mit der Operation. </li><li> Mit Hilfe einer sterilen Schere, stellen eine einzige Mittellinie untere Längsbauchschnitt, vom Schambein bis zum Schwertfortsatz. </li><li> Mit einem kleinen Retraktors, öffnen Sie die Bauchwand in den Hohlraum zu entlarven. </li><li> Mit sterilen Wattestäbchen Applikatoren, sanft zurückziehen den Darm souverän an die Tier links und Abdeckung mit Gaze mit Kochsalzlösung angefeuchtet haben. Bewegen Sie die Fortpflanzungsorgane inferior und suchen Sie den infrarenalen Aorta und der unteren Hohlvene (IVC). Moiszehn des freigelegten Gewebes periodisch mit Kochsalzlösung. </li><li> Verwendung der medizinischen No. 5 Zange, trenne die Aorta vom IVC, der Pegel des linken Nierenarterie zur Bifurkation. Verwenden 10-0 Polyamid Monofilamentnahtmaterialien die kleine Äste in der Nähe von der Aorta zu ligieren. </li><li> Sobald der Geber Aorta aus der IVC getrennt worden ist, zu sättigen, das Gefäß mit Kochsalzlösung, decken Sie die freiliegenden Hohlraum mit feuchten Gaze und legen Sie den Spender zur Seite auf einen sterilen Bereich. Überprüfen Sie den Status des Spenders (Atemwegs- und Herz-Kreislauf-Funktion, und die Tiefe der Anästhesie) alle 15 min. Beginnen, die auf den Empfänger, Isolierung der Aorta wie unten (Schritte 2.2.1 bis 2.2.7) beschrieben. </li><li> Sobald der Empfänger Aorta aus der IVC getrennt worden und zur Seite stellen, geben Sie den Geber unter dem Mikroskop. Kreuzklemme (proximal und distal zu dem Segment von Interesse) der Spender Aorta ungefähr 5 mm voneinander entfernt sind, mit zwei 4 mm mikrovaskulärer Klemmen. </li><li> Mit den Vannas-Tübinger Mikroschere,transect einen kleinen Implantatsegment (3 bis 4 mm in der Länge) der Bauchaorta. </li><li> Unter Verwendung einer 25 G 5/8 Nadel an einer Spritze befestigt ist, spülen Sie die ausgeschnitten Aorta mit Heparin (100 U / ml) Kochsalzlösung. Sicherstellen, dass die Spitze der Nadel nicht in Kontakt mit dem Schiff kommen. </li><li> Platz Aorta in heparinisierten (100 U / ml) Kochsalzlösung auf Eis und beiseite stellen. Noch unter tiefer Narkose, lassen Sie die mikrovaskuläre Schellen. Euthanize den Spender durch Ausbluten. </li><li> Implantieren das abgebende Schiff innerhalb von 30 Minuten der Exzision. Obwohl es möglich ist, eine Spenderbehälter für mehrere Empfänger durch Herausschneiden einer größeren Länge der Aorta zu verwenden, halten Sie die ischämischen Zeit auf weniger als 30 min. </li></ol></li><li> Empfänger Betrieb <ol><li> Pflegen aseptische Technik während des Betriebs, wie in den Geberbetrieb. </li><li> Platzieren Sie den Empfänger der Maus in Rückenlage auf einer dünnen Plexiglasplatte mit sterilen Tuch unter dem Operationsmikroskop bei 8-30X Vergrößerung gewickelt. </li><li> After eine angemessene Betäubung, gehen Sie mit der Operation, wenn das Tier nicht Rückzug Reflex aufweisen. </li><li> Mit Hilfe einer sterilen Schere, stellen eine einzige Mittellinie untere Längsbauchschnitt, vom Schambein bis zum Schwertfortsatz. </li><li> Mit einem kleinen Retraktors, öffnen Sie die Bauchwand in den Hohlraum zu entlarven. </li><li> Mit sterilen Wattestäbchen Applikatoren, sanft zurückziehen den Darm souverän an die Tier links und Abdeckung mit Gaze mit Kochsalzlösung angefeuchtet haben. Bewegen Sie die Fortpflanzungsorgane inferior und suchen Sie den infrarenalen Aorta und die IVC. Befeuchten Sie die freiliegenden Gewebe periodisch mit Kochsalzlösung. </li><li> Trenne die Aorta vom IVC, von der Ebene der linken Nierenarterie zur Bifurkation. Falls erforderlich, verwenden 10-0 Polyamid Monofilamentnahtmaterialien die kleine Äste in der Nähe von der Aorta zu ligieren. </li><li> Kreuzklemme (proximal und distal zu dem Segment von Interesse) die Aorta ungefähr 5 mm voneinander entfernt, mit zwei 4 mm mikrovaskulärer Klemmen. </li><li> Verwendung der Vannas-Tübingen Mikroscheren, stellen eine einzelne horizontale Aortotomie und resezieren ein kleines Segment (nicht mehr als 0,5 mm) aus der Bauchaorta, den Spender Aortentransplantat aufzunehmen. </li><li> Spülen Sie die ausgeschnitten Aorta mit heparinisierter (100 U / ml) Kochsalzlösung. Der Spender Aortentransplantat sollte von geeigneter Länge zu durchtrennten Enden der Aorta des Empfängers zu verbinden. </li><li> Setzen Sie den Spender Aortentransplantat im orthotopen Position und anastomosieren Transplantat Ende des Spenders auf der Empfängerseite, passend zu den jeweiligen Transplantat anatomischen Orientierung mit dem des Empfängers an. </li><li> Fassen Sie die Tunica externa des Schiffes und umzustülpen es leicht mit den medizinischen No.5 Pinzette. Mit den Zangen, fahren die Nadel an der 10-0 Polyamid-Monofilament Faden durch die gesamte Dicke der Gefäßwand befestigt, um die Spender Aortentransplantat reseziert Gefäß des Empfängers zu sichern. Achten Sie darauf, dass die Gefäßöffnung nicht ausgeschaltet aufgrund t geschlosseno unbeabsichtigte Nähte der Rückwand des Behälters. </li><li> Für kontinuierliche Maschen, legen Nähte bei 9 Uhr in der oberen und unteren Enden des Transplantats. Beginnend am oberen Ende des Transplantats ab 3 Uhr, anastomosieren die reseziert Enden mit 2 Lauf Nähte und sichern Sie die Naht auf die Naht Aufenthalt. <ol><li> Flip das Transplantat über und setzen Sie die fortlaufende Naht, einen Teil des Schiffes dorsal, welche den Ursprung Aufenthalt Naht. Befestigen, ohne großen Druck auf das Gefäß. Wiederholen Sie das Nähen für den unteren Anastomose. Anmerkung: Die Einzelnähten beginnen auf die gleiche Weise wie die fortlaufende Naht, mit der Ausnahme, dass der Behälter mit drei getrennten Stichen zwischen den Haltefäden anastomosiert. Anastomose Zeit beträgt gewöhnlich 20 min. </li></ol></li><li> Sobald die Anastomose abgeschlossen ist, lassen Sie die mikrovaskuläre distale Klemme, damit retrograden Blut zu fließen und überprüfen Sie die Leckage der Anastomose Webseiten. Wenn es eine Leckage immediately legen einen Stich, um den defekten Stelle zu schließen. Wenn es keine Blutungen an den Standorten, lassen Sie die proximale Klemme. </li><li> Untersuchen Sie die Transplantation und überprüfen, dass es keine Blut Hindernis in dem Transplantat und der proximalen und distalen Teil des Schiffes des Empfängers. Kräftigem Impulsmuster sowohl des Spenders und des Empfängers Gefäß ist eine primäre Anzeige, daß das Blut frei fließt. Unter Verwendung der Pinzette vorsichtig greifen ein Ende der Haltefäden und leicht umzustülpen, das Schiff an der Rückwand des Schiffes zu prüfen. Anmerkung: Es sollte kein Kräuseln der Gefäßwand an den beiden Enden der anastomosiert Seiten besteht. Schlechte Durchblutung nach dem Entfernen der Klemmen ist ein Zeichen der Thrombose. </li><li> Verwendung Wattestäbchen Applikatoren, zurück in den Darm in die Bauchhöhle. </li><li> Mit dem Nadelhalter Castroviejo und Graefe Pinzette, schließen Sie die Bauchdecke mit 5-0 Polypropylen Nähte mit Seriennähen. Schließen Sie die Hautschicht mit dem gleichenNähte mit subkutikuläre Verschluss. </li><li> Verabreichen Torbugesic (1 mg / kg) im unmittelbar nach Beendigung der Transplantation. </li><li> Geben sofort, in der Reihenfolge, Atipamezol (1 mg / kg), Ketoprofen (5 mg / kg) und erwärmte Ringer-Lactat-Lösung subkutan. </li><li> Unmittelbar nach der Operation, legen Mäuse in einem beheizten Käfig unter einem Wasser Decke über Nacht (12 h). Während der Narkose-Erholungsphase, legen die Tiere allein in einem sauberen, trockenen unverbauten Gegend. Linie den Käfig (autoklaviert) mit sauberen Papiertüchern und stellen Sie die Temperatur des Wassers, Decke, um etwa 20 bis 22 ° C. Bieten Trocken- und Nass kibbles ad libitum auf dem Käfigboden. Wichtig: eine wichtige Komponente von postoperativen Betreuung ist die Beobachtung des Tieres und ein entsprechender Eingriff, wenn erforderlich, während der Erholung von der Anästhesie und Chirurgie. Die notwendige Intensität der Überwachung wird mit dem Tier unterscheiden und konnten während der sofortigen Betäubung Erholungsphase als Co größer seinmpared später in postoperative Erholung. </li><li> Kontinuierlich Tiere unterzogene Narkose überwacht, bis sie wieder ganz gesund zu überwachen. Das Tier muss in der Lage, ohne fremde Hilfe Brustlage zu halten, und es muss ruhig und schmerzfrei erscheinen, bevor sie unbeaufsichtigt gelassen werden. </li><li> Geben Buprenorphin (0,1 mg / kg BID) und Ketoprofen (5 mg / kg SID) für einen Zeitraum von drei Tagen, sowohl subkutan. </li><li> Überwachen kardiovaskulären und respiratorischen Funktion, Körpertemperatur, und postoperative Schmerzen oder Beschwerden während der Erholung von der Anästhesie für ein Minimum von drei Tagen. Zusätzliche Sorgfalt erforderlich sein kann, wie beispielsweise Analgetika und anderen Drogen, und parenterale Fluide zu Dehydratation und Elektrolytverlust zu minimieren. </li><li> Beurteilen Sie den Erfolg der Transplantationschirurgie durch die Beobachtung der motorischen Funktion der hinteren Gliedmaßen. Voller Erfolg der Transplantation beinhaltet ungehinderten Blutfluss in den hinteren Gliedmaßen und Schwanz, der sofort bei der Wiederherstellung des anim sein sollteal und vollständige Erholung ohne Lähmung der hinteren Gliedmaßen am zweiten Tag </li></ol></li></ol> 3. Gewebeentnahme Anmerkung: Vorbestimmte Endpunkte in Abhängigkeit von der Art der gewünschten Analyse und der Natur des Antigens Fehlanpassungsbereich von 3 bis 60 Tagen. Im Allgemeinen ist Intimaverdickung nach der Transplantation über komplette MHC mismatched Mausstämme robust am Tag 30. <ol><li> Betäuben die Maus mit intraperitonealen Injektionen von Ketamin (100 mg / kg; 10 mg / ml) und Xylazin (10 mg / kg; 1 mg / ml). Beurteilen Sie die Narkosetiefe durch Einklemmen des Fett Teil des Tieres Fuß-Pad. Fahren Sie mit der Operation, wenn das Tier nicht Rückzug Reflex aufweisen. </li><li> Reinigen Sie die Operationsstelle mit Wasser und endend mit 70% Alkohol. </li><li> Legen Sie das Tier in Rückenlage auf einem Tablett mit absorbierenden Kissen ausgekleidet. </li><li> Öffnen Sie die Bauchhöhle mit einem großen Mittellinie Längsschnitt. Legen Sie ein Selbsthalter, um den Hohlraum freizulegen, die IVC eind der Bauchaorta. </li><li> Trennen sanft das transplantierte Spender Aortensegment vom benachbarten IVC Verwendung eines Paars von medizinischen No. 5 Pinzette. Seien Sie besonders vorsichtig, nicht zu der Adventitia des transplantierten Gefäß abstreifen. </li><li> Setzen die Brusthöhle durch Schneiden durch die Rippen auf beiden Seiten der Brustwirbelsäule ganzen Weg zu der Brusteinlass. Spiegeln die vorderen Brustwand superior, den Herzbeutel freizulegen und sichern Sie den Brustkorb mit einem Paar von Gefäßklemme. </li><li> Sobald das Herz ausgesetzt ist, legen Sie eine 25 G 5/8 Nadel (an einer Spritze angebracht ist) in den linken Ventrikel und bündig mit 0,1 ml heparinisiertes (100 U / ml) Kochsalzlösung. </li><li> Verwenden Sie eine Schere, entfernen Sie den rechten Vorhof, damit das Blut, heparinisierter Kochsalzlösung, und Fixiermittel, um den Körper während der Perfusion zu verlassen. Perfundieren das Tier mit 5 ml 4% Paraformaldehyd oder bis die Flüssigkeit klar ist. Entfernen Sie die Herzen der Euthanasie zu gewährleisten. </li><li> Excise transplantiert Gefäßsegment und tauchen in 4% paraFormaldehyd nicht mehr als eine Stunde. Stellen Sie die transplantierte Gefäß in OCT (optimale Schnitttemperatur) Matrix und Flash-Freeze. Abschnitt der Behälter unter einem Kryostaten bei 8 um Dicke eingestellt. Stain Abschnitte mit Hämatoxylin und Eosin und / oder Verhoeff-van Gieson (van Gieson) elastische Fleck. </li></ol> 4. Morphologische Analyse von Grafts Anmerkung: TA durch Intimaverdickung 13 gekennzeichnet. In diesem Modell Intimaverdickung und eine resultierende Verringerung der Größe des Lumens reflektierend sind für die Schwere der immunvermittelten Gefäßverletzung. Syngraft Kontrollen werden verwendet, um die Baseline-Charakteristika der Schiffe in der Abwesenheit von allogenen Immunantworten zu bestimmen. Diese Steuerungen ermöglichen auch Auswertung Arterienschädigung, die als Ergebnis des chirurgischen Eingriffs auftritt. Es sollte keine intimale Verdickung in syngrafts sein. <ol><li> Um Intimaverdickung und luminale Okklusion prüfen, messen Sie den Bereich innerhalb der EndothelzellenSchicht, innere elastische Lamina (IEL) und auf elastischen van Gieson gefärbt Arterien-Segmente mit einer Bildanalysesoftware externe elastische Lamina (EEL). Die folgenden Parameter können verwendet werden, um den arteriellen Veränderungen widerspiegeln TA zu bestimmen. <ol><li> Messen Sie die absolute Intima-Bereich: Bereich innerhalb der innere elastische Lamina - Bereich innerhalb der endothelialen Zellschicht. Dies stellt eine absolute Messung der Intima-Expansion, die das Markenzeichen der TA ist. </li><li> Messen Sie die absolute medialen Bereich: Bereich innerhalb des externen elastischen Lamina - Bereich innerhalb der innere elastische Lamina. Dies liefert eine absolute Messung der medialen Zersetzung oder das Wachstum, die gelegentlich als Folge immunvermittelte Änderungen in diesem Bereich der Gefäßwand auftreten. </li><li> Messen die gesamte Gefäßfläche als der Bereich innerhalb der äußeren elastischen Lamina. Dies stellt eine Messung des Gefäßumbau die Expansion oder Verengung der Arterie infolge der immunologische Schäden beinhaltet. </li><li> Maßnahmedie Intima / Media-: (Gebiet innerhalb der Lamina elastica interna - Bereich innerhalb der endothelialen Zellschicht) / (Fläche innerhalb der externen elastischen Lamina - Bereich innerhalb der inneren elastischen Lamina). Dies liefert ein relatives Maß der intimalen Expansion und normalisiert auf Unterschiede in Gefäßgröße. </li><li> Messung der% Lumeneinengung: [(Fläche innerhalb der Lamina elastica interna - Bereich innerhalb der endothelialen Zellschicht) / Fläche der internen elastischen Lamina)] * 100. Dies liefert ein Maß für das Ausmaß der luminalen Okklusion, die aus einer Kombination der intimalen Expansion und Umbau (innen oder außen) der Gefäßwand führt. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Billingham, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Graft+coronary+disease:+the+lesions+and+the+patients.">Graft coronary disease: the lesions and the patients.</a> Transplant Proc. 21, 3665-3666 (1989).</li><li>Foegh, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+rejection--graft+arteriosclerosis.">Chronic rejection--graft arteriosclerosis.</a> Transplant Proc. 22, 119-122 (1990).</li><li>Libby, P., Pober, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+rejection.">Chronic rejection.</a> Immunity. 14, 387-397 (2001).</li><li>Tellides, G., Pober, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interferon-gamma+axis+in+graft+arteriosclerosis.">Interferon-gamma axis in graft arteriosclerosis.</a> Circulation research. 100, 622-632 (2007).</li><li>Johnson, D. E., Gao, S. Z., Schroeder, J. S., DeCampli, W. M., Billingham, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spectrum+of+coronary+artery+pathologic+findings+in+human+cardiac+allografts.">The spectrum of coronary artery pathologic findings in human cardiac allografts.</a> The Journal of heart transplantation. 8, 349-359 (1989).</li><li>Gao, S. Z., Alderman, E. L., Schroeder, J. S., Silverman, J. F., Hunt, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accelerated+coronary+vascular+disease+in+the+heart+transplant+patient:+coronary+arteriographic+findings.">Accelerated coronary vascular disease in the heart transplant patient: coronary arteriographic findings.</a> Journal of the American College of Cardiology. 12, 334-340 (1988).</li><li>Mennander, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+rejection+in+rat+aortic+allografts.+An+experimental+model+for+transplant+arteriosclerosis.">Chronic rejection in rat aortic allografts. An experimental model for transplant arteriosclerosis.</a> Arterioscler Thromb. 11, 671-680 (1991).</li><li>Choy, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Granzymes+and+perforin+in+solid+organ+transplant+rejection.">Granzymes and perforin in solid organ transplant rejection.</a> Cell Death Differ. 17, 567-576 (2010).</li><li>Johnson, P., Carpenter, M., Hirsch, G., Lee, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recipient+cells+form+the+intimal+proliferative+lesion+in+the+rat+aortic+model+of+allograft+arteriosclerosis.">Recipient cells form the intimal proliferative lesion in the rat aortic model of allograft arteriosclerosis.</a> Am J Transplant. 2, 207-214 (2002).</li><li>Minami, E., Laflamme, M. A., Saffitz, J. E., Murry, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extracardiac+progenitor+cells+repopulate+most+major+cell+types+in+the+transplanted+human+heart.">Extracardiac progenitor cells repopulate most major cell types in the transplanted human heart.</a> Circulation. 112, 2951-2958 (2005).</li><li>Yu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AIP1+prevents+graft+arteriosclerosis+by+inhibiting+interferon-gamma-dependent+smooth+muscle+cell+proliferation+and+intimal+expansion.">AIP1 prevents graft arteriosclerosis by inhibiting interferon-gamma-dependent smooth muscle cell proliferation and intimal expansion.</a> Circ Res. 109, 418-427 (2011).</li><li>Miller, C., DeWitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+and+humoral+responses+to+major+and+minor+histocompatibility+antigens.">Cellular and humoral responses to major and minor histocompatibility antigens.</a> Transplant Proc. 5, 303-305 (1973).</li><li>Tsutsui, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lumen+loss+in+transplant+coronary+artery+disease+is+a+biphasic+process+involving+early+intimal+thickening+and+late+constrictive+remodeling:+results+from+a+5-year+serial+intravascular+ultrasound+study.">Lumen loss in transplant coronary artery disease is a biphasic process involving early intimal thickening and late constrictive remodeling: results from a 5-year serial intravascular ultrasound study.</a> Circulation. 104, 653-657 (2001).</li><li>Rossum, A., Enns, W., Shi, P., MacEwan, G. E., Choy, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bim+regulates+allogeneic+immune+responses+and+transplant+arteriosclerosis+through+effects+on+T+cell+activation+and+death.">Bim regulates allogeneic immune responses and transplant arteriosclerosis through effects on T cell activation and death.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34, 1290-1297 (2014).</li><li>Ho, M. K., Springer, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+distribution,+structural+characterization,+and+biosynthesis+of+Mac-3,+a+macrophage+surface+glycoprotein+exhibiting+molecular+weight+heterogeneity.">Tissue distribution, structural characterization, and biosynthesis of Mac-3, a macrophage surface glycoprotein exhibiting molecular weight heterogeneity.</a> J Biol Chem. 258, 636-642 (1983).</li><li>Inoue, T., Plieth, D., Venkov, C. D., Xu, C., Neilson, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antibodies+against+macrophages+that+overlap+in+specificity+with+fibroblasts.">Antibodies against macrophages that overlap in specificity with fibroblasts.</a> Kidney international. 67, 2488-2493 (2005).</li><li>Shi, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunologic+basis+of+transplant-associated+arteriosclerosis.">Immunologic basis of transplant-associated arteriosclerosis.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 93, 4051-4056 (1996).</li><li>Skaro, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD8++T+cells+mediate+aortic+allograft+vasculopathy+by+direct+killing+and+an+interferon-gamma-dependent+indirect+pathway.">CD8+ T cells mediate aortic allograft vasculopathy by direct killing and an interferon-gamma-dependent indirect pathway.</a> Cardiovasc Res. 65, 283-291 (2005).</li><li>Tellides, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interferon-gamma+elicits+arteriosclerosis+in+the+absence+of+leukocytes.">Interferon-gamma elicits arteriosclerosis in the absence of leukocytes.</a> Nature. 403, 207-211 (2000).</li><li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interferon-gamma+induces+human+vascular+smooth+muscle+cell+proliferation+and+intimal+expansion+by+phosphatidylinositol+3-kinase+dependent+mammalian+target+of+rapamycin+raptor+complex+1+activation.">Interferon-gamma induces human vascular smooth muscle cell proliferation and intimal expansion by phosphatidylinositol 3-kinase dependent mammalian target of rapamycin raptor complex 1 activation.</a> Circ Res. 101, 560-569 (2007).</li><li>Soulez, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+perlecan+fragment+LG3+is+a+novel+regulator+of+obliterative+remodeling+associated+with+allograft+vascular+rejection.">The perlecan fragment LG3 is a novel regulator of obliterative remodeling associated with allograft vascular rejection.</a> Circ Res. 110, 94-104 (2012).</li><li>Choy, J. C., Kerjner, A., Wong, B. W., McManus, B. M., Granville, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perforin+mediates+endothelial+cell+death+and+resultant+transplant+vascular+disease+in+cardiac+allografts.">Perforin mediates endothelial cell death and resultant transplant vascular disease in cardiac allografts.</a> Am J Pathol. 165, 127-133 (2004).</li><li>Choy, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Granzyme+B+induces+endothelial+cell+apoptosis+and+contributes+to+the+development+of+transplant+vascular+disease.">Granzyme B induces endothelial cell apoptosis and contributes to the development of transplant vascular disease.</a> Am J Transplant. 5, 494-499 (2005).</li><li>Reis, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dramatic+remodeling+of+advanced+atherosclerotic+plaques+of+the+apolipoprotein+E-deficient+mouse+in+a+novel+transplantation+model.">Dramatic remodeling of advanced atherosclerotic plaques of the apolipoprotein E-deficient mouse in a novel transplantation model.</a> Journal of vascular surgery. 34, 541-547 (2001).</li><li>Potteaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppressed+monocyte+recruitment+drives+macrophage+removal+from+atherosclerotic+plaques+of+Apoe-/-+mice+during+disease+regression.">Suppressed monocyte recruitment drives macrophage removal from atherosclerotic plaques of Apoe-/- mice during disease regression.</a> J Clin Invest. 121, 2025-2036 (2011).</li></ol>

Wir haben ein Protokoll für Aorten Zwischen Pfropfung bei Mäusen, die zur Untersuchung von immunvermittelten Gefäßabstoßung und TA beschrieben. Dieses Modell kann verwendet werden, um die Ursachen der TA als auch die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien zu untersuchen. Es hat in der Vergangenheit verwendet, um eine wesentliche Rolle der adaptiven Immunität, zytotoxische T-Zellreaktionen, Zytokin-vermittelte CD4 T-Zell-Effektor-Reaktionen und Antikörper-vermittelte Transplantatschäden TA 14,17-21</su...

In den vergangenen mehr als 30 Jahren haben Fortschritte in der Immunsuppressiva Transplantatabstoßung aufgrund von akuten Abstoßung verringert, sondern chronische Abstoßung bleibt eine zentrale Herausforderung. Die wichtigste Manifestation der chronischen Herztransplantatabstoßung ist Transplantat-Arteriosklerose (TA) 1,2. Dieser Zustand wird durch Intimahyperplasie und vasomotorische Dysfunktion Allotransplantat Arterien charakterisiert und entwickelt sich als Folge der immunologischen Targeting von Endothelzellen und glatte Muskelzellen des Empfängers Immunsystems. Die spezifische Ausrichtung des Transplantats Gefäßsystem durch Anerkennung ausländischer Peptid-Haupthistokompatibilitätskomplex (MHC) ist durch die Entwicklung der TA ausschließlich im Transplantat Arterien hervorgehoben unter Schonung Wirtsgefäßen 3. In diesem Sinne ist die Beobachtung, dass TA nicht experimentell auftreten, wenn der Empfänger genetisch identisch zu dem Spender oder wenn der Empfänger-T-Zellen und B-4 fehlt. Immunvermittelten Gefäßverletzung und dysfunction bewirkt, dass die Entwicklung der Intimaverdickung und Fibrose sowie die aberrant Akkumulation von Lipiden und ECM-Proteine, TA 5. Intimaverdickung neigt während der gesamten arteriellen Baum 4-6 konzentrisch zu sein. Graft Verlust und Tod treten in der Regel als Folge der fortschreitenden Ischämie von Lumen Verschluss der Arterien Allograft 4 resultieren. Im Jahr 1991 Mennander et al. 7 Pionier eine Aorten Zwischenmodell bei Ratten zu Modell TA. Mehrere Gruppen haben anschließend diese Prozedur für den Einsatz in Mäusen angepasst. In diesem Modell entwickeln Allograft Aortasegmente Läsionen, die Funktionen vergleichbar mit TA in klinischen Transplantationen beobachtet haben. Dies schließt Intimaverdickung die durch die Ansammlung von glatten muskelähnlichen Zellen und Leukozyten Empfänger 7. In den letzten 2 Jahren ist dieses Modell verwendet worden, um wichtige Einblicke in die Mechanismen der Gefäßverletzung, Ablehnung und TA zu erzeugen. Es kann unsed, Fragen an Immun- und Kreislauf-Reaktionen während arterielle Pathologie untersuchen. Die Wahl des Antigens Einstimmung beeinflusst die Fähigkeit, diese Fragen angemessen anzugehen. Transplantation über komplette MHC Barrieren ermöglicht eine umfassende Bewertung der Immunreaktionen, die bekanntermaßen in Organtransplantatabstoßung beteiligt sein. Dies beinhaltet direkte CD4- und CD8-T-Zell-Erkennung und Ausrichtung der Fremdpeptid-MHC durch Pfropf-abgeleiteten Zellen präsentiert, indirekte CD4 (und möglicherweise CD8) T-Zell-Erkennung und Ausrichtung der Transplantat-Empfänger von abgeleiteten Alloantigene Antigen-präsentierenden Zellen präsentiert, und Antikörper- vermittelte Erkennung Alloantigene auf Gefäßzelloberflächen 8. Jedoch kann die vaskuläre Reaktion auf eine Verletzung im vollständigen MHC-fehlangepaßt Experimenten anders als die klinisch beobachtet wird. Johnson et al. 9 zeigt, daß in Zwischenaortatransplantate in einem vollständigen MHC Mismatch Barriere transplantiert meistendie neointimale Zellen des Empfängers Herkunft und nicht die von Spenderursprung. Dies ist anders als in den Menschen transplantiert wird, wo die meisten der intimalen glatten Muskelzellen von Spenderursprung 9,10 beobachtet. Um diese Einschränkung zu berücksichtigen, haben alternative Versuchsmodellen, die über kleinere Histokompatibilitätsantigen Mismatches Pfropfen beinhalten entwickelt, die Gefäßreaktionen, die mehr ähneln denen in der klinischen Transplantation 11 beobachtet auslösen. Während diese alternative Modelle erlauben wichtige Rückschlüsse auf den Gefäßreaktionen, die die Entwicklung der TA, die immunologischen Prozesse, die vaskuläre Abstoßung in kleinere Histokompatibilitätsantigen mismatched Transplantate verursachen nicht komplett neu kapitulieren solche, die in der klinischen Einstellung auftreten fahren hergestellt werden. Zum Beispiel sind Nebenhistokompatibilitätsantigene schlecht von Transplantat reaktive Antikörper 12 erkannt. Angesichts der vorstehenden Erwägungen ist es wichtig, die pathologische questi betrachtenon untersucht bei der Auswahl der Art des Antigens Fehlanpassung in einem aortischen Zwischenmodell verwendet. Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll für die Maus-Aortazwischen Pfropfen. Wir beschreiben Zwischen Pfropfung zwischen vollständigen MHC-fehlgepa Mäusen, aber das gleiche Protokoll wird für die Transplantation in andere Antigen mismatched Mausstämme verwendet.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name&#160;</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J (H-2b)</td>
			<td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td>
			<td>Strain# 000664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balb/cBYJ</td>
			<td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td>
			<td>Strain# 001026</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Ketamine Hydrochloride Injection USP 100 mg/ mL</td>
			<td rowspan="2">Ketalean</td>
			<td rowspan="2">DIN 00612316</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine Injection 20 mg/mL</td>
			<td>Rompum</td>
			<td>DIN 02169592</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketoprofen Injection 100 mg/mL</td>
			<td>Anafen</td>
			<td>DIN 01938126</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butorphanol Tartrate&#160;injection 10 mg/mL</td>
			<td>Torbugesic</td>
			<td>DIN 008450000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine Injection 0.3 mg/mL</td>
			<td>Reckitt Benckiser</td>
			<td>B.N. 5241</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atipamezole hydrochloride sterile injectable solution</td>
			<td>Antisedan</td>
			<td>DIN 02237744</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sodium Injection, USP, 1000 units/mL</td>
			<td>McKesson Distribution</td>
			<td>DIN 02264315</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tears naturale ophthalmic ointment</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>DIN 02082519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M80</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride, sterile</td>
			<td>Baxter Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactated Ringer&#8217;s solution, sterile</td>
			<td>Baxter Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride Injection, sterile, 10 mL</td>
			<td>Baxter Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol Prep Pads</td>
			<td>Loris</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone Iodine</td>
			<td>Betadine</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorohexidine Gluconate 4% w/v</td>
			<td>Germi-Stat</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Black Polyamide Monofilament</td>
			<td>AROSurgical Instruments</td>
			<td rowspan="2">T4A10Q07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture, 10-0 suture, 70 microns</td>
			<td>Corporation</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue monofilament suture 5-0, P3 needle</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8698G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 309659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 ml Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 309604</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1cc TB insulin syringe with 28G 1/2</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 309309</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25G 7/8, hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 305124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27G 1/2, hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>REF 305109</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Colibri Retractor- 1.5cm spread 4cm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17000-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S&#38;T CAF-4 Clip applying forceps, without lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00072-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Supergrip forceps, S&#38;T</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00632-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical No.5 forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11253-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lexer Baby Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Adson forceps serrated</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11018-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas-Tubingen microscissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15003-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro clamps, b-1; 3.5mm x 1mm; 7mm length</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00396-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe-forceps, 10cm 1x2 teeth</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11054-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo with lock and tungsten jaws</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12565-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot glass bead sterilizer</td>
			<td>Inotech 250</td>
			<td>IS-250 - Steri-250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-woven gauzes</td>
			<td>Progene</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Tipped Applicators</td>
			<td>Puritan</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beard Trimmer</td>
			<td>Wahl</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Sunbeam</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mouse model of alloimmune-induced vascular rejection and transplant arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

In diesem Modell wird die Bauchaorta, die von einer Balb / CYJ Maus in der infrarenalen Aorta einer C57BL / 6-Empfänger angeordnet ist. Dies ermöglicht eine umfassende Bewertung der Alloimmune Reaktionen, Transplantat Arterien Ziel. Immunvermittelte Gefäßverletzung in diesem Modell initiiert Gefäß reparative Antworten, die in Verdickung der Intima, Lumeneinengung und die Rekrutierung von Immunzellen gipfeln (Abbildungen 1 und 2). Diese Kriterien dann als Auslese für die Schwere d...

Watch this Scientific Journal Video about Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis at JoVE.com

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

Maus-Modell der Alloimmune-induzierte Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

mouse-model-alloimmune-induced-vascular-rejection-transplant

Research

JoVE Journal

Medicine

8.4K Aufrufe.  Simon Fraser University. We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure. 

Serie: Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Mouse Complete Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombosis

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE). In the United States (U.S.), the high morbidity and mortality rates make VTE a serious health concern 1-2. After heart disease and stroke, VTE is the third most common vascular disease 3. In the U.S. alone, there is an estimated 900,000 people affected each year, with 300,000 deaths occurring annually 3. A reliable in vivo animal model to study the mechanisms of this disease is necessary.
The advantages of using the mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis are several. The mouse model allows for the administration of very small volumes of limited availability test agents, reducing costs dramatically. Most promising is the potential for mice with gene knockouts that allow specific inflammatory and coagulation factor functions to be delineated. Current molecular assays allow for the quantitation of vein wall, thrombus, whole blood, and plasma for assays. However, a major concern involving this model is the operative size constraints and the friability of the vessels. Also, due to the small IVC sample weight (mean 0.005 grams) it is necessary to increase animal numbers for accurate statistical analysis for tissue, thrombus, and blood assays such as real-time polymerase chain reaction (RT-PCR), western blot, enzyme-linked immunosorbent (ELISA), zymography, vein wall and thrombus cellular analysis, and whole blood and plasma assays 4-8.
The major disadvantage with the stasis model is that the lack of blood flow inhibits the maximal effect of administered systemic therapeutic agents on the thrombus and vein wall.

The mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis yields quantifiable amounts of vein wall tissue and thrombus. It has proven useful for evaluating interactions between the vein wall and the occlusive thrombus and in assessing the progression from acute to chronic inflammation.

Maus Komplette Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombose

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE).  In the United States (U.S.), the high morbidity and ...

Forschung

Medizin

Mouse Models for Graft Arteriosclerosis

Graft arteriosclerois (GA), also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over months to years in transplanted organs characterized by diffuse, circumferential stenosis of the entire graft vascular tree. The most critical component of GA pathogenesis is the proliferation of smooth muscle-like cells within the intima. When a human coronary artery segment is interposed into the infra-renal aortae of immunodeficient mice, the intimas could be expand in response to adoptively transferred human T cells allogeneic to the artery donor or exogenous human IFN-&gamma; in the absence of human T cells. Interposition of a mouse aorta from one strain into another mouse strain recipient is limited as a model for chronic rejection in humans because the acute cell-mediated rejection response in this mouse model completely eliminates all donor-derived vascular cells from the graft within two-three weeks. We have recently developed two new mouse models to circumvent these problems. The first model involves interposition of a vessel segment from a male mouse into a female recipient of the same inbred strain (C57BL/6J). Graft rejection in this case is directed only against minor histocompatibility antigens encoded by the Y chromosome (present in the male but not the female) and the rejection response that ensues is sufficiently indolent to preserve donor-derived smooth muscle cells for several weeks. The second model involves interposing an artery segment from a wild type C57BL/6J mouse donor into a host mouse of the same strain and gender that lacks the receptor for IFN-&gamma; followed by administration of mouse IFN-&gamma; (delivered via infection of the mouse liver with an adenoviral vector. There is no rejection in this case as both donor and recipient mice are of the same strain and gender but donor smooth muscle cells proliferate in response to the cytokine while host-derived cells, lacking receptor for this cytokine, are unresponsive. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, both models can be used to assess the effect of specific genes on GA progression. Here, we describe detailed protocols for our mouse GA models.

We describe protocols for our mouse graft arteriosclerois (GA) models which involve interposition of a mouse vessel segment into a recipient of the same inbred strain. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, the model can assess the effect of specific genes on GA.

Mausmodelle für Graft Arteriosklerose

Graft arteriosclerois (GA),  also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over  months to years in transplanted organs ...

Technical Aspects of the Mouse Aortocaval Fistula

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The proximal infrarenal aorta and the distal aorta are dissected for clamp placement and needle puncture, respectively. Special attention is paid to avoid dissection between the aorta and the IVC. After clamping the aorta, a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta into the IVC. The surrounding connective tissue is used for hemostatic compression. Successful creation of the AVF will show pulsatile arterial blood flow in the IVC. Further confirmation of successful AVF can be achieved by post-operative Doppler ultrasound.

The goal is to produce an arteriovenous fistula that is simple and reproducible. This method does not use sutures or glue adhesive. Therefore the samples can be used with the least amount of foreign materials for analysis.

Technische Aspekte der Maus aortokavaler Fistel

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Ferric Chloride-induced Thrombosis Mouse Model on Carotid Artery and Mesentery Vessel

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric chloride injury is now a well-established technique to rapidly and accurately induce the formation of thrombi in exposed veins or artery of small and large diameter. This model has played a key role in the study of the pathophysiology of thrombosis, in the discovery and validation of novel antithrombotic drugs and in the understanding of the mechanism of action of these new agents. Here, the implementation of this technique on a mesenteric vessel and carotid artery in mice is presented. The method describes how to label circulating leukocytes and platelets with a fluorescent dye and to observe, by intravital microscopy on the exposed mesentery, their accumulation at the injured vessel wall which leads to the formation of a thrombus. On the carotid artery, the occlusion caused by the clot formation is measured by monitoring the blood flow with a Doppler probe.

The FeCl3 induced thrombosis model in mice is described herein. A method to monitor thrombus growth by intravital microscopy observation on a mesenteric vessel and by blood flow measurement in the carotid artery is presented.

Eisenchlorid-induzierte Thrombose Mausmodell für Halsschlagader und Mesentery Vessel

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric ...

Intraluminal Drug Delivery to the Mouse Arteriovenous Fistula Endothelium

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The simple murine AVF model was combined with intraluminal administration of drug solution to the venous endothelium at the same time as fistula creation. Technical aspects of this model are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The infra-renal aorta and IVC are dissected for clamping. After proximal and distal clamping, the puncture site is exposed and a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta and into the IVC. Immediately after the puncture, a reporter gene-expressing viral vector was infused in the IVC via the same needle, followed by 15 min of incubation. The intraluminal administration method enabled more robust viral gene delivery to the venous endothelium compared to administration by the external route. This novel method of delivery will facilitate studies that explore the role of the endothelium in AVF maturation and enable intraluminal drug delivery at the time of surgical operation.

After puncturing the aorta through the inferior vena cava (IVC) to create an aorto-caval fistula in the mouse, solution containing a drug is infused into the IVC via the same needle, followed by incubation. This method enables more robust drug delivery to the venous endothelium compared to the external route.

Intraluminale Drug Delivery auf die Maus arteriovenöse Fistel Endothel

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The ...

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. Research models for bypass graft failure are essential for a better understanding of pathobiological and pathophysiological processes during graft patency loss. Large animal models, such as pigs or sheep, resemble human anatomical structures but require special facilities and equipment. This video describes a rat vein interposition model to investigate vein graft patency loss. Rats are inexpensive and easy to handle. Compared to mouse models, the convenient size of rats permits better operability and enables a sufficient amount of material to be obtained for further diverse analysis. In brief, the inferior epigastric vein of a donor rat is harvested and used to replace a segment of the femoral artery. Anastomosis is conducted via single stitches and sealed with fibrin glue. Graft patency can be monitored non-invasively using duplex sonography. Myointimal hyperplasia, which is the main cause for graft patency loss, develops progressively over time and can be calculated from histological cross sections.

This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats.

Vein Interposition Modell: ein geeignetes Modell zur Untersuchung Bypass Graft Durchgängigkeit

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

Mit Hilfe der Sleeve-Technik in einem Mausmodell der Aorta Transplantation - ein Lehr-Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Quantitative Micro-CT Analysis of Aortopathy in a Mouse Model of &#946;-aminopropionitrile-induced Aortic Aneurysm and Dissection

Aortic aneurysm and dissection is associated with significant morbidity and mortality in the population and can be highly lethal. While animal models of aortic disease exist, in vivo imaging of the vasculature has been limited. In recent years, micro-computerized tomography (micro-CT) has emerged as a preferred modality for imaging both large and small vessels both in vivo and ex vivo. In conjunction with a method of vascular casting, we have successfully used micro-CT to characterize the frequency and distribution of aortic pathology in &#946;-aminopropionitrile-treated C57/Bl6 mice. Technical limitations of this method include variations in the quality of the perfusion introduced by poor animal preparation, the application of proper methodologies for vessel size quantification, and the non-survivability of this procedure. This article details a methodology for the intravascular perfusion of a lead-based radiopaque silicone rubber for the quantitative characterization of aortopathy in a mouse model of aneurysm and dissection. In addition to visualizing aortic pathology, this method may be used for examining other vascular beds in vivo or vascular beds removed post-mortem.

Quantitative Micro-CT Analysis of Aortopathy in a Mouse Model of &amp;#946;-aminopropionitrile-induced Aortic Aneurysm and Dissection

This article describes a detailed methodology of using a radiopaque lead-based silicone rubber to perfuse the murine vasculature for aortic diameter quantification in a mouse model of aortic aneurysm and dissection.

Quantitative Micro-CT-Analyse der Aortopathy in einem Mausmodell der β-Aminopropionitrile-induzierte Aortenaneurysma und Dissektion

Aortic aneurysm and dissection is associated with significant morbidity and mortality in the population and can be highly lethal. While animal models of ...