Finanzierung von Kidney Research UK, The Royal College of Surgeons of Edinburgh und der Europäischen Gesellschaft für Organtransplantation unterstützt diese Studie.

Entsprechenden nationalen und lokalen Ethik sollten vor der Durchführung von Tierversuchen sein. Insbesondere in Großbritannien die folgenden Experimente wurden unter den Tiere (Scientific Procedures) Act 1986 Wo zwei Mikrochirurgen zur Verfügung, um gleichzeitig arbeiten der Spender Chirurgen durchführen sollten unternommen Schritte 1,1-1,16 dann 3.1 bis 3.5, während der Empfänger Chirurg führt 2.1 bis 2.8 . Für einen einzelnen Bediener kann die Schritte nacheinander folgen. 1. Spender Vorbereitung Hinweis: Die hier vorgestellte Verfahren ist auf ein Spender C57BL / 6 BM12 und Empfänger C57BL / 6 männlichen Mäusen zwischen 8 bis 16 Wochen alt im Alter mit einem Körpergewicht von mehr als 20 g. Jedoch kann dieses Verfahren reproduzierbar auf einer Vielzahl von Maus-Stämmen durchgeführt werden. Die in der repräsentative Ergebnisse Abschnitt vorgestellten Daten wurden aus C57BL / 6, C57BL / 6 BM12 und BALB / c-Mäusen erhalten. <ol><li> Verhalten Verfahren Using sterilen chirurgischen Instrumenten und Verbrauchsmaterialien (autoklaviert), mit Bemühungen, die Betriebsbereich so steril wie möglich zu halten. Führen Sie die Vorbereitung Spender gleichzeitig mit dem Empfänger Vorbereitung, wenn zwei Chirurgen zur Verfügung. </li><li> Betäuben die Maus mit einer intraperitonealen Injektion (31G-Nadel) von Medetomidin (0,5 mg / kg) und Ketamin-Hydrochlorid (200 mg / kg). Dies führt zu einem Anästhetikum-Ebene, die für 4 Stunden mit genügend Zeit für das gesamte Verfahren gehalten wird, um durchgeführt werden. Zusätzliche Betäubung ist nicht erforderlich. </li><li> Bestätigen Sie, dass die Maus betäubt (keine Antwort auf Zehen Prise). </li><li> Rasieren Sie die Maus Bauch und entfernen Sie alle losen Haare mit Klebeband. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf dem Rücken auf einem steril drapiert beheizten Matte und die Glieder mit sterilem Kreppband locker zu immobilisieren. </li><li> Überwachen Sie die Maus während des gesamten Verfahrens für Verbrennungen. Wenn möglich verwenden Sie eine nicht-elektrische Wärmequelle. </li><li> Gelten ein Auge Schmiermittel und sanitize die Bauchdecke mit einer verdünnten Jodlösung. </li><li> Machen Sie eine Mittellinienschnitt in den Bauch, um die Bauchhöhle geben und legen Sie eine 3 cm Bauchdeckenhalter Calibri. </li><li> Gelten erwärmt Kochsalzlösung, um den Darm und chirurgischen Bereich feucht halten und vermeiden unnötige Trocknen der Eingeweide. </li><li> Decken Sie die Maus mit sterilen Tüchern und bewegen den Darm zur Fahrer linken (rechten Maus), um die Aorta, Vena Cava und linke Niere freizulegen. </li><li> Tragen Sie eine ratcheted forcep in den Magen und ziehen souverän, um die großen Gefäße und linke Niere vollständig freizulegen. Packung dämpfen sterile Tupfer (2 mm x 2 mm) in die Bauchhöhle, um Gewebe zurückzuziehen aus dem Operationsbereich, wie den Leberlappen, Samenblasen und Darm. </li><li> Isolieren Sie die linke Niere aus den umliegenden Adventitia, Fett und der linken Nebenniere in der Bauchhöhle durch unverblümt Sezieren des Bindegewebes mit feiner Spitze Pinzette. Legen Sie die geschlossene Spitzen der Zange zwischen den Bereichen, die need getrennt werden und langsam, damit die Pinzettenspitzen zu öffnen, um den Raum zu sezieren. </li><li> Isolieren Sie die linke Nierenvene durch Ligation und dann Teilen des linken Neben Vene und links Gonaden Vene mit 9 / O-Nylon. Legen Sie den Faden in der Nähe des Nierenvenen. </li><li> Ligat und teilen den Harnleiter mit 7 / A-Seidennaht in der Nähe der Blase Verlassen der Fadenenden lang. Diese lange Fadenenden wird verwendet, wenn die Nieren geerntet und für die Harnleiter-Anastomose erforderlich ist. </li><li> Zu mobilisieren und voll sezieren die Aorta und Vena Cava superior und inferior in die Nierenarterie und Vene verwenden feine Spitze Pinzette stumpf sezieren Lymphgefäße und Fett von der Front und an den Seiten der Gefäße. </li><li> Finden Sie die Gewebeebene zwischen der Aorta und Vena Cava und langsam breitete der Zange. Langsam öffnen die Spitzen der Pinzette mit feiner Spitze, um das Gewebe mit minimalem Trauma zu verbreiten. </li><li> Binden Sie eine lockere 7 / A-Seide um die Aorta oberhalb und unterhalb der Nierenarterie, indem eine abgewinkelte FeinSpitze Pinzette um die Rückseite der Gefäße und Zeichnen einer Naht durch. Diese Nähte vor dem Nieren Abruf angezogen werden, um retrograde Perfusion der University of Wisconsin-Lösung zu ermöglichen. </li></ol> 2. Empfänger Vorbereitung Nach dem Spender Vorbereitung Folgeschritte 1.2 bis 1.8. <ol><li> Bewegen Sie den Darm, um das Recht des Betreibers (Maus links), um die Aorta, Hohlvene aus. Decken den Darm mit einer sterilen Kochsalzlösung getränkten Tupfer. </li><li> Führen Sie ein Recht Nephrektomie durch Ligation des rechten Nierenarterie und Vene zusammen mit 7/0 Seidennaht und dann teilen. </li><li> Ligieren das Recht Harnleiter mit 7 / A-Seidennaht und teilen. </li><li> Mobilisieren und voll sezieren die Aorta und untere Hohlvene in die Nierenarterie und Vene, wie in Schritt 1.14 und 1.15 beschrieben. Stellen Sie sicher, komplette Dissektion zwischen der Aorta und Vena Cava. Achten Sie darauf, um die interne Samen Arterie, die anterior der Hohlvene und aort läuft bewahrenein zusammen mit dem lymphatischen Bündel. </li><li> Identifizieren Lendengefäße im retroperitoneum aus der Vena cava und Vene an der Wirbelsäule ausgeführt werden, zu ligieren, mit 9 / O-Seide in Kontinuität, gibt es keine Notwendigkeit, die Behälter zu unterteilen. </li><li> Identifizieren ausreichend Platz, um mikrovaskuläre Schellen mit Platz für zwischen Gefäßanastomosen zu platzieren. </li><li> Verwalten intravenösen Heparin (5 Einheiten) über dorsalis penis Vene. </li></ol> 3. Spenderniere Retrieval Ziehen Sie die 7 / A-Seidenkrawatten, die um den unteren und oberen Aorta platziert wurden, um die Niere aus dem arteriellen Blutkreislauf zu isolieren. <ol><li> Infuse retrograde kalt 0.2 - 0.5 ml University of Wisconsin-Lösung mit einer Nadel (31G) in die Aorta. </li><li> Teilen Sie die Aorta in den Nähten und teilen das Nierenvenen an ihrer Verbindung mit der Vena Cava, die Nieren und die Nierenarterie mit einer Länge von Aorta zu entfernen. Teilen Sie Lendenwirbelgefäße aus der Aorta, wenn sie vorhanden sind, whne Ligation. </li><li> Legen Sie die Niere in kalten Kochsalzlösung auf einem sterilen Tupfer in einer Kulturschale. </li><li> Euthanize den Spender Maus durch zervikale Dislokation. </li></ol> 4. Nierentransplantation - Nieren-Vorbereitung <ol><li> Erstellen Sie ein Aorten-Patch durch Division der Aortenwand in Längsrichtung direkt gegenüber der Nierenarterie. Identifizieren Sie alle Gefäßlumen in der Patch, der auf ligiert oder vermieden werden müssen, wenn die Durchführung der arteriellen Anastomose. </li><li> Legen Sie eine 10 / O Naht von außen nach innen der Nierenvenenlumen nach oben und ein zweites separates Naht inferior. Die Nahtmaterialien verwendet, um die Nebennierenvenen teilen und Gonaden Vene verwendet, um das Gefäß zu orientieren. </li><li> Legen Sie die Niere in der rechten Flanke des Empfängers (Abbildung 1.1) und sicherzustellen, dass die Nähte sind gut aufgestellt, um sicherzustellen, Gefäßanastomosen kann, ohne die Nähte werden bei Tupfer oder andere Instrumente verflochten abgeschlossen sein. </li></ol> 5. Nierentransplantation - Gefäßanastomose Gelten mikrovaskulären Schellen ersten inferior dann souverän umfasst die Vena Cava und Aorta. <ol><li> Machen Sie eine ventomy mit einer Nadel (31G), die durch Punktion der vorderen Wand der Vena Cava. Bündig Blut aus der Vena cava durch die Injektion etwa 50 ul 0,9% NaCl. </li><li> Erweitern die Venenschnitt mit feiner Spitze Pinzette von innerhalb der Venenschnitt zu öffnen, so dass die Länge entspricht der Durchmesser des Spendernierenvenen. </li><li> Platzieren Sie die 10 / A überlegen Naht (die bereits in dem Lumen der Nierenvene ist) zuerst an der Spitze des Venenschnitt (Figur 1.2) und sich der Rückwand der Anastomose in einem laufenden Faden, bis der untere Scheitelpunkt erreicht ist (Abbildung 1.3). </li><li> Legen Sie die 10 / A unterlegen und erste Naht eine Krawatte mit einem einzigen Knoten (Abbildung 1.4), dann auf die fortlaufende Naht binden von der Rückwand. </li><li> Verwendung des minderwertigen Faden schaffen die Front wall der Anastomose (Abbildung 1.5) mit einer fortlaufenden Naht und binden an das übergeordnete Nahtende am oberen Scheitelpunkt (Abbildung 1.6). </li><li> Neues Aortotomie durch Abheben des Aortawand mit einer Zange und Schneiden einer elliptischen Fleck mit einer Schere (ungefähr die Aortotomie sollte ein Fünftel des Umfangs der Aorta und dreimal der Nierenarterie Lumen in der Länge). </li><li> Legen Sie eine 10 / O Naht am oberen Punkt der Aorten-Patch von außen nach innen (Abbildung 1.7) und durch die Aorta, um außerhalb der Gefäße an der oberen Spitze des Aortotomie zu binden. </li><li> Erstellen Sie die arterielle Anastomose mit einer fortlaufenden Naht ab superior (Abbildung 1.8) Anastomosieren dem Spender-Patch an den Empfänger Aorta, darauf achten, nicht die Anastomose durch das Binden die Naht zu eng (Abbildung 1.9) einengen. </li><li> Entfernen Sie die schlechtere Gefäßklemmen zuerst, dann die überlegene Haken, um den Nieren reperfuse (Abbildung 1.10 und 1.11). Sichtbare Peristaltik des Ureters vielleicht gesehen, wenn ausreichende Blutversorgung des Ureters erreicht. </li></ol> 6. Nieren-Transplantation - Ureteric Anastomose <ol><li> Teilen Sie alle Anhänge der Blase von der Bauchwand. </li><li> Übergeben Sie eine Nadel (21G) von links nach rechts von der Blase durch beide Wände. </li><li> Zeigen gerade Pinzettenspitzen in den Nadellumen und passieren beide wieder durch die Blase, so dass die Zange passieren jetzt von rechts, aus der linken Seite der Blase gelassen. </li><li> Ziehen des Fadens auf der Spender Harnleiter durch die Blase, so dass die Harnröhre verläuft auf der linken Schlauchdefekt dann von der rechten Seite. </li><li> Naht der Adventitia des Harnleiters in die Adventitia der Blase mit drei Einzelknopfnähten um die Eintrittsstelle mit 9 / O Nylonnaht auf einem runden Körper Nadel. </li><li> Schneiden Sie den Harnleiter proximal der Ligatur und eröffnet damit the Harnleiter, damit Urin zu fließen und es dem Harnleiter Ende in den Körper der Blase zurückziehen. Sichtbar Produktion von Urin kann zusammen mit Blutungen aus peri-ureteric Gefäße beobachtet werden. </li><li> Schließen Sie die rechte Blasendefekt mit einer einzigen Unterbrechung 9 / O Seidennaht. </li></ol> 7. Wiederherstellung und post-operative Betreuung Ersetzen Sie den Magen-Darm-Eingeweide in die Bauchhöhle in ihrer ursprünglichen Ausrichtung und schließen Sie die Bauchwand durch die Angleichung der geraden Muskeln mit 6 / O resorbierbares Nahtmaterial. <ol><li> Annäherung an die Haut mit Metall-Haut-Clips. </li><li> Teilweise Umkehr der Anästhesie mit einer subkutanen Injektion von atipamazole Hydrochlorid (10 ul / g). </li><li> Verabreichen Analgesie durch subkutane Buprenorphin-Hydrochlorid (0,05 mg / kg) und für Haltefluid Injektion von 1 ml 0,9% NaCl subkutane. </li><li> Wiederherstellen der Maus in einem Wärmeschrank bei 28 ° C für 24 bis 48 Stunden. Beachten Sie die Maus für die Krankheit bis zu derBeendigung des Experiments. </li><li> Entfernen Metallhautklammern 7-10 Tage nach der Operation. </li><li> Nachdem das Experiment abgeschlossen ist einschläfern die Maus durch Genickbruch. </li><li> Entfernen und die kontralateralen Niere und Allograft für die histologische Analyse. </li></ol>

<ol>
	<li>Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+homotransplantation+of+the+kidney+in+an+identical+twin.">Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin.</a> Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).</li><li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis,+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation,+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant.">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).</li><li>Nankivell, B. J., Alexander, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).</li><li>Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+review+of+mouse+kidney+transplantation.">Systematic review of mouse kidney transplantation.</a> Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).</li><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.+Transplant.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant.</a> Proc. 5, 721-725 (1973).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).</li><li>Qi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depletion+of+cells+of+monocyte+lineage+prevents+loss+of+renal+microvasculature+in+murine+kidney+transplantation.">Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation.</a> Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).</li><li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li><li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice.">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li><li>Lin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+C4+from+Donor+or+Recipient+Mouse+Fails+to+Prevent+Renal+Allograft+Rejection.">Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection.</a> Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die bekann beschriebenen Weise, um die arterielle Anastomose an dem distalen Aorta des Spender zum Empfänger Aorta zu verwenden, mit der Nierenarterie in Fortsetzung, die in einem Ende-zu-Seite-Weise. Wir beschreiben die Verwendung eines aortischen Patch, ähnlich dem &quot;Carrell Patch&quot; Spiegeln, die in der menschlichen Niere Transplantation von denen wir glauben, um bequemer durchgeführt. Obwohl in der Literatur von Spender und Empfänger operativen Zeit spärlich sind wir der Meinung, dass die Verwendung eine...

Erfolgreiche Nierentransplantation für die Behandlung von Nierenversagen wurde erstmals im Jahr 1955 zwischen eineiigen Zwillingen 1 beschrieben, seitdem hat es sich eine revolutionäre Behandlung für Patienten mit terminaler Niereninsuffizienz in der ganzen Welt und bietet sowohl eine Verbesserung in der Länge und der Lebensqualität 2. Langfristige Transplantatüberleben hat sich jedoch durch eine Vielzahl von pathologischen Prozessen, was zu chronischen Allograft-Schaden 3 behindert. Abstoßung des transplantierten Niere beim Menschen bleibt eine der Hauptursachen für Morbidität, trotz erheblicher Verbesserungen in immunosupporessive Regimen. Das Ziel der Entwicklung eines Maus-Modell der Nierentransplantation ist es, den Prozess und die Pathologie im menschlichen Nierentransplantation 4 gefunden eng replizieren. Skoskiewicz et al. Beschrieb als erster die Maus-Modell der Nierentransplantation im Jahr 1973 5. Obwohl fortgeschrittenen mikrochirurgischen Fähigkeiten erforderlich sind, ist es ein wertvolles tool aus mehreren Gründen: die Maus-Genom ist gut charakterisiert und es gibt eine große Vielfalt von experimentellen Methoden und Techniken für die Maus-Studien zur Verfügung. Viele Gruppen unter Verwendung des Maus-Modell der Nierentransplantation wurden die transplantierten Niere als lebenserhaltende Organ jedoch in anderen Studien und in unserem beschriebenen Methodik einer nativen Nieren des Empfängermaus wird in situ während der Dauer des Experiments 4 links verwendet. Der Vorteil ist, dass die Maus durchläuft einen einzigen Narkose und Operation, wodurch die Morbidität an die Maus und das Risiko des Todes von einem zweiten Verfahren zu reduzieren. Zusätzlich wird die Maus nicht von den negativen Auswirkungen der schrittweisen Nierenversagen leiden. Obwohl Modelle von allogenen Abstoßung in anderen Organen wie dem Herzen und der Haut vorhanden sind, sind diese nicht immer unmittelbar relevant Nierentransplantation. Es gibt Hinweise, dass diese Modelle zu entlocken verschiedenen Modi und dymik der Abstoßung, beispielsweise der zeitliche Verlauf der Abstoßung des Herztransplantat und Nierentransplantat unterscheidet sich signifikant in bestimmten Stammkombinationen 6. Wir haben akute Nierentransplantatabstoßung Muster in BALB / c-Spendern in den nicht-transgenen FVB / NJ Mäusen beschrieben, zeigte das Modell zellulären vermittelte Schädigung mit Anhäufung von T-Zellen und Makrophagen 7. Alternativ haben wir auch beschrieben ein Modell der chronischen Transplantatschäden, die interstitielle Fibrose und tubuläre Atrophie zeigt, führt dies aus Transplantation einer Niere von C57BL / 6 BM12 Spender in C57BL / 6 Empfängern, da diese Mäuse werden von einem einzigen MHC-Klasse-II-Loci mis gekennzeichnet -match 8. Mehrere Aspekte der Transplantation wurden mit dem Maus-Modell der Nierentransplantation einschließlich akuten Abstoßung, zelluläre und humorale Ablehnung, Ischämie Reperfusionsschaden und Erprobung neuartiger therapeutischer Wirkstoffe untersucht. Wir haben die chirurgischen t modifiziertenechnik um die Betriebszeit zu verringern und die Leichtigkeit der Operation. Besonders haben wir gleichzeitige Spender und Empfänger Vorbereitung und eine vereinfachte Gefäßanastomose Technik durch die Verwendung eines kontinuierlichen Aorten-Patch-Anastomose beschrieben. Dieses Video und Manuskript liefert wichtige Punkte bei der Errichtung dieser Technik zu unterstützen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt Dissecting Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>&#160;14072-10</td>
			<td>For skin cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Castoviejo scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15017-10</td>
			<td>For tissue cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring Scissors &#8211; straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td>For suture cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed forceps 1x2 teeth</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11021-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11253-25</td>
			<td>For blunt dissecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11273-22</td>
			<td>Useful to pass around vessels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Crile Haemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>1300-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro clip applicator with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18056-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-04</td>
			<td>Microvascular clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Colibri 3cm wire retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holder with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>120660-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wound clip applicator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7mm wound clips</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12032-07</td>
			<td>Remove 7 to 10 days after surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPMI pico microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>S100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermal cautery unit with fine tip</td>
			<td>Geiger</td>
			<td>150A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat electronic pad</td>
			<td>Cozee Cumfort</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euroklav 23-S</td>
			<td>Melag</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Disposable equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7/O Silk braided suture</td>
			<td>Pearsall</td>
			<td>30514</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/O Dafilon (polyamide) suture</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>&#160;G1118099</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6/O Vicryl (plygalectin)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W9537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1 inch, 21G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305175</td>
			<td>For ureteric anastamosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>304000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 1ml, 29G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324827</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 0.3ml, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>300184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>302187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wypall paper swabs</td>
			<td>Kimberley-Clark</td>
			<td>L40</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton wool buds</td>
			<td>Johnson and Johnson</td>
			<td>n/a</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plain drapes</td>
			<td>Guardian</td>
			<td>CB03</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture dish 60mm x 15mm</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>430166</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispensing Pin</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>DP3500L / 413501</td>
			<td>Used with NaCl 0.9%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Re-agents and Drugs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%</td>
			<td>Allergan Ltd</td>
			<td>21956GB10X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Videne) Povidone-iodine 10%</td>
			<td>Ecolab Ltd</td>
			<td>PL 04509/0041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetalar V) Ketamine hydrochloride</td>
			<td>Pfizer Animal Health</td>
			<td>Vm 42058/4165</td>
			<td>100mg/ml solution (dose 200mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Domitor) Medetomidine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4003</td>
			<td>1mg/ml (dose 0.5mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Alsto Animal Health</td>
			<td>Vm 00063/4002</td>
			<td>0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Antisedan) Atipamezole hydrochoride</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4004</td>
			<td>5mg/ml (dose 2mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>University of Wisconsin Solution</td>
			<td>Belzer Bridge to Life</td>
			<td>n/a</td>
			<td>dose approximately 500 microlitres/mouse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9%</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FKE1323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sulphate</td>
			<td>non-proprietary</td>
			<td>n/a</td>
			<td>5000units/ml (dose 5units/mouse)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mouse kidney transplantation: models of allograft rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Nierentransplantatabstoßung durch histologische Analyse Methacarn in Paraffin eingebetteten Gewebeschnitten der transplantierten Niere (2) bewertet werden. Transplantation von Nieren Isotransplantat zwischen syngenen Mäusen zu einer Nieren ischämischen Reperfusionsschäden jedoch um 4 Wochen werden die Tubuli haben sich erholt und sind histologisch vergleichbar mit nativen Nieren. Akute Abstoßung kann durch C57BL / 6 Nierentransplantation in BALB / c-Empfänger modelliert werden, innerhalb von 1 Woc...

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Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

20.4K Aufrufe.  The University of Edinburgh. Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Serie: Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Eine Methode zur Murine Islet Isolation und subkapsulären Nierentransplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Forschung

Medizin

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases. Episodes of acute cellular allograft rejection (AR) are a negative prognostic factor for long-term allograft survival, and its timely diagnosis is crucial for allograft function 1. At present, AR can only be definitely diagnosed by core-needle biopsy, which, as an invasive method, bares significant risk of graft injury or even loss. Moreover, biopsies are not feasible in patients taking anticoagulant drugs and the limited sampling site of this technique may result in false negative results if the AR is focal or patchy. As a consequence, this gave rise to an ongoing search for new AR detection methods, which often has to be done in animals including the use of various transplantation models.
Since the early 60s rat renal transplantation is a well-established experimental method for the examination and analysis of AR 2. We herein present in addition small animal positron emission tomography (PET) using 18F-fluorodeoxyglucose (FDG) to assess AR in an allogeneic uninephrectomized rat renal transplantation model and propose graft FDG-PET imaging as a new option for a non-invasive, specific and early diagnosis of AR also for the human situation 3. Further, this method can be applied for follow-up to improve monitoring of transplant rejection 4.

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

We herein present a rat renal transplantation model to non-invasively assess acute allograft rejection using positron emission tomography with 18F-fluorodeoxyglucose.

Nicht-invasive Bildgebung des akuten Abstoßung nach Nierentransplantation mit Rat<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal  disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases.  Episodes of acute cellular ...

High-frequency Ultrasound Imaging of Mouse Cervical Lymph Nodes

High-frequency ultrasound (HFUS) is widely employed as a non-invasive method for imaging internal anatomic structures in experimental small animal systems. HFUS has the ability to detect structures as small as 30 &#181;m, a property that has been utilized for visualizing superficial lymph nodes in rodents in brightness (B)-mode. Combining power Doppler with B-mode imaging allows for measuring circulatory blood flow within lymph nodes and other organs. While HFUS has been utilized for lymph node imaging in a number of mouse&#160; model systems, a detailed protocol describing HFUS imaging and characterization of the cervical lymph nodes in mice has not been reported. Here, we show that HFUS can be adapted to detect and characterize cervical lymph nodes in mice. Combined B-mode and power Doppler imaging can be used to detect increases in blood flow in immunologically-enlarged cervical nodes. We also describe the use of B-mode imaging to conduct fine needle biopsies of cervical lymph nodes to retrieve lymph tissue for histological&#160; analysis. Finally, software-aided steps are described to calculate changes in lymph node volume and to visualize changes in lymph node morphology following image reconstruction. The ability to visually monitor changes in cervical lymph node biology over time provides a simple and powerful technique for the non-invasive monitoring of cervical lymph node alterations in preclinical mouse models of oral cavity disease.

This protocol describes the application of high-frequency ultrasound (HFUS) for imaging mouse cervical lymph nodes. This technique optimizes visualization and quantification of cervical lymph node morphology, volume and blood flow. Image-guided biopsy of cervical lymph nodes and processing of lymph tissue for histological evaluation is also demonstrated.

Hochfrequenz-Ultraschall-Bildgebung der Maus Halslymphknoten

High-frequency ultrasound (HFUS) is widely employed as a non-invasive method for imaging internal anatomic structures in experimental small animal ...

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

Maus-Modell der Alloimmune-induzierte Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Murine Nierentransplantations Technik

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normothermen<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Kidney Perfusion für die Erhaltung der Nierentransplantate vor der Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Assessment of Kidney Function in Mouse Models of Glomerular Disease

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function in diabetic nephropathy and podocyte-specific VEGF-A knock-out mice; therefore, this protocol describes the full kidney work-up used in our lab to assess these mouse models of glomerular disease, enabling a vast amount of information regarding kidney and glomerular function to be obtained from a single mouse. In comparison to alternative methods presented in the literature to assess glomerular function, the use of the method outlined in this paper enables the glomerular phenotype to be fully evaluated from multiple aspects. By using this method, the researcher can determine the kidney phenotype of the model and assess the mechanism as to why the phenotype develops. This vital information on the mechanism of disease is required when examining potential therapeutic avenues in these models. The methods allow for detailed functional assessment of the glomerular filtration barrier through measurement of the urinary albumin creatinine ratio and individual glomerular water permeability, as well as both structural and ultra-structural examination using the Periodic Acid Schiff stain and electron microscopy. Furthermore, analysis of the genes dysregulated at the mRNA and protein level enables mechanistic analysis of glomerular function. This protocol outlines the generic but adaptable methods that can be applied to all mouse models of glomerular disease.

This protocol describes a full kidney work-up that should be carried out in mouse models of glomerular disease. The methods allow for detailed functional, structural, and mechanistic analysis of glomerular function, which can be applied to all mouse models of glomerular disease.

Beurteilung der Nierenfunktion in Mausmodellen der glomerulären Erkrankung

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

Orthotopic Rat Nierentransplantation: Ein neuartierter und vereinfachter chirurgischer Ansatz

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

Optical Clearing and Imaging of Immunolabeled Kidney Tissue

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) imaging. They have received great attention in all research areas for the potential to analyze microscopic multicellular structures that extend over macroscopic distances. Given that kidney tubules, vasculature, nerves, and glomeruli extend in many directions, which have been only partially captured by traditional two-dimensional techniques so far, tissue clearing also opened up many new areas of kidney research. The list of optical clearing methods is rapidly growing, but it remains difficult for beginners in this field to choose the best method for a given research question. Provided here is a simple method that combines antibody labeling of thick mouse kidney slices; optical clearing with cheap, non-toxic and ready-to-use chemical ethyl cinnamate; and confocal imaging. This protocol describes how to perfuse kidneys and use an antigen-retrieval step to increase antibody- binding without requiring specialized equipment. Its application is presented in imaging different multicellular structures within the kidney, and how to troubleshoot poor antibody penetration into tissue is addressed. We also discuss the potential difficulties of imaging endogenous fluorophores and acquiring very large samples and how to overcome them. This simple protocol provides an easy-to-setup and comprehensive tool to study tissue in three dimensions.

The combination of antibody labeling, optical clearing, and advanced light microscopy allows three-dimensional analysis of complete structures or organs. Described here is a simple method to combine immunolabeling of thick kidney slices, optical clearing with ethyl cinnamate, and confocal imaging that enables visualization and quantification of three-dimensional kidney structures.

Optische Seimierung und Bildgebung von immunomarkiertem Nierengewebe

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) ...

Digital Home-Monitoring of Patients after Kidney Transplantation: The MACCS Platform

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney transplantation and physicians. Patients provide information such as vital signs, well-being, and medication intake via smartphone apps. The information is transferred directly into a database and electronic health record at the kidney transplant center, which is used for routine patient care and research. Physicians can send an updated medication plan and laboratory data directly to the patient app via this secure platform. Other features of the app are medical messages and video consultations. Consequently, the patient is better-informed, and self-management is facilitated. In addition, the transplant center and the patient's local nephrologist automatically exchange notes, medical reports, laboratory values, and medication data via the platform. A telemedicine team reviews all incoming data on a dashboard and takes action, if necessary. Tools to identify patients at risk for complications are under development. The platform exchanges data via a standardized secure interface (Health Level 7 (HL7), Fast Healthcare Interoperability Resources (FHIR)). The standardized data exchange based on HL7 FHIR guarantees interoperability with other eHealth solutions and allows rapid scalability to other chronic diseases. The underlying data protection concept is in concordance with the latest European General Data Protection Regulation. Enrollment started in February 2020, and 131 kidney transplant recipients are actively participating as of July 2020. Two large German health insurance companies are currently funding the telemedicine services of the project. The deployment for other chronic kidney diseases and solid organ transplant recipients is planned. In conclusion, the platform is designed to enable home monitoring and automatic data exchange, empower patients, reduce hospitalizations, and improve adherence, and outcomes after kidney transplantation.

The MACCS platform&#160;is a comprehensive telemedicine concept aiming at better outcomes after kidney transplantation by sharing key medical information between patients and physicians. A telemedicine team reviews incoming data to detect potential complications and to improve adherence in kidney transplant recipients to achieve better long-term outcomes.