We thank Dr. Roger Erickson for his support and assistance with the preparation of the manuscript. This work was supported by the National Cancer Institute at the National Institutes of Health through grant numbers RO1CA160079, RO1CA138642, UO1CA184966 and VA funded program project number 1P1 BX001604.

Protokolle für alle Verfahren mit Tieren müssen überprüft und von einem Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) genehmigt werden. Folgen Sie offiziell genehmigten Verfahren für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Intra-Prostata-Injektion erfordert offene Bauchchirurgie und Tiere sollten in einer keimfreien Umgebung mit einem bestimmten Operationssaal, wo die richtige chirurgische aseptischer Techniken während des gesamten Verfahrens verwendet werden, gehalten werden. 1. Herstellung von Zellen für die Implantierung Hinweis: Basierend auf der Forschung Notwendigkeit, jede Prostatakrebs-Zelllinie verwendet werden kann. Zellinien kultiviert werden gemäß den Anweisungen des Lieferanten. <ol><li> Für die PC3M-Luc-C6-Zelllinie, die das Glühwürmchen-Luciferase-Gen stabil exprimiert, Kulturzellen in Minimum Essential Medium (MEM), ergänzt mit 10% fötalem Rinderserum (FBS), 1x Nicht-essentielle Aminosäuren, 1x Phleomycin D1 und 1 mM Natriumpyruvat . Pflegen Sie Zellen in einem Inkubator with einer befeuchteten Atmosphäre von 95% Luft und 5% CO 2 bei 37 ° C. PC3M-Luc-C6-Zellen wurden von UCSF Core Facility beschafft. </li><li> Ernten Sie die Zellen durch Trypsinierung. Waschen Kulturplatten einmal mit phosphatgepufferter Salzlösung (PBS). 2 ml 0,05% Trypsin zu einer 10 cm Schüssel und Inkubation für 3-5 min in einem Inkubator mit einer angefeuchteten Atmosphäre von 95% Luft und 5% CO 2 bei 37 ° C bis Zellen abgelöst werden. <ol><li> Um zu vermeiden, Verklumpung, nicht agitieren Zellen nicht durch Schlagen oder das Gericht Schütteln während des Wartens auf Zellen zu lösen. Sammeln Sie die Zellen in 5 ml komplettem Medium und Spin-Down für 5 Minuten bei 200 x g. Waschen des Zellpellets mit PBS Trypsin zu entfernen. </li></ol></li><li> Auflisten von lebenden Zellen durch Trypanblau-Ausschluss-Assay. Mischen 10 ul der Zellsuspension in PBS mit 10 &amp; mgr; l von 0,4% (wt / v) Trypanblau-Lösung. Legen Sie die Mischung in einem Hämozytometer oder Zählkammer Dia- und zählen Zellen unmittelbar unter dem Mikroskop oder lesen Sie die Kammer Folie in einer Zelle counter. <ol><li> Vorbereitung einer Zellsuspension , die 2,5 x 10 5 Zellen in 10 ul Medium. Mischen Sie die Zellsuspension mit 10 ul Basalmembran-ähnlichen extrazellulären Matrix-Extrakt und legen Sie die Zellen auf Eis. Hinzufügen, Luciferin zu der Zellsuspension (1: 200 &amp; mgr; l; stock 30 mg / ml Konzentration), bevor sie in Mäuse injiziert wird. HINWEIS: Diese ermöglicht die sofortige Bio-Imaging von Tieren, die Konsistenz von Zellinjektionen unter verschiedenen Versuchsgruppen zu überprüfen. Injizieren Zellen so schnell wie möglich, vorzugsweise innerhalb von 30 min nach der Trypsinierung da die Lebensfähigkeit der Zellen schnell nach der Ablösung abnimmt. </li></ol></li></ol> 2. Vorbereitung des OP-Bereich <ol><li> Führen Operation in einem aufgeräumten, desinfiziert Bereich, der Asepsis fördert. </li><li> Desinfizieren Sie den Zähler / Labortisch mit Bleichlösung vor der Operation. HINWEIS: Die Verwendung von Alkohol ist entmutigt durch lange Kontaktzeit wirksam wird (15 min). </li><li> Verwenden sterilen Tüchern,reinigen resorbierbaren Pads oder Handtücher, und ersetzen Sie diese Materialien nach jeder chirurgischen Sitzung. Sterilisieren alle Instrumente vor dem Gebrauch. Bevorzugte Verfahren sind ein Dampfautoklav, Glasperlen Sterilisator, Ethylenoxidgas oder Wasserstoffperoxid Dampfsterilisation. </li><li> Verwenden Sie ein aseptisch gereinigt Binokular das chirurgische Verfahren oder erfahrenen Forschern durchführen kann es ohne Mikroskop durchführen. </li></ol> 3. Die Implantation von Tumorzellen <ol><li> Verwenden Sie männlich 6-8 Wochen alt immunsupprimierten Balb / c oder NOD / SCID-Mäusen. HINWEIS: haben langsamere Kinetik des Tumorwachstums und der Metastasierung Schwieriger ist es bei kleineren Tieren und größere Tiere dazu neigen, zu betreiben. </li><li> Injizieren Vorchirurgischer Schmerzmittel gemäß den Anweisungen des Tieranlage. Beispielsweise intra-peritoneal Buprenorphin in einer Dosis von 0,1 mg / kg Körpergewicht eingesetzt werden. </li><li> Anesthetize Tiere, indem sie in einer Isofluran Kammer mit 1-3% Isofluran in Sauerstoff und wa platzierenes bis die Tiere vollständig betäubt. Stellen Sie sicher, dass es an dieser Stelle keine Zehe Reflex des Muskeltonus ist. Verwenden Sie geeignete veterinärAugenSalbe Schmiermittel Blindheit aufgrund xerophthalmia während der Narkose zu verhindern. HINWEIS: Anesthetize die Tiere durch das bevorzugte Verfahren zum Beispiel für den Prüfer, für Pentobarbital - Natrium, 0,05 mg pro Gramm Körpergewicht verabreicht intraperitoneale oder Ketamin / Xylazin - Lösung (Konzentration: 17,16 mg / ml) in einer Dosis von 65 mg / kg Körpergewicht subkutan verwendet wird. Isofluran Inhalation ist ein bevorzugtes Verfahren zur Anästhesierung. Die Augensalbe sanft ohne Reiben an der Hornhaut angewendet werden soll. </li><li> Zu entfernen, das Tier aus der Kammer Isofluran und in einen Nasenkonus Vorrichtung mit kontinuierlichen Fluss von 1-2% Isofluran in Sauerstoff, um sicherzustellen, dass das Tier unter Vollnarkose ist, bevor fortgefahren wird. <ol><li> Entfernen Sie Haare von Mäusen durch Rasieren oder verwenden Sie eine Haarentfernungscreme vor Beginn des Verfahrens. HINWEIS: Es wäre vorzuziehen, die Maus auf einem sterilen Heizkissen während der Operation zu setzen. </li></ol></li><li> Bewegen Sie die Maus in Rückenlage. Reinigen der Unterleib mit 10% w / w Povidon-Jod-Lösung durch 70% Ethanol gefolgt Tupfern. </li><li> Mit einem Paar feinen Pinzette, heben einen Bereich der Haut, 2 mm über der Präputialdrüse, ca. 1-2 cm über der Penishülle, und etwa 2-3 cm unter dem Boden des Brustkorbs. </li><li> Machen Sie einen Mittelschnitt 1 cm in der Länge, zuerst durch die Haut mit einem Skalpell und dann durch die Muskelschicht mit einer Schere (Abbildung 1). </li><li> Suchen Sie die Blase in der Körperhöhle. Es ist ein gelb-hellbraun kugelförmige Organ, befindet sich direkt unter dem Einschnitt (Abbildung 1). </li><li> Mit einem Paar feinen Pinzette greifen die Blase und nach oben heben dann nach unten aus der Körperhöhle in Richtung der Penishülle. Dadurch werden die beiden Samenbläschen freizulegen, die ein Paar weiße sackartige Organe und deutlich verschieden sind. </li><li> Mit einemWattestäbchen in jeder Hand, externalisieren die Samenbläschen, eins nach dem anderen, und ziehen Sie sie aus der Körperhöhle und legen sie auf der äußeren Oberfläche des Bauches mit der Blase in der Mitte (Abbildung 2) nach unten zeigen . </li><li> Mit den Wattestäbchen, kippen sanft die Samenbläschen an dem Punkt der Einfügung in der Nähe des Blasenhalses zurück, in Richtung der Penishülle, so dass die beiden dorsalen Prostatalappen deutlich sichtbar sind. Verwenden Sie nassen Wattestäbchen zu Gewebeschäden (Abbildung 3) zu vermeiden. </li><li> Agitieren die Zellsuspension mit einer Mikropipette, bevor sie in die Spritze geladen wird. </li><li> Während die Samenbläschen in Position mit einem Wattestäbchen platzieren, legen Sie die Spritzennadel in die dorsale Prostatalappen unter dem Mikroskop (Abbildung 4). Langsam 20 ul Zellsuspension injizieren, bis eine Blasenbildung identifiziert. Ein prall Bulla zeigt an, dass die Injektion korrekt ist. </li><li> Während das Zurückziehen der Nadel, drücken Sie leicht auf die Injektionsstelle mitein Wattestäbchen und Halt für einige Sekunden ein Auslaufen zu verhindern. </li><li> Heben Sie vorsichtig die Samenbläschen mit Wattestäbchen und legen Sie sie zurück in die Körperhöhle eines nach dem anderen durch die Blase folgte. Vermeiden Sie &#39;wirbeln&#39; die inneren Organe während der Durchführung dieses Verfahrens. </li><li> die Organe wieder in die Körperhöhle, vernähen der Muskelschicht zunächst in einem unterbrochenen Muster mit absorbierbaren 4-0 Chrom Catgutnähte gefolgt von der Hautverschluss mit nicht absorbierbaren 4-0 Nylon chirurgisches Naht nach der Platzierung. Die Haut kann auch zusammen und schloss mit chirurgischen Klammern gezogen werden, um den Einschnitt vollständig zu schließen. HINWEIS: Die Mäuse haben eine Gewohnheit von Kratzen und Beißen an ihre Wunde, die Wiedereröffnung der Wunde führen kann, also von Gewebekleber verwenden, ist auch mit Nähten empfohlen zusammen. Bild Tiere sofort, um sicherzustellen, dass es gleich Biolumineszenz-Intensität unter allen Versuchsgruppen. </li><li> Bringen Sie die Tiere Käfige zu reinigen und halten sie unter einer Wärmelampe oder Wärmeing-Pad. Überwachen Sie die Tiere ständig, bis sie vollständig aus der Narkose erholen und Brustlage halten. </li></ol> 4. Überwachung von Tieren <ol><li> Überwachen Sie die Tiere regelmäßig bis zum Ende des Experiments, nach institutionellen Protokolle. Wenn chirurgische Metallklammern verwenden, nach ein bis zwei Wochen zu entfernen. Dauer des Experiments hängt von der spezifischen Forschungsbedarf. Hinweis: Dieses Experiment 21 Tage lang durchgeführt wurde, die erfolgreiche Etablierung der implantierten Krebszellen in der Prostata Maus zu untersuchen. </li><li> Verwalten Schmerzmittel auf Basis der Anweisungen des Tieranlage. Beispielsweise intra-peritoneal Buprenorphin in einer Dosis von 0,1 mg / kg Körpergewicht kann mit einer zweiten Dosis nach 6 h und zusätzliche Dosen alle 8-12 Stunden nach Bedarf zum Zeitpunkt des Verfahrens verwendet werden. </li><li> Überwachen Tiergewicht, Nahrungsaufnahme, Hautfarbe und Textur, Aktivität und die Häufigkeit des Wasserlassens und Defäkation. Euthanize Tiere immediately wenn es einen signifikanten Verlust an Körpergewicht von mehr als 15%. <ol><li> Für Euthanasie, liefern CO 2 aus einem unter Druck stehenden Behälter in einem nicht überfüllten Käfig mit einer Fließgeschwindigkeit von 10 bis 30% der Kammer oder des Käfigs Volumen / Minute zu verschieben, so dass CO 2 in die Kammer langsam zu betreten , so dass Bewusstlosigkeit und vollständige narcotization auftreten vor dem Tod. </li><li> Pflegen CO 2 Fluss für mindestens eine Minute nach dem Atemstillstand wird und die Tiere in der Kammer für eine ausreichende Zeit , so dass der Tod eine physikalische Methode zur Durchführung vor auftritt. </li><li> Führen Sie Enthauptung, Genickbruch oder eine andere IACUC genehmigt physikalische Verfahren nach den Tieren chemisch euthanizing. HINWEIS: Deutlich reduzierte Körpergewicht zeigt oft eine lethargisch Zustand. Tumor tragende Tiere sollten mit Ausnahme der Anwesenheit von Tumoren, bis zum Ende des Experiments in guter Gesundheit zu sein. Euthanasie sollte mit den AVMA Leitlinien für Euthanasie konsistent sein und müssen listed im IACUC Protokoll genehmigt. </li></ol></li></ol> 5. Nicht-invasive Bio-Imaging von Tieren <ol><li> Überwachen Sie die Tiere wöchentlich eine nicht-invasive Bildgebungstechnik Besiedlung von Krebszellen zu verfolgen, Tumorwachstum und jede Fernmetastasen. HINWEIS: Imaging Modalitäten wie GFP-imaging, Luciferase Bildgebung, Röntgenstrahlen oder 3D - Mikrocomputertomographie (uCT) usw. auf der Basis der spezifischen Forschungsbedarf 12-15 verwendet werden. </li></ol>

<ol>
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J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blockade+of+epidermal+growth+factor+receptor+signaling+in+tumor+cells+and+tumor-associated+endothelial+cells+for+therapy+of+androgen-independent+human+prostate+cancer+growing+in+the+bone+of+nude+mice.">Blockade of epidermal growth factor receptor signaling in tumor cells and tumor-associated endothelial cells for therapy of androgen-independent human prostate cancer growing in the bone of nude mice.</a> Clin Cancer Res. 9 (3), 1200-1210 (2003).</li><li>Kim, S. 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C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Longitudinal+live+animal+micro-CT+allows+for+quantitative+analysis+of+tumor-induced+bone+destruction.">Longitudinal live animal micro-CT allows for quantitative analysis of tumor-induced bone destruction.</a> Bone. 48 (1), 141-151 (2011).</li><li>Steinbauer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GFP-transfected+tumor+cells+are+useful+in+examining+early+metastasis+in+vivo,+but+immune+reaction+precludes+long-term+tumor+development+studies+in+immunocompetent+mice.">GFP-transfected tumor cells are useful in examining early metastasis in vivo, but immune reaction precludes long-term tumor development studies in immunocompetent mice.</a> Clin Exp Metastasis. 20 (2), 135-141 (2003).</li><li>Yang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+fluorescent+orthotopic+bone+metastasis+model+of+human+prostate+cancer.">A fluorescent orthotopic bone metastasis model of human prostate cancer.</a> Cancer Res. 59 (4), 781-786 (1999).</li><li>Stephenson, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metastatic+model+for+human+prostate+cancer+using+orthotopic+implantation+in+nude+mice.">Metastatic model for human prostate cancer using orthotopic implantation in nude mice.</a> J Natl Cancer Inst. 84 (12), 951-957 (1992).</li><li>Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+metastatic+mouse+models+for+anticancer+drug+discovery+and+evaluation:+a+bridge+to+the+clinic.">Orthotopic metastatic mouse models for anticancer drug discovery and evaluation: a bridge to the clinic.</a> Invest New Drugs. 17 (4), 343-359 (1999).</li><li>Wang, X., An, Z., Geller, J., Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-malignancy+orthotopic+nude+mouse+model+of+human+prostate+cancer+LNCaP.">High-malignancy orthotopic nude mouse model of human prostate cancer LNCaP.</a> Prostate. 39 (3), 182-186 (1999).</li><li>An, Z., Wang, X., Geller, J., Moossa, A. R., Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+orthotopic+implantation+allows+high+lung+and+lymph+node+metastatic+expression+of+human+prostate+carcinoma+cell+line+PC-3+in+nude+mice.">Surgical orthotopic implantation allows high lung and lymph node metastatic expression of human prostate carcinoma cell line PC-3 in nude mice.</a> Prostate. 34 (3), 169-174 (1998).</li><li>Kim, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+c-Met+expression+by+an+adenovirus+expressing+a+c-Met+ribozyme+inhibits+tumorigenic+growth+and+lymph+node+metastases+of+PC3-LN4+prostate+tumor+cells+in+an+orthotopic+nude+mouse+model.">Reduced c-Met expression by an adenovirus expressing a c-Met ribozyme inhibits tumorigenic growth and lymph node metastases of PC3-LN4 prostate tumor cells in an orthotopic nude mouse model.</a> Clin Cancer Res. 9 (14), 5161-5170 (2003).</li></ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Dieses Manuskript beschreibt ein detailliertes Verfahren für eine menschliche orthotoper Prostatakrebs-Xenotransplantat-Mausmodell zu etablieren. Dieses Modell wurde durch direkte Implantation der humanen Prostatakrebs-Zelllinie in den dorsalen Prostatalappen immunsupprimierten Mäusen PC3M-Luc-C6 gegründet. Tumoren durften über den Verlauf des Experiments zu entwickeln. Das Tumorwachstum wurde während des Versuchs wöchentlich durch eine nicht-invasive Biolumineszenz-Bildgebungssystem überwacht. <p class="jove...

Prostatakrebs ist die zweithäufigste Todesursache bei Krebserkrankungen (9%) bei den Männern in den Vereinigten Staaten, neben Krebs der Lunge und Bronchien (28%) 1. Nach jüngsten Daten, es wird geschätzt , dass 220, 800 neu Prostatakrebs diagnostizierten Fälle und 27 540 Todesfälle im Jahr 2015 1. Das fünfjährige Überlebensrate von Prostatakrebs im Frühstadium auftreten wird , ist&gt; 99% , während die von fortgeschrittenen metastasierten Erkrankung ist nur 28% 1. Eine große Herausforderung für die Behandlung von fortgeschrittenen metastasierten Erkrankung ist der Mangel an Verständnis der molekularen Mechanismen, die die Neigung dieser Krankheit zugrunde liegen auf andere Organe metastasieren, vor allem auf den Knochen, die eine häufige Website für Prostatakrebs ist. Daher gibt es eine klare Notwendigkeit , die molekulare Make - up dieser Prostatatumoren zu untersuchen , um wirksame therapeutische Behandlungen gegen Progression zu fortgeschrittenen metastasierten Erkrankung 2,3 zu entwickeln. Prostata-Tumoren zeigen high biologische Heterogenität ohne einen gut definierten Weg zur Progression. Metastasen treten häufig ohne vorherige Angabe des Tumorinvasivität 4. Diese klinische Heterogenität wird auf die molekulare Vielfalt von Prostatakrebs zurückzuführen. die molekulare Make-up dieser tödlichen Tumoren zu verstehen ist der Schlüssel zu entwerfen bessere diagnostische und therapeutische Strategien für diese Krankheit. Folglich wird der Prostatakrebsforschung derzeit auf dem Verstehen und zur Verhinderung der Metastasierung. Präklinische in vivo Mausmodellen bieten eine Vielzahl von Optionen , um die molekularen Mechanismen der Progression von Prostatakrebs zu fortgeschrittenen metastasierten Erkrankung zu verstehen. Darüber hinaus sind diese Modelle wichtig für die präklinische Auswertungen neuer therapeutischer Strategien gegen diese Krankheit. Die am häufigsten verwendeten Tiermodelle umfassen transgene Mausmodelle, Schwanzvenen-Injektion, intra-Herz-Implantation und die menschliche orthotoper Mausmodellen. Transgene Studien Zeit consuming und Korrelation der Entwicklung von Prostatakrebs bei Mäusen mit dem des Menschen haben 11 Variabilität gezeigt. Bei spontanen metastatischen Maus - Modellen werden die Zellen direkt in den Kreislauf injiziert und obwohl sie eine schnelle Durchlaufzeit haben, können sie nicht den Primärtumor oder die ersten Schritte in der metastatischen Kaskade 5 zu studieren verwendet werden. Orthotopische Xenotransplantatmodellen haben die Einschränkung Knochen Metastasen zu entwickeln, die gemeinsame Website von Prostatakrebs Metastasen. Nichtsdestoweniger ist der menschliche orthotope Prostatakrebs - Xenotransplantat - Mausmodell gut charakterisiert und häufig die molekularen Ereignisse des Primärtumorentwicklung, Übersprechen zwischen Tumor und Organ - Mikroumgebung, initiale Phase der Metastasierung und die Verwendung von experimentellen Arzneimitteln für die therapeutische Intervention 6 bis Studie verwendet , 7,8-11.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="732">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:229px;">PC3 prostate cancer cell line&#160;</td>
			<td style="width:188px;">ATCC</td>
			<td style="width:111px;">CRL-1435</td>
			<td style="width:204px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Minimum Essential Medium (MEM)&#160;</td>
			<td>GIBCO,Life Technology</td>
			<td>11095-080</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PBS</td>
			<td>GIBCO,Life Technology</td>
			<td>10010-023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">FBS</td>
			<td>GIBCO,Life Technology</td>
			<td>10437-028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Zeocin</td>
			<td>Invitrogen,Life Technology</td>
			<td>R250-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Trypsin&#160;</td>
			<td>GIBCO,Life Technology</td>
			<td>25300-54</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">IVIS&#160;</td>
			<td>Xenogen-Caliper</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Insulin Syringes (300ul, 28.5g)</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>309300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mice</td>
			<td>Charles River Laboratories, Inc</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alcohol Swabs</td>
			<td>MEDEquip Depot</td>
			<td>326895 BD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PVP Iodine Prep Pad</td>
			<td>MEDEquip Depot</td>
			<td>C12400PDI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical CatGut Chromic Suture</td>
			<td>Demetech</td>
			<td>CC224017F0P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Matrigel</td>
			<td>Corning</td>
			<td>354248</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

pre-clinical orthotopic murine model of human prostate cancer

To study the multifaceted biology of prostate cancer, pre-clinical in vivo models offer a range of options to uncover critical biological information about this disease. The human orthotopic prostate cancer xenograft mouse model provides a useful alternative approach for understanding the specific interactions between genetically and molecularly altered tumor cells, their organ microenvironment, and for evaluation of efficacy of therapeutic regimens. This is a well characterized model designed to study the molecular events of primary tumor development and it recapitulates the early events in the metastatic cascade prior to embolism and entry of tumor cells into the circulation. Thus it allows elucidation of molecular mechanisms underlying the initial phase of metastatic disease. In addition, this model can annotate drug targets of clinical relevance and is a valuable tool to study prostate cancer progression. In this manuscript we describe a detailed procedure to establish a human orthotopic prostate cancer xenograft mouse model.

Folgende orthotope Implantation PC3M-Luc-C6 - Zellen in die posterior prostatic Lappens wurden die Mäuse wöchentlich abgebildet durch ein lebendes Tier Biolumineszenz - Bildgebungssystem mit der Kolonisierung von Zellen und Tumorwachstum im Verlauf des Experiments (5A - B) zu überwachen. Die Quantifizierung des Biolumineszenz-Signal angezeigt, dass PC3M-Luc-C6-Zellen erfolgreich die Prostatalappen besiedelt. Erhöhte Biolumineszenz ist indikativ für ...

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Pre-clinical Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer

Prostate cancer is the second most common cause of cancer-related deaths in the United States. An orthotopic cancer model provides a useful approach to understand the biology of prostate cancer and to evaluate the efficacy of therapeutic regimens. This protocol describes detailed steps necessary to establish an orthotopic prostate cancer mouse model.

Präklinische Orthotopische Mausmodell der menschlichen Prostata-Krebs

To study the multifaceted biology of prostate cancer, pre-clinical in vivo models offer a range of options to uncover critical biological information ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

14.1K Aufrufe.  VA Medical Center and UCSF. Prostate cancer is the second most common cause of cancer-related deaths in the United States. An orthotopic cancer model provides a useful approach to understand the biology of prostate cancer and to evaluate the efficacy of therapeutic regimens. This protocol describes detailed steps necessary to establish an orthotopic prostate cancer mouse model.

Serie: Pre-clinical Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Einem orthotopen Modell des Murine Blasenkrebs

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

Forschung

Medizin

Combination Radiotherapy in an Orthotopic Mouse Brain Tumor Model

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the understanding of the mechanics of tumor invasion, and direct intracerebral inoculation of tumor provides the opportunity of observing the invasive process in a physiologically appropriate environment2. As far as human brain tumors are concerned, the orthotopic models currently available are established either by stereotaxic injection of cell suspensions or implantation of a solid piece of tumor through a complicated craniotomy procedure3. In our technique we harvest cells from tissue culture to create a cell suspension used to implant directly into the brain. The duration of the surgery is approximately 30 minutes, and as the mouse needs to be in a constant surgical plane, an injectable anesthetic is used. The mouse is placed in a stereotaxic jig made by Stoetling (figure 1). After the surgical area is cleaned and prepared, an incision is made; and the bregma is located to determine the location of the craniotomy. The location of the craniotomy is 2 mm to the right and 1 mm rostral to the bregma. The depth is 3 mm from the surface of the skull, and cells are injected at a rate of 2 &mu;l every 2 minutes. The skin is sutured with 5-0 PDS, and the mouse is allowed to wake up on a heating pad. From our experience, depending on the cell line, treatment can take place from 7-10 days after surgery. Drug delivery is dependent on the drug composition. For radiation treatment the mice are anesthetized, and put into a custom made jig. Lead covers the mouse's body and exposes only the brain of the mouse. The study of tumorigenesis and the evaluation of new therapies for GBM require accurate and reproducible brain tumor animal models. Thus we use this orthotopic brain model to study the interaction of the microenvironment of the brain and the tumor, to test the effectiveness of different therapeutic agents with and without radiation.

The purpose of this article is to describe the use of an orthotopic glioblastoma model for chemoradiation studies. This article will go though cell processing, implanting, and radiotherapy of the mouse using an intracranial model.

Kombination Strahlentherapie in einem orthotopen Maus Brain Tumor-Modell

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the ...

Development of Obliterative Bronchiolitis in a Murine Model of Orthotopic Lung Transplantation

Orthotopic lung transplantation in rats was first reported by Asimacopoulos and colleagues in 1971 1. Currently, this method is well accepted and standardized not only for the study of allo-rejection but also between syngeneic strains for examining mechanisms of ischemia-reperfusion injury after lung transplantation. Although the application of the rat and other large animal model 2 contributed significantly to the elucidation of these studies, the scope of those investigations is limited by the scarcity of knockout and transgenic rats. Due to no effective therapies for obliterative bronchiolitis, the leading cause of death in lung transplant patients, there has been an intensive search for pre-clinical models that replicate obliterative bronchiolitis. The tracheal allograft model is the most widely used and may reproduce some of the histopathologic features of obliterative bronchiolitis 3. However, the lack of an intact vasculature with no connection to the recipient's conducting airways, and incomplete pathologic features of obliterative bronchiolitis limit the utility of this model 4. Unlike transplantation of other solid organs, vascularized mouse lung transplants have only recently been reported by Okazaki and colleagues for the first time in 2007 5. Applying the basic principles of the rat lung transplant, our lab initiated the obliterative bronchiolitis model using minor histoincompatible antigen murine orthotopic single-left lung transplants which allows the further study of obliterative bronchiolitis immunopathogenesis6.

Obliterative bronchiolitis is the key impediment to the long-term survival of lung transplant recipients and the lack of a robust preclinical model precludes examining obliterative bronchiolitis immunopathogenesis. Unlike other solid organ transplants, vascularized mouse lung transplantation has only recently been developed. Here we show our independently developed obliterative bronchiolitis model after murine orthotopic single-lung transplantation.

Entwicklung einer Bronchiolitis obliterans in einem Mausmodell der orthotopen Lungentransplantation

Orthotopic lung transplantation in rats was first reported by Asimacopoulos and colleagues in 1971 1. Currently, this method is well accepted and ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

Ein orthotopen Blasenkrebs-Modell für Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Formation of Human Prostate Epithelium Using Tissue Recombination of Rodent Urogenital Sinus Mesenchyme and Human Stem Cells

Progress in prostate cancer research is severely limited by the availability of human-derived and hormone-na&iuml;ve model systems, which limit our ability to understand genetic and molecular events underlying prostate disease initiation. Toward developing better model systems for studying human prostate carcinogenesis, we and others have taken advantage of the unique pro-prostatic inductive potential of embryonic rodent prostate stroma, termed urogenital sinus mesenchyme (UGSM). When recombined with certain pluripotent cell populations such as embryonic stem cells, UGSM induces the formation of normal human prostate epithelia in a testosterone-dependent manner. Such a human model system can be used to investigate and experimentally test the ability of candidate prostate cancer susceptibility genes at an accelerated pace compared to typical rodent transgenic studies. Since Human embryonic stem cells (hESCs) can be genetically modified in culture using inducible gene expression or siRNA knock-down vectors prior to tissue recombination, such a model facilitates testing the functional consequences of genes, or combinations of genes, which are thought to promote or prevent carcinogenesis.
The technique of isolating pure populations of UGSM cells, however, is challenging and learning often requires someone with previous expertise to personally teach. Moreover, inoculation of cell mixtures under the renal capsule of an immunocompromised host can be technically challenging. Here we outline and illustrate proper isolation of UGSM from rodent embryos and renal capsule implantation of tissue mixtures to form human prostate epithelium. Such an approach, at its current stage, requires in vivo xenografting of embryonic stem cells; future applications could potentially include in vitro gland formation or the use of induced pluripotent stem cell populations (iPSCs).

To unravel the earliest molecular mechanisms underlying prostate cancer initiation, novel and innovative human model systems and approaches are desperately needed. The potential of pre-prostatic urogenital sinus mesenchyme (UGSM) to induce pluripotent stem cell populations to form human prostate epithelium is a powerful experimental tool in prostate research.

Formation of Human Prostate Epithel Mit Tissue Rekombination von Nagetier Urogenitalsinus Mesenchym und menschlichen Stammzellen

Progress in prostate cancer research is severely  limited by the availability of human-derived and hormone-na&iuml;ve model systems,  which limit our ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

Bioluminescent orthotopen Modell von Bauchspeicheldrüsenkrebs Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

Pre-clinical Evaluation of Tyrosine Kinase Inhibitors for Treatment of Acute Leukemia

Receptor tyrosine kinases have been implicated in the development and progression of many cancers, including both leukemia and solid tumors, and are attractive druggable therapeutic targets. Here we describe an efficient four-step strategy for pre-clinical evaluation of tyrosine kinase inhibitors (TKIs) in the treatment of acute leukemia. Initially, western blot analysis is used to confirm target inhibition in cultured leukemia cells. Functional activity is then evaluated using clonogenic assays in methylcellulose or soft agar cultures. Experimental compounds that demonstrate activity in cell culture assays are evaluated in vivo using NOD-SCID-gamma (NSG) mice transplanted orthotopically with human leukemia cell lines. Initial in vivo pharmacodynamic studies evaluate target inhibition in leukemic blasts isolated from the bone marrow. This approach is used to determine the dose and schedule of administration required for effective target inhibition. Subsequent studies evaluate the efficacy of the TKIs in vivo using luciferase expressing leukemia cells, thereby allowing for non-invasive bioluminescent monitoring of leukemia burden and assessment of therapeutic response using an in vivo bioluminescence imaging system. This strategy has been effective for evaluation of TKIs in vitro and in vivo and can be applied for identification of molecularly-targeted agents with therapeutic potential or for direct comparison and prioritization of multiple compounds.

Receptor tyrosine kinases are ectopically expressed in many cancers and have been identified as therapeutic targets in acute leukemia. This manuscript describes an efficient strategy for pre-clinical evaluation of tyrosine kinase inhibitors for the treatment of acute leukemia.

Präklinische Evaluierung von Tyrosinkinase-Inhibitoren für die Behandlung von akuter Leukämie

Receptor tyrosine kinases have been implicated in the development and progression of many cancers, including both leukemia and solid tumors, and are ...

An Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer Metastasis

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but rather the formation of distinct metastasis, the ability to effectively model this progression pre-clinically is of high value. In this model, cells are directly implanted into the ventral lobe of the prostate in Balb/c athymic mice, and allowed to progress for 4-6 weeks. At experiment termination, several distinct endpoints can be measured, such as size and molecular characterization of the primary tumor, the presence and quantification of circulating tumor cells in the blood and bone marrow, and formation of metastasis to the lung. In addition to a variety of endpoints, this model provides a picture of a cells ability to invade and escape the primary organ, enter and survive in the circulatory system, and implant and grow in a secondary site. This model has been used effectively to measure metastatic response to both changes in protein expression as well as to response to small molecule therapeutics, in a short turnaround time.

This orthotopic model of human prostate cancer allows for quantification of tumor size, circulating tumor cells, and formation of distinct metastasis to the lung. As cells must escape the primary organ, enter the blood stream, and implant into a secondary site, this model effectively recapitulates the scenario in humans.

Ein orthotopen Mausmodell der menschlichen Prostatakrebs-Metastasen

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of  human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but  ...

Isolation of Cancer Stem Cells From Human Prostate Cancer Samples

The cancer stem cell (CSC) model has been considerably revisited over the last two decades. During this time CSCs have been identified and directly isolated from human tissues and serially propagated in immunodeficient mice, typically through antibody labeling of subpopulations of cells and fractionation by flow cytometry. However, the unique clinical features of prostate cancer have considerably limited the study of prostate CSCs from fresh human tumor samples. We recently reported the isolation of prostate CSCs directly from human tissues by virtue of their HLA class I (HLAI)-negative phenotype. Prostate cancer cells are harvested from surgical specimens and mechanically dissociated. A cell suspension is generated and labeled with fluorescently conjugated HLAI and stromal antibodies. Subpopulations of HLAI-negative cells are finally isolated using a flow cytometer. The principal limitation of this protocol is the frequently microscopic and multifocal nature of primary cancer in prostatectomy specimens. Nonetheless, isolated live prostate CSCs are suitable for molecular characterization and functional validation by transplantation in immunodeficient mice.

The isolation of cancer stem cells (CSCs) directly from human tissues is requisite for their biological characterization. This manuscript describes a methodology for the isolation of prostate CSCs from human tissues, while also providing tips on troubleshooting difficult steps.

Isolierung von Krebs Stammzellen aus menschlichen Prostatakrebs-Proben

The cancer stem cell (CSC) model has been considerably revisited over the last two decades. During this time CSCs have been identified and directly ...

An Orthotopic Mouse Model of Spontaneous Breast Cancer Metastasis

Metastasis is the primary cause of mortality of breast cancer patients. The mechanism underlying cancer cell metastasis, including breast cancer metastasis, is largely unknown and is a focus in cancer research. Various breast cancer spontaneous metastasis mouse models have been established. Here, we report a simplified procedure to establish orthotopic transplanted breast cancer primary tumor and resultant spontaneous metastasis that mimic human breast cancer metastasis. Combined with the bioluminescence live tumor imaging, this mouse model allows tumor growth and progression kinetics to be monitored and quantified. In this model, a low dose (1 x 104 cells) of 4T1-Luc breast cancer cells was injected into BALB/c mouse mammary fat pad using a tuberculin syringe. Mice were injected with luciferin and imaged at various time points using a bioluminescent imaging system. When the primary tumors grew to the size limit as in the IACUC-approved protocol (approximately 30 days), mice were anesthetized under constant flow of 2% isoflurane and oxygen. The tumor area was sterilized with 70% ethanol. The mouse skin around the tumor was excised to expose the tumor which was removed with a pair of sterile scissors. Removal of the primary tumor extends the survival of the 4T-1 tumor-bearing mice for one month. The mice were then repeatedly imaged for metastatic tumor spreading to distant organs. Therapeutic agents can be administered to suppress tumor metastasis at this point. This model is simple and yet sensitive in quantifying breast cancer cell growth in the primary site and progression kinetics to distant organs, and thus is an excellent model for studying breast cancer growth and progression, and for testing anti-metastasis therapeutic and immunotherapeutic agents in vivo.

An orthotopic breast cancer primary tumor model and surgical removal of primary tumor to extend mouse life to generate spontaneous metastasis are described. The tumor growth and progression are monitored and quantified by luciferase fluorescence imaging.