Name: development of an insert co-culture system of two cellular types in the absence of cell-cell contact
Uploaded: 2016-07-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 29 s
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This work was funded by a Natural Sciences and Engineering Research Council (NSERC) Canada grant to MGM. JR is a NSERC-Vanier student fellow.

NB: Jeder der folgenden Schritte sollten unter sterilen Bedingungen in einer Laminar-Flow-Haube durchgeführt werden, wie für Säugetierzellkultur erforderlich. Darüber hinaus gelten die allgemeinen Richtlinien für die optimale sterile Zellkultur, z. B., Tipps jederzeit verwerfen sie zu Kreuzkontaminationen führen kann, die Verringerung der Menge an Zeit , Zellen der Luft ausgesetzt werden , wenn ganze Medienwechsel durchführen, richtig , aber vorsichtig alle Rühren Zellsuspensionen ihre homogene Pipettieren, um sicherzustellen, etc. Darüber hinaus Einsätze eine Art von Plastikmaterialien, die eine besondere Behandlung erfordern. Erstens, wenn Einsätze manipuliert werden, vermeiden die zerbrechliche Membran berührt, die sich leicht reißt und damit das Experiment gefährden könnten. Auch ist es nicht geeignet Vakuumabsaugung des Zellkulturmedium durchzuführen, da die Gefahr der Perforation der Membran oder Dissoziieren adhärenten Zellen ist. Als nächstes hängen Einsätze lose in der Multi-Well-Gewebekulturplatte und somit Vorsicht, wenn mo eingesetzt werden müssenving die Kunststoffgeschirr oder wenn dissoziierenden anhaftenden Zellen zu vermeiden Pipettieren. Zusätzlich wird, wenn Einsätze mit großen Porengrößen verwendet werden, ist es eine Möglichkeit, dass das Zellkulturmedium durch die Membran eindringt, und daher ist es wichtig, das Niveau der Flüssigkeit häufig überwachen. Schließlich ist zu beachten, dass das folgende Protokoll für adhärente Zellen konstruiert und erfordert geringen Modifikationen, um für Suspensionszellen geeignet. 1. Allgemeine Richtlinien für die Durchführung von Einsatz Co-Kultur-Experimente <ol><li> Seeding Zelltyp # 1 in Einsätze <ol><li> Packen Sie die Einsätze aus der Verpackung. </li><li> Legen Sie die Einsätze in einem leeren Multi-Well-Gewebekulturplatte von der richtigen Dimension. Dazu greifen die oberste Kante des Einsatzes mit einer Pinzette. </li><li> Um die Anlage zu verbessern und die Verbreitung von anhaftenden Zellen, bedingen die Einsätze mit Zellkulturmedium vor der Aussaat. Dazu deckt die gesamte Oberfläche der Membran mit Zellkultur medium mit einer Mikropipette. HINWEIS: Tun Sie dies für so viele Einsätze wie erforderlich. </li><li> Setzen Sie den Deckel auf der Platte und Inkubation für mindestens 1 Stunde oder O / N unter den gleichen Bedingungen ( in der Regel 37 ° C, 5-10% CO 2). </li><li> Wenn die Einsätze bedingt sind, entfernen alle Zellkulturmedium mit einer Mikropipette. Entsorgen Sie das verwendete Medium. </li><li> Seed Zelltyp # 1 in frischem Zellkulturmedium in der gleichen Weise wie in einer Multi-Well-Platte. Dazu ziehen so, ein geeignetes Volumen der Zellsuspension mit einer Mikropipette und verzichtet die Flüssigkeit im Einsatz. HINWEIS: Bereiten Sie so viele Einsätze wie erforderlich. </li><li> Nach der Aussaat alle Einsätze, schaukeln sanft die Platte links und rechts, dann hin und her, um die Zellen gleichmäßig zu verteilen. Vermeiden Sie kreisförmige Bewegungen zu machen, da dies die Zellen bewirkt, dass in der Mitte der Einsätze zu akkumulieren. </li><li> Setzen Sie den Deckel auf der Platte und Inkubation, wie nach zellulären Anforderungen angegeben (in der Regel 37 ° C, 5-10% CO <sub&gt; 2). </li></ol></li><li> Seeding Zelltyp # 2 in Multi-Well-Gewebekulturplatten <ol><li> Seed Zelltyp # 2 in frischem Zellkulturmedium gemäß § 1. </li><li> Bereiten so viele Vertiefungen wie für die Anzahl der Einsätze erforderlich. Rock die Platte wie in Schritt 1.1.7), um sicherzustellen, dass die Zellen gleichmäßig in den Vertiefungen verteilt. </li><li> Setzen Sie den Deckel auf der Platte und Inkubation unter den gleichen Bedingungen ( in der Regel 37 ° C, 5-10% CO 2). </li></ol></li><li> Erfrischende Medium in Einsätze <ol><li> Mit einer Mikropipette, entfernen einen Teil oder die gesamte Zellkulturmedium, in den Einsätzen enthaltenden Zelltyp # 1. Entsorgen Sie das verwendete Medium. </li><li> Zeichnen Sie ein entsprechendes Volumen an frischem Zellkulturmedium. die Spitze an der Innenwand des Einsatzes sanft ruhen und langsam die Zellkulturmedium verzichtet werden kann. </li><li> Setzen Sie den Deckel auf der Platte und Inkubation gemäß Schritt 1.1.4. </li></ol></li><li> Erfrischende Medium in Multi-Well-Gewebekulturplatten <ol><li> Mit Hilfe eines MICROPIPette, einen Teil oder alle Zellkulturmedium in den Vertiefungen, die Zelltyp # 2 zu entfernen. Entsorgen Sie das verwendete Medium. </li><li> Zeichnen Sie ein entsprechendes Volumen an frischem Zellkulturmedium. Ruhen die Spitze an der Innenwand des Schachts und abzugeben langsam das Zellkulturmedium. </li><li> Setzen Sie den Deckel auf der Platte und Inkubation nach vorher etablierten Zellkulturprotokolle. </li></ol></li><li> Übertragen Einsätze Zelltyp # 1 bis Multi-Well-Gewebekulturplatten, enthaltend Zelltyp # 2. HINWEIS: Führen Sie diesen Schritt, wenn beide Zelltypen die entsprechende Wachstumsstadium erreicht haben. <ol><li> Vor der Einsätze in die Vertiefungen übertragen, nehmen Sie alle notwendigen Änderungen Medium, wie dies zuvor in den Schritten 1.3) und 1.4). HINWEIS: An diesem Punkt ist es wichtig, die entsprechenden Volumina der Medien in den beiden Kammern zu verzichten, wie durch den Einsatz Anweisungen des Herstellers angegeben. </li><li> Mit einer Pinzette greifen die oberste Kante eines Einsatzes enthält Zelle typ 1 # und vorsichtig in die entsprechende Vertiefung mit Zelltyp # 2 einzustufen. </li><li> Nachdem alle Einsätze übertragen, überprüfen Sie das Vorhandensein von Luftblasen unter der Membran von Einsätzen. HINWEIS: Luftblasen verhindern jeglichen Austausch über die Membran des Einsatzes und können das gesamte Experiment gefährden. </li><li> Wenn Luftblasen vorhanden sind, heben Sie sehr vorsichtig, den Einsatz von den gut mit einer Pinzette und zurück in die Zellkulturmedium stürzen. Die Blasen werden verschwinden. Wenn sie noch vorhanden sind, versuchen sanft Einsätze wieder in das Zellkulturmedium in einem Winkel eintaucht. HINWEIS: Verwenden Sie klopfen nicht oder Einsätze rühren anhaftenden Zellen zu vermeiden, distanziert. </li><li> Nach dem Entfernen der alle Luftblasen und Überprüfung, dass die Volumina der Medien in den beiden Abteilen, auf der Platte des Deckels legen und inkubieren. </li></ol></li><li> Refreshing Medien in einem Co-Kultursystem Hinweis: Obwohl die Membran leicht Medienaustausch zwischen dem Einsatz und auch ermöglicht, das Aktualisieren des Mediums erfolgt inbeide Fächer seit der Zeit allein ziemlich lang sein kann, zu erreichen Gleichgewicht in der oberen und unteren Kammern durch Diffusion erforderlich. <ol><li> Refreshing Medium in Inserts enthalten Zelltyp # 1 wird in der gleichen Weise wie in Schritt 1.3). </li><li> So aktualisieren Sie Medium in Vertiefungen, die Zelltyp # 2, schieben Sie den Einsatz an der Seite einen Raum breit genug zu schaffen, um eine Pipettenspitze aufzunehmen. Aktualisieren Sie das Medium wie in Schritt 1.4). </li><li> Überprüfen Sie das Vorhandensein von Luftblasen und überprüfen Sie die Volumina gemäß Schritt 1.5.3) bis 1.5.5). </li></ol></li></ol> 2. Beispiel: Messung der Wirkungen der Cytokine sezerniert durch LPS-aktivierte Mikroglia N9 auf neuronale PC12 - Zellen HINWEIS: Die folgenden Schritte sind für bestimmte Kolben ausgelegt, gut und Parabolgrößen. Jedoch kann das Protokoll für alle Kunststoffgeschirr Dimensionen angepasst werden. Für die Medien und die Zusammensetzung siehe Materialien Tabelle. <ol><li> Säen und Differenzierung PC12-Zellen in MultiWell-Gewebekulturplatten <ol><li> Warm Routine PC12 Zellkulturmedium, PC12 Differenzierungsmedium und Trypsin-EDTA in einem 37 ° C Wasserbad. </li><li> Verwenden Sie PC12 - Zellen bei 60-80% Konfluenz aus einem 75 cm 2 Kolben. </li><li> Mit einem 15 mm Pasteur-Pipette, führen Vakuumabsaugung des gesamten Zellkulturmedium in den Kolben. </li><li> Spülen Sie vorsichtig die Zellschicht mit 5 ml steriler phosphatgepufferter Salzlösung und entfernen Sie die Flüssigkeit mit einer Pasteur-Pipette. Seien Sie vorsichtig, nicht Zellen in diesem Schritt zu distanzieren. </li><li> Decken Sie die Zellschicht mit 3 ml Trypsin-EDTA und Inkubation für 2-3 min bei 37 ° C. </li><li> Stellen Sie sicher, dass alle Zellen unter einem Mikroskop abgelöst werden. Wenn nur sehr wenige Zellen schweben, für maximal 5 Minuten für einen längeren Zeitraum inkubiert. </li><li> 10 ml Routine PC12 Zellkulturmedium, um die Trypsin-EDTA zu inaktivieren. </li><li> Mit einer 10 ml Pipette, verreiben sanft gleichzeitig aber dafür sorgen, dass die meisten Zellen vom Boden gelöst sind of den Kolben. Vermeidung von Luftblasen in der Zellsuspension zu schaffen. </li><li> Mit dem gleichen 10 ml Pipette die Zellsuspension in ein 50 ml Zentrifugenröhrchen. </li><li> Zentrifugieren Sie für 1 min bei 3.200 xg </li><li> Entsorgen Sie den Überstand mit einer Pipette Pasteur, während darauf geachtet nicht das Pellet zu stören. </li><li> 10 ml Routine PC12 Zellkulturmedium mit einer 10 ml Pipette. Hinweis: Dieses Volumen eingestellt werden kann, wenn das Pellet ungewöhnlich klein oder groß ist. </li><li> Man reibt mit dem gleichen 10 ml Pipette das Pellet zu homogenisieren. PC12-Zellen verklumpen oft zusammen, so dass mindestens 20 Pipettieren und downare notwendig. HINWEIS: Während kräftige Verreiben notwendig ist, vermeiden Sie Luftblasen in der Zellsuspension zu schaffen. </li><li> In einem 1,5-ml-Röhrchen, eine geeignete Verdünnung der Zellsuspension in Trypanblau vorzubereiten. Zählen Sie die Zellen unter Verwendung einer Zählkammer nach zuvor festgelegten Protokollen 74. </li><li> In einem separaten 50-ml-Röhrchen, teilen Sie die Zellsuspensionmit PC12 Differenzierungsmedium eine verdünnte Zellsuspension geeignet für Aussaat Brunnen von einer 24-Well - Platte (30.000 ¢ / cm 2, 0,6 ml pro Vertiefung gemäß dem Protokoll des Herstellers) zu erhalten. HINWEIS: Die 24-Well - Platte muss vorher mit Kollagen beschichtet werden , wie 75 von zuvor festgelegten Protokolle festgelegt wurden . </li><li> 0,6 ml der Zellsuspension verteilen pro Vertiefung einer Mikropipette. </li><li> Wenn alle Vertiefungen ausgesät sind, schaukeln sie die Platte wie in Schritt 1.1.7). </li><li> Die richtige Differenzierung von PC12 - Zellen zu ermöglichen, bei 37 ° C in einem 5% CO 2 feuchten Atmosphäre in PC12 Differenzierungsmedium 15,16 die 24-Well - Platten für 7-9 Tage brüten vor Co-Kulturexperimente durchgeführt werden . </li><li> Führen jeden zweiten Tag Mediums ändert die Hälfte der Flüssigkeit entfernt und mit einem gleichen Volumen von frischem PC12 Differenzierungsmedium ersetzt. </li></ol></li><li> Aussäen N9 Mikroglia in den Einsätzen und der Behandlung mit LPS <ol><li> Einen Tag vor der Co-Kultur-Experimente durchführen, vorzubehandeln PTFE 0,4 um Poreneinsätze mit Routine N9 Zellkulturmedium die Zellhaftung zu optimieren, folgende Schritte 1.1.1) bis 1.1.4) </li><li> Warm Routine N9 Zellkulturmedium und Trypsin-EDTA in einem 37 ° C Wasserbad. </li><li> Inzwischen wiegen etwa 10 mg LPS in einem 1,5-ml-Röhrchen für eine spätere Verwendung. HINWEIS: Da LPS ist ein potenter proinflammatorischer Endotoxin und erfordert besondere Sicherheitsvorkehrungen, Brille, Handschuhe und ein einatmen werden dringend empfohlen. </li><li> Verwenden Sie N9 Zellen bei 80-90% Konfluenz aus einem 75 cm 2 Kolben. </li><li> Führen Sie die Schritte 2.1.3) bis 2.1.14). Verwenden Sie immer Routine N9 Zellkulturmedium anstelle von Routine PC12 Zellkulturmedium. Beachten Sie auch, dass N9 Mikroglia nicht verklumpen, so viel wie PC12-Zellen zu tun, so dass weniger Pipettieren nach oben und unten kann in Schritt 2.1.13) erforderlich sein. </li><li> In einem separaten 50-ml-Röhrchen, teilen Sie die Zellsuspension mit N9 Zellkulturmedium zu obtain einer verdünnten Zellsuspension geeignet für Aussaat Einsätze konzipiert in 24-Well - Platten (60.000 ¢ / cm 2, 0,05 ml pro Einsatz nach dem Protokoll des Herstellers, für Membranoberfläche , Hersteller Informationen) zu halten. ANMERKUNG: Diese Einsätze sind bereits mit Kollagen vom Hersteller beschichtet und für Zelladhäsion optimiert. </li><li> mit einer Mikropipette 0,05 ml der Zellsuspension pro Platte verteilen. </li><li> Wenn alle Einsätze ausgesät sind, schaukeln sie die Platte wie in Schritt 1.1.7). </li><li> Führen Reihenverdünnungen von LPS N9 Behandlungsmedium unter Verwendung von 4 &amp; mgr; g / ml zu erhalten, 2 ug / ml und 1 ug / ml Arbeitslösungen. </li><li> Pipette 0,05 ml der 4 ug / ml Arbeitslösung in einem der Satz von Einsätzen, um eine endgültige Verdünnung von 2 pg / ml zu ergeben. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 2.2.10) für die beiden anderen Arbeitslösungen in verschiedenen Sätzen Einsätzen, wodurch man Endverdünnungen von 1 ug / ml und 0,5 ug / ml. </li><li> Imcubate die Platten , die Einsätze für 24 h bei 37 ° C in einem 5% CO 2 enthaltenden feuchten Atmosphäre N9 Mikroglia - Aktivierung mit LPS zu ermöglichen , bevor die Co-Kultur - Experimente durchführt. </li></ol></li><li> Co-Kultivierung von neuronalen PC12-Zellen mit N9 Mikroglia <ol><li> An 7-9 Tagen von PC12-Zellen differenzieren, aktivieren Sie die N9 Mikroglia nach 24 Stunden Inkubation mit LPS durch warme N9 Behandlungsmedium und PC12 Behandlungsmedium in einem 37 ° C Wasserbad. </li><li> Führen Sie eine Gesamtmediumwechsel für N9 Mikroglia, wie in Schritt 1.3), das gesamte verwendete Medium durch 0,1 ml N9 Behandlungsmedium zu ersetzen. Tun Sie dies für alle insert.This ist notwendig, um alle Spuren von LPS zu entfernen, nur dann aktiviert N9 Mikroglia in den Einsätzen zu verlassen. </li><li> Führen Sie eine Gesamtmediumwechsel für neuronale PC12-Zellen, wie in Schritt 1.4). Übertragen , um die Einsätze in die 24-Well - Platten , wie in Schritt 1.5) .Incubate die N9-PC12 Kokulturen für 24 h oder 48 h bei 37 ° C in einem 5% CO 2 feuchten Atmosphäre. </li><li> nach 24h oder 48 h, ernten Sie den Überstand und / oder die auf Zytotoxizität, Enzyme Linked Immuno Assay (ELISA), Western Blot oder andere Tests. </li></ol></li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Der kritischste Schritt jedes Einsatzes Kokultursystem Experiment verweilt tatsächlich in der richtigen Einsatz Wahl zu verwenden. Die Porengröße und Membranmaterial muss in gründliche Rechnung getragen werden, ohne zu vergessen, die Art der Zellen zu betrachten, und der Zweck des Experiments ausgesät werden. Beispielsweise Kontaktchemotaktische Assays können die gleiche Art von Membran als Zell Kokulturen verwenden, um Zellverhalten Modulationen analysieren induziert durch sekretierte lösliche Faktoren in Abwese...

Die Untersuchung von Geweben, Organen oder Systemen in vitro ist ein Versuch , die sehr komplexen Beziehungen zwischen den verschiedenen Zellsubtypen bestehenden zu vereinfachen , die mehrzellige Organismen umfassen. Tatsächlich in - vitro - Studien ermöglichen es , ein detailliertes Verständnis der einzelnen Zellpopulationen zu erwerben. Es gibt zwei Hauptvorteile von in vitro Experimenten Durchführung: 1) zellulare Wechselwirkungen reduziert, und 2) die Fähigkeit, leicht die zelluläre Umgebung manipulieren. Daher haben diese beiden Vorteile erlaubt, das Verhalten von spezifischen Zelltypen in vivo vorherzusagen, zu der Fähigkeit führen Ergebnisse der extrinsischen Einflüsse in ganzen Organismen zu regulieren. In diesem Sinne arbeitet in - vitro - Zellkultur oft als Brücke zwischen Grund- und Lebenswissenschaften angewendet. Dennoch gibt auch mehrere Nachteile der Arbeit in vitro sind, die wichtigste ist , daß eine gewisse Vorbehalte in der physiologischen wohnenal Relevanz der beobachteten Phänotypen. Tatsächlich, wenn ein Zelltyp ist, in einem Gefäß aufgewachsen, die Kultur verliert, in unterschiedlichem Umfang, dessen Zell-Zell-Verbindungen mit anderen Zelltypen, ihren Beitrag zur humoralen Umgebung aus dem Gewebe und Herkunftsorganismus und den Anker innerhalb das Gewebe, das es ermöglicht, eine bestimmte dreidimensionale Struktur manchmal entscheidend für die Zellfunktion aufrecht zu erhalten. Die Frage nach der Zell-Zell-Beziehungen wurde durch die Entwicklung der Mischkultur-Techniken gerichtet. In diesem Verfahren werden zwei oder mehr Zellpopulationen miteinander in dem gleichen Kulturgefäß gezüchtet. Allerdings tragen diese Mischkulturen wichtige Nachteile. Einerseits nicht physisch miteinander in dem Ursprungsgewebe und verlassen sich ausschließlich auf parakrine Kommunikations getragen von sezernierten löslichen Faktoren und in der Nähe Rezeptoren interagieren einige Zellsubtypen. Dies ist der Fall für mehrere entzündliche Prozesse, die auf proximalen Cytokine Signaling abhängen. In gemischten cultures, physikalische Wechselwirkungen sind unvermeidbar und es unmöglich machen, parakrine Kommunikation in Abwesenheit von Zell-Zell-Kontakte zu studieren, die veränderten Ergebnisse liefern kann. Auf der anderen Seite wird, ohne die Verwendung von ätzenden Trenntechniken undurchführbar zellspezifische Interpretationen aus einer gemischten Population zu erzielen, die deutlich Ergebnisse beeinflussen könnten. Um diese wichtige Probleme zu lösen, wurde die Verwendung von konditionierten Medien wurden als eine Technik entwickelt, so dass für compartmentalized Kulturen und das Studium der parakrinen Signalisierung. Dieses Verfahren erfordert den Transfer des Überstands eines Zelltyps, so konditionierte Medium benannte in die Vertiefungen einer anderen Population von Zellen enthält. Noch ein wichtiger Nachteil ist, dass kurzlebige Moleküle überleben nicht lange genug in dem konditionierten Medium zu den Vertiefungen der zweiten Population von Zellen zu übertragen. Auch langlebige Moleküle stark im Laufe der Zeit wird durch Diffusion verdünnt. Außerdem sind sowohl ZellPopulationen teilnehmen nur in einer Richtung parakrine Kommunikation statt in aktive bidirektionale Kommunikation. Dies führt zur Abwesenheit von Rückkopplungssignalisierung , die in Neuer genaue vielzelligen Beziehungen wichtig ist , da sie in vivo existieren. Als Folge und durch die Notwendigkeit , in der in vitro Zellumgebung haben , um besser simulieren die ursprünglichen in - vivo - Bedingungen angetrieben wird , mehrere Fortschritte in der Zellkulturtechniken wurden im Lauf der Jahre erreicht. Einer der bedeutendsten Fortschritte hat Kompartimentierung Zellkulturen, die Verwendung von durchlässigen Träger mit mikroporösen Membranen wurden zum ersten Mal von Grobstein 1953 1 verwendet. Solche permeable Träger über die Jahre zugeschnitten wurden zahlreiche Zelltypen zu unterstützen und zu verwende in verschiedenen Anwendungen. Heute existieren diese Träger als Hohl Einsätzen, die in den Vertiefungen von einer Multi-Well-Gewebekulturplatte ruhen sollen oder in circular Speisen. In einem Co-Kultursystem, enthält der Einsatz einen Zelltyp , während die Vertiefung oder Schale enthält die anderen Zellpopulation, um den Beitrag von zwei verschiedenen Populationen von Zellen auf ihrer humoralen Umgebung zu studieren ermöglicht (Figur 1). Als Ergebnis erhalten bleibt Zellpolarität (basolaterale vs apikal Sekretion oder Signalempfang), so dass Einsatz Co-Kultur-Systeme einen wichtigen Vorteil gegenüber Mischkulturen und konditioniertes Medium Techniken verleihen. Verschiedene Arten von Membranmaterialien zur Verfügung, die gebräuchlichsten sind Polyester (PET), Polycarbonat (PC) oder Polytetrafluorethylen (PTFE) mit Kollagen beschichteten und sie existieren in verschiedenen Porengrößen von 0,4 &amp; mgr; m bis 12,0 &amp; mgr; m reichen. Diese Sorten von Materialien und Porengrößen bieten ein Spektrum von Einsätzen variable relevanten Merkmale optischen Eigenschaften, Membrandicke und Zellhaft ausübt, die sie praktisch auf unterschiedlichen Ebenen für den folgenden machen Verwendungen nicht beschränkt auf: -studyingZelldifferenzierung, die embryonale Entwicklung, Tumormetastasen und Wundreparatur durch chemotaktische Assays durchlässige Membranen; -Bewertung Wirkstoffpenetration durch den Transport durch epitheliale oder endotheliale Monolayern Beurteilung kultiviert auf durchlässigen Träger, und; -Beim Ausführen Zelle Kokulturen Modulationen Zellverhalten, induziert durch sekretierte lösliche Faktoren in Abwesenheit von Zell-Zell-Kontakt zu analysieren. Der Zweck dieses Artikels ist allgemeinen methodischen Richtlinien beschreiben die dritte Funktion oben angegeben zu erfüllen, die die zelluläre Veränderungen von sezernierten löslichen Faktoren in Abwesenheit von Zell-Zell-Kontakt unter Verwendung eines Einsatzes Co-Kultursystem vermittelt zu bewerten ist. Mehrere verschiedene Forschungsbereiche nutzen Einsatz Co-Kultursystemen, um Fragen, die die Wirkung von sekretierten löslichen Faktoren auf Populationen von Zellen zu beantworten. Tatsächlich parakrine Signalisierung, die auf verschiedenen Ebenen Zellverhalten moduliert ist relevant in allen Gewebenund Systeme, die Insert-Co-Kultursystemen macht unentbehrliche Fortschritte in diesen Bereichen zu gewährleisten. Umgekehrt kann die Verwendung von Einsätzen, welche die Signaltransduktion bestätigen ist durch direkte Zell-Zell-Kontakt und nicht durch sekretierte Faktoren. Eine der wichtigsten Anwendungen von Einsätzen ist in Entzündungsstudien 2-14 , wo der Effekt von sekretierten Zytokinen in verschiedenen zellulären Immunität Spieler ausgewertet wird. Insbesondere hat die Untersuchung der Entzündung im zentralen Nervensystem (ZNS) profitiert sehr von Insert Kokultur Studien, die besser erlaubt haben , die zu dem unterscheidbaren parakrine Funktionen von Neuronen und Mikroglia Definition in 15-21 neuroinflammation fahren. Diese Systeme wurden auch die entzündungshemmende Potential von Molekülen zu untersuchen entwickelt , die auf ihrer Fähigkeit beruht zu verringern oder die Sekretion von entzündungsfördernden Faktoren 22-26 hemmen. Betreffend Forschung insbesondere zur Krebs 27-31, die zugrunde liegenden Mechanismen der Angiogenese 32-34 und inflammatiauf 35-42 in tumorigenesis, profitiert auch von Insert - Co-Kultursystemen. Darüber hinaus sind lösliche Faktoren von zentraler Bedeutung in den Prozessen , die verwendet wurden Einsätze Differenzierung und mehrere Studien treiben 43-50 Fragen in diesem speziellen Bereich zu beantworten. Im ZNS, wie Nervengewebe zu sehen , hat eine sehr begrenzte Erneuerungspotential, das Studium der neurotrophism und Neuroprotektion ist von grundlegender Bedeutung und 51-56 durch die Verwendung von Stammzellen in Kokultur Systemen weit sichergestellt ist. Darüber hinaus Einsätze sind auch in so unterschiedlichen Bereichen wie der Nephrologie 57,58, endotheliale Wechselwirkungen und Angiogenese 59-62, Apoptose Signalgebung 63-65, Entzündung bei Adipositas und metabolisches Syndrom 22,23,66-67, Innenohrhaarzellschutz genutzt 68,69 und sogar in Pilz Virulenz 70,71 und Parasitologie 72,73. Dieser Artikel bietet allgemeine methodische Leitlinien, um eine Experim einzurichtenent angesichts von sezerniert löslichen Faktoren unter Verwendung eines Einsatzes Co-Kultursystem vermittelte zelluläre Veränderungen zu bewerten. Insbesondere werden wir unsere Aufmerksamkeit auf die Nervenzelle Co-Kulturen und deren Anwendung bei der Untersuchung neuroinflammatorische Prozess konzentrieren. das sehr breite Spektrum von Experimenten gegeben, die Piloten ermöglichen, einfügt, ist es unerträglich, jeden Aspekt dieser Zellkulturtechnik zu decken. Als Beispiel für ein bestimmtes Protokoll die Wirkungen von Zytokinen sezerniert messen Lipopolysaccharid (LPS) -aktivierten wird N9 Mikroglia auf neuronale PC12-Zellen detailliert, ein konkretes Verständnis der Einsatz Kokultur Methodologie bietet.

<table><tbody><tr><td>RPMI-1640 medium</td><td>Sigma</td><td>R8755</td><td>Warm in 37 &amp;deg;C water bath before use</td></tr><tr><td>Dulbecco&amp;rsquo;s Modified Eagle&amp;rsquo;s Medium/Nutrient Mixture F-12 Ham</td><td>Sigma</td><td>D6421</td><td>Warm in 37 &amp;deg;C water bath before use, must be supplemented with 0.365 gm/L L-glutamine</td></tr><tr><td>Horse serum</td><td>ATCC</td><td>30-2040</td><td>Warm in 37 &amp;deg;C water bath before use</td></tr><tr><td>Fetal bovine serum</td><td>MultiCell</td><td>80350</td><td>Warm in 37 &amp;deg;C water bath before use</td></tr><tr><td>Nerve Growth Factor-7S from murine submaxillary gland</td><td>Sigma</td><td>N0513</td><td>Reconstitute the lyophilized powder in a solution of buffered saline or tissue culture medium containing 0.1&amp;ndash;1.0% bovine serum albumin or 1-10% serum</td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA solution</td><td>Sigma</td><td>T3924</td><td>Warm in 37 &amp;deg;C water bath before use</td></tr><tr><td>Lipopolysaccharides from&amp;nbsp;Escherichia coli&amp;nbsp;055:B5</td><td>Sigma</td><td>L2880</td><td>Toxic</td></tr><tr><td>Cell culture inserts for use with 24-well plates</td><td>BD Falcon</td><td>353095</td><td>0.4 &amp;mu;m pores</td></tr><tr><td>24-well plates</td><td>TrueLine</td><td>TR5002</td><td>Coat with collagen before use</td></tr><tr><td>Routine PC12 cell culture medium</td><td></td><td></td><td>Routine N9 cell culture medium</td></tr><tr><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 85% RPMI medium</td><td></td><td></td><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 90% DMEM-F12 medium</td></tr><tr><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 10% heat-inactivated horse serum</td><td></td><td></td><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 10% heat-inactivated horse serum</td></tr><tr><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 5% heat-inactivated fetal bovine serum</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PC12 differentiation medium</td><td></td><td></td><td>N9 treatment medium</td></tr><tr><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 99% RPMI medium</td><td></td><td></td><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 99% DMEM-F12 medium</td></tr><tr><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 1% heat-inactivated fetal bovine serum</td><td></td><td></td><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 1% heat-inactivated fetal bovine serum</td></tr><tr><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 50 ng/mL nerve growth factor</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PC12 treatment medium</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 99% RPMI medium</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>-&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; 1% heat-inactivated fetal bovine serum</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

development of an insert co-culture system of two cellular types in the absence of cell-cell contact

The role of secreted soluble factors in the modification of cellular responses is a recurrent theme in the study of all tissues and systems. In an attempt to make straightforward the very complex relationships between the several cellular subtypes that compose multicellular organisms, in vitro techniques have been developed to help researchers acquire a detailed understanding of single cell populations. One of these techniques uses inserts with a permeable membrane allowing secreted soluble factors to diffuse. Thus, a population of cells grown in inserts can be co-cultured in a well or dish containing a different cell type for evaluating cellular changes following paracrine signaling in the absence of cell-cell contact. Such insert co-culture systems offer various advantages over other co-culture techniques, namely bidirectional signaling, conserved cell polarity and population-specific detection of cellular changes. In addition to being utilized in the field of inflammation, cancer, angiogenesis and differentiation, these co-culture systems are of prime importance in the study of the intricate relationships that exist between the different cellular subtypes present in the central nervous system, particularly in the context of neuroinflammation. This article offers general methodological guidelines in order to set up an experiment in order to evaluating cellular changes mediated by secreted soluble factors using an insert co-culture system. Moreover, a specific protocol to measure the neuroinflammatory effects of cytokines secreted by lipopolysaccharide-activated N9 microglia on neuronal PC12 cells will be detailed, offering a concrete understanding of insert co-culture methodology.

Die Verwendung von Einsatz Co-Kultursystemen ist besonders relevant bei der Untersuchung von neuroinflammatorischen Prozesse, die parakrine Beziehungen zwischen verschiedenen zellulären Spieler des ZNS zeigen. Immunität im ZNS erfolgt in erster Linie von den ansässigen Zellen genannt Mikroglia, die ihre Umwelt in ihrem Ruhezustand verästelten (2A) zu überwachen und sind von Sensorstörungen fähig das könnte Probleme der sehr wertvollen Homöostase notwendig für d...

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Development of an Insert Co-culture System of Two Cellular Types in the Absence of Cell-Cell Contact

In multicellular organisms, secreted soluble factors elicit responses from different cell types as a result of paracrine signaling. Insert co-culture systems offer a simple way to assess the changes mediated by secreted soluble factors in the absence of cell-cell contact.

Entwicklung eines Insert Co-Kultursystem von zwei Cellular Typen in der Abwesenheit von Zell-Zell-Kontakt

The role of secreted soluble factors in the modification of cellular responses is a recurrent theme in the study of all tissues and systems. In an attempt ...

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A Mimic of the Tumor Microenvironment: A Simple Method for Generating Enriched Cell Populations and Investigating Intercellular Communication

Understanding the early heterotypic interactions between cancer cells and the surrounding non-cancerous stroma is important in elucidating the events leading to stromal activation and establishment of the tumor microenvironment (TME). Several in vitro and in vivo models of the TME have been developed; however, in general these models do not readily permit isolation of individual cell populations, under non-perturbing conditions, for further study. To circumvent this difficulty, we have employed an in vitro TME model using a cell growth substrate consisting of a permeable microporous membrane insert that permits simple generation of highly enriched cell populations grown intimately, yet separately, on either side of the insert&#39;s membrane for extended co-culture times. Through use of this model, we are capable of generating greatly enriched cancer-associated fibroblast (CAF) populations from normal diploid human fibroblasts following co-culture (120 hr) with highly metastatic human breast carcinoma cells, without the use of fluorescent tagging and/or cell sorting. Additionally, by modulating the pore-size of the insert, we can control for the mode of intercellular communication (e.g., gap-junction communication, secreted factors) between the two heterotypic cell populations, which permits investigation of the mechanisms underlying the development of the TME, including the role of gap-junction permeability. This model serves as a valuable tool in enhancing our understanding of the initial events leading to cancer-stroma initiation, the early evolution of the TME, and the modulating effect of the stroma on the responses of cancer cells to therapeutic agents.

We adapted a permeable microporous membrane insert to mimic the tumor microenvironment (TME). The model consists of a mixed cell culture, allows simplified generation of highly enriched individual cell populations without using fluorescent tagging or cell sorting, and permits studying intercellular communication within the TME under normal or stress conditions.

Ein Mimic des Tumor-Microenvironment: Eine einfache Methode für Enriched Zellpopulationen Generierung und Untersuchung der interzellulären Kommunikation

Understanding the early heterotypic interactions between cancer cells and the surrounding non-cancerous stroma is important in elucidating the events ...

Forschung

Krebsforschung

Cell Co-culture Patterning Using Aqueous Two-phase Systems

Cell patterning technologies that are fast, easy to use and affordable will be required for the future development of high throughput cell assays, platforms for studying cell-cell interactions and tissue engineered systems. This detailed protocol describes a method for generating co-cultures of cells using biocompatible solutions of dextran (DEX) and polyethylene glycol (PEG) that phase-separate when combined above threshold concentrations. Cells can be patterned in a variety of configurations using this method. Cell exclusion patterning can be performed by printing droplets of DEX on a substrate and covering them with a solution of PEG containing cells. The interfacial tension formed between the two polymer solutions causes cells to fall around the outside of the DEX droplet and form a circular clearing that can be used for migration assays. Cell islands can be patterned by dispensing a cell-rich DEX phase into a PEG solution or by covering the DEX droplet with a solution of PEG. Co-cultures can be formed directly by combining cell exclusion with DEX island patterning. These methods are compatible with a variety of liquid handling approaches, including manual micropipetting, and can be used with virtually any adherent cell type.

Aqueous two-phase systems were used to simultaneously pattern multiple populations of cells. This fast and easy method for cell patterning takes advantage of the phase separation of aqueous solutions of dextran and polyethylene glycol and the interfacial tension that exists between the two polymer solutions.

Zelle Co-Kultur Strukturierung mit wässrigen Zwei-Phasen-Systeme

Cell patterning  technologies that are fast, easy to use and affordable will be required for the  future development of high throughput cell assays, ...

Biotechnik

Ultrathin Porated Elastic Hydrogels As a Biomimetic Basement Membrane for Dual Cell Culture

The basement membrane is a critical component of cellular bilayers that can vary in stiffness, composition, architecture, and porosity. In vitro studies of endothelial-epithelial bilayers have traditionally relied on permeable support models that enable bilayer culture, but permeable supports are limited in their ability to replicate the diversity of human basement membranes. In contrast, hydrogel models that require chemical synthesis are highly tunable and allow for modifications of both the material stiffness and the biochemical composition via incorporation of biomimetic peptides or proteins. However, traditional hydrogel models are limited in functionality because they lack pores for cell-cell contacts and functional in vitro migration studies. Additionally, due to the thickness of traditional hydrogels, incorporation of pores that span the entire thickness of hydrogels has been challenging. In the present study, we use poly-(ethylene-glycol) (PEG) hydrogels and a novel zinc oxide templating method to address the previous shortcomings of biomimetic hydrogels. As a result, we present an ultrathin, basement membrane-like hydrogel that permits the culture of confluent cellular bilayers on a customizable scaffold with variable pore architectures, mechanical properties, and biochemical composition.

Current bilayer culture models do not allow for functional in vitro studies that mimic in vivo microenvironments. Using polyethylene glycol and a zinc oxide templating method, this protocol describes the development of an ultrathin biomimetic basement membrane with tunable stiffness, porosity, and biochemical composition that closely mimics in vivo extracellular matrices.

Ultradünne derzei-elastischen Hydrogele als eine biomimetische Basalmembran für Dual Zellkultur

The basement membrane is a critical component of cellular bilayers that can vary in stiffness, composition, architecture, and porosity. In vitro studies ...

A Co-culture Method to Investigate the Crosstalk Between X-ray Irradiated Caco-2 Cells and PBMC

The protocol adopted in this work aims at unraveling how X-rays perturb the functioning of the intestinal barrier, focusing on the interplay between colorectal tumor cells and the immune system. Colorectal carcinoma is among the most common type of cancer, typically treated by surgery, chemotherapy, and radiotherapy. Advantages of radiotherapy in targeting the tumor are well known. However, even limited exposures of healthy tissues are of great concern, particularly regarding the effects on the intestinal barrier and the immune system. The adopted setup allows to study the interplay between two cell populations in a condition more similar to the physiological one, when compared to normal cell cultures. For this purpose, we resort to different techniques and we used an in vitro co-culture model, based on Caco-2 cells differentiated as a monolayer and PBMC, sharing the same culture medium. This protocol has been developed to focus on both macroscopic effects, i.e. cell viability and Trans-Epithelial Electrical Resistance (TEER), and, through western blot, molecular alterations, i.e. the activation of inflammatory pathway in immune cells and the tight junction protein expression in Caco-2 cells. Initial evaluation of radiation effects on Caco-2 cell viability was assessed via the 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide (MTT) and Trypan blue assays, while TEER was measured at fixed time intervals through an ohmmeter specifically designed for co-culture systems. In this way, the effects due to radiation, the presence of Peripheral Blood Mononuclear Cells (PBMC), and eventually their synergistic effect, can be demonstrated. Through these complementary techniques, we observed a high radio-resistance of Caco-2 within the range of 2 - 10 Gy of X-rays and an increased Caco-2 monolayer permeability when PBMCs were added. In particular, PBMC presence was found to be associated with the variation in the tight junction scaffold proteins expression.

We present a protocol to investigate the crosstalk between X-ray-irradiated Caco-2 and peripheral blood mononuclear cells (PBMC). The protocol starts with Caco-2 irradiation and set-up of the co-culture with PBMC; subsequently, trans-epithelial electrical resistance is measured regularly over 48 h and western blot performed in both Caco-2 and PBMC.

Eine Kokulturen Methode zu untersuchen, das Übersprechen zwischen den x-ray bestrahlten Caco-2 Zellen und PBMC

The protocol adopted in this work aims at unraveling how X-rays perturb the functioning of the intestinal barrier, focusing on the interplay between ...

Immunologie und Infektion

Establishing Single-Cell Based Co-Cultures in a Deterministic Manner with a Microfluidic Chip

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases including cancer. However, it is challenging to clarify the complex mechanism of intercellular interactions in highly heterogeneous cell populations using conventional co-culture systems because the heterogeneity of the cell subpopulation is obscured by the average values; the conventional co-culture systems can only be used to describe the population signal, but are incapable of tracking individual cells behavior. Furthermore, conventional single-cell experimental methods have low efficiency in cell manipulation because of the Poisson distribution. Microfabricated devices are an emerging technology for single-cell studies because they can accurately manipulate single cells at high-throughput and can reduce sample and reagent consumption. Here, we describe the concept and application of a microfluidic chip for multiple single-cell co-cultures. The chip can efficiently capture multiple types of single cells in a culture chamber (~46%) and has a sufficient culture space useful to study the cells&#39; behavior (e.g., migration, proliferation, etc.) under cell-cell interaction at the single-cell level. Lymphatic endothelial cells and oral squamous cell carcinoma were used to perform a single-cell co-culture experiment on the microfluidic platform for live multiple single-cell interaction studies.

This report describes a microfluidic chip-based method to set up a single cell culture experiment in which high-efficiency pairing and microscopic analysis of multiple single cells can be achieved.

Etablierung von Single-Cell-basierten Kokulturen auf deterministischem Weg mit einem mikrofluidischen Chip

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases ...

Migration, Chemo-Attraction, and Co-Culture Assays for Human Stem Cell-Derived Endothelial Cells and GABAergic Neurons

Role of brain vasculature in nervous system development and etiology of brain disorders is increasingly gaining attention. Our recent studies have identified a special population of vascular cells, the periventricular endothelial cells, that play a critical role in the migration and distribution of forebrain GABAergic interneurons during embryonic development. This, coupled with their cell-autonomous functions, alludes to novel roles of periventricular endothelial cells in the pathology of neuropsychiatric disorders like schizophrenia, epilepsy, and autism. Here, we have described three different in vitro assays that collectively evaluate the functions of periventricular endothelial cells and their interaction with GABAergic interneurons. Use of these assays, particularly in a human context, will allow us to identify the link between periventricular endothelial cells and brain disorders. These assays are simple, low cost, and reproducible, and can be easily adapted to any adherent cell type.

We present three simple in vitro assays-the long-distance migration assay, the co-culture migration assay, and chemo-attraction assay-that collectively evaluate the functions of human stem cell derived periventricular endothelial cells and their interaction with GABAergic interneurons.

Migration, Chemo-Attraktion und Co-Culture-Assays für menschliche Stammzell-abgeleitete Endothelzellen und GABAerge Neuronen

Role of brain vasculature in nervous system development and etiology of brain disorders is increasingly gaining attention. Our recent studies have ...

Neurowissenschaften

<meta charset="utf8"></head><body>Fortschrittliches zweischichtiges 3D-Co-Kultursystem für Epithel- und Fibroblastenzellen

Establishing a Three-Dimensional Coculture Module of Epithelial Cells Using Nanofibrous Membranes

Technical hurdles in a culture of epithelial cells include dedifferentiation and loss of function. Biomimetic three-dimensional (3D) cell culture methods can enhance cell culture efficiency. This study introduces an advanced two-layered culture system intended to cultivate epithelial cells as tissue-like layers with the culture of fibroblasts within a 3D environment. Polyvinyl alcohol (PVA) and poly(&#949;-caprolactone) (PCL) nanofibrous membranes (NMs) were fabricated via electrospinning and utilized as a physiologically relevant extracellular matrix for the culture of epithelial cells and fibroblasts, respectively. In the upper insert wells, lung epithelial cells were cultivated on the PVA NM, and in the lower chambers, fibroblasts were cultured on the PCL NM. This configuration eliminates direct cell-cell contact and facilitates the examination of paracrine signaling mediated by soluble factors. Confocal microscopy was employed to analyze the distribution, growth pattern, and expression of intracellular proteins, including zona occludens in epithelial cells. Z-stacking techniques enabled detailed 3D reconstructions, providing precise insights into the integrity of tight junctions and spatial organization within the epithelial layer. Scanning electron microscopy (SEM) assessed the morphological characteristics of cell types on the nanofibrous membranes. SEM imaging revealed intricate cell surface structures and interactions with the nanofibers, offering a comprehensive perspective on cellular architecture and cell interaction with nanofibrous structure. The Cell Counting Kit-8 (CCK-8) assay is a simple method for measuring epithelial cell and fibroblast growth rates over time. It provides the proliferative behaviors and potential synergistic effects of coculturing these cells. These findings highlight the effectiveness of a simple insert co-culture system for simultaneous culture of fibroblasts and epithelial cells, which is crucial in various physiological and pharmacological contexts, including epithelial tissue regeneration, tumor microenvironment with endothelial, immune, and other stroma cells, toxicity assay, and drug activity test.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Weiterentwicklung von 3D-Cokultur-Systemen mit nanofaserigen PVA-PCL-Membranen

Here, we demonstrate how epithelial cells cultured with fibroblasts in the nanofibrous membrane-based two-layer system can stably adhere to and grow on the membrane.

Etablierung eines dreidimensionalen Kokulturmoduls von Epithelzellen unter Verwendung nanofaseriger Membranen

Technical hurdles in a culture of epithelial cells include dedifferentiation and loss of function. Biomimetic three-dimensional (3D) cell culture methods ...

An Innovative 3D-Printed Insert Designed to Enable Straightforward 2D and 3D Cell Cultures

The classical analyses of indirect communication between different cell types necessitate the use of conditioned media. Moreover, the production of conditioned media remains time-consuming and far from physiological and pathological conditions. Although a few models of co-culture are commercially available, they remain restricted to specific assays and are mostly for two types of cells. 
Here, 3D-printed inserts are used that are compatible with numerous functional assays. The insert allows the separation of one well of a 6-well plate into four compartments. A wide range of combinations can be set. Moreover, windows are designed in each wall of the compartments so that potential intercellular communication between every compartment is possible in the culture medium in a volume-dependent manner. For example, paracrine intercellular communication can be studied between four cell types in monolayer, in 3D (spheroids), or by combining both. In addition, a mix of different cell types can be seeded in the same compartment in 2D or 3D (organoids) format. The absence of a bottom in the 3D-printed inserts allows the usual culture conditions on the plate, possible coating on the plate containing the insert, and direct visualization by optical microscopy. The multiple compartments provide the possibility to collect different cell types independently or to use, in each compartment, different reagents for RNA or protein extraction. In this study, a detailed methodology is provided to use the new 3D-printed insert as a co-culture system. To demonstrate several capacities of this flexible and simple model, previously published functional assays of cell communication were performed in the new 3D-printed inserts and were demonstrated to be reproducible. The 3D-printed inserts and the conventional cell culture using conditioned media led to similar results. In conclusion, the 3D-printed insert is a simple device that can be adapted to numerous models of co-cultures with adherent cell types.

In this paper, a newly designed 3D-printed insert is presented as a model of co-culture and validated through the study of the paracrine intercellular communication between endothelial cells and keratinocytes.

Ein innovativer 3D-gedruckter Einsatz, der für einfache 2D- und 3D-Zellkulturen entwickelt wurde

The classical analyses of indirect communication between different cell types necessitate the use of conditioned media. Moreover, the production of ...

Entwicklung eines Insert Co-Kultursystem von zwei Cellular Typen in der Abwesenheit von Zell-Zell-Kontakt

Zusammenfassung

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Ein Mimic des Tumor-Microenvironment: Eine einfache Methode für Enriched Zellpopulationen Generierung und Untersuchung der interzellulären Kommunikation

Zelle Co-Kultur Strukturierung mit wässrigen Zwei-Phasen-Systeme

Ultradünne derzei-elastischen Hydrogele als eine biomimetische Basalmembran für Dual Zellkultur

Eine Kokulturen Methode zu untersuchen, das Übersprechen zwischen den x-ray bestrahlten Caco-2 Zellen und PBMC

Etablierung von Single-Cell-basierten Kokulturen auf deterministischem Weg mit einem mikrofluidischen Chip

Migration, Chemo-Attraktion und Co-Culture-Assays für menschliche Stammzell-abgeleitete Endothelzellen und GABAerge Neuronen

Etablierung eines dreidimensionalen Kokulturmoduls von Epithelzellen unter Verwendung nanofaseriger Membranen

Etablierung eines dreidimensionalen Kokulturmoduls von Epithelzellen unter Verwendung nanofaseriger Membranen

Etablierung eines dreidimensionalen Kokulturmoduls von Epithelzellen unter Verwendung nanofaseriger Membranen

Ein innovativer 3D-gedruckter Einsatz, der für einfache 2D- und 3D-Zellkulturen entwickelt wurde