This work was funded by a Natural Sciences and Engineering Research Council (NSERC) Canada grant to MGM. JR is a NSERC-Vanier student fellow.

NB: Ciascuna delle seguenti operazioni deve essere eseguita in condizioni sterili in una cappa a flusso laminare come richiesto per colture cellulari di mammifero. Inoltre, le linee guida generali per la coltivazione ottimale delle cellule sterili si applicano, ad esempio., Scartando consigli ogni volta che possono portare a contaminazione incrociata, riducendo la quantità di cellule di tempo sono esposti all&#39;aria durante l&#39;esecuzione di interi cambiamenti dei media, correttamente, ma con delicatezza mescolando sospensioni cellulari per garantire la loro dispensazione omogeneo, ecc Inoltre, gli inserti sono una sorta di plasticware che richiedono un trattamento speciale. In primo luogo, ogni volta che gli inserti sono manipolati, evitare di toccare la membrana fragile, che strappa facilmente e potrebbe quindi compromettere l&#39;esperimento. Inoltre, non è adatto per eseguire l&#39;aspirazione sotto vuoto del mezzo di coltura cellulare, in quanto vi è il rischio di perforazione della membrana o dissociare cellule aderenti. Successivamente, inserti pendere nella piastra di coltura tissutale pozzetti e, pertanto, deve essere posta attenzione quando moVing il Plasticware o durante la dispensazione per evitare di dissociare cellule aderenti. Inoltre, quando si usano inserti di grandi dimensioni dei pori, c&#39;è una possibilità che il mezzo di coltura cellulare filtra attraverso la membrana e, quindi, è importante monitorare frequentemente il livello del liquido. Infine, si noti che il seguente protocollo è progettato per cellule aderenti e richiede piccole modifiche per essere adatto per cellule in sospensione. 1. Linee guida generali per lo svolgimento di esperimenti di co-coltura di inserimento <ol><li> Semina tipo di cellula # 1 a inserti <ol><li> Scartare gli inserti dalla confezione. </li><li> Posizionare gli inserti in una piastra di coltura tissutale pozzetti vuota della dimensione corretta. Per fare ciò, afferrare il bordo superiore dell&#39;inserto usando pinzette. </li><li> Per migliorare l&#39;attaccamento e la diffusione di cellule aderenti, condizionare gli inserti con terreno di coltura cellulare prima della semina. Per fare ciò, coprire l&#39;intera superficie della membrana con coltura cellulare medium con una micropipetta. NOTA: Fate questo per il maggior numero di inserti, come richiesto. </li><li> Riposizionare il coperchio sulla piastra e incubare per almeno 1 ora o O / N alle stesse condizioni (normalmente 37 ° C, 5-10% CO 2). </li><li> Quando gli inserti sono condizionati, rimuovere tutto il terreno di coltura cellulare utilizzando una micropipetta. Eliminare il mezzo utilizzato. </li><li> tipo di cellula Seed # 1 nel terreno di coltura fresco nello stesso modo come in una piastra multipozzetto. Per fare ciò, disegnare un appropriato volume di sospensione cellulare con una micropipetta e dispensare il liquido nell&#39;inserto. NOTA: Preparare come molti inserti come richiesto. </li><li> Dopo la semina tutti gli inserti, oscillare delicatamente la piastra destra e sinistra, poi avanti e indietro in modo da distribuire le cellule in modo uniforme. Evitare di fare movimenti circolari, ciò causerebbe le cellule a accumulano nel centro degli inserti. </li><li> Posizionare il coperchio sulla piastra e incubare come specificato per i requisiti cellulari (normalmente 37 ° C, 5-10% CO <sub&gt; 2). </li></ol></li><li> Semina tipo di cellula # 2 in piastre di coltura di tessuti pozzetti <ol><li> tipo di cellula Seed # 2 nel terreno di coltura fresco secondo il punto 1. </li><li> Preparare come molti pozzi come richiesto per il numero di inserti. Oscillare la piastra come al punto 1.1.7), al fine di garantire che le cellule sono equamente distribuiti nei pozzetti. </li><li> Mettere il coperchio sulla piastra e incubare alle stesse condizioni (normalmente 37 ° C, 5-10% CO 2). </li></ol></li><li> media rinfrescante in inserti <ol><li> Usando una micropipetta, rimuovere parte o tutto il mezzo di coltura cellulare, negli inserti contenenti tipo cellulare # 1. Eliminare il mezzo utilizzato. </li><li> Disegnare un volume adeguato di terreno di coltura cellulare fresca. riposare delicatamente la punta sulla parete interna dell&#39;inserto e dispensare lentamente il mezzo di coltura cellulare. </li><li> Posizionare il coperchio sulla piastra e incubare secondo passo 1.1.4. </li></ol></li><li> media rinfrescante in piastre di coltura di tessuti pozzetti <ol><li> Utilizzando un MICROPIpipetta, rimuovere parte o tutto il mezzo di coltura cellulare nei pozzetti contenenti tipo cellulare # 2. Eliminare il mezzo utilizzato. </li><li> Disegnare un volume adeguato di terreno di coltura cellulare fresca. Posizionare la punta sulla parete interna del canale e dispensare lentamente il mezzo di coltura cellulare. </li><li> Mettere il coperchio sulla piastra e incubare secondo protocolli di coltura cellulare precedentemente stabiliti. </li></ol></li><li> Trasferimento di inserti contenenti tipo di cellula # 1 a piastre di coltura tissutale pozzetti contenenti tipo di cellula # 2. NOTA: Eseguire questo passaggio quando entrambi i tipi di cellule hanno raggiunto la fase di crescita adeguato. <ol><li> Prima di trasferire gli inserti nei pozzetti, apportare le necessarie modifiche medie, come precedentemente descritto ai punti 1.3) e 1.4). NOTA: A questo punto, è importante dispensare i volumi appropriati di supporto in entrambi i compartimenti, come specificato da istruzioni del produttore dell&#39;inserto. </li><li> Con una pinzetta, afferrare il bordo superiore di un inserto contenente cellule Tipo 1 # e delicatamente posizionarlo nella appropriata pozzetto contenente tipo di cellula # 2. </li><li> Dopo aver trasferito tutti gli inserti, verificare la presenza di bolle d&#39;aria sotto la membrana di inserti. NOTA: Le bolle d&#39;aria impediscono qualsiasi scambio attraverso la membrana dell&#39;inserto e possono compromettere l&#39;intero esperimento. </li><li> Se le bolle d&#39;aria sono presenti, sollevare molto delicatamente l&#39;inserto dal bene con una pinzetta e immergersi di nuovo nel mezzo di coltura cellulare. Le bolle spariranno. Se sono ancora presenti, provare delicatamente immergendo inserti di nuovo nel mezzo di coltura cellulare in un angolo. NOTA: Non battere o mescolare gli inserti per evitare di dissociare cellule aderenti. </li><li> Dopo aver rimosso tutte le bolle d&#39;aria e controllare che i volumi di media in entrambi i comparti, posizionare il coperchio sulla piastra e incubare. </li></ol></li><li> mezzi rinfrescanti in un sistema di co-coltura NOTA: Anche se la membrana consente facilmente gli scambi multimediali tra inserto e ben, rinfrescante il medium è fatto inentrambi i comparti Poiché il tempo necessario per raggiungere l&#39;equilibrio nei vani superiori e inferiori da sola diffusione possono essere piuttosto lungo. <ol><li> media rinfrescante in inserti contenenti tipo cellulare # 1 viene effettuata nello stesso modo come nel punto 1.3). </li><li> Per aggiornare medie pozzetti contenenti tipo di cellula # 2, far scorrere delicatamente l&#39;inserto di lato per creare uno spazio abbastanza ampio per ospitare una punta della pipetta. Aggiornare il medium come al punto 1.4). </li><li> Controllare la presenza di bolle d&#39;aria e verificare i volumi come per gradini 1.5.3) attraverso 1.5.5). </li></ol></li></ol> 2. Esempio: misurare gli effetti delle citochine secrete da microglia N9 LPS-attivati ​​sulle cellule neuronali PC12 NOTA: Le seguenti operazioni sono progettati per specifiche pallone, bene e dimensioni del piatto. Tuttavia, il protocollo può essere personalizzato per qualsiasi dimensione plasticware. Per i media e la composizione vedi Materiali Tavolo. <ol><li> Semina e differenziazione delle cellule PC12 in multie piastre di coltura tissutale <ol><li> mezzo di coltura cellulare PC12 routine di riscaldamento, PC12 terreno di differenziamento e tripsina-EDTA in un bagno d&#39;acqua a 37 ° C. </li><li> Utilizzare cellule PC12 al 60-80% di confluenza da un 2 pallone 75 cm. </li><li> Con di 15 mm pipetta Pasteur, effettuare l&#39;aspirazione a vuoto dell&#39;intero mezzo di coltura cellulare nel pallone. </li><li> Lavare delicatamente il monostrato cellulare con 5 ml di sterile tampone fosfato e rimuovere il liquido con una pipetta Pasteur. Fare attenzione a non dissociare le cellule in questa fase. </li><li> Coprire il monostrato cellulare con 3 ml di tripsina-EDTA e incubare per 2-3 minuti a 37 ° C. </li><li> Assicurarsi che tutte le cellule sono staccati al microscopio. Se pochissime cellule sono flottanti, incubare per un periodo più lungo per un massimo di 5 min. </li><li> Aggiungere 10 ml di mezzo di coltura cellulare PC12 di routine al fine di inattivare la tripsina-EDTA. </li><li> Con una pipetta 10 ml, triturare delicatamente facendo in modo che la maggior parte delle cellule sono dissociate dal basso of matraccio. Evitare la formazione di bolle d&#39;aria nella sospensione cellulare. </li><li> Con la stessa pipetta 10 ml, trasferire la sospensione cellulare in un tubo di centrifugazione 50 ml. </li><li> Centrifugare per 1 min a 3.200 xg </li><li> Eliminare il surnatante con una pipetta Pasteur facendo attenzione a non disturbare il pellet. </li><li> Aggiungere 10 ml di terreno di coltura cellulare PC12 routine con una pipetta 10 ml. NOTA: Questo volume può essere regolato se il pellet è insolitamente piccolo o grande. </li><li> Triturare con la stessa pipetta 10 ml per omogeneizzare il pellet. cellule PC12 spesso si raggruppano in modo almeno il 20 pipettando su e downare necessario. NOTA: Durante la triturazione vigorosa è necessario, evitare di creare bolle d&#39;aria nella sospensione cellulare. </li><li> In una provetta da 1,5 ml, preparare una diluizione appropriata di sospensione cellulare in blu trypan. Contare le cellule utilizzando un emocitometro secondo protocolli stabiliti in precedenza 74. </li><li> In un tubo separato 50 ml, dividere la sospensione cellularecon terreno di differenziamento PC12 per ottenere una sospensione appropriata diluite per semina pozzetti di una piastra da 24 pozzetti (30.000 ¢ / cm 2, 0,6 ml per pozzetto secondo il protocollo del produttore). NOTA: Il 24-pozzetti deve essere preventivamente rivestito con collagene, come specificato dai protocolli stabiliti in precedenza 75. </li><li> Distribuire 0,6 ml della sospensione di cellule per pozzetto con una micropipetta. </li><li> Quando tutti i pozzi sono testa di serie, il rock la piastra come al punto 1.1.7). </li><li> Per consentire il corretto differenziamento delle cellule PC12, incubare le piastre a 24 pozzetti per 7-9 giorni a 37 ° C in atmosfera umida 5% CO 2 in PC12 differenziazione medio 15,16 prima di eseguire esperimenti di co-coltura. </li><li> Eseguire modifiche medie a giorni rimuovendo la metà del liquido e la sua sostituzione con un uguale volume di terreno di differenziamento PC12 fresco. </li></ol></li><li> Semina microglia N9 negli inserti e trattare con LPS <ol><li> Un giorno prima di effettuare degli esperimenti di co-coltura, pre-trattamento di PTFE 0,4 inserti micron-pori con routine di terreno di coltura cellulare N9 per ottimizzare l&#39;aderenza delle cellule, seguendo i punti 1.1.1) attraverso 1.1.4) </li><li> Warm medio di routine N9 coltura cellulare e tripsina-EDTA in un bagno d&#39;acqua a 37 ° C. </li><li> Nel frattempo, pesano circa 10 mg di LPS in una provetta da 1,5 ml per un uso successivo. NOTA: Dal momento che LPS è un potente endotossine pro-infiammatorio e richiede particolari precauzioni di sicurezza, occhiali, guanti, e un respiratore per particolati sono fortemente raccomandato. </li><li> Utilizzare le cellule N9 a 80-90% di confluenza da un 2 pallone 75 cm. </li><li> Seguire i passaggi 2.1.3) a 2.1.14). Usare sempre terreno di coltura cellulare N9 di routine, invece di mezzo di coltura cellulare PC12 di routine. Si noti inoltre che la microglia N9 non si aggregano insieme tanto quanto le cellule PC12 fanno, in modo meno pipettando su e giù possono essere necessarie al punto 2.1.13). </li><li> In un tubo separato 50 ml, dividere la sospensione cellulare con terreno di coltura cellulare N9 per obtain una sospensione cellulare diluita appropriato per la semina inserti progettati per tenere in piastre da 24 pozzetti (60.000 ¢ / cm 2, 0,05 ml per inserto secondo il protocollo del produttore, per superficie della membrana vedere le informazioni del produttore). NOTA: Questi inserti sono già rivestiti con collagene dal produttore e sono ottimizzati per l&#39;adesione cellulare. </li><li> Distribuire 0,05 ml della sospensione cellulare per inserto utilizzando una micropipetta. </li><li> Quando tutti gli inserti sono teste di serie, il rock la piastra come al punto 1.1.7). </li><li> Eseguire diluizioni seriali di LPS utilizzando terreno di trattamento N9 per ottenere 4 mg / ml, 2 mg / ml e / ml soluzione di lavoro 1 mg. </li><li> Pipettare 0,05 ml di 4 mg / ml soluzione di lavoro in un set di inserti per produrre una diluizione finale di 2 mg / ml. </li><li> Ripetere il passaggio 2.2.10) per le altre due soluzioni di lavoro in diversi inserti set, ottenendo diluizioni finali di 1 mg / ml e 0,5 mg / ml, rispettivamente. </li><li> Incubate le piastre contenenti gli inserti per 24 ore a 37 ° C in CO 2 ambiente umido 5% per consentire N9 microglia attivazione con LPS prima di eseguire degli esperimenti di co-coltura. </li></ol></li><li> Co-coltivando cellule PC12 neuronali con microglia N9 <ol><li> A 7-9 giorni di differenziazione delle cellule PC12, attivare le microglia N9 dopo 24 ore di incubazione con LPS di terreno di trattamento N9 calda e terreno di trattamento PC12 in un bagno d&#39;acqua a 37 ° C. </li><li> Eseguire un cambio medio totale per microglia N9 come al punto 1.3), sostituendo l&#39;intero mezzo utilizzato da 0,1 ml di terreno di trattamento N9. Fate questo per ogni insert.This è necessario rimuovere tutte le tracce di LPS, lasciando microglia N9 solo attivati ​​negli inserti. </li><li> Eseguire un cambio medio totale per le cellule neuronali PC12 come al punto 1.4). Trasferire gli inserti nelle piastre da 24 pozzetti come al punto 1.5) .Incubate co-colture N9-PC12 per 24 ore o 48 ore a 37 ° C in CO 2 ambiente umido 5%. </li><li> dopo 24hr o 48 hr, raccogliere il surnatante e / o le cellule per la citotossicità, saggio di immunoassorbimento enzimatico (ELISA), Western Blot, o di altri test. </li></ol></li></ol>

The authors have nothing to disclose.

La fase più critica di esperimenti sistema inserto co-coltura effettivamente abita nello scegliere l&#39;inserto corretto di utilizzare. Dimensione dei pori e materiale della membrana devono essere presi in considerazione approfondita, senza dimenticare di considerare il tipo di cellule che saranno seminate e lo scopo dell&#39;esperimento. Per esempio, saggi chemiotassica possono utilizzare lo stesso tipo di membrana di co-colture cellulari per analizzare modulazioni comportamento cellulare indotta da fattori solubili ...

Lo studio dei tessuti, organi o sistemi in vitro è un tentativo di semplificare le molto complesse relazioni esistenti fra i vari sottotipi cellulari che compongono organismi multicellulari. Infatti, gli studi in vitro permettono di acquisire una comprensione dettagliata delle popolazioni di cellule singole. Ci sono due principali vantaggi di condurre esperimenti in vitro: 1) riduzione interazioni cellulari, e 2) la capacità di manipolare facilmente l&#39;ambiente cellulare. Scienziati Quindi, questi due vantaggi hanno consentito di prevedere il comportamento di specifici tipi cellulari in vivo, che porta alla capacità di regolare risultati delle influenze estrinseche in organismi interi. In questo senso, colture cellulari in vitro spesso funziona come un ponte che collega le scienze di base e applicate vita. Tuttavia, ci sono anche diversi svantaggi di lavorare in vitro, il più importante dei quali è che una certa riserva può dimorare nella fisiologicaAl rilevanza di fenotipi osservati. In effetti, quando un unico tipo di cellula è coltivato in un vaso, la cultura perde, a diversi livelli,, le sue connessioni cellula-cellula con altri tipi di cellule, il suo contributo per l&#39;ambiente umorale dal tessuto e organismo di origine, e le ancore all&#39;interno il tessuto che ha permesso di sostenere una particolare struttura tridimensionale volte cruciale per la funzione delle cellule. La questione dei rapporti cellula-cellula è stato affrontato con lo sviluppo di tecniche di coltura mista. In questo metodo, due o più popolazioni di cellule sono coltivate insieme nello stesso recipiente di coltura. Tuttavia, queste culture miste sopportano disagi importanti. Da un lato, alcuni sottotipi di cellule non fisicamente interagiscono tra loro nei tessuti di origine e si basano esclusivamente sulle comunicazioni paracrini sostenute da fattori solubili secreti e recettori nelle vicinanze. Questo è il caso per diversi processi infiammatori che dipendono prossimale segnalazione di citochine. In misto cultures, interazioni fisiche sono inevitabili e rendono impossibile studiare le comunicazioni paracrini in assenza di contatti cellula-cellula che possono produrre risultati alterati. D&#39;altra parte, ottenendo interpretazioni specifiche delle celle all&#39;interno di una popolazione mista diventa irrealizzabile senza l&#39;uso di tecniche di separazione dure che potrebbero influenzare significativamente i risultati. Per risolvere questi problemi importanti, l&#39;uso dei mezzi condizionati è stata sviluppata come una tecnica che consente culture compartimenti e lo studio di segnalazione paracrina. Questo metodo richiede il trasferimento del surnatante di un tipo di cellula, medio così chiamato condizionata, di pozzetti contenenti un&#39;altra popolazione di cellule. Tuttavia, un importante inconveniente è che le molecole di breve durata non sopravvivono abbastanza a lungo nel mezzo condizionato da trasferire ai pozzetti della seconda popolazione di cellule. Anche le molecole lunghe durata sarà notevolmente diluiti nel tempo a causa di diffusione. Inoltre, sia cellulepopolazioni partecipano solo in comunicazione paracrina unidirezionale, piuttosto che nella comunicazione bidirezionale attiva. Questo porta alla mancanza di segnale di retroazione che è vitale per ricreare rapporti multicellulari accurate come esistono in vivo. Di conseguenza e guidato dalla necessità di meglio simulare l&#39;originale in condizioni in vivo l&#39;ambiente cellulare in vitro, diverse progressi nelle tecniche di coltura cellulare sono stati ottenuti nel corso degli anni. Uno dei progressi più significativi è stato l&#39;uso di supporti permeabili con membrane microporose di compartimentazione colture cellulari, utilizzate per la prima volta da Grobstein nel 1953 1. Tali supporti permeabili sono stati adattati negli anni per ospitare numerosi tipi di cellule e da utilizzare in diverse applicazioni. Oggi, questi supporti esistono inserti come cave che sono progettati per riposare in pozzetti di una piastra di coltura tissutale pozzetti o in circupiatti lar. In un sistema di co-coltura, l&#39;inserto contiene un tipo di cellule che pozzo o piatto contiene l&#39;altra popolazione cellulare, permettendo di studiare il contributo di due differenti popolazioni di cellule sul loro ambiente umorale (Figura 1). Come risultato, la polarità cellulare (basolaterale vs secrezione apicale o ricezione del segnale) è conservato, conferendo sistemi inserto co-coltura un importante vantaggio rispetto colture miste e tecniche mezzo condizionato. Diversi tipi di materiali membrana sono disponibili, i più comuni sono poliestere (PET), policarbonato (PC) o collagene rivestite con politetrafluoroetilene (PTFE), ed esistono in diverse dimensioni dei pori da 0,4 micron a 12,0 micron. Queste varietà di materiali e dimensioni dei pori offrono una gamma di inserti che esercitano funzioni di variabili rilevanti per le proprietà ottiche, spessore della membrana e l&#39;adesione delle cellule che li rendono pratici a livelli diversi per i seguenti usi non limitato a: -studiandola differenziazione delle cellule, lo sviluppo embrionale, metastasi tumorali e la riparazione delle ferite mediante saggi chemiotassica attraverso membrane permeabili; -evaluating penetrazione farmaco, valutando il loro trasporto attraverso monostrati epiteliali o endoteliali in coltura su supporti permeabili, e; -Esecuzione co-colture di cellule di analizzare modulazioni il comportamento delle cellule indotte da fattori solubili secreti in assenza di contatto cellula-cellula. Lo scopo di questo articolo è descrivere orientamenti metodologici generali per compiere la terza funzione sopra indicato, che è di valutare cambiamenti cellulari mediati da fattori solubili secrete in assenza di contatto cellula-cellula con un sistema di inserimento co-coltura. Diversi campi di ricerca fanno uso di sistemi inserto co-coltura per rispondere a domande relative all&#39;effetto di fattori solubili secreti su popolazioni di cellule. Infatti, segnalazione paracrina che modula comportamento cellulare a vari livelli è pertinente in tutti i tessutie sistemi, il che rende i sistemi di co-coltura inserto indispensabile per assicurare progressi in questi campi. Al contrario, l&#39;utilizzo di inserti può confermare che il segnale di trasduzione è attraverso il contatto diretto cellula-cellula e non da fattori secreti. Uno degli usi più importanti di inserti è in studi infiammazione 2-14 in cui l&#39;effetto di citochine secrete viene valutato in vari giocatori cellulari di immunità. In particolare, lo studio di infiammazione nel sistema nervoso centrale (SNC) ha notevolmente beneficiato da studi inserto co-coltura, che hanno permesso di definire meglio i ruoli paracrini distinti di neuroni e microglia nel guidare neuroinfiammazione 15-21. Questi sistemi sono stati concepiti per studiare il potenziale anti-infiammatorio di molecole che si basa sulla loro capacità di ridurre o inibire la secrezione di fattori pro-infiammatori 22-26. La ricerca di pertinenza di cancro 27-31, in particolare i meccanismi alla base dell&#39;angiogenesi 32-34 e inflammatisul 35-42 nella tumorigenesi, beneficia anche di sistemi di inserti co-coltura. Inoltre, fattori solubili sono di primaria importanza nei processi che guidano la differenziazione e diversi studi hanno usato gli inserti di rispondere alle domande in quel particolare settore 43-50. Nel SNC, visto che tessuto neurale ha un potenziale rinnovamento molto limitato, lo studio di neurotrophism e neuroprotezione è fondamentale ed è stato ampiamente garantita dall&#39;uso di cellule staminali in sistemi di co-coltura 51-56. Inoltre, gli inserti sono utilizzati anche in settori diversi come nefrologia 57,58, interazioni endoteliali e l&#39;angiogenesi 59-62, apoptosi segnalazione 63-65, infiammazione di obesità e sindrome metabolica 22,23,66-67, orecchio interno di protezione delle cellule dei capelli 68,69, e anche in funghi virulenza 70,71 e parassitologia 72,73. Questo articolo offre indicazioni metodologiche generali al fine di istituire un sperimento in vista di valutare cambiamenti cellulari mediati da fattori solubili secreti che utilizzano un sistema di inserimento co-coltura. In particolare, ci concentreremo la nostra attenzione su co-colture di cellule nervose e il loro uso nello studio processo neuroinfiammatorio. Data la vasta gamma di esperimenti che inserisce rendere possibile pilota, è insopportabile per coprire ogni aspetto di questa tecnica di coltura cellulare. Come esempio, un protocollo specifico per misurare gli effetti di citochine secrete da lipopolisaccaride (LPS) -activated microglia N9 su cellule PC12 neuronali sarà dettagliato, offrendo una comprensione concreta della metodologia inserto co-coltura.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="750">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RPMI-1640 medium</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">R8755</td>
			<td style="width:328px;">Warm in 37 &#176;C water bath before use</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:232px;">Dulbecco&#8217;s Modified Eagle&#8217;s Medium/Nutrient Mixture F-12 Ham</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">D6421</td>
			<td style="width:328px;">Warm in 37 &#176;C water bath before use, must be supplemented with 0.365 gm/L L-glutamine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Horse serum</td>
			<td style="width:71px;">ATCC</td>
			<td style="width:119px;">30-2040</td>
			<td style="width:328px;">Warm in 37 &#176;C water bath before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Fetal bovine serum</td>
			<td style="width:71px;">MultiCell</td>
			<td style="width:119px;">80350</td>
			<td style="width:328px;">Warm in 37 &#176;C water bath before use</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:232px;">Nerve Growth Factor-7S from murine submaxillary gland</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">N0513</td>
			<td style="width:328px;">Reconstitute the lyophilized powder in a solution of buffered saline or tissue culture medium containing 0.1&#8211;1.0% bovine serum albumin or 1-10% serum</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Trypsin-EDTA solution</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">T3924</td>
			<td style="width:328px;">Warm in 37 &#176;C water bath before use</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">Lipopolysaccharides from&#160;Escherichia coli&#160;055:B5</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">L2880</td>
			<td style="width:328px;">Toxic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">Cell culture inserts for use with 24-well plates</td>
			<td style="width:71px;">BD Falcon</td>
			<td style="width:119px;">353095</td>
			<td style="width:328px;">0.4 &#956;m pores</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">24-well plates</td>
			<td style="width:71px;">TrueLine</td>
			<td style="width:119px;">TR5002</td>
			<td style="width:328px;">Coat with collagen before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Routine PC12 cell culture medium</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Routine N9 cell culture medium</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 85% RPMI medium</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 90% DMEM-F12 medium</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 10% heat-inactivated horse serum</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 10% heat-inactivated horse serum</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 5% heat-inactivated fetal bovine serum</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PC12 differentiation medium</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>N9 treatment medium</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 99% RPMI medium</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 99% DMEM-F12 medium</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 1% heat-inactivated fetal bovine serum</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 1% heat-inactivated horse serum</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 50 ng/mL nerve growth factor</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PC12 treatment medium</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 99% RPMI medium</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">-&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 1% heat-inactivated fetal bovine serum</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

development of an insert co-culture system of two cellular types in the absence of cell-cell contact

The role of secreted soluble factors in the modification of cellular responses is a recurrent theme in the study of all tissues and systems. In an attempt to make straightforward the very complex relationships between the several cellular subtypes that compose multicellular organisms, in vitro techniques have been developed to help researchers acquire a detailed understanding of single cell populations. One of these techniques uses inserts with a permeable membrane allowing secreted soluble factors to diffuse. Thus, a population of cells grown in inserts can be co-cultured in a well or dish containing a different cell type for evaluating cellular changes following paracrine signaling in the absence of cell-cell contact. Such insert co-culture systems offer various advantages over other co-culture techniques, namely bidirectional signaling, conserved cell polarity and population-specific detection of cellular changes. In addition to being utilized in the field of inflammation, cancer, angiogenesis and differentiation, these co-culture systems are of prime importance in the study of the intricate relationships that exist between the different cellular subtypes present in the central nervous system, particularly in the context of neuroinflammation. This article offers general methodological guidelines in order to set up an experiment in order to evaluating cellular changes mediated by secreted soluble factors using an insert co-culture system. Moreover, a specific protocol to measure the neuroinflammatory effects of cytokines secreted by lipopolysaccharide-activated N9 microglia on neuronal PC12 cells will be detailed, offering a concrete understanding of insert co-culture methodology.

L&#39;utilizzo di sistemi di inserti co-coltura è particolarmente pertinente nello studio dei processi neuroinfiammatori che mettono in risalto le relazioni tra i diversi attori paracrini cellulari del sistema nervoso centrale. Immunità nel sistema nervoso centrale avviene principalmente dalle cellule residenti chiamate microglia che monitorano l&#39;ambiente nel loro riposo stato ramificata (Figura 2A) e sono in grado di disturbi di rilevamento che potrebbero turbare ...

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Development of an Insert Co-culture System of Two Cellular Types in the Absence of Cell-Cell Contact

In multicellular organisms, secreted soluble factors elicit responses from different cell types as a result of paracrine signaling. Insert co-culture systems offer a simple way to assess the changes mediated by secreted soluble factors in the absence of cell-cell contact.

Sviluppo di un sistema di inserimento co-coltura di due tipi cellulari in assenza del cellula-cellula di contatto

The role of secreted soluble factors in the modification of cellular responses is a recurrent theme in the study of all tissues and systems. In an attempt ...

development-an-insert-co-culture-system-two-cellular-types-absence

Research

JoVE Journal

Biology

27.7K Views.  University of Québec. In multicellular organisms, secreted soluble factors elicit responses from different cell types as a result of paracrine signaling. Insert co-culture systems offer a simple way to assess the changes mediated by secreted soluble factors in the absence of cell-cell contact.

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A Neuronal and Astrocyte Co-Culture Assay for High Content Analysis of Neurotoxicity

High Content Analysis (HCA) assays combine cells and detection reagents with automated imaging and powerful image analysis algorithms, allowing measurement of multiple cellular phenotypes within a single assay. In this study, we utilized HCA to develop a novel assay for neurotoxicity. Neurotoxicity assessment represents an important part of drug safety evaluation, as well as being a significant focus of environmental protection efforts. Additionally, neurotoxicity is also a well-accepted in vitro marker of the development of neurodegenerative diseases such as Alzheimer's and Parkinson's diseases. Recently, the application of HCA to neuronal screening has been reported. By labeling neuronal cells with &beta;III-tubulin, HCA assays can provide high-throughput, non-subjective, quantitative measurements of parameters such as neuronal number, neurite count and neurite length, all of which can indicate neurotoxic effects. However, the role of astrocytes remains unexplored in these models. Astrocytes have an integral role in the maintenance of central nervous system (CNS) homeostasis, and are associated with both neuroprotection and neurodegradation when they are activated in response to toxic substances or disease states. GFAP is an intermediate filament protein expressed predominantly in the astrocytes of the CNS. Astrocytic activation (gliosis) leads to the upregulation of GFAP, commonly accompanied by astrocyte proliferation and hypertrophy. This process of reactive gliosis has been proposed as an early marker of damage to the nervous system. The traditional method for GFAP quantitation is by immunoassay. This approach is limited by an inability to provide information on cellular localization, morphology and cell number. We determined that HCA could be used to overcome these limitations and to simultaneously measure multiple features associated with gliosis - changes in GFAP expression, astrocyte hypertrophy, and astrocyte proliferation - within a single assay. In co-culture studies, astrocytes have been shown to protect neurons against several types of toxic insult and to critically influence neuronal survival. Recent studies have suggested that the use of astrocytes in an in vitro neurotoxicity test system may prove more relevant to human CNS structure and function than neuronal cells alone. Accordingly, we have developed an HCA assay for co-culture of neurons and astrocytes, comprised of protocols and validated, target-specific detection reagents for profiling &beta;III-tubulin and glial fibrillary acidic protein (GFAP). This assay enables simultaneous analysis of neurotoxicity, neurite outgrowth, gliosis, neuronal and astrocytic morphology and neuronal and astrocytic development in a wide variety of cellular models, representing a novel, non-subjective, high-throughput assay for neurotoxicity assessment. The assay holds great potential for enhanced detection of neurotoxicity and improved productivity in neuroscience research and drug discovery.

This article describes a novel protocol and reagent set designed for sensitive measurement of neurotoxic effects of compounds and treatments on co-cultures of neurons and astrocytes using high content analysis. Results demonstrate that high content analysis represents an exciting novel technology for neurotoxicity assessment.

Un neuronale e astrociti Co-Cultura Assay per l&#39;analisi dei contenuti elevati di neurotossicità

High Content Analysis (HCA) assays combine cells and detection reagents with automated imaging and powerful image analysis algorithms, allowing ...

Ricerca

Biologia

The use of SC1 (Pluripotin) to Support mESC Self-renewal in the Absence of LIF

Mouse embryonic stem (ES) cells are conventionally cultured with Leukemia Inhibitory Factor (LIF) to maintain self-renewal.1 However, LIF is expensive and activation of the LIF/JAK/STAT3 pathway is not absolutely required to maintain the self-renewal state.2 The SC1 small molecule may be an economical alternative to LIF. SC1 functions through dual inhibition of Ras-GAP and ERK1.3 Illustration of its mechanism of action makes it a useful tool to study the fundamental molecular mechanism of self-renewal. Here we demonstrate the procedure for culturing mouse ES cells in the presence of SC1 and show that they are able to maintain self-renewal in the absence of LIF. Cells cultured with SC1 showed similar morphology compared to cells maintained with LIF. Both exhibited typical mouse ES morphology after five passages. Expression of typical pluripotency markers (Oct4, Sox2, Nanog, and SSEA1) was observed after five passages in the presence of SC1. Furthermore, SC1 caused no overt toxicity on mouse ES cells.

The use of SC1 Pluripotin to Support mESC Self-renewal in the Absence of LIF

SC1 functions through dual inhibition of Ras- GAP and ERK1. We tested the function of SC1 in supporting mouse ES cell self-renewal in the absence of LIF and showed that SC1 is able to maintain self-renewal of mouse ES cell cultures.

L&#39;uso di SC1 (Pluripotin) a supporto Mesc auto-rinnovamento in assenza di LIF

Mouse embryonic stem (ES) cells are conventionally cultured with Leukemia Inhibitory Factor (LIF) to maintain self-renewal.1 However, LIF is expensive and ...

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures 

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical research. The hypoxic chamber offers a simple system to control oxygenation in standard culture vessels, but lacks precise temporal and spatial control over the oxygen concentration at the cell surface, preventing its application in studying a variety of physiological phenomena. Other systems have improved upon the hypoxic chamber, but require specialized knowledge and equipment for their operation, making them intimidating for the average researcher. A microfabricated insert for multiwell plates has been developed to more effectively control the temporal and spatial oxygen concentration to better model physiological phenomena found in vivo. The platform consists of a polydimethylsiloxane insert that nests into a standard multiwell plate and serves as a passive microfluidic gas network with a gas-permeable membrane aimed to modulate oxygen delivery to adherent cells. The device is simple to use and is connected to gas cylinders that provide the pressure to introduce the desired oxygen concentration into the platform. Fabrication involves a combination of standard SU-8 photolithography, replica molding, and defined PDMS spinning on a silicon wafer. The components of the device are bonded after surface treatment using a hand-held plasma system. Validation is accomplished with a planar fluorescent oxygen sensor. Equilibration time is on the order of minutes and a wide variety of oxygen profiles can be attained based on the device design, such as the cyclic profile achieved in this study, and even oxygen gradients to mimic those found in vivo. The device can be sterilized for cell culture using common methods without loss of function. The device's applicability to studying the in vitro wound healing response will be demonstrated.

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures

Fabrication and validation of an add-on platform that offers enhanced control over the spatial and temporal oxygenation in a 6-well plate. The device is adaptable to a number of culture systems and can be used to investigate the effects of oxygen on wound healing.

Realizzazione e di funzionamento di un Inserto di ossigeno per colture cellulari aderenti

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical ...

Visualization of Caenorhabditis elegans Cuticular Structures Using the Lipophilic Vital Dye DiI

The cuticle of C. elegans is a highly resistant structure that surrounds the exterior of the animal1-4. The cuticle not only protects the animal from the environment, but also determines body shape and plays a role in motility4-6. Several layers secreted by epidermal cells comprise the cuticle, including an outermost lipid layer7.
Circumferential ridges in the cuticle called annuli pattern the length of the animal and are present during all stages of development8. Alae are longitudinal ridges that are present during specific stages of development, including L1, dauer, and adult stages2,9. Mutations in genes that affect cuticular collagen organization can alter cuticular structure and animal body morphology5,6,10,11. While cuticular imaging using compound microscopy with DIC optics is possible, current methods that highlight cuticular structures include fluorescent transgene expression12, antibody staining13, and electron microscopy1. Labeled wheat germ agglutinin (WGA) has also been used to visualize cuticular glycoproteins, but is limited in resolving finer cuticular structures14. Staining of cuticular surface using fluorescent dye has been observed, but never characterized in detail15. We present a method to visualize cuticle in live C. elegans using the red fluorescent lipophilic dye DiI (1,1'-dioctadecyl-3,3,3',3'-tetramethylindocarbocyanine perchlorate), which is commonly used in C. elegans to visualize environmentally exposed neurons. This optimized protocol for DiI staining is a simple, robust method for high resolution fluorescent visualization of annuli, alae, vulva, male tail, and hermaphrodite tail spike in C. elegans.

Visualization of Caenorhabditis elegans Cuticular Structures Using the Lipophilic Vital Dye DiI

We present a method to visualize cuticle in live C. elegans using the red fluorescent lipophilic dye DiI (1,1'-dioctadecyl-3,3,3',3'-tetramethylindocarbocyanine perchlorate), which is commonly used in C. elegans to visualize environmentally exposed neurons. With this optimized protocol, alae and annular cuticular structures are stained by DiI and observed using compound microscopy.

Visualizzazione di Caenorhabditis Elegans Strutture cuticola Utilizzando il Dye lipofili Vital, Dii

The cuticle of C. elegans is a highly resistant structure that surrounds the exterior of the animal1-4. The cuticle not only protects the animal from the ...

Two Types of Assays for Detecting Frog Sperm Chemoattraction

Sperm chemoattraction in invertebrates can be sufficiently robust that one can place a pipette containing the attractive peptide into a sperm suspension and microscopically visualize sperm accumulation around the pipette1. Sperm chemoattraction in vertebrates such as frogs, rodents and humans is more difficult to detect and requires quantitative assays. Such assays are of two major types - assays that quantitate sperm movement to a source of chemoattractant, so-called sperm accumulation assays, and assays that actually track the swimming trajectories of individual sperm.
Sperm accumulation assays are relatively rapid allowing tens or hundreds of assays to be done in a single day, thereby allowing dose response curves and time courses to be carried out relatively rapidly. These types of assays have been used extensively to characterize many well established chemoattraction systems - for example, neutrophil chemotaxis to bacterial peptides and sperm chemotaxis to follicular fluid. Sperm tracking assays can be more labor intensive but offer additional data on how chemoattractancts actually alter the swimming paths that sperm take. This type of assay is needed to demonstrate the orientation of sperm movement relative to the chemoattrractant gradient axis and to visualize characteristic turns or changes in orientation that bring the sperm closer to the egg.
Here we describe methods used for each of these two types of assays. The sperm accumulation assay utilized is called a "two-chamber" assay. Amphibian sperm are placed in a tissue culture plate insert with a polycarbonate filter floor having 12 &mu;m diameter pores. Inserts with sperm are placed into tissue culture plate wells containing buffer and a chemoatttractant carefully pipetted into the bottom well where the floor meets the wall (see Fig. 1). After incubation, the top insert containing the sperm reservoir is carefully removed, and sperm in the bottom chamber that have passed through the membrane are removed, pelleted and then counted by hemocytometer or flow cytometer.
The sperm tracking assay utilizes a Zigmond chamber originally developed for observing neutrophil chemotaxis and modified for observation of sperm by Giojalas and coworkers2,3. The chamber consists of a thick glass slide into which two vertical troughs have been machined. These are separated by a 1 mm wide observation platform. After application of a cover glass, sperm are loaded into one trough, the chemoattractant agent into the other and movement of individual sperm visualized by video microscopy. Video footage is then analyzed using software to identify two-dimensional cell movements in the x-y plane as a function of time (xyt data sets) that form the trajectory of each sperm.

Eggs and the extracellular coatings around eggs frequently release peptides, proteins and small molecules that communicate with sperm to guide them to the egg thereby promoting fertilization. Using frog sperm we describe and compare two classes of assays used to detect sperm chemoattraction &#x2013; sperm accumulation assays and sperm tracking assays.

Due tipi di saggi per chemiotassi Frog rilevamento sperma

Sperm chemoattraction in invertebrates can be sufficiently robust that one can place a pipette containing the attractive peptide into a sperm suspension ...

A System for ex vivo Culturing of Embryonic Pancreas

The pancreas controls vital functions of our body, including the production of digestive enzymes and regulation of blood sugar levels1. Although in the past decade many studies have contributed to a solid foundation for understanding pancreatic organogenesis, important gaps persist in our knowledge of early pancreas formation2. A complete understanding of these early events will provide insight into the development of this organ, but also into incurable diseases that target the pancreas, such as diabetes or pancreatic cancer. Finally, this information will generate a blueprint for developing cell-replacement therapies in the context of diabetes.
 During embryogenesis, the pancreas originates from distinct embryonic outgrowths of the dorsal and ventral foregut endoderm at embryonic day (E) 9.5 in the mouse embryo3,4. Both outgrowths evaginate into the surrounding mesenchyme as solid epithelial buds, which undergo proliferation, branching and differentiation to generate a fully mature organ2,5,6. Recent evidences have suggested that growth and differentiation of pancreatic cell lineages, including the insulin-producing &beta;-cells, depends on proper tissue-architecture, epithelial remodeling and cell positioning within the branching pancreatic epithelium7,8. However, how branching morphogenesis occurs and is coordinated with proliferation and differentiation in the pancreas is largely unknown. This is in part due to the fact that current knowledge about these developmental processes has relied almost exclusively on analysis of fixed specimens, while morphogenetic events are highly dynamic.
 Here, we report a method for dissecting and culturing mouse embryonic pancreatic buds ex vivo on glass bottom dishes, which allow direct visualization of the developing pancreas (Figure 1). This culture system is ideally devised for confocal laser scanning microscopy and, in particular, live-cell imaging. Pancreatic explants can be prepared not only from wild-type mouse embryos, but also from genetically engineered mouse strains (e.g. transgenic or knockout), allowing real-time studies of mutant phenotypes. Moreover, this ex vivo culture system is valuable to study the effects of chemical compounds on pancreatic development, enabling to obtain quantitative data about proliferation and growth, elongation, branching, tubulogenesis and differentiation. In conclusion, the development of an ex vivo pancreatic explant culture method combined with high-resolution imaging provides a strong platform for observing morphogenetic and differentiation events as they occur within the developing mouse embryo.

A System for ex vivo Culturing of Embryonic Pancreas

Here, we describe a method for isolation, culture and manipulation of mouse embryonic pancreas. This represents an excellent ex vivo system for studying various aspects of pancreatic development, including morphogenesis, differentiation and growth. Pancreatic bud explants can be cultured for several days and used in a range of different applications, including whole-mount immunofluorescence and live imaging.

Un sistema per<em&gt; Ex vivo</emColtura&gt; del pancreas embrionale

The pancreas controls vital functions of our body,  including the production of digestive enzymes and regulation of blood sugar  levels1. Although in the ...

An Analytical Tool that Quantifies Cellular Morphology Changes from Three-dimensional Fluorescence Images

The most common software analysis tools available for measuring fluorescence images are for two-dimensional (2D) data that rely on manual settings for inclusion and exclusion of data points, and computer-aided pattern recognition to support the interpretation and findings of the analysis. It has become increasingly important to be able to measure fluorescence images constructed from three-dimensional (3D) datasets in order to be able to capture the complexity of cellular dynamics and understand the basis of cellular plasticity within biological systems. Sophisticated microscopy instruments have permitted the visualization of 3D fluorescence images through the acquisition of multispectral fluorescence images and powerful analytical software that reconstructs the images from confocal stacks that then provide a 3D representation of the collected 2D images. Advanced design-based stereology methods have progressed from the approximation and assumptions of the original model-based stereology1 even in complex tissue sections2. Despite these scientific advances in microscopy, a need remains for an automated analytic method that fully exploits the intrinsic 3D data to allow for the analysis and quantification of the complex changes in cell morphology, protein localization and receptor trafficking. 
Current techniques available to quantify fluorescence images include Meta-Morph (Molecular Devices, Sunnyvale, CA) and Image J (NIH) which provide manual analysis. Imaris (Andor Technology, Belfast, Northern Ireland) software provides the feature MeasurementPro, which allows the manual creation of measurement points that can be placed in a volume image or drawn on a series of 2D slices to create a 3D object. This method is useful for single-click point measurements to measure a line distance between two objects or to create a polygon that encloses a region of interest, but it is difficult to apply to complex cellular network structures. Filament Tracer (Andor) allows automatic detection of the 3D neuronal filament-like however, this module has been developed to measure defined structures such as neurons, which are comprised of dendrites, axons and spines (tree-like structure). This module has been ingeniously utilized to make morphological measurements to non-neuronal cells3, however, the output data provide information of an extended cellular network by using a software that depends on a defined cell shape rather than being an amorphous-shaped cellular model. To overcome the issue of analyzing amorphous-shaped cells and making the software more suitable to a biological application, Imaris developed Imaris Cell. This was a scientific project with the Eidgen&ouml;ssische Technische Hochschule, which has been developed to calculate the relationship between cells and organelles. While the software enables the detection of biological constraints, by forcing one nucleus per cell and using cell membranes to segment cells, it cannot be utilized to analyze fluorescence data that are not continuous because ideally it builds cell surface without void spaces. To our knowledge, at present no user-modifiable automated approach that provides morphometric information from 3D fluorescence images has been developed that achieves cellular spatial information of an undefined shape (Figure 1). 
We have developed an analytical platform using the Imaris core software module and Imaris XT interfaced to MATLAB (Mat Works, Inc.). These tools allow the 3D measurement of cells without a pre-defined shape and with inconsistent fluorescence network components. Furthermore, this method will allow researchers who have extended expertise in biological systems, but not familiarity to computer applications, to perform quantification of morphological changes in cell dynamics.

We developed a software platform that utilizes Imaris Neuroscience, ImarisXT and MATLAB to measure the changes in morphology of an undefined shape taken from three-dimensional confocal fluorescence of single cells. This novel approach can be used to quantify changes in cell shape following receptor activation and therefore represents a possible additional tool for drug discovery.

Uno strumento di analisi che quantifica Modifiche morfologia cellulare dalle immagini a fluorescenza tridimensionali

The most common software analysis tools available for measuring fluorescence images are for two-dimensional (2D) data that rely on manual settings for ...

Mouse Embryonic Development in a Serum-free Whole Embryo Culture System

Mid-gestation stage mouse embryos were cultured utilizing a serum-free culture medium prepared from commercially available stem cell media supplements in an oxygenated rolling bottle culture system. Mouse embryos at E10.5 were carefully isolated from the uterus with intact yolk sac and in a process involving precise surgical maneuver the embryos were gently exteriorized from the yolk sac while maintaining the vascular continuity of the embryo with the yolk sac. Compared to embryos prepared with intact yolk sac or with the yolk sac removed, these embryos exhibited superior survival rate and developmental progression when cultured under similar conditions. We show that these mouse embryos, when cultured in a defined medium in an atmosphere of 95% O2 / 5% CO2 in a rolling bottle culture apparatus at 37 &#176;&#8203;C for 16-40 hr, exhibit morphological growth and development comparable to the embryos developing in utero. We believe this method will be useful for investigators needing to utilize whole embryo culture to study signaling interactions important in embryonic organogenesis.

Serum utilized in embryo cultures contains unknown components that can affect the outcome of experiments especially in studies involving signaling interactions. Here we utilized a serum-free oxygenated culture system and show that mid-gestation mouse embryos cultured for 16-40 hr&#160;exhibit morphological development comparable to embryos developing in utero.

Embrionali di topo di sviluppo in un embrione di tutta la cultura di sistema privo di siero

Mid-gestation stage mouse embryos were cultured utilizing a serum-free culture medium prepared from commercially available stem cell media supplements in ...

An Ex vivo Culture System to Study Thyroid Development

The thyroid is a bilobated endocrine gland localized at the base of the neck, producing the thyroid hormones T3, T4, and calcitonin. T3 and T4 are produced by differentiated thyrocytes, organized in closed spheres called follicles, while calcitonin is synthesized by C-cells, interspersed in between the follicles and a dense network of blood capillaries. Although adult thyroid architecture and functions have been extensively described and studied, the formation of the &#8220;angio-follicular&#8221; units, the distribution of C-cells in the parenchyma and the paracrine communications between epithelial and endothelial cells is far from being understood.
This method describes the sequential steps of mouse embryonic thyroid anlagen dissection and its culture on semiporous filters or on microscopy plastic slides. Within a period of four days, this culture system faithfully recapitulates in vivo thyroid development. Indeed, (i) bilobation of the organ occurs (for e12.5 explants), (ii) thyrocytes precursors organize into follicles and polarize, (iii) thyrocytes and C-cells differentiate, and (iv) endothelial cells present in the microdissected tissue proliferate, migrate into the thyroid lobes, and closely associate with the epithelial cells, as they do in vivo.
Thyroid tissues can be obtained from wild type, knockout or fluorescent transgenic embryos. Moreover, explants culture can be manipulated by addition of inhibitors, blocking antibodies, growth factors, or even cells or conditioned medium. Ex vivo development can be analyzed in real-time, or at any time of the culture by immunostaining and RT-qPCR.
In conclusion, thyroid explant culture combined with downstream whole-mount or on sections imaging and gene expression profiling provides a powerful system for manipulating and studying morphogenetic and differentiation events of thyroid organogenesis.

An Ex vivo Culture System to Study Thyroid Development

This protocol describes dissection of mouse embryonic thyroid anlagen and the culture of explants on semiporous filters or on microscopy plastic slides. This system is ideal to study morphogenetic or differentiation events occurring during thyroid development of wild type or knockout embryos, and is amenable to gain- and loss-of-function experiments.

Un<em&gt; Ex vivo</em&gt; Cultura sistema per studiare lo sviluppo della tiroide

The thyroid is a bilobated endocrine gland localized at the base of the neck, producing the thyroid hormones T3, T4, and calcitonin. T3 and T4 are ...

Establishment of an Extracellular Acidic pH Culture System

Conditions of the tumor microenvironment, such as hypoxia or nutrient starvation, play critical roles in cancer progression and malignancy. However, the role of acidic extracellular pH in tumor aggressiveness and its underlying mechanism has not been extensively studied compared to hypoxic or nutrient starvation conditions. In addition, a well-defined culture method to mimic the acidic extracellular tumor microenvironment has not been fully reported.
Here we present a simple in vitro culture method to maintain acidic extracellular pH using reduced bicarbonate and increased lactate or HCl concentrations in the culture medium. The medium pH was sustained for at least 24 h and gradually decreased by 72 h following culture of PANC-1 and AsPC-1 pancreatic cancer cells. Three distinct acidic media conditions in this study highly upregulated pH-responsive genes such as MSMO1, INSIG1, and IDI1 compared to hypoxia or nutrient starvation. The upregulation of these genes can be used as a marker of acidic pH. These simple techniques are beneficial to elucidate underlying mechanisms of tumor malignancy under acidic tumor microenvironment. Therefore, our extracellular acidic pH culture system enables discovery of cellular acidic pH responses not only in cancer cells but also in primary cells, such as renal tubular cells, in relation to the other acidic disorders including, diabetic ketoacidosis, lactic acidosis, renal tubular acidosis, and respiratory acidosis.

The acidic tumor microenvironment plays critical roles in tumor progression. To assess the effects of acidic extracellular pH on cancer cells in vitro, we established simple acidic culture systems.

Istituzione di un pH extracellulare acido sistema cultura

Conditions of the tumor microenvironment, such as hypoxia or nutrient starvation, play critical roles in cancer progression and malignancy. However, the ...

Sviluppo di un sistema di inserimento co-coltura di due tipi cellulari in assenza del cellula-cellula di contatto

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Un neuronale e astrociti Co-Cultura Assay per l'analisi dei contenuti elevati di neurotossicità

L'uso di SC1 (Pluripotin) a supporto Mesc auto-rinnovamento in assenza di LIF