Wir möchten, dass die Mitglieder der Pelegri Labor und Fisch Anlage Führungskräfte danken, die bei der Erleichterung dieses Projektes beteiligt waren. Die Unterstützung für dieses Projekt wurde von NIH R56 GM065303 und NIH 2 T32 GM007133 zu ELW, NIH 5 F31 GM108449-02 und NIH 2 T32 GM007133 zu CCE und NIH RO1 GM065303 zu FP bereitgestellt

Alle Zebrabärbling wurden in strikter Übereinstimmung mit dem guten Tier Praxis behandelt, wie von den zuständigen nationalen und / oder lokalen Tierschutzkörpern definiert, und alle Tier Arbeit wurde von dem zuständigen Ausschuß (University of Wisconsin-Madison Sicherung Nummer A3368-01) zugelassen. Die Tiere wurden bei 26,5 ° C unter Standardbedingungen gehalten. 1. Vorauswahl von Frauen HINWEIS: Die Oozyten bei erwachsenen Frauen überspannen typischerweise eine Reihe von Entwicklungsstadien, von Stufe I bis V (Abbildung 2). Bereinigen die Weibchen bereits existierender Eizellen durch eine erfolgreiche natürliche Paarung erhöht die Synchronisation von Oozyten Inszenierung, als sich neu entwickelnden Eizellen als Kohorte erscheinen 3, 14. Innerhalb von etwa 8 Tagen nach dem Abführmittel sind die meisten Eizellen in einem frühen Stadium IV, die für die Einleitung in - vitro - Reifung optimal ist. Eine derartige Synchronisation erhöht die Ausbeute an Oozyten That kann durch den gesamten Prozess von in - vitro - Reifung gehen, experimentelle Manipulation zu erleichtern. Siehe vorherige Beschreibungen 13 für Informationen zum Einrichten von Fisch in gepaart Paarungen und auf Fischwasserzusammensetzung (hier 14 g Meersalz und 150 g NaHCO 3 pro 1.000 Liter Umkehrosmosewasser, pH 6,5-8,5 (bevorzugter Bereich: 6.8 -7.5) und eine Leitfähigkeit von 180-360 &amp; mgr; S). Siehe Brand et al. 13 für weitere Rezepte. <ol><li> Acht bis zehn Tage vor die in - vitro - Kultur - Manipulation, mit einem Fischnetz eines einzelnen männlichen und weiblichen ein einzelnen Fische des gewünschten Stammes mit einem passenden Behälter zu übertragen. Paar mehrere Sätze. Lassen Sie sie in der Gegen Tank über Nacht. Lassen Sie sie im Laufe des Abends und durch den Nachmittag des folgenden Tages paaren. </li><li> Verwenden Sie ein Fischnetz die Weibchen zu trennen, die Eier während der Paarung ergeben und sie in einen separaten Tank. Füttert diese Frauen zweimal täglich mit einer Futtermischung haltendenng etwa eine gleiche Menge an Artemia und Fischfutterflocken. Die Menge der Nahrung sollte ausreichen, um etwa 20 min zur Verfügung zu stellen, aber nicht mehr, der Fütterungszeit. </li></ol> 2. Herstellung von Reifungsmedium HINWEIS: Bereiten Sie Reifungsmedium am Tag des In - vitro - Reifung Experiments innerhalb von 1 h den Eizellen von den weiblichen entfernen (siehe Abschnitt 3). <ol><li> 20 ml von Leibovitz L-15-Medium mit L-Glutamin, pH 7,0, in ein 50 ml konischen Röhrchen unter sterilen Bedingungen. Bringen auf pH 9,0 mit 10 N NaOH. </li><li> Fügen 9 ml Leibovitz L-15-Medium, pH 9,0, auf 2 separate 50 ml konischen Röhrchen. Label 1 tube &quot;DHP +&quot; und die andere &quot;-DHP.&quot; </li><li> In dem Rohr + DHP, mit 10 &amp; mgr; l von 17α-20β-dihydroxy-4 - pregnen-3-on (DHP), 490 &amp; mgr; l dH 2 O und 500 &amp; mgr; l von 10% igem Rinderserumalbumin (BSA). </li><li> Im -DHP Rohr wurde mit 100 &amp; mgr; l von 10 mg / ml Gentamycin, 40081; l dH 2 O und 500 &amp; mgr; l 10% BSA. </li></ol> 3. Dissection der Oozyten und Initiation der In - vitro - Kultur HINWEIS: Das in - vitro - Kultur Experiment 8-10 Tage mit vorgewählten Frauen durchgeführt , nachdem sie Eier durch natürliche Paarung lösen. Verwenden Sie Reifungsmedium am selben Tag gemacht (siehe Abschnitt 2). Oozyten reift angemessen , wenn die Präparation in der Nähe des Endes des Fischtageszyklus (bestimmt im Labor durch voreingestellter künstliche Beleuchtung in der Fischanlage) 13 begonnen wird, möglicherweise Prozesse imitiert durch natürliche Paarung auftreten. Dies bedeutet , dass die meisten Schritte im Protokoll muss am Abend durchgeführt werden , wenn Fisch in einer Anlage mit einem Standard - Lichtzyklus untergebracht ist (zB Anfang Schritt 3.2 um 6 Uhr in einer Anlage mit einer 8.00 bis 10.00 Lichtperiode), obwohl andere Arbeitszeitperioden möglich sind mit einem entsprechend zeitverschobene Lichtzyklus. <ol><li> Vorbereiten einer 0,2% Tricaine Stammlösung in dH 2 O, gepuffert auf pH 7,0 mit 1 M Tris, pH 9,0, und halten diese Lösung bei 4 ° C. Dies kann vor der Zeit vorbereitet werden. </li><li> Starten Sie den Versuch 0-4 h vor dem Ende des täglichen Lichtzyklus in der Anlage. In einem 250-ml-Becherglas mit 20 ml 0,2% Tricaine Stammlösung, pH 7,0, zu 80 ml Wasser und Fisch mischen. </li><li> Übertragen Sie die vorgewählten Weibchen Tricaine Lösung und einschläfern sie durch Überbelichtung. Lassen Sie die Frauen in der Tricaine Lösung für 15 Minuten nach Beendigung der Kiemenbewegung. </li><li> Mit einem Löffel sammeln die eingeschläfert Fisch aus der Tricaine Lösung und spülen Sie sie kurz in Fischwasser. Den Fisch auf ein Papiertuch, um überschüssiges Wasser zu absorbieren. </li><li> Verwenden Sie einen sauberen Rasierklinge den eingeschläfert Fisch auf der Ebene der Brustflosse enthaupten. Verwendung Präparierscheren, stellt einen Längsschnitt an der Bauchseite des Fisches, von dem vorderen Ende zu dem Analbereich erstrecken. </li><li&gt; Den Fisch auf einer Petrischale unter einem Binokular mit einfallendem Licht. Verwendung eines Paares von Dissektionszangen, übertragen Ovar Portionen zu einer 35 x 10-mm-Kulturschale mit 4 ml Leibovitz L-15 Medium + DHP. HINWEIS: Die Eierstöcke, die Entwicklung von Oozyten enthalten als opak und klumpig Strukturen innerhalb der inneren Körperhöhle angezeigt. </li><li> Mit Dissektionszangen distanzieren sanft die Eizellen von den follikulären Massen. Sortieren der frühe Stufe IV - Oozyten (2B; vor GV Panne, bei nahezu maximaler Größe und durch ein dunkles, lichtundurchlässiges Zytoplasma und ein leicht ersichtlich GV in der Oocyte befand asymmetrisch gekennzeichnet). Discard Oozyten in früheren Stadien (Figur 2A) und durchscheinend, reifen Stadium V Eier (ähnlich wie in Figur 2C , aber die in den Ovarien vor der DHP - Behandlung). HINWEIS: Die Oozyten werden für die Reifung in einem frühen Stadium IV ausgewählt, zum frühestmöglichen Zeitpunkt, dass die Ergebnisse in der reifen, Stufe V oocytes nach dem in - vitro - Kulturbedingungen (2C und D) 3. Weil Stufe IV Oozyten aktiv Produkte produzieren, die Manipulation in dieser Phase erlaubt die Expression von exogenen RNA-Produkten durch Injektion oder für die Reduktion der Genfunktion über MOs eingeführt. </li><li> Verwenden einer Glaspipette Pasteur der frühen Stufe IV-Oozyten zu einem zweiten 35 x 10 mm Kunststoff-Kulturschale mit 4 ml Leibovitz L-15 Medium + DHP zu übertragen. Übertragen minimale Mengen an -DHP Mediums in die Schale der + DHP Lösung enthält. </li></ol> 4. Oozyten-Mikroinjektionen HINWEIS: Getrennter Stufe IV Oozyten in vitro - Reifung unterzogen werden können mikroinjiziert Reagenzien für funktionelle Manipulation einzuführen oder markierte Protein - Expression. Die Mikroinjektion von Reagenzien, wie mRNA und MOs (siehe Abschnitt 4) wird typischerweise durchgeführt , wenn die Oozyten in vitro durchlaufen matuRation in + DHP Medium vor defolliculation. Wenn es gewünscht wird, um mehr Zeit zu lassen, Manipulationen durchzuführen vor der Oocytenreifung kann die Injektionen auch in -DHP Medium durchgeführt werden, vor der Reifung, für mindestens 2 h. Sie können anschließend auf + DHP-Medium übertragen werden. <ol><li> Bereiten Sie mRNAs ein Standardausdruck-Kit. Halten Sie sie bei -80 ° C als 100-500 pg / ul Lager zur Injektion in einer Endkonzentration von 50-500 pg / ul (200 pg / ul wird empfohlen) in RNA-grade Wasser. Bereiten MOs bei einer Konzentration von 4 ng / &amp; mgr; l in Wasser gemäß der Anweisungen des Herstellers. Injizieren sie bei Endkonzentrationen von 2 ng / &amp; mgr; l (oder empirisch bestimmt). HINWEIS: Die Injektionen werden üblicherweise in + DHP-Medium (siehe Hinweis in Abschnitt 5) vor dem defolliculation durchgeführt. </li><li> Wenn mRNA die Injektion, unmittelbar vor der Injektion verdünnen den mRNA unter Verwendung von RNA-grade-Umkehrosmose-Wasser und 0,2 M KCl um eine Endlösung von 0,1 M KCl zu erreichen.</li><li> Wenn MOs, unmittelbar vor dem Einspritzen eingespritzt wird, verdünnen die MOs auf die gewünschte Konzentration unter Verwendung von Umkehrosmose-Wasser und 0,2 M KCl um eine Endlösung von 0,1 M KCl zu erreichen. </li><li> Manuell halten Oozyten mit feinen Pinzetten und ungefähr 1 nL in Wildtyp - Oozyten im Stadium IV mit einer ausgezogenen Glaskapillare Pipette hergestellt unter Verwendung einer Nadel injizieren. <ol><li> Bereiten Sie die Glasnadel durch erhitztes Glaskapillarrohre Ziehen Laden die Lösung eingespritzt werden soll, und brechen die Nadelspitze mit einer Zange, wie zuvor in 15 Protokollen für Standardeinspritzung in Zebrabärbling frühe Embryonen beschrieben. HINWEIS: Es ist hilfreich, wenn die Nadel eine allmähliche Verjüngung anstatt ein abrupt man hat; Dies ermöglicht mehr Flexibilität in Bezug auf den Standort der Pause in der Nadelspitze und hilft auch eine Beschädigung des injizierten Embryos zu verhindern. Unter Verwendung der gleichen Nadel und Lösung wie für die Embryo-Injektionen, stellen Sie das injizierte Volumen von vorge Bestimmung derMikroinjektor Druckeinstellungen, die das gewünschte Volumen herzustellen. Diese Einstellungen können durch mock-injizierende bestimmt werden in einen Tropfen Mineralöl auf einem Mikroskoptisch Kalibrierungsdia (0,01 mm) und Einstellen der Mikroinjektor - Einstellungen den gewünschten Durchmesser in dem Bolus von injizierten Lösung zu erhalten, wie zuvor beschrieben 15. </li></ol></li></ol> 5. Eizellreifung und Defolliculation HINWEIS: Während der Eizellreifung, werden sich die Eizellen zunehmend durchscheinend, die für die Beurteilung der erfolgreichen Kulturbedingungen ermöglicht. <ol><li> Weiterhin die unreifen Inkubieren (und gegebenenfalls eingespritzt) Oozyten in + DHP Medium bei 26,5 ° C, in regelmäßigen Abständen überprüft (alle 30 Minuten) , um sicherzustellen , dass die Oozyten , intakt bleiben und durchlaufen die richtige Reifung durch progressives scheinend zu werden (siehe Abbildung 2c) . <ol><li> Entfernen Sie alle Lysieren Eizellen mit einer Pasteur-Pipette und entsorgen Sie siein einem Labor Abfallbecher die Qualität des Mediums zu halten. Tauschen Sie das Kulturmedium mit etwa einem halben Volumen frischen + DHP Medium um eine klare Lösung zu erhalten, abhängig von der Menge der Eizelle Lyse. </li><li> Erlaubt die in vitro - Reifung fortschreiten , bis ein Großteil des Oozyten durchscheinend worden und hat eine GV , die nicht mehr erkennbar ist (ca. 2 h in DHP - Behandlung, siehe Figur 2C im Vergleich zu D). Sehen Sie sie unter einem Binokular mit Durchlichtoptik. </li></ol></li><li> Entfernen Sie die äußerste follikulären Membran aus jeder gereiften Oocyten. Verwenden extra feine Zange eine Träne in der follikulären Membranen in einer Region mit erhöhter Raum zwischen der Eizelle und der Membranen zu bilden. Abschälen eines Teils der Membran ab und rollen den Oozyten aus der Membran während der geschälte Teil gedrückt gehalten wird. HINWEIS: Der zugrunde liegende Chorionmembran bleibt typischerweise in enger Verbindung mit dem Ei während dieses Prozesses; nach Ei Aktivation, dehnt es sich für den Embryo um eine Schutzschicht zu bilden. </li><li> Übertragen des defollikuliert Oozyten in einem minimalen Volumen von Medium (in der Regel etwa 5-10 übertragen reife Oocyten in weniger als 20 &amp; mgr; l) in einer Petrischale mit einem paar Tropfen der Kultur (DHP +) -Medium und gehen zur Befruchtung. </li></ol> 6. Düngung von In - vitro - Cultured Oozyten HINWEIS: Die Sperma-Lösung auf Eis, unten vorbereitet, wird für ca. 2 h seine Wirksamkeit aufrechtzuerhalten. <ol><li> Vorbereiten einer Spermienlösung in der Nähe des Endes der Oocytenreifung Schritt und vor der Verwendung von fünf männlichen Hoden in 500 ul Hanks&#39; Lösung defolliculation, wie zuvor 16, 17 beschrieben. </li><li> In 10 bis 50 &amp; mgr; l der Spermien Lösung für die defollikuliert Eizellen in + DHP Kulturmedium. 10 s warten. </li><li> Mit einer Pipette wird ein paar Tropfen von embryonalem (E3) Medium zu den Oozyten. 1 min warten und dann die überfluten plmit E3 Medium aß. HINWEIS: Die Zusammensetzung des E3 - Medium ist wie folgt: 5 mM NaCl, 0,17 mM KCl, 0,33 mM CaCl 2, 0,33 mM MgSO 4, und 1-5% Methylene Blue 13. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 5.3, 6.2 und 6.3 auf eine größere Anzahl von befruchteten Embryonen zu erhalten. </li><li> Lassen Sie die befruchteten Embryonen zu entwickeln. Verwenden eines Seziermikroskops mit Durchlichtoptiken die Progression durch die Furchungsstadien zu beobachten erfolgreiche Befruchtung zu gewährleisten, wie zuvor beschrieben für die Befruchtung 17 und Staging - 18. </li></ol>

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Die Autoren haben keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Das obige Protokoll ist für die Manipulation von Genprodukten vor der Befruchtung, so dass für die Untersuchung der mütterlichen Genprodukten in dem frühen Zebrafischembryo. Frühere Studien konnten Eizellen in vitro reifen 4; Dieses Protokoll wurde modifiziert , für die nachfolgende Düngung von in vitro gereiften Eizellen 8 zu ermöglichen. Dies wiederum ermöglicht die Injektion von Reagenzien für die funktionelle Manipulation und Visualisierung von mütterlich vererbten Produkten im frühen Embryo 3. Embryonen aus diesem Verfahren resultiert, kann lebensfähig sein und überleben kann fruchtbar Erwachsene werden. In Vorversuchen etwa der Hälfte der befruchteten Embryonen aus diesem Verfahren abgeleitet wurde am Tag 5 der Entwicklung lebensfähig, durch Schwimmblase Inflation in diesem Stadium zu beurteilen, wie, etwa die Hälfte davon wurde gesund, fruchtbar Erwachsene (nicht veröffentlichten Beobachtungen). Es gibt eine Reihevon kritischen Schritte in dem Protokoll zu berücksichtigen. Oozyten im geeigneten Stadium der Reifung (frühes Stadium IV) zu initiieren, angereichert werden kann, wenn das Weibchen verpaart kürzlich wurde, jedoch nicht vor 8 dpp. Mit Fisch, der möglicherweise nicht vor kurzem ergeben gepaart haben 14 Eier in degenerieren, die Reifung nicht unterliegt. Weibchen gepaart innerhalb von weniger als 8 Tagen werden eine Mehrheit der Eier im Stadium III oder weniger, und somit werden die Eier nicht richtig in vitro reifen. Eierstöcke bei Frauen, die 8 Tage vor verpaart werden einen optimalen Anteil von Oozyten in frühem Stadium IV haben. Diese kann durch ihre Opazität und die Anwesenheit des GV in einer exzentrischen Position (2B) erkannt werden. Oocyte Stufe Bestimmung kann auch durch Größenmaß unterstützt werden, wobei die Eizellen auf einen graduierten Mikrometer Objektträger unter einem Mikroskop platziert , und im Vergleich zu Standard - Staging - Richtlinien (Tabelle 1). Allerdings haben frühes Stadium IV Oozyten annähernd maximale Größe im Vergleich zu reifen(erkannt durch ihre relative Transparenz und das Fehlen einer GV; 2C) Oozyten und sind leicht zu erkennen, wie oben beschrieben, die im allgemeinen die Notwendigkeit eines direkten Oozyte Größenmaß vermeidet. In - vitro - Reifung innerhalb von einigen Stunden nach dem Ende des Tageslichtzyklus , in dem die weiblichen Eizelle Spender akklimatisieren beginnen. Oozyten nicht richtig reifen, in schlechten Befruchtungsraten reflektiert, wenn im Laufe des Vormittags Periode des Licht-Zyklus kultiviert. Der Grund für die zirkadiane Abhängigkeit der in vitro Oocytenreifung Methode wird nicht verstanden , aber spiegelt wahrscheinlich darunter liegendes circadian Vorspannungen in in vivo Eizellreifung die cycling Genexpression während der Oogenese 21. Eine häufige Ursache für Oozyten andernfalls trotz ordnungsgemäßer Oozyte staging in vitro - Reifung erfolgreich zu unterziehen ist , dass der DHP abgelaufen ist. DHP Hormon Ablauf der Regel nach einem Jahr und Wirkung, um sicherzustellen,ive Reifung, sollte die Arbeits Charge innerhalb von 9 Monaten Gebrauch ersetzt werden. Die Injektion von Oozyten, ist ein weiterer wichtiger Schritt, wenn der Zweck des Verfahrens ist die funktionelle Manipulation der mütterlichen Produkte. Dieses Verfahren hat die Anforderungen an 0-30 MPF von denen für Standard-Injektionen in der befruchteten Eizelle unterscheiden. Ein Schlüsselfaktor in Oocyteninjektion ist die Notwendigkeit , die Injektionen unter Bedingungen durchzuführen, die zu einem vorzeitigen Eiaktivierung führen nicht, wie in Leibovitz L-15 Medium , 22, 23. Weil sie in Ovarien eingebettet sind, Reifung Eizellen stellen auch besondere Anforderungen an Injektion. Das Protokoll über schlägt erste Oozyten aus den Ovarien dissoziieren und dann jede Oozyte separat mit einer Pinzette dissoziiert zu halten, während der Injektion. Diese Technik hat sich bewährt und erlaubt Vorsortierung Oozyten im geeigneten Stadium bei minimaler Handhabung. Alternative Methoden können auch verwendet werden, wiewie: i) Plazieren Oozyten in Standard - Injektionströge Agarose 15, wobei die vertikalen Wände der Troges Unterstützung der Oozyten während der Injektion (in diesem alternativen Verfahren, müssen die Oozyten Injektionsplatten übertragen werden , während in der in - vitro - Reifungsmedium gehalten) und ii ) ermöglicht die Oozyten mit dem Ovarmasse befestigt zu bleiben, die mit einer Pinzette während des Injektions Kontakt mit dem injizierten Oozyten gehalten werden kann (in diesem Ansatz zu vermeiden, sollte die Oocyten nach der Injektion sowohl erleichtern Belichtung DHP dissoziiert werden und deren defolliculation zu ermöglichen , selbst wesentlich für IVF). Trotz dieser besonderen Herausforderung, Stufe IV Oozyten ohne weiteres mit einer Injektionsnadel durchdrungen werden können, wahrscheinlich weil die Chorionmembran in diesem Stadium nicht vollständig 9 entwickelt wird. Eine Einschränkung des aktuellen Reif Protokolls ist , dass in vitro - Reifung Bedingungen , die richtige Oozytenentwicklung fördernkann nicht erzeugt werden, wenn in der Stufe Oocytenreifung früher als Stufe IV eingeleitet wird. Oozyten werden kompetent zu DHP reagieren , indem sie die Reifung unterziehen , wenn sie einen Durchmesser von 520 &amp; mgr; m, zu erreichen , die während der ersten Stufe auftritt III (vitellogenesis, auf den Bereich 340 zu 690 &amp; mgr; m entspricht) 9. Jedoch ist die Kultur der Stufe III Oozyten Ergebnisse in Oozyten , die für die Befruchtung 3 nicht zuständig sind. Nur Oozyten , deren in vitro - Kultur wird in der Stufe IV initiiert (2B) in reife entwickeln kann, Stufe V - Oozyten (2C und D). Dies kann auf die Tatsache zurückzuführen, dass im Stadium III für vitellogenesis und Eizelle Wachstum 9 wesentlich ist. Figur e; III - die in vitro Oocytenreifung Verfahren in diesem Artikel vorgestellten sollten nur mit einer Ausgangspopulation von Oozyten im Stadium IV (B), und nicht mit Oozyten in früheren Stadien (Stadien I somit verwendet werden , <strOng&gt; 2A). Aus dem gleichen Grunde ist dieses Verfahren beschränkt auf Gene, die in der Stufe IV oder später exprimiert werden. Die funktionelle Manipulation von Genen, deren Produkte ausgedrückt früher kann stattdessen auf genetische Methoden beruhen (siehe unten). Verbesserungen an den in - vitro - Kultur Reifung Methoden in der Zukunft in früheren Stadien für die Einleitung der Eizelle Kultivierung ermöglichen, wodurch die Leistung des in - vitro - Reifung Ansatzes erweitert. Eine weitere Einschränkung in dem vorgestellten Verfahren ist, dass defolliculation, die für die nachfolgenden Schritte umfassen Befruchtung essentiell ist, ist derzeit ein geschwindigkeitsbegrenzender Schritt in dem Verfahren. Die follikulären Membran ist eine transparente Schicht, die die Entwicklung von Oozyten umgibt, und die Entfernung kann langwierig sein. Wenn diese Membran nicht vollständig entfernt wird, wird das Ei nicht voll aktiviert und gedüngt. Dies wird durch den Ausfall des Chorion deutlich gemacht zu erweitern und die Entwicklung von unregelmäßig angeordnet, Furche artiger structures (pseudocleavages), die charakteristisch für unfertilized Embryonen 11. Die enzymatische defolliculation Methoden wie Kollagenase, wie in Xenopus verwendet, versucht worden. Doch in unseren Händen ist diese Technik nicht erfolgreich, und wir setzen daher auf manuelle defolliculation. Da manuelle defolliculation ist arbeitsintensiv und zeitaufwendig ist , ist es schwierig , große Chargen von befruchteten Eizellen nach in vitro Eizellreifung zu erhalten. Aufgrund der zeitlichen durch manuelle defolliculation auferlegten Beschränkung, zur Zeit wir ein paar defollikuliert, reifen Eier in einer Zeit, in kleinen Chargen von 5-10 Eiern befruchten. Der Einbau von enzymatischer defolliculation mit diesem Verfahren würde seine Ausbeute und die allgemeine Bedienbarkeit wahrscheinlich erheblich erhöhen. Obwohl Embryonen nach der Befruchtung in vitro -matured Eizellen produzierten lebensfähig Erwachsene werden können, stellen wir fest, dass nach dem in - vitro - Fertilisation, ein Bruchteil von Embryonen zu tun<html> normal oder in einer zeitgemäßen Weise nicht teilen. Wir sind derzeit die Auswahl für Leitungen , deren Ausbreitungs umfasst Runden der in vitro Oocytenreifung, die in Embryonen in robusteren Muster der Entwicklung führen kann durch diese Methode abgeleitet. Das Verfahren ist für die klaren Rettungs- oder Visualisierung von Proteinlokalisierung für eine Reihe von Mutationen 25 24, erlaubt. Doch für manche Gene kann die Regulierung der Produktexpression von entscheidender Bedeutung sein, so dass die durch injizierte mRNA exprimierten Produkte zu unterschiedlichen Ergebnissen 26 führen kann. Es ist auch wichtig achtsam aller Bedienelemente zu sein (zB Embryonen mit Reagenzien injiziert , die ähnliche Eigenschaften wie die in dem Experiment noch verwendet werden , haben vorhergesagt , um nicht einen Effekt, wie beispielsweise Steuer MOS- oder RNAs nur kodierend für inerte Proteine zu produzieren, wie beispiels wie GFP), als zugrunde liegende Variabilität unsachgemäße Schlussfolgerungen führen kann. nt &quot;&gt; Ein Ansatz , der in - vitro - Manipulation durch Befruchtung gefolgt ist besonders nützlich im Fall von maternal abgelagerten Produkte, in denen die Methode der Injektion von RNA, MOs oder Protein in das befruchtete Ei kann in das Ei nicht effektiv akkumulierte Produkte bereits reduzieren. andere kürzlich entwickelten Verfahren, wie CRISPR-mutierten Generation, sind ebenfalls wirksam bei mutanten Bedingungen für maternal exprimierte Gene 26 erzeugt wird . Dieses Verfahren ist jedoch das Wachstum von mehreren Generationen von Fisch erfordert. die in vitro Oocytenreifung Technik ermöglicht eine schnelle funktionelle Manipulation Untersuchung der Funktion von maternal exprimierte Gene, einschließlich der Rettungs- und Phänokopie mütterlicher-Effekt Mutationen sowie die Expression von RNA und Proteinen im frühen Embryo.

Während der Tierentwicklung, die Mutter Ablagerungen Genprodukte (zB RNAs, Proteine und andere Biomoleküle) in das Ei; diese Produkte sind wichtig für die frühe zelluläre Prozesse unmittelbar nach der Befruchtung 1, 2. Die Manipulation der Expression und Funktion von mütterlichen Produkten ist in der Regel unwirksam , wenn 3 einen Standard - Ansatz für die Injektion von Reagenzien in befruchteten Eier verwendet. Dies ist, weil die meisten RNAs und Proteine, die durch die Eizelle während des Oogenese produziert werden, so vorbelastet mütterliche Produkte sind bereits in der reifen Eizelle. Solche Produkte sind bereits existierenden undurchlässig für funktionelles Knockdown mit Gen-Targeting-Mitteln, wie Morpholino-Antisense-Oligos (MOs), da MOs das mRNA-Ziel, das nicht vorher existierende Proteins bereits in dem Ei bei der Befruchtung. Darüber hinaus passieren viele frühen embryonalen Prozesse zu früh nach der Befruchtung influen werdenced durch Protein-Produkte von RNA in die befruchtete Eizelle injiziert abgeleitet, da die RNA nicht schnell genug erzeugt werden können, die ersten Ereignisse von der Embryonalentwicklung zu beeinflussen. Aus dem gleichen Grunde, markierten Protein-Fusionen durch eine mRNA Injektion in die befruchteten Eizelle ausgedrückt kann nicht rechtzeitig für die Visualisierung während ihrer aktiven Rolle im frühen Embryo hergestellt werden. Die Injektion in extrudierten reife Eizellen vor Eiaktivierung ist möglich , aber ist im Zusammenhang mit ähnlichen technischen Problemen: so reife Eier sind bereits vorinstalliert mit dem mütterlichen Protein, und sie werden nicht translational aktiv werden (dh produziert Protein aus exogener Transkripte) bis nach dem Ei Aktivierung. Aus diesen Gründen muss die Manipulation der mütterlichen Genprodukten in der frühen Embryonalentwicklung wirken typischerweise während der Oogenese in der Reifung Eizelle durchgeführt werden. Als einen Ansatz , um diese Hürden zu überwinden, in - vitro - Reifung Methoden, die für die Reifung von ooc ermöglichenytes aus Stufe IV zu Eibildung wurden in Zebrabärbling etabliert. Frühe Methoden in vitro - Reifung erlaubt, aber die resultierenden reifen Eier waren nicht zuständig für die Befruchtung 4. Anschließend wird die Manipulation der Kulturbedingung von neutral bis pH 9,0, den alkalischen pH - Wert der Ovarienflüssigkeit in Fischart gefunden nachahmt 5, 6, erlaubt für eine zuverlässige in - vitro - Fertilisation (IVF) nach in vitro - Reifung 7, 8. Tatsächlich in vitro -matured Oozyten können brauchbare Embryonen erhalten , die bis zum Erwachsenenalter und fruchtbar sind , die überleben , 3, 8. Dieses verbesserte Verfahren wurde weiter die funktionelle Manipulation der mütterlichen Gene umfassen, die angepasst, um die Expression von markierten Proteinen während der Oogenese Zebrabärbling durch exogene Expression und MO-vermittelte funktionelle knock down in maturing Stufe IV Oozyten 3 (Abbildung 1). Zebrafisch Oogenese weist eine Reihe von charakteristischen Stufen zur Bildung von reifen Eizellen führenden 9 (Tabelle 1 für einen Eintrag zu verschiedenen Stadien der Oogenese sehen). Kurz gesagt, Oozytenentwicklung wird von Stufe I Eizellen initiiert und wird an dem Diplotän Stadium der Prophase I der Meiose verhaftet. Diese Oozyten unterziehen Wachstum durch aktive Transkription (initiiert während der Phasen IA und IB), die Bildung von kortikalen Alveolen (auch als Rindengranulat bekannt, während der Stufe II initiiert) und vitellogenesis (initiiert während der Stufe III). Oocyte Wachstum während der Stufe IV, vollendet, wenn der Meiose I wird fortgesetzt, was in der Demontage des Oozyten Nukleus, als das Keimbläschen bezeichnet (GV). Anschließend wird die Meiose II wieder in der Metaphase verhaftet. Der Abschluss der Oozyte Wachstums und Meiosehemmung während der ersten Stufe führt zu einer reifen IV V zB BühneG 9. Die Entfernung des follikuläre tritt Membran während der Freisetzung der Eizelle in das Lumen des Ovars 10 und ist von wesentlicher Bedeutung für die Befruchtung und richtige Eiaktivierung. Sobald die Eier von der Mutter während der natürlichen Paarung extrudiert werden, werden sie aktiviert. In Zebrabärbling, Einwirkung von Wasser ist ausreichend , um für volle Eiaktivierung, unabhängig von der Anwesenheit von Spermien 11. In - vitro - Bedingungen ermöglichen zur Zeit für die Reifung von Oozyten von frühem Stadium IV- , die von ihrer Größe identifiziert werden kann (690 bis 730 um), die Anwesenheit einer großen GV in einer asymmetrischen Position und ein vollständig opakes Aussehen aufgrund der Ansammlung von Dotter - Proteinen (2B) -nach mature V Eistadium, durch ein vollständig demontiert GV gekennzeichnet und einem durchscheinenden Aussehen durch Proteinverarbeitung 12 (2C) zum Eigelb. Bei diesem Ansatz ganze Ovarien containing Eizellen in verschiedenen Stadien der Entwicklung werden von Frauen entfernt. Die Oocyten sind erlaubt 8 in 17α-20β-dihydroxy-4 - pregnen-3-on (DHP), einer effektiven Reifung induzierenden Hormons zu entwickeln. Während dieser Zeit kann Reifungs Oozyten durch die Injektion von Expression (beispielsweise mit einer Kappe bedeckt, in vitro -transcribed mRNAs) oder Reverse-genetics Mittel (zB MOs) manipuliert werden. Die follikulären Schicht nicht vergießt nicht spontan in Richtung zum Ende der Reifungszeit, so muss er von Hand entfernt werden. Nach defolliculation, in - vitro - Fertilisation wird durch Triggern Eiaktivierung durch die Exposition der Eier in dem Wasser (in embryonalen (E3) mittel) 13 und eine Samenlösung erreicht. Die resultierenden Zygoten laufen Embryonalentwicklung und erlauben die Bewertung der Fähigkeit von Behandlungen mütterlichen Genfunktion und zur Visualisierung und Analyse der markierten Produkte mütterliche zu manipulieren ( <strong&gt; 3).

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Zebrafish mating boxes</td>
			<td>Aqua Schwarz</td>
			<td>SpawningBox1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S5886</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P5405</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na2HPO4</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S3264</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C7902</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4-7H2O</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>63138</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S5761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tricaine</td>
			<td>Western Chemical</td>
			<td>Tricaine-D (MS 222)</td>
			<td>FDA approved (ANADA 200-226)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris base</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>77-86-1</td>
			<td>to prepare 1 M Tris pH 9.0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>920-1</td>
			<td>to prepare 1 M Tris pH 9.0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fish net (fine mesh) (4-5 in)</td>
			<td>PennPlax</td>
			<td>(ThatFishThatPlace # 212370)</td>
			<td>available in ThatFishThatPlace</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic spoon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>available in most standard stores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14091-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting forceps</td>
			<td>Dumont</td>
			<td>SS</td>
			<td>available from Fine Science Tools</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting stereoscope (with transmitted light source)</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ645</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reflective light source (LED arms)</td>
			<td>Fostec</td>
			<td>KL1600 LED</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri plates 10 cm diameter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf tubes 1.5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice bucket</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Narrow spatula</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>14-374</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Depression glass plate</td>
			<td>Corning Inc</td>
			<td>722085 (Fisher cat. No 13-748B)</td>
			<td>available from Fisher Scientific</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paper towels</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes</td>
			<td>Kimberly-Clark</td>
			<td>06-666-11</td>
			<td>available from Fisher Scientific</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timer stop watch</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wash bottle</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>24020500</td>
			<td>available from Fisher Scientific</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>beakers, 250 ml (2)</td>
			<td>Corning Inc.</td>
			<td>1000250</td>
			<td>available from Fisher Scientific</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leibovitz&#39;z L-15 medium</td>
			<td>Thermofisher</td>
			<td>11415064</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>221465</td>
			<td>for pH&#39;ing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A2058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>17alph-20beta-dihyroxy-4-pregnen-3-one (DHP)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P6285</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gentamicin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G1272</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injection Apparatus</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>FemtoJet</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Capillary Tubing for injection needles</td>
			<td>FHC</td>
			<td>30-30-1</td>
			<td>or equivalent, Borosil 1.0 mm OD x 0.5 mm ID with fiber, 100 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle puller</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>Model P-87</td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipetor (1-20 &#181;l range) with tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipetor (20 - 200 &#181;l range) with tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipetor (100 - 1000 &#181;l range) with tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conical tubes 15ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conical tubes 50ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>plastic pipette 10 ml with bulb</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>plastic pipette 20 ml with bulb</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any maker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope stage Calibration Slide 0.01 mm</td>
			<td>AmScope</td>
			<td>MR095</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents for fish water:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instant Ocean Salt</td>
			<td>Drs. Foster &#38; Smith</td>
			<td>&#160;CD-116528</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate (cell culture tested)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S5761-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents for E3 medium:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S5886-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P5405-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2, dihydrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C7902-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4, heptahydrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>63138-250G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methylene Blue</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M9140-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fish Food:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frozen brine shrimp</td>
			<td>Brine Shrimp Direct</td>
			<td>FBSFKG50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetramin Flakes</td>
			<td>Drs. Foster &#38; Smith</td>
			<td>16623</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

functional manipulation of maternal gene products using in vitro oocyte maturation in zebrafish

Zelluläre Ereignisse, die während der frühesten Stadien der Embryonalentwicklung Tier nehmen durch maternalen Genprodukte in den Entwicklern Oozyte abgeschieden angetrieben. Da diese Ereignisse auf dem mütterlichen Produkten verlassen die in der Regel sehr schnell handeln nach der Befruchtung-dass präexistieren im Ei, Standardansätze zur Expression und funktionelle Reduktion der Injektion von Reagenzien in die befruchtete Eizelle beteiligt sind in der Regel unwirksam. Stattdessen solche Manipulationen müssen während der Oogenese, vor oder während der Anhäufung von mütterlichen Produkte durchgeführt werden. Dieser Artikel beschreibt im Detail ein Protokoll für die in - vitro - Reifung von unreifen Eizellen Zebrabärbling und die anschließenden in - vitro - Fertilisation, wodurch man tragfähige Embryonen , die bis zum Erwachsenenalter überleben. Dieses Verfahren erlaubt die funktionelle Manipulation der mütterlichen Produkte während der Oogenese, wie beispielsweise die Expression von Produkten für die phänotypische Rettungs- und getaggt Konstrukt Visualisierungen sowie einS, um die Reduktion der Genfunktion durch Reverse Genetik-Mittel.

Um festzustellen , ob das oben beschriebene Verfahren erfolgreich ist, können die Embryonen während der Furchungsstadien beobachtet werden , um das Erscheinungsbild des stereotypisch frühen embryonalen Spaltungsmusters 18 , um zu bestätigen, sowie bei 24 Stunden nach der Befruchtung (HPF) , um zu bestätigen die richtige Entwicklung des Grundkörpers Plan. Dieses Verfahren ermöglicht die Manipulation der mütterlichen Produkte für funktionelle Untersuchungen durch die Injektion von Reagenzien, wie mRNAs und MOs, während Oozytenentwicklung. Manipulation der mütterlichen Produkte für funktionelle Studien: mRNA , kodierend für Wildtyp- und mutierten Produkte lassen sich in in - vitro - Reifung Oozyten injiziert werden , um die Wirkung der Manipulation der mütterlichen Genfunktion während der Meiose zu testen und die frühe Embryonalstadien. Zum Beispiel können Wildtyp-Embryonen mit wi injiziert werdenld-Typ mRNA für die Wirkung der Produktexpression zu testen oder mit mutierten RNA zu testen , für potentielle dominant (zB gain-of-function und antimorphic) Effekte in diesen Prozessen. Oozyten in in vitro - Kultur in der Lage , Protein aus exogenen mRNA gesamten Oozytenentwicklung zu erzeugen, wie durch die Expression von GFP aus injizierten mRNA gezeigt, obwohl nur Oozyten , die Kulturbedingungen in der Stufe IV der Oogenese initiieren zu reifen Stadium V - Oozyten (2B entwickeln -2D siehe auch Nair et al. 3). Die Expression von Wildtyp - Produkt durch injizierten mRNA ist auch für die Rettung von mütterlich-Effekt Mutationen instrumental Gen Identität während Positionsklonierung 3, 24 zu bestätigen. In diesem Fall wird Wildtyp-mRNA in Eizellen von homozygot mutierten Weibchen injiziert zu testen, ob Wildtyp-Produkte den mutierten Phänotyp retten kann. Diese genetische Rettung dargestellt in &lt;strong&gt; 3A-3C, wo Aurb mRNA injiziert wird , um die phänotypischen Wirkungen einer Mutation in seiner entsprechenden Gen, zellulären Insel (CEI) (3A-3C) gezeigt , zu retten. Die Embryonen aus einer Kontrollgruppe werden auch 3 das entsprechende mutante Phänotyp entwickeln gelassen zu zeigen. Mutant RNA kann auch in Mutanten-Oozyten injiziert werden, um zu testen, ob das mutierte Produkt durch den Vergleich des Ausmaßes der Rettung der Dosis durch das Wildtyp-Produkt Teilfunktion behält. Die Protein-Expression von mRNA in der Entwicklung von Eizellen injiziert wird mit wenig oder gar keiner Verzögerung auftritt. Starke GFP - Expression ist innerhalb von 2 h der Injektion der entsprechenden mRNA, unabhängig von dem Entwicklungsstadium der Eizelle 3 beobachtet (2B-2D; siehe auch Nair et al . 3). Produkte wie mCherry:SAS6 und Birc5b (Motley): GFP können sofort nach der Befruchtung und während des ersten embryonalen Zellzyklus 3, 25 beobachtet werden. Die Injektion von mRNA während der Oogenese führt auch zur Produktion von Protein , das, unabhängig von der verschmolzenen getaggt Einheit ist , funktionell ist unmittelbar nach der Befruchtung, wie im Fall von mütterlichen Produkten für zellulare Insel / Aurb 3, wirkungslosen Zyklus / lrmp 24 gezeigt ist, und bunt / bir5b 25. Translation-blocking MOs eine Wirkung auch unmittelbar nach der Befruchtung hat, wie vergeblichen Zyklus / Lrmp 3 und in späteren Stadien der Embryonalentwicklung gezeigt, wie im Fall von Mission Impossible / dhx16 3. Splice-blocking MOs, wenn in Reifung Eizellen injizierte, hat keine Auswirkung auf mütterliche Funktion, wahrscheinlich aufgrund bereits vorhandene reife mütterliche Transkripte in Stufe IV Eizellen &lt;sup class = &quot;xref&quot;&gt; 3. Generation von morphants: Wenn eine MO Verwendung entsprechend ein Gen mit einer bereits identifizierten Mutation wird die morphant Phänotyp erwartet, dass die mutierten Phänotyp imitieren. Morphants sind im Vergleich zu nicht-injizierten Embryonen und denjenigen mit einem Standard injiziert, MO steuern. Die Injektion eines Übersetzungsblockierungs morpholino kann erfolgreich Phänokopie den bekannten mutanten Phänotyps 3, wie durch die Injektion von Lrmp MO in Oozyten gezeigt, die den mutierten Phänotyp der entsprechenden Mutation, wirkungslosen Zyklus (3D-F) nachahmt. Die Spezifität von MOs können durch die gleichen Methoden bestimmt werden verwendet , wenn MOs in Embryonen (rezensiert zuvor) 19, 20 eingespritzt wird . Die Expression von fluoreszenzmarkierten Fusionsproteinen: mRNA , kodierend für Genprodukte von Interesse für fluoreszierende Proteine fusioniert (zB GFP und mCherry) kann auch in entweder Wildtyp- oder mutierte Oozyten injiziert werden , um die entsprechenden Produkte innerhalb des frühen Embryos (dh Reflektieren eines subzellulären Lokalisation Muster sichtbar zu machen, Figur 3G und 3H). kodierenden mRNAs für ähnliche Fusionen aber das mutierte Allel denen in ähnlicher Weise ausgedrückt werden kann, testen, ob die Mutation mögliche subzellulären Lokalisierungen betrifft. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/55213/55213fig1.jpg" /> Abbildung 1: In Vitro Oocytenreifung. Schematische Darstellung der verschiedenen Schritte in vitro in Oocytenreifung beteiligt zeigt. Erwachsene Weibchen sind vorselektierten für Eiablage 8 Tage vor dem Verfahren, sie Eier zu reinigen, die bereits ausgereift sind und proMote neue Oozytenentwicklung. Die Ovarien, enthält Entwicklungs Oozyten werden von Weibchen entfernt und in ein Medium überführt , das Hormon DHP enthält Oocytenreifung in vitro zu induzieren. Nach dem Entfernen von Frauen und unmittelbar vor oder während der Eizellreifung, Eizellen mit RNA-Produkten und anderen Reagenzien für die funktionelle Manipulation der mütterlichen Faktoren injiziert werden. Reife Oozyten werden manuell defollikuliert und in vitro mit einem Spermium befruchtet Lösung Befruchtete Embryos lebensfähig zu erhalten. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55213/55213fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55213/55213fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/55213/55213fig2.jpg" /> Abbildung 2: In - vitro - Eizellreifung und Expression von Produkten aus injizierten mRNA. (A) Oozyten in den Stufen I-III, beobachtet in Ovarien vonFrauen 4 Tage nach Spülung (dpp). (B) Oozyten im Stadium IV, beobachtet in Ovarien von Weibchen 8 dpp. Die Keimbläschen (GV, Pfeilspitze) ist deutlich sichtbar und nimmt eine exzentrische Position. Die Phase - III - Oozyten in (A) zeigen auch eine leicht ersichtlich , GV, aber es gefunden wird in der Eizelle zentriert. Stufe IV Oozyten in (B) haben eine Größe , das in der Nähe von maximal ist im Vergleich zu den reifen Oocyten in (C). (C und D) Oozyten im Stadium V (reifen Oozyten) nach 2 h in in - vitro - Reifung Bedingungen in der ersten Stufe eingeleitet IV, wie in (B) und während der Reifung mit GFP-kodierende, in vitro transkribierte mRNA (C, sichtbares Licht injizierten nur, D, Überlagerung des sichtbaren Lichts und GFP-Fluoreszenz). Die GV ist nicht mehr ersichtlich, in der Stufe V-Oozyten, die auch weniger opak als Stufe IV-Oozyten. Injizierten Oocyten exprimieren GFP - Protein (D). Defolliculation von reifen Stadium IV Oozyten modercribed im Protokollabschnitt. Maßstabsbalken = 300 &amp; mgr; m. Alle Platten wurden reproduziert mit Genehmigung von Nair et al 3. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55213/55213fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55213/55213fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/55213/55213fig3.jpg" /> Abbildung 3: Manipulation und Visualisierung von Maternal Produkten durch In - vitro - Eizellreifung. (A - C) Rettung des mütterlich-Effekt - Phänotyp verursacht durch eine Mutation in Zell Insel / aurora B durch die Injektion von Wildtyp - mRNA Aurb in der Stufe IV CEI / Aurb Oozyten. Fusionierten Bilder Tier Ansichten von 65 MPF festen blastodiscs zeigen, sichtbar gemacht mit anti-ß-Catenin-Antikörper Membranen markieren (grün), anti-α-Tubulin-Antikörper, um anzuzeigen, Mikrotubuli (rot) und DAPI DNA (blau) zu bezeichnen. (A) β-Catenin - Akkumulation in Wildtyp - Embryonen, indikativ für normale Reifung Furche. (B) A CEI / Aurb Embryo aus einem nicht - injizierten CEI / Aurb Stufe IV Oozyte zeigt teilweise, rudimentäre Furchen , die β-Catenin nicht akkumulieren. (C) einem geretteten CEI / Aurb Embryo von einer CEI / Aurb Oozyte injiziert mit Wildtyp - mRNA Aurb an den Furchen robust β-Catenin - Akkumulation darstellt. (D - F) Phänokopie der mütterlich-Effekt , verursacht durch eine Mutation in wirkungslosen Zyklus / lrmp aus der Injektion von Lrmp morpholino in die Stufe IV Oozyten. Fusionierte Bilder Tier Ansichten von 70 MPF fixierte blastodiscs zeigen, sichtbar gemacht mit Anti-γ-Tubulin-Antikörper, um anzuzeigen, Zentrosomen (rot) und DAPI DNA (blau) zu bezeichnen. (D) In Wildtyp - Embryonen, jeden Kern assoziiert mit γ-Tubulin, ein Marker für zentrosomalen Material. (E) im mütterlichen Effekt FUE Mutanten, Fusions pronukleären versagt, was in zwei bis drei Flecken von DNA - Etiketten entspricht , nicht fusionierten parentalen Pro-Nuclei und dem Polkörper für Meiose II. (F) In Lrmp morphants, wo mütterliche Lrmp Funktion inhibiert wird, nicht die Kerne in ähnlicher Weise zu unterteilen , und zusätzlich, nicht mit γ-Tubulin assoziieren. (G und H) Visualization of maternal hergestelltes Produkt im frühen Embryo. Sass6 mCherry-Protein aus exogener mRNA in der Stufe IV injizierte Oozyten zu den Centriolen lokalisieren. Fusionierte Bilder Tier Ansichten von 40 MPF festen blastodiscs zeigen, sichtbar gemacht mit Anti-γ-Tubulin-Antikörpern Zentrosomen markieren (grün), um anzuzeigen, mCherry Fluoreszenz Sass6 (rot) und DAPI DNA (blau) zu bezeichnen. (G) ausgedrückt Sass6 mCherry-Protein lokalisiert den Kern (Pfeile) flankierende von der Zentrosomen Marker γ-Tubulin an den Aufstellungsorten zu etikettierenden Foci. (H </stRong&gt;), um das gleiche Bild, zeigt der Übersichtlichkeit halber nur Sass6-mCherry und DAPI. Die Embryonen in (G und H) sind festgelegt, aber die Fluoreszenz von exprimierten Produkten, wie mCherry Fusionen, kann auch in lebende Embryos beobachtet wird (nicht gezeigt). Maßstabsbalken = 100 &amp; mgr; m in AF und 10 &amp; mgr; m in G und H. Alle Platten wurden reproduziert, mit freundlicher Genehmigung von Nair et al 3. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55213/55213fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55213/55213fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Stadien der Oogenese </td><td> Oocyte Durchmesser (um) </td><td> Key Orientierungspunkt (e) </td></tr><tr><td> 1A - Prefollicle </td><td> 7 bis 20 </td><td> Initiation der Transkription aktiven, Akkumulation von Nukleoli </td></tr><tr><td> 1B - Follikel </strong&gt; </td><td> 20 bis 140 </td><td> Dekondensation Chromosomen </td></tr><tr><td> II - Cortical alveolus </td><td> 140-340 </td><td> Cortical Alveolen Produktion </td></tr><tr><td> III - Vitellogenese </td><td> 340-690 </td><td> Verdunklung von Ooplasma durch die Ansammlung von Dotter-Precursor-Protein und Lipiden </td></tr><tr><td> Frühe IV - Eizellreifung </td><td> 690-730 (unterer Bereich) </td><td> Asymmetrische Lokalisierung von Keimbläschen </td></tr><tr><td> Frühe IV - Eizellreifung </td><td> 690 bis 730 (oberer Bereich) </td><td> Germinalvesikel verschwindet, Verhaftung in der Metaphase II </td></tr><tr><td> V - Reife Eizelle </td><td> ~ 750 </td><td> Ooplasma / Eigelb wird durchscheinend </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: Grenzsteine von Oozyten - Entwicklung in ZebraFisch.

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Functional Manipulation of Maternal Gene Products Using In Vitro Oocyte Maturation in Zebrafish

Ein optimiertes Protokoll für die in - vitro - Reifung von Zebrabärbling Eizellen für die Manipulation der mütterlichen Genprodukten verwendet wird hier vorgestellt.

Funktionelle Manipulation der mütterlichen Gene Produkte verwenden<em&gt; In Vitro</em&gt; Oozytenreifung in Zebrabärbling

Cellular events that take place during the earliest stages of animal embryonic development are driven by maternally derived gene products deposited into ...

functional-manipulation-maternal-gene-products-using-vitro-oocyte

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Functional Manipulation of Maternal Gene Products Using In Vitro Oocyte Maturation in Zebrafish

11.3K Aufrufe.  University of Wisconsin-Madison.  Ein optimiertes Protokoll für die in - vitro - Reifung von Zebrabärbling Eizellen für die Manipulation der mütterlichen Genprodukten verwendet wird hier vorgestellt. 

Serie: Functional Manipulation of Maternal Gene Products Using In Vitro Oocyte Maturation in Zebrafish

Manipulation and In Vitro Maturation of Xenopus laevis Oocytes, Followed by Intracytoplasmic Sperm Injection, to Study Embryonic Development

Amphibian eggs have been widely used to study embryonic development. Early embryonic development is driven by maternally stored factors accumulated during oogenesis. In order to study roles of such maternal factors in early embryonic development, it is desirable to manipulate their functions from the very beginning of embryonic development. Conventional ways of gene interference are achieved by injection of antisense oligonucleotides (oligos) or mRNA into fertilized eggs, enabling under- or over-expression of specific proteins, respectively. However, these methods normally require more than several hours until protein expression is affected, and, hence, the interference of gene functions is not effective during early embryonic stages. Here, we introduce an experimental system in which expression levels of maternal proteins can be altered before fertilization. Xenopus laevis oocytes obtained from ovaries are defolliculated by incubating with enzymes. Antisense oligos or mRNAs are injected into defolliculated oocytes at the germinal vesicle (GV) stage. These oocytes are in vitro matured to eggs at the metaphase II (MII) stage, followed by intracytoplasmic sperm injection (ICSI). By this way, up to 10% of ICSI embryos can reach the swimming tadpole stage, thus allowing functional tests of specific gene knockdown or overexpression. This approach can be a useful way to study roles of maternally stored factors in early embryonic development.

Manipulation and In Vitro Maturation of Xenopus laevis Oocytes, Followed by Intracytoplasmic Sperm Injection, to Study Embryonic Development

We describe methods of manipulating Xenopus laevis immature oocytes, in vitro maturation of oocytes to eggs, and intracytoplasmic sperm injection. This protocol allows degradation of some maternal proteins and overexpression of genes of interest at fertilization, and hence is valuable to study roles of specific factors in early embryonic development.

Manipulation und<em&gt; In-vitro-</em&gt; Ausbau der<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Eizellen, von Intrazytoplasmatische Spermieninjektion gefolgt, um embryonale Entwicklungsstudie

Amphibian eggs have been widely used to study embryonic development. Early embryonic development is driven by maternally stored factors accumulated during ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Mosaic Zebrafish Transgenesis for Functional Genomic Analysis of Candidate Cooperative Genes in Tumor Pathogenesis

Comprehensive genomic analysis has uncovered surprisingly large numbers of genetic alterations in various types of cancers. To robustly and efficiently identify oncogenic &#8220;drivers&#8221; among these tumors and define their complex relationships with concurrent genetic alterations during tumor pathogenesis remains a daunting task. Recently, zebrafish have emerged as an important animal model for studying human diseases, largely because of their ease of maintenance, high fecundity, obvious advantages for in vivo imaging, high conservation of oncogenes and their molecular pathways, susceptibility to tumorigenesis and, most importantly, the availability of transgenic techniques suitable for use in the fish. Transgenic zebrafish models of cancer have been widely used to dissect oncogenic pathways in diverse tumor types. However, developing a stable transgenic fish model is both tedious and time-consuming, and it is even more difficult and more time-consuming to dissect the cooperation of multiple genes in disease pathogenesis using this approach, which requires the generation of multiple transgenic lines with overexpression of the individual genes of interest followed by complicated breeding of these stable transgenic lines. Hence, use of a mosaic transient transgenic approach in zebrafish offers unique advantages for functional genomic analysis in vivo. Briefly, candidate transgenes can be coinjected into one-cell-stage wild-type or transgenic zebrafish embryos and allowed to integrate together into each somatic cell in a mosaic pattern that leads to mixed genotypes in the same primarily injected animal. This permits one to investigate in a faster and less expensive manner whether and how the candidate genes can collaborate with each other to drive tumorigenesis. By transient overexpression of activated ALK in the transgenic fish overexpressing MYCN, we demonstrate here the cooperation of these two oncogenes in the pathogenesis of a pediatric cancer, neuroblastoma that has resisted most forms of contemporary treatment.

The goal of this study is to demonstrate how the mosaic transgenesis strategy can be used in zebrafish to rapidly and efficiently assess the relative contributions of multiple oncogenes in tumor initiation and progression in vivo.

Mosaic Zebrafisch Transgenese für Funktionelle Genomanalyse Candidate Cooperative Gene in Tumor Pathogenese

Comprehensive genomic analysis has uncovered surprisingly large numbers of genetic alterations in various types of cancers.  To robustly and efficiently ...

Analysis of Zebrafish Larvae Skeletal Muscle Integrity with Evans Blue Dye

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders. In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle membrane is a critical disease determinant. To date, numerous neuromuscular conditions display degenerating muscle fibers with abnormal membrane integrity; this is most commonly observed in muscular dystrophies. Evans Blue Dye (EBD) is a vital, cell permeable dye that is rapidly taken into degenerating, damaged, or apoptotic cells; in contrast, it is not taken up by cells with an intact membrane. EBD injection is commonly employed to ascertain muscle integrity in mouse models of neuromuscular diseases. However, such EBD experiments require muscle dissection and/or sectioning prior to analysis. In contrast, EBD uptake in zebrafish is visualized in live, intact preparations. Here, we demonstrate a simple and straightforward methodology for performing EBD injections and analysis in live zebrafish. In addition, we demonstrate a co-injection strategy to increase efficacy of EBD analysis. Overall, this video article provides an outline to perform EBD injection and characterization in zebrafish models of neuromuscular disease.

In this study, we describe a straightforward method to perform Evans Blue Dye (EBD) analysis on zebrafish larvae. This technique is a powerful tool for the characterization of skeletal muscle integrity and delineation of zebrafish models of muscular dystrophy, and is a valuable method for the development of novel therapeutics.

Analyse von Zebrafisch-Larven Skelettmuskel Integrität mit Evans Blue Dye

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders.  In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle ...

Functional Cloning Using a Xenopus Oocyte Expression System

Identification of genes responsible for embryonic induction poses a number of challenges; to name a few, secreted molecules of interest may be low in abundance, may not be secreted but tethered to the signaling cell(s), or may require the presence of binding partners or upstream regulatory molecules. Thus in a search for gene products capable of eliciting an early lens-inductive response in competent ectoderm, we utilized an expression cloning system that would allow identification of paracrine or juxtacrine factors as well as transcriptional or other regulatory proteins. Pools of mRNA were injected into Xenopus oocytes, and responding tissue placed directly on the oocytes and co-cultured. Following functional cloning of ldb1 from a neural plate stage cDNA library based on its ability to elicit the expression of the early lens placode marker foxe3 in lens-competent animal cap ectoderm, we characterized the mRNA expression pattern, and assayed developmental progression following overexpression or knockdown of ldb1. This system is suitable in a very wide variety of contexts where identification of an inducer or its upstream regulatory molecules is sought using a functional response in competent tissue.

Functional Cloning Using a Xenopus Oocyte Expression System

We describe a Xenopus oocyte and animal cap system for the expression cloning of genes capable of inducing a response in competent ectoderm, and discuss techniques for the subsequent analysis of such genes. This system is useful in the functional identification of a wide range of gene products.

Functional Cloning Mit ein<em&gt; Xenopus</em&gt; Eizellen Expression System

Identification of genes responsible for embryonic induction poses a number of challenges; to name a few, secreted molecules of interest may be low in ...

Ploidy Manipulation of Zebrafish Embryos with Heat Shock 2 Treatment

Manipulation of ploidy allows for useful transformations, such as diploids to tetraploids, or haploids to diploids. In the zebrafish Danio rerio, specifically the generation of homozygous gynogenetic diploids is useful in genetic analysis because it allows the direct production of homozygotes from a single heterozygous mother. This article describes a modified protocol for ploidy duplication based on a heat pulse during the first cell cycle, Heat Shock 2 (HS2). Through inhibition of centriole duplication, this method results in a precise cell division stall during the second cell cycle. The precise one-cycle division stall, coupled to unaffected DNA duplication, results in whole genome duplication. Protocols associated with this method include egg and sperm collection, UV treatment of sperm, in vitro fertilization and heat pulse to cause a one-cell cycle division delay and ploidy duplication. A modified version of this protocol could be applied to induce ploidy changes in other animal species.

A modified protocol for ploidy manipulation uses a heat shock to induce a one-cycle stall in cytokinesis in the early embryo. This protocol is demonstrated in the zebrafish but may be applicable to other species.

Ploidy Manipulation von Zebrafischembryonen mit Heat Shock 2 Behandlung

Manipulation of ploidy allows for useful transformations, such as diploids to tetraploids, or haploids to diploids. In the zebrafish Danio rerio, ...

Maturation of Human Stem Cell-derived Cardiomyocytes in Biowires Using Electrical Stimulation

Human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hPSC-CMs) have been a promising cell source and have thus encouraged the investigation of their potential applications in cardiac research, including drug discovery, disease modeling, tissue engineering, and regenerative medicine. However, cells produced by existing protocols display a range of immaturity compared with native adult ventricular cardiomyocytes. Many efforts have been made to mature hPSC-CMs, with only moderate maturation attained thus far. Therefore, an engineered system, called biowire, has been devised by providing both physical and electrical cues to lead hPSC-CMs to a more mature state in vitro. The system uses a microfabricated platform to seed hPSC-CMs in collagen type I gel along a rigid template suture to assemble into aligned cardiac tissue (biowire), which is subjected to electrical field stimulation with a progressively increasing frequency. Compared to nonstimulated controls, stimulated biowired cardiomyocytes exhibit an enhanced degree of structural and electrophysiological maturation. Such changes are dependent upon the stimulation rate. This manuscript describes in detail the design and creation of biowires.

The cardiac biowire platform is an in vitro method used to mature human embryonic and induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hPSC-CM) by combining three-dimensional cell cultivation with electrical stimulation. This manuscript presents the detailed setup of the cardiac biowire platform.

Reifung von humanen Stammzellen abgeleiteten Kardiomyozyten in Biowires Verwendung elektrischer Stimulation

Human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hPSC-CMs) have been a promising cell source and have thus encouraged the investigation of their ...

Live Cell Imaging of Chromosome Segregation During Mitosis

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled by multiple mechanisms that include the Spindle Assembly Checkpoint (SAC). The SAC is part of a complex feedback system that is responsible for prevention of a cell progress through mitosis unless all chromosomal kinetochores have attached to spindle microtubules. Chromosomal lagging and abnormal chromosome segregation is an indicator of dysfunctional cell cycle control checkpoints and can be used to measure the genomic stability of dividing cells. Deregulation of the SAC can result in the transformation of a normal cell into a malignant cell through the accumulation of errors during chromosomal segregation. Implementation of the SAC and the formation of the kinetochore complex are tightly regulated by interactions between kinases and phosphatase such as Protein Phosphatase 2A (PP2A). This protocol describes live cell imaging of lagging chromosomes in mouse embryonic fibroblasts isolated from mice that had a knockout of the PP2A-B56&#947; regulatory subunit. This method overcomes the shortcomings of other cell cycle control imaging techniques such as flow cytometry or immunocytochemistry that only provide a snapshot of a cell cytokinesis status, instead of a dynamic spatiotemporal visualization of chromosomes during mitosis.

This protocol describes an easy and convenient method to label and visualize live chromosomes in mitotic cells using Histone2B-GFP BacMam 2.0 label and a spinning disc confocal microscopy system.

Live Cell Imaging der Segregation der Chromosomen während der Mitose

Chromosomes must be reliably and uniformly segregated into daughter cells during mitotic cell division. Fidelity of chromosomal segregation is controlled ...

Generation of Scaffold-free, Three-dimensional Insulin Expressing Pancreatoids from Mouse Pancreatic Progenitors In Vitro

The pancreas is a complex organ composed of many different cell types that work together to regulate blood glucose homeostasis and digestion. These cell types include enzyme-secreting acinar cells, an arborized ductal system responsible for the transportation of enzymes to the gut, and hormone-producing endocrine cells. 
Endocrine beta-cells are the sole cell type in the body that produce insulin to lower blood glucose levels. Diabetes, a disease characterized by a loss or the dysfunction of beta-cells, is reaching epidemic proportions. Thus, it is essential to establish protocols to investigate beta-cell development that can be used for screening purposes to derive the drug and cell-based therapeutics. While the experimental investigation of mouse development is essential, in vivo studies are laborious and time-consuming. Cultured cells provide a more convenient platform for screening; however, they are unable to maintain the cellular diversity, architectural organization, and cellular interactions found in vivo. Thus, it is essential to develop new tools to investigate pancreatic organogenesis and physiology.
Pancreatic epithelial cells develop in the close association with mesenchyme from the onset of organogenesis as cells organize and differentiate into the complex, physiologically competent adult organ. The pancreatic mesenchyme provides important signals for the endocrine development, many of which are not well understood yet, thus difficult to recapitulate during the in vitro culture. Here, we describe a protocol to culture three-dimensional, cellular complex mouse organoids that retain mesenchyme, termed pancreatoids. The e10.5 murine pancreatic bud is dissected, dissociated, and cultured in a scaffold-free environment. These floating cells self-assemble with mesenchyme enveloping the developing pancreatoid and a robust number of endocrine beta-cells developing along with the acinar and the duct cells. This system can be used to study the cell fate determination, structural organization, and morphogenesis, cell-cell interactions during organogenesis, or for the drug, small molecule, or genetic screening.

Generation of Scaffold-free, Three-dimensional Insulin Expressing Pancreatoids from Mouse Pancreatic Progenitors In Vitro

Here, we present a protocol to generate insulin expressing 3D murine pancreatoids from free-floating e10.5 dissociated pancreatic progenitors and the associated mesenchyme.

Generation von Gerüst-frei, dreidimensionale Insulin mit dem Ausdruck Pancreatoids vom Maus Pankreas Stammväter In-vitro-

The pancreas is a complex organ composed of many different cell types that work together to regulate blood glucose homeostasis and digestion. These cell ...

Nanoparticle-mediated siRNA Gene-silencing in Adult Zebrafish Heart

Mammals have a very limited capacity to regenerate the heart after myocardial infarction. On the other hand, the adult zebrafish regenerates its heart after apex resection or cryoinjury, making it an important model organism for heart regeneration study. However, the lack of loss-of-function methods for adult organs has restricted insights into the mechanisms underlying heart regeneration. RNA interference via different delivery systems is a powerful tool for silencing genes in mammalian cells and model organisms. We have previously reported that siRNA-encapsulated nanoparticles successfully enter cells and result in a remarkable gene-specific knockdown in the regenerating adult zebrafish heart. Here, we present a simple, rapid, and efficient protocol for the dendrimer-mediated siRNA delivery and gene-silencing in the regenerating adult zebrafish heart. This method provides an alternative approach for determining gene functions in adult organs in zebrafish and can be extended to other model organisms as well.

It remains a major challenge to develop conditional gene-knockout or effective gene-knockdown in adult zebrafish organs. Here we report a protocol for performing nanoparticle-mediated siRNA gene-silencing in adult zebrafish heart, thus providing a new loss-of-function method for studying adult organs in zebrafish and other model organisms.

Nanopartikel-vermittelten SiRNA Gen-silencing in Erwachsenen Zebrafisch-Herz

Mammals have a very limited capacity to regenerate the heart after myocardial infarction. On the other hand, the adult zebrafish regenerates its heart ...

Visualizing the Node and Notochordal Plate In Gastrulating Mouse Embryos Using Scanning Electron Microscopy and Whole Mount Immunofluorescence

The post-implantation mouse embryo undergoes major shape changes after the initiation of gastrulation and morphogenesis. A hallmark of morphogenesis is the formation of the transient organizers, the node and notochordal plate, from cells that have passed through the primitive streak. The proper formation of these signaling centers is essential for the development of the body plan and techniques to visualize them are of high interest to mouse developmental biologists. The node and notochordal plate lie on the ventral surface of gastrulating mouse embryos around embryonic day (E) 7.5 of development. The node is a cup-shaped structure whose cells possess a single slender cilium each. The proper subcellular localization and rotation of the cilia in the node pit determines left-right asymmetry. The notochordal plate cells also possess single cilia albeit shorter than those of the node cells. The notochordal plate forms the notochord which acts as an important signaling organizer for somitogenesis and neural patterning. Because the cells of the node and notochordal plate are transiently present on the surface and possess cilia, they can be visualized using scanning electron microscopy (SEM). Among other techniques used to visualize these structures at the cellular level is whole mount immunofluorescence (WMIF) using the antibodies against the proteins that are highly expressed in the node and notochordal plate. In this report, we describe our optimized protocols to perform SEM and WMIF of the node and notochordal plate in developing mouse embryos to help in the assessment of tissue shape and cellular organization in wild-type and gastrulation mutant embryos.

The node and notochordal plate are transient signaling organizers in developing mouse embryos that can be visualized using several techniques. Here, we describe in detail how to perform two of the techniques to study their structure and morphogenesis: 1) scanning electron microscopy (SEM); and 2) whole mount immunofluorescence (WMIF).

Visualisierung der Knoten und Notochordal Platte In Gastrulating Maus-Embryonen mittels Rasterelektronenmikroskopie und ganze Mount Immunfluoreszenz

The post-implantation mouse embryo undergoes major shape changes after the initiation of gastrulation and morphogenesis. A hallmark of morphogenesis is ...