Diese Arbeit wurde unterstützt durch Stipendien des Nationalen Instituts für Taubheit und andere Kommunikationsstörungen (R21DC010806 bis CAM und JCS und R01DC011285 bis CAM).

Verwenden Sie männliche Fischer 344-Brown Norwegen Ratten in 6 und 30 Monate alt für dieses Protokoll. Ratten wurden von der National Institute of Aging Nagetier Kolonie erhalten. Wir haben Ratten für diese Studie verwendet, weil die Struktur des Rattenkehlkopfes ähnlich der des Menschen ist, funktionell für den Atemwegsschutz und Spezies-spezifische Vokalisationen dient Diese Studie wurde in Übereinstimmung mit der PHS-Politik auf humane Pflege und Verwendung von Labor-Tiere durchgeführt, Der NIH-Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren und das Tierschutzgesetz (7 USC ff.); Wurde das Tiernutzungsprotokoll vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Kentucky genehmigt. 1. Anästhesie der Ratten <ol><li> Bereiten Sie die Anästhetika vor, indem Sie Ketaminhydrochlorid (dissoziatives Anästhetikum) und Xylazinhydrochlorid (Beruhigungsmittel und Analgetikum) in gepufferter Kochsalzlösung mischen. Die Konzentrationen von Ketamin und Xylazin in der Endlösung betragen 100 mg / 8 mg pro kgKörpergewicht. </li><li> Injektion der Anästhetika in die Ratte durch intraperitoneale Verabreichung unter Verwendung einer Spritze mit einer 25 G-Nadel. </li><li> Bestimmen Sie, dass die Ratte genügend betäubt ist, indem Sie den Zeh oder den Fuß mit einer Pinzette einklemmen. Wenn die Ratte nicht auf die Prise reagiert, dann kann die Operation beginnen. Wenn die Ratte auf die Zehen-Prise mit Reflex- oder Muskelkontraktionen reagiert, dann warten Sie 1-2 min und wiederholen Sie den Prise Test. Wenn die Ratte wieder reagiert, ersetzen Sie die Ratte durch ein neues Tier und wiederholen Sie das Verfahren ab Schritt 1.2. </li><li> Tragen Sie ophthalmische Salbe auf die Augen der Ratte, nachdem die Ratte unbeweglich ist, um zu verhindern, dass die Hornhäute austrocknen. </li></ol> 2. Osmotische Pumpenimplantation <ol><li> Lege die Ratte ventral auf den aseptischen chirurgischen Bereich. Meloxicam als präanästhetische Medikamente verabreichen. Intraperitoneal in einer Dosierung von 1-4 mg / kg Körpergewicht unter Verwendung einer Spritze mit einer 25 G-Nadel verabreichen. </li><li> Verwenden Sie Clippers, um eine approxima zu entfernen1 &quot;x 1&quot; Quadrat des Pelzes von der Rückseite des Halses, und ungefähr 1 &quot;kaudal des Raumes zwischen den Schultern. Rasieren Sie so nah an der Haut wie möglich. </li><li> Den Rücken und den Nacken mit deminfizierendem Ethanol (70%) benetzen. </li><li> Nach der Rasur, schrubben die dorsalen Aspekt des Halses mit 3 Scrubs in Folge von Jod-Alkohol Finishing mit Alkohol. </li><li> Halten Sie die Körpertemperatur der Ratte, indem Sie sie auf einen Heizkissen legen, der auf 34 ° C eingestellt ist. </li><li> Füllen Sie aseptisch hergestellte osmotische Pumpen mit entweder 50 μl NTF4 oder Kochsalzlösung für die systemische NTF4-Behandlung (Abbildung 1 ). <ol><li> Benutzen Sie ein Skalpell, um einen horizontalen Schnitt ungefähr 2 cm breit durch die Haut zu bilden, gerade kranial zum Raum zwischen den scapulae. Heben Sie die hintere Kante des Schnittes mit einer Pinzette mit einer Hand an, während Sie die Spitze der Hämostaten einsetzen und vorsichtig nach hinten in den Einschnitt schieben. </li><li> Nach der Spitze der Hämostaten ist ca. 2 cm cRanial zum Einschnitt, öffnen Sie die Griffe auf den Hämostaten, erweitern die Spitzen, um eine hohle &quot;Tasche&quot; subkutan zu der Inzisionsstelle zu bilden. Dies ist die Platzierungsstelle für die Pumpe. </li></ol></li><li> Richten Sie das Pumpenförderportal zuerst nach der Einfügung aus, um jegliche Wechselwirkung des NTF4 und die Heilung der Pocket Inzisionsstelle zu minimieren. </li><li> 50 μl NTF4 Kochsalzlösung für 7 14 Tage geben. Die 7-tägige Gruppe erhielt 6,72 mg / Tag NTF4 für eine Gesamtdosis von 47,04 mg. Die 14-tägige Gruppe erhielt 6,72 mg / Tag für eine Gesamtdosis von 94,08 mg NTF4 25 . </li><li> Verwenden Sie 5-0 Nylon Naht Faden, Hämostaten und Pinzette, um den Einschnitt für Pumpe Platzierung zu schließen. </li><li> Beobachten Sie die Ratten für mindestens 30 min, wie sie sich von der Anästhesie erholen. Kriterien für die Vollendung der Überwachung gehören das Tier aktiv, bewegt sich über den Käfig, Trinkwasser, und beginnen andere normale Aktivitäten wie Pflege. </li><li> Tiere täglich überwachenFür die erste Woche durch Beobachtung der Heilung der chirurgischen Stelle, normale Futtermittel und Wasserverbrauch und Verabschiedung von Urin / Kot und irgendwelche abnorme Verhaltenszeichen von Stress, Schmerzen oder anderen postoperativen Komplikationen. </li><li> Wenn die Ratte in Schmerzen oder Not zu sein scheint, versorgen Sie die Ratte mit einer 5 mg / kg subkutanen Injektion von Carprofen einmal alle 24 Stunden für bis zu 5 Tage, um Schmerzen zu lindern. </li><li> Wenn es scheint, eine Infektion zu sein, konsultieren Sie einen Tierarzt, um zu folgen, dass die Wunde richtig heilt. </li><li> Je nachdem, welche experimentelle Gruppe die Ratte in innen, entfernen Sie die 5-0 Nylon Naht 7-10 Tage nach der Operation, um Reizungen aus dem Faden zu verhindern. </li></ol> 3. Anästhesie der Ratten für die direkte Injektion <ol><li> Verzehr von den Ratten in der Nacht vor dem Eingriff. Dadurch wird sichergestellt, dass es keine Nahrung gibt, um das Endoskop oder die Injektionsnadel zu blockieren. </li><li> Wiegen Sie Ratten und bereiten Sie Acepromazin 1-2 mg / kg Körpergewicht vor. Inaktiv intramuskulär (der IM - Standort ist derLinks thyroarytenoid muskel). </li><li> Legen Sie die Ratte in die Induktionsbox. Anästhesie im Induktionskasten mit 5% Isofluran und 1 LO 2 induzieren. </li><li> Bewegen Sie die Ratte auf einen Nasenkonus mit 2% Isofluran und 600 ml O 2 . </li><li> Bestimmen Sie, dass die Ratte genügend betäubt ist, indem Sie den Zeh oder den Fuß mit einer Pinzette einklemmen. Wenn die Ratte nicht auf die Prise reagiert, kann das Injektions-Protokoll beginnen. Wenn die Ratte auf die Zehen-Prise mit Reflex- oder Muskelkontraktionen reagiert, dann warten Sie 1-2 min und wiederholen Sie den Prise Test. Wenn die Ratte wieder reagiert, ersetzen Sie die Ratte durch ein neues Tier und wiederholen Sie das Verfahren ab Schritt 3.4. </li></ol> 4. Direkteinspritzung und Visualisierung <ol><li> Platzieren Sie aseptisch hergestellte 50-μL-Dosierungen, die NTF4 oder Kochsalzlösung enthalten, in einem H 2 O-Bad, das auf 25 ° C für 30 min vor der Injektion eingestellt wurde. </li><li> Legen Sie die Ratte in eine Rückenlage und verstellbare Position auf einer Plexiglas-Plattform (Abbildung 2 ). SusHängen Sie die Ratte in die zurückgelehnte Haltung von ihren vorderen oberen Schneidezähnen über einen Führungsdraht, der über die Oberseite der Plattform geschleudert wird. </li><li> Befestigen Sie eine 50 mm, 30 gauge, 100 μl Spritze auf ein 1,9 mm, 30 ° Sinus Endoskop (Abbildung 3 ). HINWEIS: Die Spritzenanordnung wird über eine Lehre befestigt, die die Kanüle fest an der Außenwand des Endoskops hält. Das Endoskop ermöglicht die Visualisierung der Stimmlippen und die Injektion der Spritze. Die Position der Kanülenspitze wird vor jedem Tier eingestellt, um sicherzustellen, dass die Spitze über die endoskopische Ansicht vollständig sichtbar ist (Abbildung 4 ). </li><li> Verwenden Sie eine gummi-pippige Pinzette, um die Zunge zu verlängern und verschieben Sie sie seitlich. Danach legen Sie ein Plastikspekulum ein, um die mündliche Durchgängigkeit zu bewahren. Machen Sie das Spekulum aus einem 5 ml Plastikspritzenfaß, der auf eine Länge von 1,5 bis 2 cm geschnitten ist, wobei die Schnittkanten entgratet und poliert sind. </li><li> Schalte die Lichter ausM und befestige eine Halogen-Lichtquelle zum Endoskop. Schalten Sie den Videorecorder ein, um die Prozedur zu erfassen. </li><li> Tauchen Sie das distale Ende des Endoskops für einige Sekunden in warmes Wasser ein, um die Entwicklung der Kondensation auf der Glasspitze zu minimieren, wenn sie in den Mund der Ratte eingeführt wird. </li><li> Mit der visuellen Rückmeldung vom Monitor führen Sie die Nadel sorgfältig in den Bereich der linken Stimmlippe. </li><li> Zeit die Injektion der Lösung mit der Inspirationsphase des Atmungszyklus der Tiere, um vollständig auf die Stimmfalte zuzugreifen. Während der inspiratorischen Phase der Atmung ist die Stimmfalte vollständig ausgesetzt. <ol><li> Sobald die Stimmfalte vollständig sichtbar ist, stecke die Nadel in das linke Thyreoheldoid ein, das seitlich zur weißen medialen Kante der Stimmlippe gefunden wird. Mit der Nadel an Ort und Stelle, liefern die Injektion durch Depression der Spritze. </li></ol></li><li> Schalten Sie die Halogen-Lichtquelle auf dem Endoskop und dem Videoplayer aus und drehen Sie den Rack wieder anOm leuchtet </li><li> Bringt die Ratte in den Hauskäfig zurück und platziere auf einem Heizkissen. </li><li> Lassen Sie die Ratte vor dem Entfernen aus dem Heizkissen zurückgewinnen. Ersetzen Sie Nahrung und Wasser im Käfig. </li><li> Überwachen Sie Ratten für 7 Tage nach der Injektion und dann euthanisieren. Entfernen Sie die Larynges für die Kryoschaltung 24 . </li></ol> 5. Euthanisierung von Ratten <ol><li> Anästhesieren von Ratten mit Ketaminhydrochlorid und Xylazinhydrochlorid (100 mg / 8 mg pro kg Körpergewicht injiziert intraperitoneale Injektion). </li><li> Euthanisieren durch Exsanguination nach einer medialen Thorakotomie. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Larynxmuskulatur ist anfällig für die ungünstigen Auswirkungen des Alterns. Frühere Studien haben Veränderungen in der Alterung der Kehlkopfmuskulatur gezeigt, die Veränderungen in der Fasergröße, die Gesamtzahl der Fasern, die Regenerationsfähigkeit, die NMJ-Größe und die Mengenänderungen zusätzlich zu den Variationen der kontraktilen Funktion und der Myosin-Isoformverschiebungen 4 , 11 , 27 , <sup clas...

Larynx Muskeln kontrahieren schnell und konsequent und sind anfällig für die nachteiligen Auswirkungen des Alterns. Diese ständige Aktivität wird dazu gedacht, zu Stimmproblemen oder Dysphagie bei Personen über 65 Jahre im Alter von 1 , 2 , 3 , 4 , 5 , 6 , 7 zu helfen. Mehrere molekulare und pathophysiologische Mechanismen tragen zu dieser altersbedingten Dysfunktion bei. Diese Mechanismen können die Umgestaltung von Kehlkopfschleimhaut, Muskelfaseratrophie oder -verlust, Mangel an Muskelfaser-Regeneration oder Atrophie, die eine Verbeugung der Stimmlippen und Unfähigkeit des Glottis-Verschlusses 8 , 9 , 10 , 11 bewirken , umfassen . Es gibt keine bewährte medizinische Therapie zu diesem Zeitpunkt, die comDiese altersbedingten Veränderungen in diesen Muskeln zu verhindern oder zu rehabilitieren. Die Modulation der Wirksamkeit der neuromuskulären Transmission kann die Neuromotorleistung stark beeinflussen. Die Familie der Neurotrophine umfasst den Nervenwachstumsfaktor (NGF), den Gehirn-abgeleiteten Nervenwachstumsfaktor (BDNF), Neurotrophin 3 (NTF3) und NTF4 12 , 13 . Es wurde gezeigt, dass Neurotrophine die synaptische Wirksamkeit 1 , 4 modulieren. Hepatocytenwachstumsfaktor, transformierende Wachstumsfaktor Beta und Fibroblastenwachstumsfaktor wurden vor kurzem beim Menschen für die Behandlung von Stimmfalten Narben 15 - 17 verwendet. NTF4 reguliert auch die NMJ-Wirksamkeit; Mäuse ohne NTF4 zeigen zerlegt NMJs 11 , 18 , 19 . Diese Studien führen zu vielversprechenden Wirkungen von BehandlungenT der alternden Larynxmuskelstörungen und der Denervation mit Wachstumsfaktoren. Direkte Injektionstherapeutika zu den Geweben der Stimmlippen sind beim Menschen nicht beispiellos. Zum Beispiel werden lokale Injektionen von Botulinumtoxin derzeit als wirksame Behandlung für neurologische Bewegungsstörungen verwendet, die die Muskeln im Kehlkopf beeinflussen, wie krampfhafte Dysphonie und bilaterale rezidivierende Larynxnervenlähmung 20 , 21 . Hyaluronsäure-Hydrogel ist eine weitere injizierbare, die verwendet wird, um Stimmfalten Angst und Glottal Insuffizienz 22 , 23 zu behandeln. Injektion Laryngoplastie kann verwendet werden, um eine Vielzahl von Kommunikationsstörungen zu behandeln 24 . Diese Direktinjektionsmethoden versprechen, die Stimmfunktion und das Schlucken in alternden Populationen zu verbessern.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Neurotrophin 4</td>
			<td>Pepro Tech</td>
			<td>450-04</td>
			<td>200ng in 50&#956;l</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alzet Osmotic Pump</td>
			<td>DURECT Corporation</td>
			<td>2001D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30&#176; endoscope</td>
			<td>Stoltz</td>
			<td>61029D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50mm 30 gauge 100-&#956;l syringe</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>84850 and 201812</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>saline (sodium chloride solution)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S8776</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine hydrochloride</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>56344</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine hydrochloride</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>33198</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 G 5/8 needle</td>
			<td>Becton-Dickinson</td>
			<td>305901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe</td>
			<td>Becton-Dickinson</td>
			<td>309659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ophthalmic ointment</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>8897</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>clippers</td>
			<td>Oster</td>
			<td>44-018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ethanol</td>
			<td>Decon</td>
			<td>2716</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>iodine (Betadine)</td>
			<td>Purdue Pharma L.P.</td>
			<td>606404</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heating pad</td>
			<td>Sunbeam</td>
			<td>731-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-0 nylon suture thread</td>
			<td>AD Surgical</td>
			<td>PMN-518R6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>crile hemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>13005-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>delicate suture tying forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11063-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>meloxicam</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>49756</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>carprofen</td>
			<td>Merritt Veterinary Supplies</td>
			<td>148700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>antibiotic ointment</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>57110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>acepromizine Aceproject</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>3845</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane Isothesia</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>50033</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>induction box (anesthetizing box)</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>50-0116</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>oxygen compressed tank</td>
			<td>Scott Gross</td>
			<td>UN1072</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>plexiglas platform</td>
			<td>Small Parts Inc (Amazon)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rubber tipped forceps</td>
			<td>Fine science tools rubber</td>
			<td>11075-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>liquid rubber for forceps above</td>
			<td>Lowe&#39;s</td>
			<td>42518</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>plastic spectula (BD syringe cut to length)</td>
			<td>Becton-Dickinson</td>
			<td>309659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>halogen light source rhino-laryngeal stroboscope</td>
			<td>Kay-Pentax</td>
			<td>RLS 9100 B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>video recorder</td>
			<td>Kay-Pentax</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sucrose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S0389-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phosphate buffered saline</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P4417-100TAB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cryostat Mictotom HM525</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>HM 525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gill 1 hematoxylin</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10143-142</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shandon eosin-Y alcoholic</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>6766007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-sodium channel Nav1.5 antibody produced in rabbit</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S0819</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Texas red-X phalloidin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T7471</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>alpha- bungarotoxin alexa fluor 488 conjugate</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>B-13422</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal anaesthesia machine</td>
			<td>Smiths Medical</td>
			<td>CDS 9000</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

subcutaneous neurotrophin 4 infusion using osmotic pumps or direct muscular injection enhances aging rat laryngeal muscles

Kehlkopfdysfunktion bei älteren Menschen ist eine Hauptursache für Behinderung, von Stimmungsstörungen bis hin zu Dysphagie und Verlust von Atemwegsschutzreflexen. Nur wenige, wenn überhaupt, gibt es Therapien, die eine altersbedingte Larynxmuskel-Dysfunktion erreichen. Neurotrophine sind an der Muskelinnervation und Differenzierung von neuromuskulären Übergängen (NMJs) beteiligt. Es wird angenommen, dass Neurotrophine die neuromuskuläre Transmission durch Erhöhung der Neurotransmitterfreisetzung verstärken. Die neuromuskulären Kreuzungen (NMJs) werden kleiner und weniger reich an alternden Ratten-Larynxmuskeln, mit Anzeichen einer funktionalen Denervation. Wir untersuchten die Auswirkungen von NTF4 auf zukünftige klinische Anwendung als Therapeutikum zur Verbesserung der Funktion bei der Alterung menschlicher Larynxmuskulatur. Hier stellen wir das detaillierte Protokoll für die systemische Anwendung und die direkte Injektion von NTF4 zur Verfügung, um die Fähigkeit des alternden Ratten-Larynxmuskels zu untersuchen, um in Reaktion auf NTF4-Applikation umzuwandeln. Bei dieser Methode erhielten Ratten entweder NTF4 entweder systemisch über oSmotische Pumpe oder durch direkte Injektion durch die Stimmlippen. Larynxmuskeln wurden dann seziert und für die histologische Untersuchung der Morphologie und der altersbedingten Denervation verwendet.

Die Ratten wurden nach 2 Wochen osmotischer Pumpeninfusion oder 1 Woche nach Direkteinspritzung von NTF4 euthanasiert. Larynge wurden geerntet, in Kryoschutzmittel (30% Saccharose und 70% phosphatgepufferte Kochsalzlösung) gegeben und dann seriell in 10 &amp; mgr; m Breite mit einem Kryostat geschnitten. Alterung der Larynxmuskulatur wird durch die Verabreichung von NTF4 25 beeinflusst. Neben der jungen und alten Ratte verglichen wir die injizierte und nicht inji...

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Subcutaneous Neurotrophin 4 Infusion Using Osmotic Pumps or Direct Muscular Injection Enhances Aging Rat Laryngeal Muscles

Hier stellen wir ein Protokoll vor, um die Verwendung von Neurotrophin 4 (NTF4) systemisch und direkt zu modulieren Rattenalterung Larynx Muskeln zu beschreiben.

Subkutane Neurotrophin-4-Infusion unter Verwendung von Osmotik-Pumpen oder direkter Muskel-Injektion verbessert die Ratten-Larynx-Muskeln

Laryngeal dysfunction in the elderly is a major cause of disability, from voice disorders to dysphagia and loss of airway protective reflexes. Few, if ...

subcutaneous-neurotrophin-4-infusion-using-osmotic-pumps-or-direct

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

8.3K Aufrufe.  University of Kentucky.  Hier stellen wir ein Protokoll vor, um die Verwendung von Neurotrophin 4 (NTF4) systemisch und direkt zu modulieren Rattenalterung Larynx Muskeln zu beschreiben. 

Serie: Subcutaneous Neurotrophin 4 Infusion Using Osmotic Pumps or Direct Muscular Injection Enhances Aging Rat Laryngeal Muscles

Isolation and Characterization of Satellite Cells from Rat Head Branchiomeric Muscles

Fibrosis and defective muscle regeneration can hamper the functional recovery of the soft palate muscles after cleft palate repair. This causes persistent problems in speech, swallowing, and sucking. In vitro culture systems that allow the study of satellite cells (myogenic stem cells) from head muscles are crucial to develop new therapies based on tissue engineering to promote muscle regeneration after surgery. These systems will offer new perspectives for the treatment of cleft palate patients. A protocol for the isolation, culture and differentiation of satellite cells from head muscles is presented. The isolation is based on enzymatic digestion and trituration to release the satellite cells. In addition, this protocol comprises an innovative method using extracellular matrix gel coatings of millimeter size, which requires only low numbers of satellite cells for differentiation assays.

This protocol describes the isolation of satellite cells from branchiomeric head muscles of a 9 week-old rat. The muscles originate from different branchial arches. Subsequently, the satellite cells are cultured on a spot coating of millimeter size to study their differentiation. This approach avoids the expansion and passaging of satellite cells.

Isolierung und Charakterisierung von Satellitenzellen aus Ratte Kopf Branchiomeric Muscles

Fibrosis and defective muscle regeneration can hamper the functional recovery of the soft palate muscles after cleft palate repair. This causes persistent ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Generation of Induced Pluripotent Stem Cells from Frozen Buffy Coats using Non-integrating Episomal Plasmids

Somatic cells can be reprogrammed into induced pluripotent stem cells (iPSCs) by forcing the expression of four transcription factors (Oct-4, Sox-2, Klf-4, and c-Myc), typically expressed by human embryonic stem cells (hESCs). Due to their similarity with hESCs, iPSCs have become an important tool for potential patient-specific regenerative medicine, avoiding ethical issues associated with hESCs. In order to obtain cells suitable for clinical application, transgene-free iPSCs need to be generated to avoid transgene reactivation, altered gene expression and misguided differentiation. Moreover, a highly efficient and inexpensive reprogramming method is necessary to derive sufficient iPSCs for therapeutic purposes. Given this need, an efficient non-integrating episomal plasmid approach is the preferable choice for iPSC derivation. Currently the most common cell type used for reprogramming purposes are fibroblasts, the isolation of which requires tissue biopsy, an invasive surgical procedure for the patient. Therefore, human peripheral blood represents the most accessible and least invasive tissue for iPSC generation.
In this study, a cost-effective and viral-free protocol using non-integrating episomal plasmids is reported for the generation of iPSCs from human peripheral blood mononuclear cells (PBMNCs) obtained from frozen buffy coats after whole blood centrifugation and without density gradient separation.

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) represent a source of patient-specific tissues for clinical applications and basic research. Here, we present a detailed protocol to reprogram human peripheral blood mononuclear cells (PBMNCs) obtained from frozen buffy coats into viral-free iPSCs using non-integrating episomal plasmids.

Erzeugung von induzierten pluripotenten Stammzellen aus Gefrorene Buffy Coats mit Non-Integration episomalen Plasmiden

Somatic cells can be reprogrammed into induced pluripotent stem cells (iPSCs) by forcing the expression of four transcription factors (Oct-4, Sox-2, ...

Isolation and Differentiation of Adipose-Derived Stem Cells from Porcine Subcutaneous Adipose Tissues

Obesity is an unconstrained worldwide epidemic. Unraveling molecular controls in adipose tissue development holds promise to treat obesity or diabetes. Although numerous immortalized adipogenic cell lines have been established, adipose-derived stem cells from the stromal vascular fraction of subcutaneous white adipose tissues provide a reliable cellular system ex vivo much closer to adipose development in vivo. Pig adipose-derived stem cells (pADSC) are isolated from 7- to 9-day old piglets. The dorsal white fat depot of porcine subcutaneous adipose tissues is sliced, minced and collagenase digested. These pADSC exhibit strong potential to differentiate into adipocytes. Moreover, the pADSC also possess multipotency, assessed by selective stem cell markers, to differentiate into various mesenchymal cell types including adipocytes, osteocytes, and chondrocytes. These pADSC can be used for clarification of molecular switches in regulating classical adipocyte differentiation or in direction to other mesenchymal cell types of mesodermal origin. Furthermore, extended lineages into cells of ectodermal and endodermal origin have recently been achieved. Therefore, pADSC derived in this protocol provide an abundant and assessable source of adult mesenchymal stem cells with full multipotency for studying adipose development and application to tissue engineering of regenerative medicine.

This protocol describes the isolation of pig adipose-derived stem cells (pADSC) from subcutaneous adipose tissues with examination of multipotency. The multipotent pADSC are used to delineate processes of adipocyte differentiation and study transdifferentiation into multiple cell lineages of mesodermal mesenchyme or further lineages of ectoderm and endoderm for regenerative studies.

Isolierung und Differenzierung von Fettgewebe gewonnenen Stammzellen aus Porcine Subkutan Fettgewebes

Obesity is an unconstrained worldwide epidemic. Unraveling molecular controls in adipose tissue development holds promise to treat obesity or diabetes. ...

Analysis of Zebrafish Kidney Development with Time-lapse Imaging Using a Dissecting Microscope Equipped for Optical Sectioning

In order to understand organogenesis, the spatial and temporal alterations that occur during development of tissues need to be recorded. The method described here allows time-lapse analysis of normal and impaired kidney development in zebrafish embryos by using a fluorescence dissecting microscope equipped for structured illumination and z-stack acquisition. To visualize nephrogenesis, transgenic zebrafish (Tg(wt1b:GFP)) with fluorescently labeled kidney structures were used. Renal defects were triggered by injection of an antisense morpholino oligonucleotide against the Wilms tumor gene wt1a, a factor known to be crucial for kidney development.
The advantage of the experimental setup is the combination of a zoom microscope with simple strategies for re-adjusting movements in x, y or z direction without additional equipment. To circumvent focal drift that is induced by temperature variations and mechanical vibrations, an autofocus strategy was applied instead of utilizing a usually required environmental chamber. In order to re-adjust the positional changes due to a xy-drift, imaging chambers with imprinted relocation grids were employed.
In comparison to more complex setups for time-lapse recording with optical sectioning such as confocal laser scanning&#160;or light sheet microscopes, a zoom microscope is easy to handle. Besides, it offers dissecting microscope-specific benefits such as high depth of field and an extended working distance.
The method to study organogenesis presented here can also be used with fluorescence stereo microscopes not capable of optical sectioning. Although limited for high-throughput, this technique offers an alternative to more complex equipment that is normally used for time-lapse recording of developing tissues and organ dynamics.

The method described here allows time-lapse analysis of organ development in zebrafish embryos by using a fluorescence dissecting microscope capable of performing optical sectioning and simple strategies of readjustment to correct focal and planar drift.

Analyse von Zebrabärbling Nierenentwicklung mit Zeitraffer-Imaging einem Binokular Mit Ausgerüstet für Optische Schnitte

In order to understand organogenesis, the spatial and temporal alterations that occur during development of tissues need to be recorded. The method ...

Quantifying Branching Density in Rat Mammary Gland Whole-mounts Using the Sholl Analysis Method

An increasing number of studies are utilizing the rodent mammary gland as an endpoint for assessing the developmental toxicity of a chemical exposure. The effects these exposures have on mammary gland development are typically evaluated using either basic dimensional measurements or by scoring morphological characteristics. However, the broad range of methods for interpreting developmental changes could lead to inconsistent translations across laboratories. A common method of assessment is needed so that proper interpretations can be formed from data being compared across studies. The present study describes the application of the Sholl analysis method to quantify mammary gland branching characteristics. The Sholl method was originally developed for use in quantifying neuronal dendritic patterns. By using ImageJ, an open-source image analysis software package, and a plugin developed for this analysis, the mammary gland branching density and the complexity of a mammary gland from a peripubertal female rat were determined. The methods described here will enable the use of the Sholl analysis as an effective tool for quantifying an important characteristic of mammary gland development.

Mammary gland development in the rodent has typically been evaluated using descriptive assessments or by measuring basic physical attributes. Branching density is an indicator of mammary development that is difficult to quantify objectively. This protocol describes a reliable method for the quantitative assessment of mammary gland branching characteristics.

Quantifizierung der Verzweigungsdichte in Ratten-Mamma-Gland-Vollkonserven unter Verwendung der Sholl-Analysemethode

An increasing number of studies are utilizing the rodent mammary gland as an endpoint for assessing the developmental toxicity of a chemical exposure. The ...

Isolation of Type I and Type II Pericytes from Mouse Skeletal Muscles

Pericytes are perivascular multipotent cells that show heterogeneity in different organs or even within the same tissue. In skeletal muscles, there are at least two pericyte subpopulations (called type I and type II), which express different molecular markers and have distinct differentiation capabilities. Using NG2-DsRed and Nestin-GFP double-transgenic mice, type I (NG2-DsRed+Nestin-GFP-) and type II (NG2-DsRed+Nestin-GFP+) pericytes have been successfully isolated. However, the availability of these double-transgenic mice prevents the widespread use of this purification method. This work describes an alternative protocol that allows for the easy and simultaneous isolation of type I and type II pericytes from skeletal muscles. This protocol utilizes the fluorescence-activated cell sorting (FACS) technique and targets PDGFR&#946;, rather than NG2, together with the Nestin-GFP signal. Following isolation, type I and type II pericytes show distinct morphologies. In addition, type I and type II pericytes isolated with this new method, like those isolated from the double-transgenic mice, are adipogenic and myogenic, respectively. These results suggest that this protocol can be used to isolate pericyte subpopulations from skeletal muscles and possibly from other tissues.

This work describes a FACS-based protocol that allows for easy and simultaneous isolation of type I and type II pericytes from skeletal muscles.

Isolierung von Typ I und Typ II Perizyten aus Maus Skelettmuskeln

Pericytes are perivascular multipotent cells that show heterogeneity in different organs or even within the same tissue. In skeletal muscles, there are at ...

Induction and Validation of Cellular Senescence in Primary Human Cells

Cellular senescence is a state of permanent cell cycle arrest activated in response to different damaging stimuli. Activation of cellular senescence is a hallmark of various pathophysiological conditions including tumor suppression, tissue remodeling and aging. The inducers of cellular senescence in vivo are still poorly characterized. However, a number of stimuli can be used to promote cellular senescence ex vivo. Among them, most common senescence-inducers are replicative exhaustion, ionizing and non-ionizing radiation, genotoxic drugs, oxidative stress, and demethylating and acetylating agents. Here, we will provide detailed instructions on how to use these stimuli to induce fibroblasts into senescence. This protocol can easily be adapted for different types of primary cells and cell lines, including cancer cells. We also describe different methods for the validation of senescence induction. In particular, we focus on measuring the activity of the lysosomal enzyme Senescence-Associated &#946;-galactosidase (SA-&#946;-gal), the rate of DNA synthesis using 5-ethynyl-2&#39;-deoxyuridine (EdU) incorporation assay, the levels of expression of the cell cycle inhibitors p16 and p21, and the expression and secretion of members of the Senescence-Associated Secretory Phenotype (SASP). Finally, we provide example results and discuss further applications of these protocols.

Here, we discuss a series of protocols for induction and validation of cellular senescence in cultured cells. We focus on different senescence-inducing stimuli and describe the quantification of common senescence-associated markers. We provide technical details using fibroblasts as a model, but the protocols can be adapted to various cellular models.

Induktion und Validierung der zellulären Seneszenz in primären humanen Zellen

Cellular senescence is a state of permanent cell cycle arrest activated in response to different damaging stimuli. Activation of cellular senescence is a ...

Visualizing the Node and Notochordal Plate In Gastrulating Mouse Embryos Using Scanning Electron Microscopy and Whole Mount Immunofluorescence

The post-implantation mouse embryo undergoes major shape changes after the initiation of gastrulation and morphogenesis. A hallmark of morphogenesis is the formation of the transient organizers, the node and notochordal plate, from cells that have passed through the primitive streak. The proper formation of these signaling centers is essential for the development of the body plan and techniques to visualize them are of high interest to mouse developmental biologists. The node and notochordal plate lie on the ventral surface of gastrulating mouse embryos around embryonic day (E) 7.5 of development. The node is a cup-shaped structure whose cells possess a single slender cilium each. The proper subcellular localization and rotation of the cilia in the node pit determines left-right asymmetry. The notochordal plate cells also possess single cilia albeit shorter than those of the node cells. The notochordal plate forms the notochord which acts as an important signaling organizer for somitogenesis and neural patterning. Because the cells of the node and notochordal plate are transiently present on the surface and possess cilia, they can be visualized using scanning electron microscopy (SEM). Among other techniques used to visualize these structures at the cellular level is whole mount immunofluorescence (WMIF) using the antibodies against the proteins that are highly expressed in the node and notochordal plate. In this report, we describe our optimized protocols to perform SEM and WMIF of the node and notochordal plate in developing mouse embryos to help in the assessment of tissue shape and cellular organization in wild-type and gastrulation mutant embryos.

The node and notochordal plate are transient signaling organizers in developing mouse embryos that can be visualized using several techniques. Here, we describe in detail how to perform two of the techniques to study their structure and morphogenesis: 1) scanning electron microscopy (SEM); and 2) whole mount immunofluorescence (WMIF).

Visualisierung der Knoten und Notochordal Platte In Gastrulating Maus-Embryonen mittels Rasterelektronenmikroskopie und ganze Mount Immunfluoreszenz

The post-implantation mouse embryo undergoes major shape changes after the initiation of gastrulation and morphogenesis. A hallmark of morphogenesis is ...

Adult Zebrafish Injury Models to Study the Effects of Prednisolone in Regenerating Bone Tissue

Zebrafish are able to regenerate various organs, including appendages (fins) after amputation. This involves the regeneration of bone, which regrows within roughly two weeks after injury. Furthermore, zebrafish are able to heal bone rapidly after trepanation of the skull, and repair fractures that can be easily introduced into zebrafish bony fin rays. These injury assays represent feasible experimental paradigms to test the effect of administered drugs on rapidly forming bone. Here, we describe the use of these 3 injury models and their combined use with systemic glucocorticoid treatment, which exerts bone inhibitory and immunosuppressive effects. We provide a workflow on how to prepare for immunosuppressive treatment in adult zebrafish, illustrate how to perform fin amputation, trepanation of calvarial bones, and fin fractures, and describe how the use of glucocorticoids affects both bone forming osteoblasts and cells of the monocyte/macrophage lineage as part of innate immunity in bone tissue.

Here, we describe 3 adult zebrafish injury models and their combined use with immunosuppressive drug treatment. We provide guidance on imaging of regenerating tissues and on detecting bone mineralization therein.

Erwachsenen Zebrafisch Verletzungen Modelle zur Untersuchung der Auswirkungen von Prednisolon bei der Regeneration von Knochengewebe

Zebrafish are able to regenerate various organs, including appendages (fins) after amputation. This involves the regeneration of bone, which regrows ...

Direct Lineage Reprogramming of Adult Mouse Fibroblast to Erythroid Progenitors

Erythroid cell commitment and differentiation proceed through activation of a lineage-restricted transcriptional network orchestrated by a group of cell fate determining and maturing factors. We previously set out to define the minimal set of factors necessary for instructing red blood cell development using direct lineage reprogramming of fibroblasts into induced erythroid progenitors/precursors (iEPs). We showed that overexpression of Gata1, Tal1, Lmo2, and c-Myc (GTLM) can rapidly convert murine and human fibroblasts directly to iEPs that resemble bona fide erythroid cells in terms of morphology, phenotype, and gene expression. We intend that iEPs will provide an invaluable tool to study erythropoiesis and cell fate regulation. Here we describe the stepwise process of converting murine tail tip fibroblasts into iEPs via transcription factor-driven direct lineage reprogramming (DLR). In this example, we perform the reprogramming in fibroblasts from erythroid lineage-tracing mice that express the yellow fluorescent protein (YFP) under the control of the erythropoietin receptor gene (EpoR) promoter, enabling visualization of erythroid cell fate induction upon reprogramming. Following this protocol, fibroblasts can be reprogrammed into iEPs within five to eight days. 
While improvements can still be made to the process, we show that GTLM-mediated reprogramming is a rapid and direct process, yielding cells with properties of bona fide erythroid progenitor and precursor cells.

Here we present our protocol for producing induced erythroid progenitors (iEPs) from mouse adult fibroblasts using transcription factor-driven direct lineage reprogramming (DLR).

Direkte Linie Reprogrammierung von adulten Maus-Fibroblasten zu erythroiden Vorläuferzellen

Erythroid cell commitment and differentiation proceed through activation of a lineage-restricted transcriptional network orchestrated by a group of cell ...