1. Whitefly Colony Wartung <ol><li> Umgebungsbedingungen: Whitefly Kolonien sollte in einer kontrollierten Wachstum Raum gehalten werden. Steuerung der relativen Luftfeuchtigkeit, Temperatur, Photoperiode und Lichtintensität sind für eine optimale Koloniewachstum (Abbildung 1) von wesentlicher Bedeutung. Eine Temperatur von 28 ° C, 30-50% relative Luftfeuchtigkeit, und eine 14 Stunden Photoperiode ergibt eine Kolonie, die vom Ei bis zum erwachsenen Entstehung in 18 Tagen (diesmal variiert mit der Wirtspflanze) entwickelt. Die relative Luftfeuchtigkeit sollte unter 70% gehalten werden, um das Wachstum von Insekten und Pflanzen pathogene Pilze verhindern. Dünger und Bewässerung Preise müssen reduziert werden, um pilzliche Erreger und Salzanreicherung abhalten werden. Die Lichtintensität für die Kolonie sollte recht hoch. VHO Leuchtstofflampen in ausreichender Zahl zur ca. 800-1000 ft Kerzen am Kranzhöhe erzeugen sind für die meisten Pflanzen ausreichend (dh. Baumwolle, gemeinsame, Limabohne, Tomaten). Sauberkeit ist wichtig, ina whitefly Kolonie, um die optimale Haltungsbedingungen. </li><li> Colony Käfige: Weiße Fliegen sollte auf Pflanzen in Käfigen gehalten werden, anstatt frei im Raum Wachstum. Käfige können aus verschiedenen Materialien hergestellt werden, sondern müssen für erlauben: Lüftung, leichte Zugänglichkeit, die Fähigkeit, whitefly Flucht oder Infiltration, und von ausreichender Größe zu verhindern genug Pflanzen zu erhalten, um die Weiße Fliege Bevölkerung herbeizuführen. Gute Ergebnisse wurden mit Organza und Aluminium-Screening (für Stärke) sowie whitefly-proof Screening (siehe Tabelle spezifischer Ausrüstungen und Zubehör) erhalten worden. </li><li> Colony Pflanze Zubereitung: Die Arten der ausgewählten Pflanze ist eine wichtige Überlegung bei der Gründung eines whitefly Kolonie. Die Anlage soll in der Lage sein, um eine hohe Insektenpopulation ohne zu kollabieren zu unterstützen. Die Anlage für eine nonviruliferous Kolonie gewählt werden sollte ein Nichtwirt für das Virus oder Viren, die dazu bestimmt übertragen, um eine Kontamination in der Kolonie zu vermeiden sind, und wenn die Aufrechterhaltung einer viruli seinferous Kolonie, muss der Host-Virus sein. Die Pflanzen sollten ziemlich schnell wachsen, um Entstehung neuer Erwachsenen innerhalb von 18 Tagen nach der Kolonie führte zu unterstützen, aber nicht so schnell wie die Käfige innerhalb von vier Wochen entwachsen. Zwerg, Busch, oder Patio-Typ Pflanzensorten werden empfohlen, da sie produzieren oft eine ähnliche Blattfläche, höher zu Sorten, aber ohne die Stängelverlängerung. </li><li> Es ist sehr wichtig, hinten Anlagen für die Kolonie in Gewächshäusern in Käfigen, Weiße Fliegen und andere Insekten ausschließen. Die Verwendung von Pflanzen, die befallen sind, mit Weißen Fliegen, Thripse oder Milben, bevor sie die Kolonie kann die Kolonie zu kollabieren geben. Befallene Pflanzen haben auch das Potenzial, um mit Insekten übertragene Viren, die mit Virusübertragung Studien stören infiziert werden. </li></ol> 2. Whitefly Colony Establishment <ol><li> Starten Sie eine Kolonie zum ersten Mal mit sauberem whiteflies - Wieder frei von Pflanzenviren, andere Insekten und Insekten Krankheitserreger. Diese können erhalten werdenvon Mitarbeitern oder aus dem Feld. Wenn Feld gesammelt, sollte whiteflies für mindestens 8 Wochen auf Nichtwirt Pflanzen der Anlage Virus aufgezogen werden, und überprüfen Sie die Abwesenheit von Anlagen-Symptomen sicher zu sein, sie sind frei von Pflanzenviren. </li><li> Woche 1: Einführung sauberen Weißen Fliegen auf den ersten Käfig von Pflanzen. Weiße Fliegen können durch Aspiration von bekannten Nummern oder durch leichtes Schütteln whiteflies aus einer anderen Quelle Pflanze in Abhängigkeit von den Anforderungen an die Kolonie eingeführt werden. Während Woche 1, Weiße Fliegen Eier an der Unterseite der Pflanze Blatt Oberflächen. Eine ungefähre Größe der Bevölkerung kann für jeden Entstehung auf der Anzahl der Erwachsenen verwendet werden, um Eier und die durchschnittliche Anzahl der Eier vom Weibchen whitefly an der Wirtspflanze in Frage gelegt legen basierend vorhergesagt werden. </li><li> Woche 2: Beginnen Sie noch Käfig durch die Einführung von Weißen Fliegen auf neue Wirtspflanzen, Eier zu legen. Die Pflanzen in den Käfig in Woche 1 gestartet haben Eier, und einige unreife weiße Fliegen bedeckt die Unterseiten der Blätter (Abbildung 2). Einigeerwachsenen Weißen Fliegen in Woche 1 eingeführt werden noch am Leben sein. </li><li> Woche 3: Beginnen Sie einen dritten Käfig durch die Einführung von Weißen Fliegen, um neue Pflanzen, Eier zu legen. Die Pflanzen in den Käfig in Woche 1 gestartet wird unreif sowie viele neue erwachsene Weiße Fliegen Schwellenländern und es sollte eine sehr deutliche Steigerung in der erwachsenen Bevölkerung whitefly sein. Die Pflanzen in den Käfig in Woche 2 gestartet haben viele Eier und unreif Weiße Fliegen bedeckt die Unterseiten der Blätter. </li><li> Woche 4: Beginnen Sie einen vierten Käfig durch die Einführung von Weißen Fliegen, um neue Pflanzen, Eier zu legen. Die Pflanzen in den Käfig in Woche 1 gestartet haben viele erwachsene Weiße Fliegen, die etwa eine Woche nach der Entstehung sind. Die Pflanzen in den Käfig in Woche 2 gestartet haben viele neue erwachsene Weiße Fliegen Schwellenländern und es sollte eine sehr deutliche Steigerung in whitefly Bevölkerung sein. Die Pflanzen in den Käfig in Woche 3 gestartet haben viele Eier und unreif Weiße Fliegen bedeckt die Unterseiten der Blätter. </li><li> Wöchentliche nach der ersten 4 weeks: Jede Woche ein neues Käfig durch die Einführung der erwachsenen Weißen Fliegen aus dem vierten ältesten Käfig (der Käfig begann in Woche 1) auf neue Anlagen in einer neuen, sauberen Käfig. Der alte Käfig sollte entfernt werden und seinen Anlagen verworfen. Diese Weiße Fliegen sind ca. 1 Woche nach dem Auflaufen. Im Falle des virusbefallenen Kolonie, werden diese whiteflies Virus auf die neuen Anlagen sowie Eier legen für die nächste Generation von Weißen Fliegen übertragen. </li><li> Planen Übertragung Experimente zur Nutzung der Weißen Fliegen, die in der dritten Woche in den Käfig hervorgehen wird. Wenn mehr Weiße Fliegen benötigt werden, können Pflanzen Zahlen erhöht werden und mehr Weiße Fliegen können in die Woche 1 Käfig gegeben werden, um whitefly Bevölkerung zu erhöhen. </li></ol> 3. Verfahren zur Impfung von Versuchsanlagen <ol><li> Um hohe Übertragungsraten versichern: 1) Weiße Fliegen so schonend wie möglich behandelt werden müssen, um Schäden an den Insekten, die Übertragungsraten reduzieren verhindern; 2) Es müssen adäquate Blattfläche für whiteflies zu ETISonde oder ihr Futter. Eine Erhöhung der Messzeit oder eine Erhöhung der Zahl der Erwerbs Wirtspflanzen erhöhen niedrige Infektiosität in Versuchspflanzen durch Verdrängung in entweder der Erwerb oder die Impfung Zugang Zeitraum. </li><li> Sammlung von Weiße Fliegen. Das Folgende ist ein Verfahren für die Sammlung und die Bewegung der genauen Zahlen von Weißen Fliegen für experimentelle Zwecke benötigt. Um eine große Zahl von Weißen Fliegen zu bewegen, wie zum Widerstand Screening zum Beispiel benötigt wird, ist es nur notwendig, schütteln die Weiße Fliege-befallenen Pflanzen über die Testpflanzen oder der virusinfizierten Erwerb Gastgeber (und später die Versuchspflanzen). Achten Sie darauf, die Pflanzen über viele Standorte zu schütteln, um die Aggregation zu minimieren. </li><li> Frisch geschlüpfte erwachsenen Weißen Fliegen (1-3 Tage nach der Entstehung) sind hochaktiv und füttern oft so neigen dazu, den höchsten Übertragungsraten 4. Ältere whiteflies noch übertragen, aber bei einer niedrigeren Frequenz. Mehrere whiteflies pro Testanlage (15-40 pro plant) sollte für hohe Transmission seit einem Verhältnis von 1 whitefly pro Pflanze verwendet werden oft zu unannehmbar niedrigen Übertragungsraten 3,4. Die Anzahl hängt von der benötigten Virus und der Art des Erwerbs und Testanlagen. </li><li> Montieren Aspiration Geräte und Sammlung Fläschchen. (Abbildung 3) </li><li> Mit einer Hand halten einen gelben Plastikkarte im Inneren der Kolonie-Käfig, die die Weißen Fliegen gesammelt werden enthält. Klopfen Sie die Pflanzen zu fördern, um die erwachsenen Weißen Fliegen fliegen. Weiße Fliegen wird auf der gelben Karte angezogen werden und wird aus der Pflanze auf die Karte, wo sie gesammelt werden können, unter Verwendung eines Gebläses und eine sehr sanfte Atem fliegen. Nie absaugen Weiße Fliegen, die auf Pflanzen füttern. Ihre Senknadeln sind in der Anlage eingebettet während der Fütterung so ziehen sie weg die Pflanzen ihre Senknadeln brechen und macht sie unfähig, entweder zu erwerben oder zu übertragen Virus (Abbildung 4). </li><li> Sammeln etwa 20 erwachsenen Weißen Fliegen in einem einzigen collektion Fläschchen auf physische Schäden an den Insekten aus wiederholten Bestrebungen (Abbildung 5) zu minimieren. </li><li> Um die Sammlung Fläschchen zu ändern, tippen Sie auf das Fläschchen vorsichtig auf eine harte Oberfläche und Mütze mit Parafilm während die Weißen Fliegen der Erschließung sind desorientiert. </li><li> Legen Sie ein neues Fläschchen sammeln auf dem Sauger und wiederholen, bis die Zahl der Weißen Fliegen benötigt gesammelt werden. Weiße Fliegen in den Sammelfläschchen bei Raumtemperatur für mehrere Stunden bleiben. </li><li> Acquisition. Weiße Fliegen auf einem Virus infizierten Pflanze gegeben und auf den infizierten Pflanzen für 48-72 Stunden zu füttern. Acquisition Zeiträume von mehr als 72 Stunden in der Regel nicht zu einer Erhöhung Übertragungsraten. Für diese Viren in einem nonpersistent oder semipersistent Weise, 1 Std. und mehreren Stunden, jeweils übertragen werden, sind ausreichend Akquisition Zugang Perioden (Tabelle 1). Die besten Ergebnisse werden erzielt, wenn whiteflies freien Zugang zu Anlagen in Käfigen, die die Insekten beschränken, um eine Pflanzensorte oder gegeben werdenmehrere Pflanzen. Doch einige Experimente erfordern Übernahme von bestimmten Blätter in diesem Fall Clip Käfige benutzt werden kann. Bei der Verwendung von Käfigen Clip ist es wichtig, um die Weiße Fliege Fütterung Präferenz für die Unterseite der Blätter aufzunehmen. Auch kann drängten von Weißen Fliegen in Käfigen Clip reduzieren Übertragungsraten - akzeptable Preise der Übertragung erreicht wurden unter Verwendung von 10 weiblichen Weißen Fliegen pro Clip Käfig von 2,5 cm Durchmesser. </li><li> Impfung. Bereiten Sie einen Käfig für die Größe der Impfung und legen Sie die Test-Pflanzen im Inneren. Wenn nur eine Anlage soll geimpft werden betrachten eine einzelne Pflanze Käfig. Wenn mehr als eine Anlage soll geimpft betrachten einen kleinen PVC-Rahmen / Organzabeutel Käfig oder eine Aluminium-Käfig (Abbildung 6). Die Größe des Käfigs für die Impfung verwendet wird, sollte geringfügig größer die Größe der Anlage (n) geimpft werden. Höhere Übertragungsraten werden erhalten, wenn in der Nähe des Weißen Fliegen Pflanzenbestand und hielt nicht gegeben sind viel Freiraum. </li><li> Sammlung von Weißen Fliegen von der Akquisition Gastgeber hängt von den Bedürfnissen des Experiments. Wenn kleine Zahlen benötigt werden, absaugen whiteflies wie oben beschrieben. Legen Sie die Sammlung Fläschchen Weiße Fliegen in den Käfig in der Nähe der Pflanzen und den Deckel entfernen (Abbildung 7). Öffnen Sie die Flasche und lassen Sie die Weiße Fliege oder umdrehen und klopfen Sie das Fläschchen, um die Weißen Fliegen freizugeben. Wenn eine große Zahl benötigt werden, einfach bewegen Erwerb Pflanzen mit Weiße Fliegen in die Käfige, wo die Versuchspflanzen befinden und schütteln die Weiße Fliege aus dem Erwerb Wirtspflanze. Für beide Arten der Einführung, lesen Sie die Weiße Fliege über die Pflanzen zu verteilen, um die Aggregation zu minimieren und sorgen für eine gleichmäßige Impfung. </li><li> Lassen Sie die Weiße Fliege zu sondieren oder Futtermittel für die entsprechende Menge an Zeit, wiederum abhängig von dem Virus und in gewissem Umfang die Wirtspflanze (Tabelle 1). </li><li> Überprüfen Sie die Weiße Fliege mindestens einmal während Impfung Zugang Zeitraum, um sicherzustellen, dass die Weißen Fliegen sindSondieren oder Fütterung durch Öffnen des Käfigs und Umdrehen einige Blätter an jeder Pflanze. </li><li> Für den längeren Impfung Zugang Perioden, stören die Pflanzen vorsichtig (mit einem Bambusstock oder gleichwertig), die Spitzen der Pflanzen putzen und ermutigen die Weiße Fliege zu verteilen auf die Pflanzen. Umverteilung von Weißen Fliegen hilft sorgen für eine höhere Übertragungsrate durch die Bekämpfung der natürlichen Tendenz von Weißen Fliegen zu aggregieren. </li><li> Kündigung. Die Impfung Zugang Zeitraum wird durch das Töten der Weißen Fliegen mit zugelassenen Chemikalien beendet. Tragen Sie zwei Insektizide eins nach dem anderen: ein Kontakt Insektizid schnell beenden erwachsenen Weißen Fliegen und ein systemisches Insektizid, alle Weißen Fliegen, die in den folgenden Wochen und diese durch den Kontakt Insektizid (Abbildung 8) verpasste entwickeln beenden. Ein Kontakt Insektizid wie insektizide Seife und systemische Insektizide wie Imidacloprid oder Pymetrozine haben mit gutem Erfolg verwendet worden. </li></ol>

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Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die hier beschriebenen Methoden wurden über einen Zeitraum von zwei Jahrzehnten entwickelt und basieren auf den grundlegenden Informationen durch viele Studien der Weißen Fliege Übertragung, Verhalten und Biologie bereitgestellt werden. Da gibt es viele Publikationen sind, bezieht sich in erster Linie auf diese Handschrift Bewertungen und ein paar ausgewählten spezifischen Publikationen die Art von Daten verwendet werden, um diese Technik zu entwickeln illustrieren. Es ist sehr wichtig in diesem Verfahren, dass die Weiße Fliege sanft seit Brechen der Beine und Antennen gehandhabt werden, um abnorme Verhaltensweisen und niedrigere Steuersätze der Übertragung führen. Sammlung mit Staubsauger und andere mechanische Saugern noch nie gute Ergebnisse erzielt. Eine weitere Überlegung für den Erfolg ist, dass die Zahl der Weißen Fliege verwendet, um 100% Übertragung an Testpflanzen zu erhalten, muß für jede Kombination von Wirtspflanze und Viren bestimmt werden. Das optimale Verhältnis muss nur einmal aufgebaut werden. Die besten Ergebnisse wurden erzielt mit jungen erwachsenen Weißen Fliegen (1-3 Tage Vergangenheit Entstehung), da sie giIVE den höchsten Raten der Übertragung. Ältere Erwachsene können verwendet werden, aber eine größere Anzahl von Weißen Fliegen werden benötigt, um für ihre ermäßigte Übertragung zu kompensieren. Frauen sind dafür bekannt, zu einem höheren Preis als Männer zu übertragen, da sie füttern öfter als Männer. Allerdings ist es in der Regel nicht die Zeit wert, um die Geschlechter für die Übertragung zu trennen. Dieses Verfahren kann in vielerlei Hinsicht modifiziert werden, um die Ressourcen und Bedürfnisse der Forscher angepasst. Beim Arbeiten mit mehreren Viren ist es am besten, um eine einzelne Kolonie von Weißen Fliegen auf Nichtwirt Pflanzen des Virus aufgezogen zu halten. Diese können gesammelt whiteflies platziert auf virus-infizierten Pflanzen für den Erwerb und dann nach dem Erwerb die Weiße Fliege wieder auf die Testpflanzen bewegt werden. Pflanzen für die Kolonie vorgesehen sind, sollten in Gewächshäusern in Käfigen gehalten werden, um die Einführung von Weißen Fliegen, die sie mit einem anderen Virus infizieren könnten verhindern. Infestation dieser Pflanzen mit Milben, Thripse und andere Pflanzenschädlinge können Kompromiss die health der Kolonie und weil es zum Einsturz. Schließlich Bewässerung der Pflanzen Kolonie muss mit Vorsicht durchgeführt werden. Diese Pflanzen sind extremen Belastungen durch die Verfütterung von so vielen Weißen Fliegen und die niedriger als normal Lichtverhältnissen. Wurzel verfault Pilze, die auf dem Torf in den soilless Mixe eingeführt kann ein Problem werden, wenn die Pflanzen noch einmal overwatered. Vorbehandlung der Pflanzen mit einem Fungizid durchnässen lassen sich bestimmte der Probleme. Während whitefly Übertragung von Pflanzenviren zeitaufwendig sein kann und benötigen wertvolle Ressourcen (z. B. Wachstum Zimmer) ist es wichtig, für die Übertragung von einigen Viren, für die wir keine andere Möglichkeit der Übertragung. Es ist auch ein wertvolles Mittel zur Siebanlagen für die Resistenz gegen Viren, da sie die gleiche Art der Übertragung, die Pflanzen auf dem Feld erwartet wird, zu widerstehen verwendet. Die Verwendung von mehr künstliche Mittel der Übertragung nicht immer die besten Ergebnisse in Auswertungen von Keimplasma für Virus-Widerstand.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of the Item</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue No.</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly proof screening</td>
			<td>Klayman Meteor Ltd. Petah Tikva 49130, Israel</td>
			<td>---</td>
			<td>BioNet 50 mesh screen Antivirus Insect Screen</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly proof screening</td>
			<td>Hummert International (www.hummert.com)</td>
			<td>27-4050-1 - 27-4062-1</td>
			<td>BioNet 50 mesh screen Antivirus Insect Screen</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly Collection Devices</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>1135A</td>
			<td>Can also be made using eye droppers, flexible plastic tubing, plastic vacuum adaptors, and cheesecloth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collection vials</td>
			<td>BioQuip</td>
			<td>8909</td>
			<td>Vials used depend on which aspirator is used.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yellow plastic cards</td>
			<td>any company</td>
			<td>---</td>
			<td>Any bright yellow plastic card will work, can be purchased in many places.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Whitefly Cages</td>
			<td>---</td>
			<td>---</td>
			<td>These are not commercially available and must be constructed. 60 cm x 60 cm x 60 cm cages work well for us. Our preference is for those constructed of aluminum window screening, nylon organdy, vinyl plastic, with a structure created using aluminum window frames. Doors are attached using piano hinges and sealed with weather stripping; tops of the cages are vinyl plastic. Cages can also be made of 1) plexiglass glued together on the edges with ventilation provided by screened openings cut on the side pieces; 2) large bags of nylon organdy, organza, or 50 mesh whitefly screening with internal supports provided by PVC pipes and fittings cut to desired lengths and assembled inside the bags, 3) wood frames and nylon organdy, organza, or 50 mesh whitefly screening.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

transmitting plant viruses using whiteflies

Weiße Fliegen, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, ein Komplex von morphologisch indistinquishable Art 5 Vektoren sind von vielen Pflanzenviren. Mehrere Gattungen dieser whitefly übertragene Pflanzenviren (Begomovirus, Carlavirus, Crinivirus, Ipomovirus, Torradovirus) gehören mehrere hundert Arten von Schwellen-und wirtschaftlich bedeutende Erreger von wichtigen Lebensmitteln und Faserpflanzen (Bewertung von 9,10,16). Diese Viren nicht in ihren Videos zu replizieren, aber dennoch lassen sich leicht von Pflanze zu Pflanze vom Erwachsenen whitefly mit verschiedenen Mitteln (Bewertung durch 2,6,7,9,10,11,17) bewegt. Für die meisten dieser Viren whitefly Fütterung ist für den Erwerb und Impfung erforderlich, während für andere nur Sondierung erforderlich. Viele dieser Viren sind nicht oder nicht ohne weiteres auf andere Weise übermittelt werden. Daher Wartung von Virus-Kulturen, biologische und molekulare Charakterisierung (Identifizierung von Host-Bereich und Symptome) 3,13, Ökologie 2,12 verlangen, dass die Viren auf experimentelle Hosts mit dem whitefly Vektor übertragen werden. Neben der Entwicklung neuer Konzepte für das Management, wie z. B. Bewertung neuer Chemikalien 14 oder 15 Verbindungen, neue kulturelle Ansätze 1,4,19, oder die Auswahl und Entwicklung von resistenten Sorten 7,8,18, erfordert den Einsatz von Weißen Fliegen für Virusübertragung. Der Einsatz der Weißen Fliege Übertragung von Pflanzenviren für die Auswahl und Entwicklung von resistenten Sorten in Zuchtprogrammen ist eine besondere Herausforderung 7. Effektive Auswahl und Screening Widerstand verwendet eine große Anzahl von Pflanzen und gibt es einen Bedarf für 100% der Pflanzen inokuliert, um die wenigen Genotypen, die Resistenzgene besitzen finden werden. Diese Studien verwenden eine sehr große Anzahl von virusbefallenen Weiße Fliegen, oft mehrmals pro Jahr. Whitefly Wartung können die hier beschriebenen Hunderte oder Tausende erzeugenvon erwachsenen Weißen Fliegen auf Pflanzen jede Woche, das ganze Jahr, ohne die Kontamination anderer Pflanzenviren. Pflanzen frei von beiden Weißen Fliegen und Viren müssen erzeugten Stroms in das whitefly Kolonie einzuführen jede Woche. Whitefly Kulturen müssen frei von whitefly Krankheitserreger, Parasiten und Parasitoiden, die Weiße Fliege Bevölkerung zu reduzieren und / oder reduzieren die Übertragung Effizienz des Virus werden kann. Kolonien in der beschriebenen Weise hergestellt werden schnell skaliert werden, um zu erhöhen oder zu verringern Bevölkerungszahl nach Bedarf, und kann an die Nahrungspräferenzen der Weißen Fliege, bezogen auf die Wirtspflanze des Virus aufzunehmen. Es gibt zwei grundlegende Arten von whitefly Kolonien, die aufrechterhalten werden kann: a nonviruliferous und virusbefallenen whitefly Kolonie. Die nonviruliferous Kolonie von Weißen Fliegen auf Virus-freie Pflanzen aufgezogen zusammengesetzt und ermöglicht die wöchentliche Verfügbarkeit von Weißen Fliegen, die verwendet werden, um Viren aus verschiedenen Kulturen übertragen werden können. Die virusbefallenen whitefly KolonieMitwirkung des Weißen Fliegen auf virus-infizierten Pflanzen aufgezogen, ermöglicht wöchentliche Verfügbarkeit von Weißen Fliegen, die das Virus erworben haben, damit das Weglassen einen Schritt in der Übertragung des Virus Prozess.

Diese Verfahren zur whitefly Kolonie Errichtung und Wartung, sowie Manipulation Pflanzenviren übertragen wurden erfolgreich in einer Reihe von Studien 4,11,12,14 sowie viele andere nicht zitiert werden. Mit Hilfe dieser Methoden mit anhaltend übertragenen Viren, haben wir routinemäßig die gewünschten Preise der Übertragung von 100% für die Selektion auf Resistenz erhalten, Screening Insektizide für ihre Fähigkeit, mit Übertragung stören (sowie die Bewertung der Resistenz induzierende Verbindungen) 13,14,17,18 ( Abbildung 9). Die hier beschriebenen Verfahren können und wurde zu vielen Orten in der öffentlichen und privaten Forschungseinrichtungen angepasst. <table border="1"><tbody><tr><td> Art der Übertragung </td><td> Acquisition Zugang Zeitraum (Stunde) </td><td> Impfung Zugang Zeitraum (Stunde) </td><td> Ref. </td></tr><tr><td> Nonpersistent </td><td> 1 </td&gt; <td> 2-24 </td><td> 10 </td></tr><tr><td> Semipersistent </td><td> 6-24 </td><td> 8-24 </td><td> 10, 16 </td></tr><tr><td> Persistent </td><td> 48-72 </td><td> 48-72 </td><td> 3, 6, 8, 9 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Geschätzter Zeiten, die verwendet werden, um hohe Übertragung von Viren mit verschiedenen Arten von Beziehungen mit ihren Videos Bemisia tabaci Artenkomplex. Geschätzte Zeit produzieren können, werden veröffentlicht auf minimale Zeiten für 80-100% Transmission erforderlich und modifiziert in einigen Fällen basierend für Latenzzeiten und Unterschiede zwischen den Populationen whitefly, Viren und Wirtspflanzen ausmachen. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig1.jpg" /> Abbildung 1. Ein Beispiel für eine virusbefallenen whitefly Kolonie. Dieses Wachstum Raum enthält Käfige von Anlagen mit einer begomovirus und infe infiziertsted mit virusbefallenen Weiße Fliegen. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig2.jpg" /> Abbildung 2. Links: Jungtiere Stufen des Weißen Fliege, Bemisia tabaci MEAM clade sensu De Barro 6 ca. 1 Woche nach Entstehung und Rechts: ein Erwachsener whitefly eine wirksame Vektor von vielen pflanzlichen Viren. <img alt="Abbildung 3" fo:content-width="5.5in" fo:src="/files/ftp_upload/4332/4332fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig3.jpg" /> Abbildung 3. Arten der Sammlung Geräte, die zum Weißen Fliegen für Pflanzenschutzmittel Virusübertragung sammeln können. <img alt="Fig. 4" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig4.jpg" /> Abbildung 4. Links: Yellow Plastikkarte zur whitefly Erwachsenen zeigt whiteflies abholbereit sammeln<html> . Rechts: Sammeln whiteflies aus einer gelben Plastikkarte. Weiße Fliegen kann auf der Karte wie kleine weiße / graue Flecken zu sehen. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig5.jpg" /> Abbildung 5. Weiße Fliegen durch Absaugen gesammelt (20 in einer Flasche) aus der Kolonie, bereit für die Übernahme oder Impfung. <img alt="Abbildung 6" fo:content-width="5.5in" fo:src="/files/ftp_upload/4332/4332fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig6.jpg" /> Abbildung 6. Oben links:. Single plant Käfigen entweder für Erwerb oder Impfung verwendet Oben rechts: Größere Käfige von PVC-Rohr und Organza. Niederösterreich: Aluminium / Schirm und organdy Käfige in einem Gewächshaus mit Pflanzen für eine whitefly Kolonie bestimmt. 32fig7.jpg &quot;/&gt; Abbildung 7. Weiße Fliegen an einer einzigen Anlage zur Impfung (oder Übernahme) übertragen. <img alt="Fig. 8" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig8.jpg" /> Abbildung 8. Die Zugabe von einem systemischen Insektizid durchnässen zu beenden whitefly Impfung Zugang Zeitraum. <img alt="Abbildung 9" src="/files/ftp_upload/4332/4332fig9.jpg" /> Abbildung 9. Feld Pflanzen unter Auswertung für die Resistenz gegen Tomato Yellow Leaf Curl Virus. Alle Pflanzen wurden als 5 Wochen alten Sämlingen geimpft und dann in das Feld für die Auswertung transplantiert. Pflanzen im Vordergrund sind eine widerstandsfähige Keimplasma Linie sind Pflanzen im Hintergrund anfällig Keimplasma Linie.

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Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

Verbesserung unseres Verständnisses und unserer Fähigkeit, viele der Insekten übertragene Pflanzenviren verwalten erfordert die Verwendung des Vektors. Insekt Übertragung von Pflanzenviren ist ein tritrophischen Interaktion, und als solche erfordert die Manipulation von Insekten, Viren und Pflanze. Vektoren sind in großer Zahl gehalten und manipuliert werden in einer Weise, um hohe Übertragung zu Testpflanzen versichern. Die Grundlagen der Aufzucht und Manipulation der Weißen Fliege,<em&gt; Bemisa tabaci</em&gt; (<em&gt; Hemiptera: Aleyrodidae</em&gt;), Ist ein Vektor von Pflanzenviren gehören zu mehreren aufstrebenden Pflanzenvirusvektor Gattungen, die eine große Anzahl von wirtschaftlich bedeutenden Viren vorgestellt.

Sendeanlage Viren Mit Weiße Fliegen

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several ...

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Research

JoVE Journal

Biology

28.7K Aufrufe.  University of Florida. Verbesserung unseres Verständnisses und unserer Fähigkeit, viele der Insekten übertragene Pflanzenviren verwalten erfordert die Verwendung des Vektors. Insekt Übertragung von Pflanzenviren ist ein tritrophischen Interaktion, und als solche erfordert die Manipulation von Insekten, Viren und Pflanze. Vektoren sind in großer Zahl gehalten und manipuliert werden in einer Weise, um hohe Übertragung zu Testpflanzen versichern. Die Grundlagen der Aufzucht und Manipulation ...

Serie: Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

Testing the Physiological Barriers to Viral Transmission in Aphids Using Microinjection

Potato loafroll virus (PLRV), from the family Luteoviridae infects solanaceous plants. It is transmitted by aphids, primarily, the green peach aphid. When an uninfected aphid feeds on an infected plant it contracts the virus through the plant phloem. Once ingested, the virus must pass from the insect gut to the hemolymph (the insect  blood ) and then must pass through the salivary gland, in order to be transmitted back to a new plant. An aphid may take up different viruses when munching on a plant, however only a small fraction will pass through the gut and salivary gland, the two main barriers for transmission to infect more plants. In the lab, we use physalis plants to study PLRV transmission. In this host, symptoms are characterized by stunting and interveinal chlorosis (yellowing of the leaves between the veins with the veins remaining green). The video that we present demonstrates a method for performing aphid microinjection on insects that do not vector PLVR viruses and tests whether the gut is preventing viral transmission.
The video that we present demonstrates a method for performing Aphid microinjection on insects that do not vector PLVR viruses and tests whether the gut or salivary gland is preventing viral transmission.

Aphids are effective transmitters of plant viruses. Aphid microinjection of virus, the procedure we will show you today, is a technique allowing researchers to inject virus directly into the hemocoel of the aphid, bypassing the gut, one of the 2 major barriers for virus transmission in a circulative manner. The same technique is also used to inject dsRNA for RNAi.

Testen der physiologische Barrieren für die virale Transmission in Blattläuse mit Mikroinjektion

Potato loafroll virus (PLRV), from the family Luteoviridae infects solanaceous plants. It is transmitted by aphids, primarily, the green peach aphid. When ...

Forschung

Biologie

Testing Nicotine Tolerance in Aphids Using an Artificial Diet Experiment

Plants may upregulate the production of many different seconday metabolites in response to insect feeding. One of these metabolites, nicotine, is well know to have insecticidal properties. One response of tobacco plants to herbivory, or being gnawed upon by insects, is to increase the production of this neurotoxic alkaloid. Here, we will demonstrate how to set up an experiment to address this question of whether a tobacco-adapted strain of the green peach aphid, Myzus persicae, can tolerate higher levels of nicotine than the a strain of this insect that does not infest tobacco in the field.

In this video and assay is demonstrated that tests the tolerance of nicotine to two types of aphids one that infests tobacco plants in the field and one that does not.

Testen Nikotin Toleranz in Blattläuse mit einer künstlichen Diät Experiment

Plants may upregulate the production of many different seconday metabolites in response to insect feeding. One of these metabolites, nicotine, is well ...

Virus-induced Gene Silencing (VIGS) in Nicotiana benthamiana and Tomato

RNA interference (RNAi) is a highly specific gene-silencing phenomenon triggered by dsRNA1. This silencing mechanism uses two major classes of RNA regulators: microRNAs, which are produced from non-protein coding genes and short interfering RNAs (siRNAs). Plants use RNAi to control transposons and to exert tight control over developmental processes such as flower organ formation and leaf development2,3,4. Plants also use RNAi to defend themselves against infection by viruses. Consequently, many viruses have evolved suppressors of gene silencing to allow their successful colonization of their host5.
Virus-induced gene silencing (VIGS) is a method that takes advantage of the plant RNAi-mediated antiviral defense mechanism. In plants infected with unmodified viruses the mechanism is specifically targeted against the viral genome. However, with virus vectors carrying sequences derived from host genes, the process can be additionally targeted against the corresponding host mRNAs. VIGS has been adapted for high-throughput functional genomics in plants by using the plant pathogen Agrobacterium tumefaciens to deliver, via its Ti plasmid, a recombinant virus carrying the entire or part of the gene sequence targeted for silencing. Systemic virus spread and the endogenous plant RNAi machinery take care of the rest. dsRNAs corresponding to the target gene are produced and then cleaved by the ribonuclease Dicer into siRNAs of 21 to 24 nucleotides in length. These siRNAs ultimately guide the RNA-induced silencing complex (RISC) to degrade the target transcript2.
Different vectors have been employed in VIGS and one of the most frequently used is based on tobacco rattle virus (TRV). TRV is a bipartite virus and, as such, two different A. tumefaciens strains are used for VIGS. One carries pTRV1, which encodes the replication and movement viral functions while the other, pTRV2, harbors the coat protein and the sequence used for VIGS6,7. Inoculation of Nicotiana benthamiana and tomato seedlings with a mixture of both strains results in gene silencing. Silencing of the endogenous phytoene desaturase (PDS) gene, which causes photobleaching, is used as a control for VIGS efficiency. It should be noted, however, that silencing in tomato is usually less efficient than in N. benthamiana. RNA transcript abundance of the gene of interest should always be measured to ensure that the target gene has efficiently been down-regulated. Nevertheless, heterologous gene sequences from N. benthamiana can be used to silence their respective orthologs in tomato and vice versa8.

Virus-induced Gene Silencing VIGS in Nicotiana benthamiana and Tomato

Description of a virus-induced gene silencing (VIGS) method for knock-down of gene expression in Nicotiana benthamiana and tomato.

Virus-induzierten Gene Silencing (VIGS) in Nicotiana benthamiana Und Tomaten

RNA interference (RNAi) is a highly specific gene-silencing phenomenon triggered by dsRNA1. This silencing mechanism uses two major classes of RNA ...

Investigating Tissue- and Organ-specific Phytochrome Responses using FACS-assisted Cell-type Specific Expression Profiling in Arabidopsis thaliana

Light mediates an array of developmental and adaptive processes throughout the life cycle of a plant. Plants utilize light-absorbing molecules called photoreceptors to sense and adapt to light. The red/far-red light-absorbing phytochrome photoreceptors have been studied extensively. Phytochromes exist as a family of proteins with distinct and overlapping functions in all higher plant systems in which they have been studied1. Phytochrome-mediated light responses, which range from seed germination through flowering and senescence, are often localized to specific plant tissues or organs2. Despite the discovery and elucidation of individual and redundant phytochrome functions through mutational analyses, conclusive reports on distinct sites of photoperception and the molecular mechanisms of localized pools of phytochromes that mediate spatial-specific phytochrome responses are limited. We designed experiments based on the hypotheses that specific sites of phytochrome photoperception regulate tissue- and organ-specific aspects of photomorphogenesis, and that localized phytochrome pools engage distinct subsets of downstream target genes in cell-to-cell signaling. We developed a biochemical approach to selectively reduce functional phytochromes in an organ- or tissue-specific manner within transgenic plants. Our studies are based on a bipartite enhancer-trap approach that results in transactivation of the expression of a gene under control of the Upstream Activation Sequence (UAS) element by the transcriptional activator GAL43. The biliverdin reductase (BVR) gene under the control of the UAS is silently maintained in the absence of GAL4 transactivation in the UAS-BVR parent4. Genetic crosses between a UAS-BVR transgenic line and a GAL4-GFP enhancer trap line result in specific expression of the BVR gene in cells marked by GFP expression4. BVR accumulation in Arabidopsis plants results in phytochrome chromophore deficiency in planta5-7. Thus, transgenic plants that we have produced exhibit GAL4-dependent activation of the BVR gene, resulting in the biochemical inactivation of phytochrome, as well as GAL4-dependent GFP expression. Photobiological and molecular genetic analyses of BVR transgenic lines are yielding insight into tissue- and organ-specific phytochrome-mediated responses that have been associated with corresponding sites of photoperception4, 7, 8. Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) of GFP-positive, enhancer-trap-induced BVR-expressing plant protoplasts coupled with cell-type-specific gene expression profiling through microarray analysis is being used to identify putative downstream target genes involved in mediating spatial-specific phytochrome responses. This research is expanding our understanding of sites of light perception, the mechanisms through which various tissues or organs cooperate in light-regulated plant growth and development, and advancing the molecular dissection of complex phytochrome-mediated cell-to-cell signaling cascades.

Investigating Tissue- and Organ-specific Phytochrome Responses using FACS-assisted Cell-type Specific Expression Profiling in Arabidopsis thaliana

The molecular basis of spatial-specific phytochrome responses is being investigated using transgenic plants that exhibit tissue- and organ-specific phytochrome deficiencies. The isolation of specific cells exhibiting induced phytochrome chromophore depletion by Fluorescence-Activated Cell Sorting followed by microarray analyses is being utilized to identify genes involved in spatial-specific phytochrome responses.

Untersuchung Tissue-und Organ-spezifische Phytochrom Antworten mit FACS-gestützte zelltypspezifisch Expression Profiling in Arabidopsis thaliana</em

Light mediates an array of developmental and adaptive processes throughout the life cycle of a plant. Plants utilize light-absorbing molecules called ...

Profiling Thiol Redox Proteome Using Isotope Tagging Mass Spectrometry

Pseudomonas syringae pv. tomato strain DC3000 not only causes bacterial speck disease in Solanum lycopersicum but also on Brassica species, as well as on Arabidopsis thaliana, a genetically tractable host plant1,2. The accumulation of reactive oxygen species (ROS) in cotyledons inoculated with DC3000 indicates a role of ROS in modulating necrotic cell death during bacterial speck disease of tomato3. Hydrogen peroxide, a component of ROS, is produced after inoculation of tomato plants with Pseudomonas3. Hydrogen peroxide can be detected using a histochemical stain 3'-3' diaminobenzidine (DAB)4. DAB staining reacts with hydrogen peroxide to produce a brown stain on the leaf tissue4. ROS has a regulatory role of the cellular redox environment, which can change the redox status of certain proteins5. Cysteine is an important amino acid sensitive to redox changes. Under mild oxidation, reversible oxidation of cysteine sulfhydryl groups serves as redox sensors and signal transducers that regulate a variety of physiological processes6,7. Tandem mass tag (TMT) reagents enable concurrent identification and multiplexed quantitation of proteins in different samples using tandem mass spectrometry8,9. The cysteine-reactive TMT (cysTMT) reagents enable selective labeling and relative quantitation of cysteine-containing peptides from up to six biological samples. Each isobaric cysTMT tag has the same nominal parent mass and is composed of a sulfhydryl-reactive group, a MS-neutral spacer arm and an MS/MS reporter10. After labeling, the samples were subject to protease digestion. The cysteine-labeled peptides were enriched using a resin containing anti-TMT antibody. During MS/MS analysis, a series of reporter ions (i.e., 126-131 Da) emerge in the low mass region, providing information on relative quantitation. The workflow is effective for reducing sample complexity, improving dynamic range and studying cysteine modifications. Here we present redox proteomic analysis of the Pst DC3000 treated tomato (Rio Grande) leaves using cysTMT technology. This high-throughput method has the potential to be applied to studying other redox-regulated physiological processes.

Reactive oxygen species level is elevated when cells encounter stress conditions. Here we show the example of 3'-3' diaminobenzidine staining as well as cysTMT labeling and mass spectrometry to profile the redox proteome in Pseudomonas syringae treated tomato leaves.

Profiling Thiolredox Proteome Mit Isotopen-Massenspektrometrie Tagging

Pseudomonas syringae pv. tomato strain DC3000 not only causes bacterial speck disease in Solanum lycopersicum but also on Brassica species, as well as on ...

Fruit Volatile Analysis Using an Electronic Nose

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit aroma. Maturity at harvest is one of the key factors influencing the flavor quality of fruits and vegetables1. The validation of robust methods that rapidly assess fruit maturity and aroma quality would allow improved management of advanced breeding programs, production practices and postharvest handling. 
Over the last three decades, much research has been conducted to develop so-called electronic noses, which are devices able to rapidly detect odors and flavors2-4. Currently there are several commercially available electronic noses able to perform volatile analysis, based on different technologies. The electronic nose used in our work (zNose, EST, Newbury Park, CA, USA), consists of ultra-fast gas chromatography coupled with a surface acoustic wave sensor (UFGC-SAW). This technology has already been tested for its ability to monitor quality of various commodities, including detection of deterioration in apple5; ripeness and rot evaluation in mango6; aroma profiling of thymus species7; C6 volatile compounds in grape berries8; characterization of vegetable oil9 and detection of adulterants in virgin coconut oil10. 
This system can perform the three major steps of aroma analysis: headspace sampling, separation of volatile compounds, and detection. In about one minute, the output, a chromatogram, is produced and, after a purging cycle, the instrument is ready for further analysis. The results obtained with the zNose can be compared to those of other gas-chromatographic systems by calculation of Kovats Indices (KI). Once the instrument has been tuned with an alkane standard solution, the retention times are automatically converted into KIs. However, slight changes in temperature and flow rate are expected to occur over time, causing retention times to drift. Also, depending on the polarity of the column stationary phase, the reproducibility of KI calculations can vary by several index units11. A series of programs and graphical interfaces were therefore developed to compare calculated KIs among samples in a semi-automated fashion. These programs reduce the time required for chromatogram analysis of large data sets and minimize the potential for misinterpretation of the data when chromatograms are not perfectly aligned.
We present a method for rapid volatile compound analysis in fruit. Sample preparation, data acquisition and handling procedures are also discussed.

A rapid method for volatile compound analysis in fruit is described. The volatile compounds present in the headspace of a homogenate of the sample are rapidly separated and detected with ultra-fast gas chromatography (GC) coupled with a surface acoustic wave (SAW) sensor. A procedure for data handling and analysis is also discussed.

Obst-Volatile-Analyse mit einem elektronische Nase

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit ...

Glycan Profiling of Plant Cell Wall Polymers using Microarrays

Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans which play an important role in the physiology and development of plants and provide the raw materials for human societies (e.g. wood, paper, textile and biofuel industries)1,2. However, understanding the biosynthesis and function of these components remains challenging.
Cell wall glycans are chemically and conformationally diverse due to the complexity of their building blocks, the glycosyl residues. These form linkages at multiple positions and differ in ring structure, isomeric or anomeric configuration, and in addition, are substituted with an array of non-sugar residues. Glycan composition varies in different cell and/or tissue types or even sub-domains of a single cell wall3. Furthermore, their composition is also modified during development1, or in response to environmental cues4.
In excess of 2,000 genes have Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans been predicted to be involved in cell wall glycan biosynthesis and modification in Arabidopsis5. However, relatively few of the biosynthetic genes have been functionally characterized 4,5. Reverse genetics approaches are difficult because the genes are often differentially expressed, often at low levels, between cell types6. Also, mutant studies are often hindered by gene redundancy or compensatory mechanisms to ensure appropriate cell wall function is maintained7. Thus novel approaches are needed to rapidly characterise the diverse range of glycan structures and to facilitate functional genomics approaches to understanding cell wall biosynthesis and modification.
Monoclonal antibodies (mAbs)8,9 have emerged as an important tool for determining glycan structure and distribution in plants. These recognise distinct epitopes present within major classes of plant cell wall glycans, including pectins, xyloglucans, xylans, mannans, glucans and arabinogalactans. Recently their use has been extended to large-scale screening experiments to determine the relative abundance of glycans in a broad range of plant and tissue types simultaneously9,10,11.
Here we present a microarray-based glycan screening method called Comprehensive Microarray Polymer Profiling (CoMPP) (Figures 1 &amp; 2)10,11 that enables multiple samples (100 sec) to be screened using a miniaturised microarray platform with reduced reagent and sample volumes. The spot signals on the microarray can be formally quantified to give semi-quantitative data about glycan epitope occurrence. This approach is well suited to tracking glycan changes in complex biological systems12 and providing a global overview of cell wall composition particularly when prior knowledge of this is unavailable.

A technique called Comprehensive Microarray Polymer Profiling (CoMPP) for the characterisation of plant cell wall glycans is described. This method combines the specificity of monoclonal antibodies directed to defined glycan-epitopes with a miniature microarray analytical platform allowing screening of glycan occurrence in a broad range of biological contexts.

Glycan Profiling of Plant Cell Wall Polymers mit Microarrays

Plant cell walls are complex matrixes of heterogeneous glycans which play an important role in the physiology and development of plants and provide the ...

High-throughput Titration of Luciferase-expressing Recombinant Viruses

Standard plaque assays to determine infectious viral titers can be time consuming, are not amenable to a high volume of samples, and cannot be done with viruses that do not form plaques. As an alternative to plaque assays, we have developed a high-throughput titration method that allows for the simultaneous titration of a high volume of samples in a single day. This approach involves infection of the samples with a Firefly luciferase tagged virus, transfer of the infected samples onto an appropriate permissive cell line, subsequent addition of luciferin, reading of plates in order to obtain luminescence readings, and finally the conversion from luminescence to viral titers. The assessment of cytotoxicity using a metabolic viability dye can be easily incorporated in the workflow in parallel and provide valuable information in the context of a drug screen. This technique provides a reliable, high-throughput method to determine viral titers as an alternative to a standard plaque assay.

This article presents a high-throughput luciferase expression-based method of titrating various RNA and DNA viruses using automated and manual liquid handlers.

Hochdurchsatz-Titration von Luciferase-exprimierenden rekombinanten Viren

Standard plaque assays to determine infectious viral titers can be time consuming, are not amenable to a high volume of samples, and cannot be done with ...

A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, several traits are typically characterized using molecular assays to aid in epidemiological studies. These traits include species identification, insecticide resistance, parasite infection status, and host preference. Since populations of the Anopheles gambiae complex are morphologically indistinguishable, a polymerase chain reaction (PCR) is traditionally used to identify species. Once the species is known, several downstream assays are routinely performed to elucidate further characteristics. For instance, mutations known as KDR in a para gene confer resistance against DDT and pyrethroid insecticides. Additionally, enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs) or Plasmodium parasite DNA detection PCR assays are used to detect parasites present in mosquito tissues. Lastly, a combination of PCR and restriction enzyme digests can be used to elucidate host preference (e.g., human vs. animal blood) by screening the mosquito bloodmeal for host-specific DNA. We have developed a multi-detection assay (MDA) that combines all of the aforementioned assays into a single multiplex reaction genotyping 33SNPs for 96 or 384 samples at a time. Because the MDA includes multiple markers for species, Plasmodium detection, and host blood identification, the likelihood of generating false positives or negatives is greatly reduced from previous assays that include only one marker per trait. This robust and simple assay can detect these key mosquito traits cost-effectively and in a fraction of the time of existing assays.

Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

Ein Multi-Nachweistest für Malaria tragenden Mücken

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, ...

Imaging Spatial Reorganization of a MAPK Signaling Pathway Using the Tobacco Transient Expression System

Visualization of dynamic signaling events in live cells has been a challenge. We expanded an established transient expression system, the biomolecular fluorescent complementation (BiFC) assay in tobacco epidermal cells, from testing protein-protein interaction to monitoring spatial distribution of signal transduction in plant cells. In this protocol, we used the BiFC assay to show that the interaction and the signaling between the Arabidopsis MAPKKK YODA and MAPK6 occur at the plasma membrane. When the scaffold protein BASL was co-expressed, the YODA-MAPK interaction redistributed and spatially co-polarized with CFP-BASL. This modified tobacco expression system allows for quick examination of signaling localization and dynamic changes (less than 4 days) and can accommodate multiple of fluorescent protein colors (at least three). We also presented detailed methods to quantify protein distribution (asymmetric spatial localization, or &#34;polarization&#34;) in tobacco cells. This advanced tobacco expression system has a potential to be used widely for quick testing of dynamic signaling events in live plant cells.

At the subcellular level, signaling events are dynamically modulated by developmental and environmental cues. Here we describe a protocol that employs the tobacco transient expression system to monitor dynamic protein-protein interaction and to disclose spatial organization of signal transduction in plant cells.

Imaging Räumliche Reorganisation eines MAPK Signalweg Verwendung des Tabak Transient Expression System

Visualization of dynamic signaling events in live cells has been a challenge. We expanded an established transient expression system, the biomolecular ...