Name: surgical swine model of chronic cardiac ischemia treated by off-pump coronary artery bypass graft surgery
Uploaded: 2018-03-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 12 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery at JoVE.com

Questo lavoro è stato supportato da VA al merito recensione #I01 BX000760 (RFK) da Stati Uniti (US) Department of Veterans Affairs BLR e D. Il contenuto di questo lavoro non rappresentano le opinioni di l'US Department of Veterans Affairs del governo degli Stati Uniti.

Tutti gli studi sugli animali sono stati approvati dalle commissioni di utilizzo del Minneapolis VA Medical Center e l'Università del Minnesota e istituzionali Animal Care. Seguire le attuali linee guida per l'uso e la cura di animali da laboratorio National Institutes of Health.
1. sospensione chirurgia
<ol><li>Preparazione degli animali<ol>
<li>Per creare un modello del miocardio hibernating, utilizzare 5 - settimana-vecchio, donna, maiali Yorkshire, che pesano nella gamma di 8-10 kg con 9,2 kg come peso medio.</li>
		<li>Per il monitoraggio dello stato pre-operatoria, pesare l'animale entro 3 giorni prima dell'intervento.</li>
		<li>Velocemente l'animale per 12 h prima di iniziare l'anestesia. Garantire che l'acqua è disponibile presso tutte le volte per animali digiuno.</li>
		<li>Dare la buprenorfina SR 0,18 mg/kg IM 24 h prima dell'intervento.</li>
	</ol></li>
	<li>Induzione<ol>
<li>Sedare l'animale con 6,6 mg/kg tiletamina-zolazepam e xilazina cocktail dato intramuscolarmente. 5-15 min per la droga. consentire cocktail effettive.</li>
		<li>Preparare la vena orecchio asetticamente pulendo tre volte con alcool isopropilico al 70% per il posizionamento del catetere IV. Nota: Se una vena di orecchio non è adeguata, un'altra vena periferica può essere utilizzato (cioè cefalica).</li>
		<li>Applicare unguento oftalmico a entrambi gli occhi per prevenire la secchezza della cornea.</li>
		<li>Se necessario, inducono anestesia con la somministrazione di 1-2 mg/kg di propofol IV o mascherato con 3 L/min di ossigeno e 3% isoflurane, per consentire l'intubazione tracheale. Nota: L'animale è considerato adeguatamente anestetizzato quando il tono di riflesso o mascella di lampeggio è assente.</li>
		<li>Intubare l'animale con un tubo endotracheale di dimensione appropriate.</li>
	</ol></li>
	<li>Chirurgia<ol>
<li>Una volta che l'animale è anestetizzato, radere la zona toracica sinistra per la chirurgia.</li>
		<li>Avviare la ventilazione meccanica a 10-15 respiri al minimo Set ossigeno a 1-4 L/min e isoflurano tra 1.0 e 3.0% secondo necessità per mantenere un aereo chirurgico di anestesia.</li>
		<li>Posizionare i dispositivi di monitoraggio sull'animale. Dispositivi di monitoraggio dovrebbero includere ECG, pressione arteriosa, temperatura e pulsossimetro.</li>
		<li>Collegare il catetere IV a un gocciolamento IV con soluzione salina 0.9% a un tasso del 5-10 mL/kg/h.</li>
		<li>Asetticamente preparare la cassa laterale sinistra con uno scrub chirurgico approvato dalla FDA.</li>
		<li>Valutare la profondità dell'anestesia ogni 5-15 minuti registrare i segni vitali di base (frequenza cardiaca, ECG, SpO2, NIBP, ETCO2 e temperatura) ogni 15 min. Nota: L'animale è considerato adeguatamente anestetizzato quando il tono di riflesso o mascella di lampeggio è assente.</li>
		<li>Con l'animale che pone sul suo lato destro, luogo sterile copre il lato sinistro del petto dalla spina dorsale alla scapola di centrare il terzo spazio costola in campo sterile. Nota: Il campo sterile coinvolge spalla anteriore sinistra, compresa la zona ascellare continuando allo sterno allo spazio sesto costola cranialmente.</li>
		<li>Pulire delicatamente il campo con un metodo chirurgico approvato dalla FDA come clorexidina gluconato o uno scrub chirurgico di iodio per 2 min, utilizzando un modello di destinazione.</li>
		<li>Sciacquare il campo con acqua e lavare due volte con un metodo approvato dalla FDA come sopra per 2 min risciacquo del campo chirurgico con acqua tra lavaggi, poi asciugare tamponando con spugne garza sterile spugna o 4 x 4 cm.</li>
		<li>Spruzzare la zona con una soluzione di iodio e coprire l'intero animale (ad eccezione del campo chirurgico) con teli sterili. Utilizzare la sterilizzazione a vapore o a gas per sterilizzare gli strumenti, camici e teli per la procedura.</li>
		<li>Amministrare un blocchetto di nervo intercostale con 0,3 mL di lidocaina 0,5% alle costole 2 °, 3 ° e 4 °.</li>
		<li>Dare 125 mg di cefazolina IV prima di aprire il torace. Nota: succinilcolina 1,5 mg/kg IV può essere indicata da un agente paralitico per ridurre il movimento dei muscoli per ogni richiesta del chirurgo durante l'apertura della cavità toracica.</li>
		<li>Esporre il cuore via un thoracotomy di sinistra. Prima manipolazione cuore, dare un 2 mg/kg bolo di lidocaina per impedire aritmia. Fare il 3 ° laterale spazio toracotomia incisione con elettrobisturi monopolare. L'incisione si estenda dall'aspetto craniale della scapola a zona ascellare per circa 10 cm. uso un cauterizzatore incidere la pelle e la muscolatura sottostante per consentire l'ingresso nella cavità toracica.</li>
		<li>Posizionare un retrattore di costola finochietto e accedere allo spazio pleurico presso il terzo spazio intercostale per ritrarre il polmone.</li>
		<li>Acutamente incise il pericardio e ritrarre al lato 2-0 polyglactin soggiorno suture, esponendo il LAD arteria e vena. Ritrarre l'annesso atriale di sinistra con un retrattore di spatola garza-coperto.</li>
		<li>Utilizzando le forbici iris, aprire il adventitia sopra il ragazzo.</li>
		<li>Senza mezzi termini sezionare una parte del LAD arteria circa 1 cm distalmente alla giunzione dell'arteria circonflessa e LAD 0,25 cm circa. Utilizzare un morsetto ad angolo retto per circondare il ragazzo.</li>
		<li>Posizionare le suture in poliestere 4-0 due intorno all'arteria senza porre alcuna tensione.</li>
		<li>Posto un constrictor in plastica a forma di c con un diametro interno di 1,5 mm il ragazzo prossimale alla prima diagonale senza che occlude il vaso.</li>
		<li>Fissarlo con due 4-0 poliestere legami che circondano il ragazzo.</li>
		<li>Senza bloccare chiudere il pericardio mediante sutura in polyglactin 2-0 in un semplice schema interrotto.</li>
		<li>Eseguire un respiro tenere premuto per eliminare l'aria dal petto mentre lo strato del muscolo intercostale è chiuso. Monitorare attentamente il manometro di pressione delle vie aeree sulla macchina di anestesia per mantenere la pressione in una gamma adeguata di 20-30 cm di acqua e rilasciare quando completa. Nota: Questo elimina la necessità di un tubo toracico nel periodo postoperatorio.</li>
		<li>Chiudere gli strati della pelle e del muscolo in modo standard utilizzando 2-0 e 3-0 suturare assorbibile.</li>
		<li>Utilizzare colla di pelle sopra l'incisione per la chiusura della pelle.</li>
		<li>Somministrare una dose totale di bupivacaina 1 mg/kg per via intramuscolare ai luoghi multipli lungo la lunghezza dell'incisione alla fine della procedura. Amministrare il meloxicam 0,2 mg/kg SQ prima del trasporto per il recupero dell'area.</li>
		<li>Svezzare l'animale fuori dal ventilatore come lo strato della pelle è chiuso.</li>
		<li>Lasciare l'animale collegato alla macchina di anestesia finché può respirare spontaneamente e riflessi protettivi cominciano a tornare.</li>
		<li>Non rimuovere il tubo endotracheale fino a quando l'animale può inghiottire per proteggere le vie respiratorie.</li>
		<li>Applicare una medicazione sterile, non aderente con tripla-antibiotico unguento sopra l'incisione.</li>
	</ol></li>
	<li>Post-chirurgia<ol>
<li>Registrare la frequenza cardiaca, frequenza respiratoria, temperatura corporea e la membrana mucosa di colore ogni 15 min fino a quando l'animale può tenere una posizione sternale senza assistenza.</li>
		<li>Non lasciare incustodito l'animale fino a quando non può sollevare e tenere la testa su e può stare in piedi senza aiuto.</li>
		<li>Dare meloxicam (0,2 mg/kg) per via sottocutanea.</li>
		<li>Amministrare il rilascio prolungato buprenorfina 6 h dopo la dose iniziale pre-operatoria.</li>
		<li>Lasciare la medicazione sull'incisione per fino a 3 giorni, se rimane asciutto e pulito. Sostituire la medicazione se esso è sporca.</li>
		<li>Monitorare il livello di dolore, benessere generale e la condizione dell'incisione per 5 giorni dopo la procedura. Nota: Una scala di smorfia porcellino è ora disponibile per valutare il livello di dolore in questi animali postoperatorio14. Utilizzare mezza dose meloxicam necessari una volta al giorno per il dolore episodico intenso.</li>
		<li>Singolo-casa l'animale durante il periodo di recupero di 5 giorni per limitare le attività e permettere alla ferita di guarire.</li>
		<li>Consentire 8 settimane per sviluppare pienamente il fenotipo di miocardio ibernato.</li>
	</ol></li>
</ol>2. revascularization o spegnere la pompa Bypass
<ol><li>Preparazione degli animali<ol>
<li>Pesare l'animale entro 3 giorni prima dell'intervento.</li>
		<li>Velocemente l'animale per 12 h prima della chirurgia. Garantire che l'acqua è disponibile presso tutte le volte per animali digiuno.</li>
		<li>Dare rilascio prolungato buprenorfina 0,18 mg/kg per via intramuscolare 24 h prima dell'intervento.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Induzione<ol>
<li>Sedare l'animale con cocktail tiletamina-zolazepam/xilazina 6,6 mg/kg per via intramuscolare. 5-15 min dopo la sedazione, preparare la vena dell'orecchio in modo asettico per il posizionamento del catetere. Nota: Se una vena di orecchio non è adeguata, un'altra vena periferica può essere utilizzato (cioè cefalica).</li>
		<li>Applicare unguento oftalmico in entrambi gli occhi.</li>
		<li>Indurre l'anestesia con 1-2 mg/kg di propofol IV.</li>
		<li>Intubare l'animale con un tubo endotracheale di dimensione appropriate.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Chirurgia<ol>
<li>La barba dell'animale sterno, cassa laterale sinistro e triangoli femorale per la chirurgia.</li>
		<li>Impostare la ventilazione meccanica per 10-15 respiri al minuto, ossigeno a 1-4 L/min e isoflurano 1,0-3,0% secondo necessità per mantenere un aereo chirurgico di anestesia.</li>
		<li>Posizionare le apparecchiature di monitoraggio (frequenza cardiaca, ECG, SpO2, diretto della pressione sanguigna, ETCO2 e temperatura) sull'animale.</li>
		<li>Collegare il catetere IV a un gocciolamento IV con soluzione salina o LRS.</li>
		<li>In modo asettico e preparare la pelle con povidone iodio scrub o altro metodo approvato dalla FDA.</li>
		<li>Valutare l'animale per la profondità dell'anestesia. Nota: L'animale è considerato profondamente anestetizzato quando l'occhio o la mascella riflesso è assente.</li>
		<li>Posizionare l'animale dorsalmente, preparare la pelle come descritta in precedenza e drappo l'animale con asciugamani sterili.</li>
		<li>Eseguire un taglio verso il basso per l'arteria femorale e l'inserimento di una canula. Utilizzare elettrocauterizzazione monopolare per creare un'incisione della pelle di circa 3 cm sopra l'arteria femorale per esporlo per inserimento di una canula.</li>
		<li>Eseguire un blocco del nervo femorale dopo l'incisione è fatta, per consentire il posizionamento preciso di droga. Collegare la cannula femorale di un trasduttore per monitorare le pressioni sanguigne durante l'intervento chirurgico.</li>
		<li>Utilizzare electro-cauterio incidere da manubrio al processo xifoideo, nonché di incidere il muscolare, adiposo e del tessuto connettivo a livello dello sterno.</li>
		<li>Dividere lo sterno con una sega oscillante. Nota: Utilizzando un oscillante visto, piuttosto che una sega sternale standard consente di evitare potenziali lesioni del miocardio da aderenze pericardici come conseguenza il thoracotomy per posizionamento constrictor il ragazzo.</li>
		<li>Amministrare la lidocaina (dose di carico di 2 mg/kg IV, 50 µ g/kg/min di infusione IV continua) per impedire le aritmia. Diluire la lidocaina in una sacca da 500 mL di soluzione fisiologica normale ad una concentrazione di 1 mg/mL.</li>
		<li>Dividere il piatto sternal posteriore con forbici Mayo rette.</li>
		<li>Utilizzare un riavvolgitore di petto per esporre la cavità toracica.</li>
		<li>Abbattere le aderenze con electro-cautery monopolare.</li>
		<li>Utilizzando il retrattore stesso, con l'elevazione delicata del bordo sternale sinistro da un assistente, sezionare l'arteria mammaria interna sinistra libero da parete toracica.</li>
		<li>Controllare i rami arteriosi con i hemoclips.</li>
		<li>Eparinizzare l'animale con 100-300 unità/kg dell'eparina IV.</li>
		<li>Dopo 3 min, dividere l'arteria con l'estremità distale oltre cuciti. Preparare l'estremità prossimale per l'innesto.</li>
		<li>Aprire e ritrarre il pericardio. Confermare che la lunghezza della LIMA è adeguata per raggiungere il sito anastomotico appropriato il ragazzo.</li>
		<li>Eseguire la LIMA all'anastomosi LAD con sutura in polipropilene 7-0 utilizzando una pompa off tecnica con uno stabilizzatore cardiaco, primavera forma clip e dispositivi di dimensioni appropriate intraluminal.</li>
		<li>Posizionare un drenaggio toracico fra le nervature sul petto laterale a sinistra, esternalizzato e collegato a vuoto per eliminare l'aria dalla cavità toracica per 15-30 min.</li>
		<li>Approssimativa dello sterno con le suture in poliestere #5 utilizzando un modello di figura otto.</li>
		<li>Chiudere il muscolo, strati della pelle e sottocutanei nel modo consueto come descritto nella chirurgia della sospensione. Rimuovere il tubo della cassa durante l'esecuzione di una manovra di Valsalva per rimuovere tutta l'aria residua dalla cavità toracica e chiudere l'incisione con una sutura.</li>
		<li>Applicare l'adesivo pelle sulla pelle per proteggere l'incisione sternale. Rimuovere il catetere femorale delicatamente e riparare l'arteria con sutura in polipropilene 7-0 in un modello di stringa di borsa. Chiudere la pelle utilizzando la sutura in polyglactin 2-0 in un modello di subcuticular.</li>
		<li>Somministrare una dose totale di bupivacaina 1 mg/kg per via intramuscolare ai luoghi multipli lungo la lunghezza dell'incisione alla fine della procedura.</li>
		<li>Amministrare il meloxicam 0,2 mg/kg per via sottocutanea prima del trasporto per il recupero dell'area.</li>
		<li>Seguire il protocollo post-operatorio nella procedura di ibernazione.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Qui, indichiamo che il nostro modello di suina di HM accuratamente imita l'esperienza clinica dei pazienti con la malattia del singolo vaso e funzione ventricolare sinistra conservata. Prima la rivascolarizzazione, Mostra degli animali con singolo vaso HM danno minimo nella funzione globale come misurata dalla frazione di espulsione, ma Visualizza significativa riduzione di ispessimento di parete regionali. Dopo la rivascolarizzazione, formazione immagine di CMR a uno o tre mesi di recupero dimostra conservata pervietà ...

Malattia coronarica (CHD) colpisce circa 15,5 milioni di persone in Stati Uniti d'America 1 ed è una delle principali cause di morte a livello globale. Mentre il tasso di mortalità connesso con CHD è sceso negli ultimi anni, l'incidenza e l'onere per i pazienti e il sistema sanitario rimangono alta 1. Trattamento primario di CAD severo è rivascolarizzazione, che migliora la sopravvivenza e riduce l'angina2,3,4. Tuttavia, la funzione cardiaca spesso rimane depressa, soprattutto sotto il carico di lavoro aumentato e può progredire a insufficienza cardiaca5,6. I test clinici di chirurgia di bypass coronarico (CABG) per ischemia cronica dimostrano miglioramento nella sopravvivenza e sintomi, ma espulsione frazione spettacoli solo modesti miglioramenti di 8-10% 7,8. Il nostro modello innovativo e ben caratterizzati suina di ischemia del miocardio cronica è un modello di clinica CAD con stenosi vascolare progressiva. Abbiamo dimostrato ridotta contrattilità del miocardio derivanti dalla progressiva riduzione di flusso di sangue 9. Il miocardio non non infarto e possa rimanere vitale in questo scenario. Recupero è possibile, anche se i risultati sono variabili anche con rivascolarizzazione tempestiva. Cronicamente miocardio ischemico che rimane vitale è stata caratterizzata da riduzione del flusso sanguigno e funzione a riposo con riserva contrattile mantenuto è stato chiamato HM e trattamento richiede CABG. Anche se la rivascolarizzazione dell'HM dovrebbe ristabilire la funzione contrattile, osservazioni cliniche e sperimentali dimostrano che il recupero è incompleto8,10.
HM è caratterizzata dalla presenza di vitali ancora miocardio disfunzionale in presenza di riduzione di flusso sanguigno regionale11. Nonostante alterata contrattilità e attività metabolica a riposo, HM è in grado di dimostrare la riserva funzionale e metabolica sotto stimolazione inotropa12. HM è ritenuto sospetto in una maggioranza dei pazienti con CAD e comprende un ampio spettro di malattia. In questo protocollo, dimostriamo il nostro modello di suina stabilito di HM aggirato con arteria mammaria interna di sinistra (LIMA) all'arteria LAD che simula lo scenario clinico. La suina fornisce un eccellente modello di malattia di cuore sopra altri grandi animali come non hanno collaterals passerella dell'epicardio. In questo modo la stenosi del ragazzo da solo per provocare l'ischemia regionale13.
Qui, descriviamo il metodo chirurgico dell'induzione del miocardio hibernating in maiali con la creazione del singolo-vaso stenosi all'arteria del ragazzo. Una volta stabilita l'ischemia cronica (8 settimane post impianto di constrictor LAD), descriviamo il metodo di ricreare il trattamento clinico per HM nel nostro modello suina: innesto di esclusione di un'arteria coronaria della fuori-pompa. Questi metodi chirurgici possono essere utilizzati per studiare non solo un modello clinicamente rilevante di ischemia cardiaca cronica, ma anche per studiare gli effetti della chirurgia del bypass su ischemia cardiaca così come prova di potenziali terapie alternative o adjunctive per ischemia cardiaca.

<table><tbody><tr><td>Bair Hugger</td><td>3M</td><td>Model 505</td><td>Patient Warming system</td></tr><tr><td>SR Buprenorphine 10 mg/mL</td><td>Abbott Labs</td><td>NADA 141-434</td><td>Post operative Analgesic</td></tr><tr><td>Surgical Spring Clip</td><td>Applied Medical</td><td>A1801</td><td>Clamp end of LIMA after takedown</td></tr><tr><td>Arterial Line Kit</td><td>Arrow</td><td>ASK-04510-HF</td><td>Femoral catheter for blood pressure monitoring</td></tr><tr><td>1000mL 0.9% Sodium chloride</td><td>Baxter</td><td>2B1324X</td><td>IV replacement fluid</td></tr><tr><td>250 mL 0.9% saline</td><td>Baxter</td><td>&amp;nbsp;UE1322D</td><td>Replacement IV Fluid&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>500mL 0.9% Sodium chloride</td><td>Baxter</td><td>2B1323Q</td><td>Drug delivery, Provide mist for Blower Mister</td></tr><tr><td>Flo-thru 1.0</td><td>Baxter</td><td>FT-12100</td><td>used to anastomos LIMA to L</td></tr><tr><td>Flo-thru 1.25</td><td>Baxter</td><td>FT-12125</td><td></td></tr><tr><td>Flo-thru 1.5</td><td>Baxter</td><td>FT-12150</td><td></td></tr><tr><td>Flo-thru 2.0</td><td>Baxter</td><td>FT-12200</td><td></td></tr><tr><td>Cloroprep</td><td>Becton Dickenson</td><td>260815</td><td>Surgical skin prep</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Boehringer Ingelheim Vetmedica, Inc.</td><td>0010-6013-01</td><td>NSAID for analgesia</td></tr><tr><td>Hypafix</td><td>BSN Medical</td><td>4210</td><td>Secure wound dressing and IV catheters</td></tr><tr><td>IV Tubing for Blower Mister</td><td>Carefusion</td><td>42493E</td><td>Adapts to IV Fluids for Blower/Mister</td></tr><tr><td>Bovie Cautery hand piece&amp;nbsp;</td><td>Covidien</td><td>E2516</td><td>Hemostasis&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Chest Tube</td><td>Covidien</td><td>8888561043</td><td>Evacuates air from chest cavity&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Monopolar Cautery&amp;nbsp;</td><td>Covidien</td><td>Valleylab FT10</td><td>Hemostasis&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Telpha pad</td><td>Covidien</td><td>2132</td><td>Sterile wound dressing</td></tr><tr><td>4-0 Tevdek II Strands</td><td>Deknatel</td><td>7-922</td><td>Suture to secure constrictor around LAD</td></tr><tr><td>Propofol</td><td>Diprivan</td><td>269-29</td><td>Induction agent</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;long blade for laryngoscope&amp;nbsp;</td><td>DRE</td><td>12521</td><td>Allows for visualization of trachea for intubation</td></tr><tr><td>ECG Pads</td><td>DRE</td><td>1496</td><td>Monitor heart rhythm</td></tr><tr><td>laryngoscope&amp;nbsp;</td><td>DRE</td><td>12515</td><td></td></tr><tr><td>Anesthesia Machine + ventilator</td><td>DRE Drager- Fabius Tiro</td><td>DRE0603FT</td><td>Deliver Oxygen and inhalant to patient</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;5 Ethibond&amp;nbsp;</td><td>Ethicon</td><td>MG46G</td><td>Suture</td></tr><tr><td>0 Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>J208H</td><td>Suture</td></tr><tr><td>2-0 Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>J317H</td><td>Suture</td></tr><tr><td>3-0 Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>VCP824G</td><td>Suture</td></tr><tr><td>7-0 Prolene</td><td>Ethicon</td><td>M8702</td><td>Suture</td></tr><tr><td>Dermabond</td><td>Ethicon</td><td>DNX12</td><td>Skin adhesive</td></tr><tr><td>Ligaclips</td><td>Ethicon</td><td>MSC20</td><td>Surgical Staples for LIMA takedown</td></tr><tr><td>Sterile Saline 20 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>20T700220</td><td>Flush for IV catheters</td></tr><tr><td>Telazol 100 mg/mL</td><td>Fort Dodge</td><td>01L60030</td><td>Pre operative Sedative</td></tr><tr><td>Triple Antibiotic Ointment</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson</td><td>23734</td><td>Topical over wound</td></tr><tr><td>6.0 mm ID endotracheal tube</td><td>Mallinckrodt</td><td>86049</td><td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td></tr><tr><td>1&quot; medical tape</td><td>Medline</td><td>MMM15271Z</td><td>Secure wound dressing and IV catheters</td></tr><tr><td>4.0 mm ID endotracheal tube</td><td>Medline</td><td>DYND43040</td><td>Establish airway for Hibernation</td></tr><tr><td>4.5 mm ID endotracheal tube</td><td>Medline</td><td>DYND43045</td><td>Establish airway for Hibernation</td></tr><tr><td>5.0 mm ID endotracheal tube</td><td>Medline</td><td>DYND43050</td><td>Establish airway for Hibernation</td></tr><tr><td>6.5 mm ID endotracheal tube</td><td>Medline</td><td>DYND43065</td><td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td></tr><tr><td>7.0 mm ID endotracheal tube</td><td>Medline</td><td>DYND43070</td><td>Establish airway for Revasc,MRI and Termination</td></tr><tr><td>Bair Hugger Blanket -&amp;nbsp; Large size, underbody</td><td>Medline</td><td>AUG55501</td><td>Patient Warming system</td></tr><tr><td>Basic pack</td><td>Medline</td><td>DYNJP1000</td><td>Sterile drapes and table cover</td></tr><tr><td>Bone Wax</td><td>Medline</td><td>ETHW31G</td><td>Hemostasis of cut bone</td></tr><tr><td>Suction&amp;nbsp; tubing</td><td>Medline</td><td>DYND50223</td><td></td></tr><tr><td>Suction Container&amp;nbsp;</td><td>Medline</td><td>DYNDCL03000</td><td></td></tr><tr><td>1 mL Syringe</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>1188100777</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>12 mL Syringe</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>8881512878</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>20 mL Syringe</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>8881520657</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>3 mL Syinge</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>1180300555</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>6&amp;nbsp; mL Syringe</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>1180600777</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>60 mL Syringe</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>8881560125</td><td>Administer injectable agents</td></tr><tr><td>Blower Mister Kit</td><td>Medtronic/Covidien</td><td>22120</td><td>Clears surgical field for vessel anastomosis</td></tr><tr><td>Roncuronium</td><td>Mylan</td><td>67457-228-05</td><td>Neuromuscular blocking agent</td></tr><tr><td># 40 clipper blade</td><td>Oster</td><td>078919-016-701</td><td>Remove hair from surgery sites</td></tr><tr><td>Hair Clipper</td><td>Oster</td><td>078566-011-002</td><td>Remove hair from surgery sites</td></tr><tr><td>Bupivicaine</td><td>Pfizer</td><td>00409-1161-01</td><td>Local Anesthetic</td></tr><tr><td>Cephazolin</td><td>Pfizer</td><td>00409-0805-01</td><td>Antibiotic</td></tr><tr><td>Heparin&amp;nbsp;</td><td>Pfizer</td><td>&amp;nbsp;0409-2720-03</td><td>anticoaggulant</td></tr><tr><td>Lidocaine 2%</td><td>Pfizer</td><td>00409-4277-01</td><td>Local Anesthetic/ antiarrthymic</td></tr><tr><td>Succinylcholine 20 mg/mL</td><td>Pfizer</td><td>00409-6629-02</td><td>Neuromuscular blocking agent</td></tr><tr><td>Anesthesia Monitor</td><td>Phillips&amp;nbsp; Intellivue&amp;nbsp;</td><td>MP70&amp;nbsp;</td><td>Supports ventilation with inhalant</td></tr><tr><td>Artificial Tears</td><td>Rugby</td><td>0536-1086-91</td><td>Lubricate eyes to prevent corneal drying</td></tr><tr><td>Buprenorphine 0.3 mg/mL</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B9275</td><td>Pre operative Analgesic for survivial procedures</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Sigma Aldrich</td><td>CDS019936</td><td>General Anesthestic- Inhalant</td></tr><tr><td>36&amp;rdquo; Pressure monitoring tubing</td><td>Smith&amp;rsquo;s Medical</td><td>MX563</td><td>Connect art. Line&amp;nbsp; to transducer</td></tr><tr><td>48&amp;rdquo; Pressure monitoring tubing</td><td>Smith&amp;rsquo;s Medical</td><td>MX564</td><td>Connect art. Line&amp;nbsp; to transducer</td></tr><tr><td>Jelco 18 ga IV catheter&amp;nbsp;</td><td>Smiths medical</td><td>4054</td><td>IV access in Revasc, MRI and Term</td></tr><tr><td>Jelco 20 ga IV catheter</td><td>Smiths medical</td><td>4059</td><td>IV access in the MRI</td></tr><tr><td>Jelco 22 ga&amp;nbsp; IV catheter</td><td>Smiths medical</td><td>4050</td><td>IV access in Hibernation Procedure</td></tr><tr><td>OPVAC Synergy II</td><td>Terumo Cardiovascular System</td><td>401-230</td><td>Heart positioner and Stabilizer</td></tr><tr><td>Sternal Saw/ Necropsy Saw</td><td>Thermo Fisher</td><td>812822</td><td>Used to open chest cavity</td></tr><tr><td>Delrin Constrictor</td><td>U of MN</td><td>Custom made</td><td>Creates stenosis of LAD</td></tr><tr><td>Oxygen Tank E cylinder</td><td>various</td><td>various</td><td>Used for Blower Mister if anesthesia machine doesn&#039;t have auxiliary flow meter</td></tr><tr><td>Pressure Transducer</td><td>various</td><td>Must adapt to anesthesia monitor</td><td>Monitor direct arterial pressures</td></tr><tr><td>Xylazine 100 mg/mL</td><td>Vedco</td><td>468RX</td><td>Pre operative Sedative/ analgesic</td></tr></tbody></table>

surgical swine model of chronic cardiac ischemia treated by off-pump coronary artery bypass graft surgery

Ischemia cardiaca cronica che altera la funzione cardiaca, ma non si traduca in infarto, viene definito il miocardio hibernating (HM). Un grande sottoinsieme clinico dei pazienti della coronaropatia (CAD) ha HM, che oltre a causare la funzione alterata, li mette a rischio per aritmie e futuri eventi cardiaci. Il trattamento standard per questa circostanza è rivascolarizzazione, ma questo ha dimostrato di essere una terapia imperfetta. La maggior parte della ricerca pre-clinica cardiaca si concentra sui modelli di infarto di ischemia cardiaca, lasciando questo sottoinsieme dei pazienti di ischemia cronica in gran parte scarsamente. Per colmare questa lacuna nella ricerca, abbiamo sviluppato un modello ben caratterizzato e altamente riproducibile del miocardio hibernating in maiali, come suina è modelli ideali traslazionali per la malattia di cuore umano. Oltre a creare questo modello di malattia unica, abbiamo ottimizzato un modello di trattamento clinicamente rilevanti della chirurgia di bypass coronarico in maiali. Questo ci permette con precisione studiare gli effetti dell'intervento di bypass sulla malattia cardiaca, come pure studiare terapie aggiuntive o alternative. Questo modello induce chirurgicamente stenosi singolo vaso impiantando un constrictor sull'arteria discendente anteriore sinistra (ragazzo) in un giovane maiale. Come cresce il maiale, il costrittore crea una stenosi progressiva, con conseguente ischemia cronica con alterata funzione regionale, ma preservare la vitalità dei tessuti. A seguito dell'istituzione del fenotipo miocardio ibernato, eseguiamo intervento di bypass coronarico fuori pompa per revascularize la regione ischemica, che imita il trattamento oro-standard per i pazienti della clinica.

Dopo l'intervento chirurgico iniziale sospensione, stenosi supera al 70% dovrebbe essere in grado di essere osservato da tecniche di imaging clinici come angiografia o cardiaco MRI (Figura 1A). 8 settimane dopo l'applicazione chirurgica del constrictor LAD, analisi della funzione regionale di ECHO o MRI cardiaco rivelano la funzione ridotta sotto carico di lavoro aumentato (Figura 2). Questo può essere testato s...

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Surgical Swine Model of Chronic Cardiac Ischemia Treated by Off-Pump Coronary Artery Bypass Graft Surgery

Questo protocollo presenta un modello animale grande chirurgico di ischemia cronica, singola nave che provoca anomalie regionali ma non crea infarto, conosciuto come il miocardio hibernating. Seguito istituzione di ischemia cronica, gli animali sono trattati con fuori-pompa LIMA-LAD bypass coronarico per revascularize tessuto ischemico.

Chirurgico suina modello di Ischemia cardiaca cronica trattato con intervento di Bypass coronarico fuori pompa

Chronic cardiac ischemia that impairs cardiac function, but does not result in infarct, is termed hibernating myocardium (HM). A large clinical subset of ...

surgical-swine-model-chronic-cardiac-ischemia-treated-off-pump

Research

JoVE Journal

Medicine

9.4K Views.  University of Minnesota. Questo protocollo presenta un modello animale grande chirurgico di ischemia cronica, singola nave che provoca anomalie regionali ma non crea infarto, conosciuto come il miocardio hibernating. Seguito istituzione di ischemia cronica, gli animali sono trattati con fuori-pompa LIMA-LAD bypass coronarico per revascularize tessuto ischemico.

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A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, perfusion deficit, hypoxic-ischemic encephalopathy, pulmonary hypertension, vasculopathic enterocolitis, renal failure and thrombo-embolic complications. Animal models are developed to help us understand the patho-physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. In comparison to rodents and newborn lambs, the newborn piglet has been proven to be a valuable model. The newborn piglet has several advantages including similar development as that of 36-38 weeks human fetus with comparable body systems, large body size (&tilde;1.5-2 kg at birth) that allows the instrumentation and monitoring of the animal and controls the confounding variables of hypoxia and hemodynamic derangements.
We here describe an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia and allow us to examine the systemic and regional hemodynamic changes during the asphyxiating and reoxygenation process as well as the respective effects of interventions. Further, the model has the advantage of studying multi-organ failure or dysfunction simultaneously and the interaction with various body systems. The experimental model is a non-survival procedure that involves the surgical instrumentation of newborn piglets (1-3 day-old and 1.5-2.5 kg weight, mixed breed) to allow the establishment of mechanical ventilation, vascular (arterial and central venous) access and the placement of catheters and flow probes (Transonic Inc.) for the continuously monitoring of intra-vascular pressure and blood flow across different arteries including main pulmonary, common carotid, superior mesenteric and left renal arteries. Using these surgically instrumented piglets, after stabilization for 30-60 minutes as defined by Z&lt;10% variation in hemodynamic parameters and normal blood gases, we commence an experimental protocol of severe hypoxemia which is induced via normocapnic alveolar hypoxia. The piglet is ventilated with 10-15% oxygen by increasing the inhaled concentration of nitrogen gas for 2h, aiming for arterial oxygen saturations of 30-40%. This degree of hypoxemia will produce clinical asphyxia with severe metabolic acidosis, systemic hypotension and cardiogenic shock with hypoperfusion to vital organs. The hypoxia is followed by reoxygenation with 100% oxygen for 0.5h and then 21% oxygen for 3.5h. Pharmacologic interventions can be introduced in due course and their effects investigated in a blinded, block-randomized fashion.

Large animal models have good translational values in the examination of physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. Using newborn piglets, we develop an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia which has advantages of studying the systemic and regional hemodynamics, oxygen transport with biochemical and pathologic pathways and correlations.

Un modello di asfissia neonatale suina

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, ...

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Myocardial Infarction and Functional Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One important prerequisite is a good understanding of all safety and efficacy aspects obtained in a large animal model that validly reflect the human scenario of myocardial infarction (MI). Pigs are widely used in this regard since their cardiac size, hemodynamics, and coronary anatomy are close to that of humans. Here, we present an effective protocol for using the porcine MI model using a closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. This approach is based on 90 min of myocardial ischemia, inducing large left ventricle infarction of the anterior, septal and inferoseptal walls. Furthermore, we present protocols for various measures of outcome that provide a wide range of information on the heart, such as cardiac systolic and diastolic function, hemodynamics, coronary flow velocity, microvascular resistance, and infarct size. This protocol can be easily tailored to meet study specific requirements for the validation of novel cardioregenerative biologics at different stages (i.e. directly after the acute ischemic insult, in the subacute setting or even in the chronic MI once scar formation has been completed). This model therefore provides a useful translational tool to study MI, subsequent adverse remodeling, and the potential of novel cardioregenerative agents.

This protocol describes the porcine myocardial infarction (MI) model using a 90 min closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. Furthermore, the protocol for several outcome parameters, such as cardiac function, hemodynamics, microvascular resistance, and infarct size, are also presented.

Infarto miocardico e funzionale Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One ...

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. The long-term clinical results showed excellent patency rates, however, with significant incidence of stenosis. To investigate the cellular and molecular mechanisms of vascular neotissue formation and prevent stenosis development in tissue engineered vascular grafts (TEVGs), we developed a mouse model of the graft with approximately 1 mm internal diameter. First, the TEVGs were assembled from biodegradable tubular scaffolds fabricated from a polyglycolic acid nonwoven felt mesh coated with &#949;-caprolactone and L-lactide copolymer. The scaffolds were then placed in a lyophilizer, vacuumed for 24 hr, and stored in a desiccator until cell seeding. Second, bone marrow was collected from donor mice and mononuclear cells were isolated by density gradient centrifugation. Third, approximately one million cells were seeded on a scaffold and incubated O/N. Finally, the seeded scaffolds were then implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. The implanted grafts demonstrated excellent patency (&#62;90%) without evidence of thromboembolic complications or aneurysmal formation. This murine model will aid us in understanding and quantifying the cellular and molecular mechanisms of neotissue formation in the TEVG.

To improve our knowledge of cellular and molecular neotissue formation, a murine model of the TEVG was recently developed. The grafts were implanted as infrarenal vena cava interposition grafts in C57BL/6 mice. This model achieves similar results to those achieved in our clinical investigation, but over a far shortened time-course.

L&#39;impianto di Vena cava inferiore Interposizione Graft in modello murino

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

Evaluation of a Novel Laser-assisted Coronary Anastomotic Connector - the Trinity Clip - in a Porcine Off-pump Bypass Model

To simplify and facilitate beating heart (i.e., off-pump), minimally invasive coronary artery bypass surgery, a new coronary anastomotic connector, the Trinity Clip, is developed based on the excimer laser-assisted nonocclusive anastomosis technique. The Trinity Clip connector enables simplified, sutureless, and nonocclusive connection of the graft to the coronary artery, and an excimer laser catheter laser-punches the opening of the anastomosis. Consequently, owing to the complete nonocclusive anastomosis construction, coronary conditioning (i.e., occluding or shunting) is not necessary, in contrast to the conventional anastomotic technique, hence simplifying the off-pump bypass procedure. Prior to clinical application in coronary artery bypass grafting, the safety and quality of this novel connector will be evaluated in a long-term experimental porcine off-pump coronary artery bypass (OPCAB) study. In this paper, we describe how to evaluate the coronary anastomosis in the porcine OPCAB model using various techniques to assess its quality. Representative results are summarized and visually demonstrated.

This paper describes a novel nonocclusive coronary anastomotic connector in a porcine off-pump coronary artery bypass (OPCAB) model. This easy-to-use coronary connector has intrinsic potential to facilitate minimally invasive OPCAB surgery.

Valutazione di un romanzo Laser-assistita coronarica anastomosi Connector - Clip Trinity - in un suino Off-pompa bypass Modello

To simplify and facilitate beating heart (i.e., off-pump), minimally invasive coronary artery bypass surgery, a new coronary anastomotic connector, the ...

A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but regardless of the approach, an in vivo model is needed to test each treatment. The pig is one of the most used large animal models for cardiovascular disease. Its heart is very similar in anatomy and function to that of a human. The ameroid placement technique creates an ischemic area of the heart, which has many useful applications in studying myocardial infarction. This model has been used for surgical research, pharmaceutical studies, imaging techniques, and cell therapies.
There are several ways of inducing an ischemic area in the heart. Each has its advantages and disadvantages, but the placement of an ameroid constrictor remains the most widely used technique. The main advantages to using the ameroid are its prevalence in existing research, its availability in various sizes to accommodate the anatomy and size of the vessel to be constricted, the surgery is a relatively simple procedure, and the post-operative monitoring is minimal, since there are no external devices to maintain. This paper provides a detailed overview of the proper technique for the placement of the ameroid constrictor.

The purpose of this protocol is to demonstrate the placement of a delayed constricting device (an ameroid constrictor) around a coronary artery in a swine model. This device creates an ischemic area of the heart that is useful for studying new diagnostic imaging techniques and new methods of treatment.

Un modello di Ischemia cardiaca cronica nei suini utilizzando un Constrictor Ameroid

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

Un modello pre-clinico di trapianto di cuore ortotopico

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Establishment and Evaluation of a Porcine Vein Graft Disease Model

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the investigation of disease mechanisms and the development of therapeutic strategies. 
To perform the surgery, we enter the cardiac chamber through the third intercostal space and carefully dissect the internal mammary vein and immerse it in normal saline. The right main coronary artery is then treated for ischemia. The target vessel is incised, a shunt plug is placed, and the distal end of the graft vein is anastomosed. The ascending aorta is partially blocked, and the proximal end of the graft vein is anastomosed after perforation. The graft vein is checked for patency, and the proximal right coronary artery is ligated. 
CABG surgery is performed in minipigs to harvest the left internal mammary vein for its use as a vascular graft. Serum biochemical tests are used to evaluate the physiological status of the animals after surgery. Ultrasound examination shows that the proximal, middle, and distal end of the graft vessel are unobstructed. In the surgical model, turbulent blood flow in the graft is observed upon histological examination after the CABG surgery, and venous graft stenosis associated with intimal hyperplasia is observed in the graft. The study here provides detailed surgical procedures for the establishment of a repeatable CABG-induced VGD model.

In this protocol, novel pig vein bypass grafting was performed through a small incision in the left chest wall without cardiopulmonary bypass. A postoperative pathology study was done, which showed intimal thickening.

Istituzione e valutazione di un modello di malattia da trapianto di vena suina

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the ...

Rianimazione cardiopolmonare extracorporea in modello animale dopo arresto cardiaco

Pediatric Animal Model of Extracorporeal Cardiopulmonary Resuscitation After Prolonged Circulatory Arrest

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive investigation of this disease requires appropriate and validated animal models. Piglets are commonly used for translational research due to their analogous anatomy and physiology. This work aimed to describe and validate a neonatal piglet model of cardiopulmonary bypass (CPB) with circulatory and cardiac arrest (CA) as a tool for studying severe brain damage and other complications of cardiac surgery. In addition to including a list of materials, this work provides a roadmap for other investigators to plan and execute this protocol. After experienced practitioners performed several trials, the representative results of the model demonstrated a 92% success rate, with failures attributed to small piglet size and variant vessel anatomy. Furthermore, the model allowed practitioners to select from a wide variety of experimental conditions, including varying times in CA, temperature alterations, and pharmacologic interventions. In summary, this method uses materials readily available in most hospital settings, is reliable and reproducible, and can be widely employed to enhance translational research in children undergoing heart surgery.

Autore in primo piano: Simulazione della cardiochirurgia pediatrica utilizzando un modello di suinetto neonatale

This protocol describes a neonatal porcine model of cardiopulmonary bypass (CPB), with circulatory and cardiac arrest as a tool for studying severe brain damage and other complications secondary to CPB.

Modello animale pediatrico di rianimazione cardiopolmonare extracorporea dopo arresto circolatorio prolungato

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive ...

Chirurgico suina modello di Ischemia cardiaca cronica trattato con intervento di Bypass coronarico fuori pompa

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Un modello di asfissia neonatale suina

Infarto miocardico e funzionale Outcome Assessment in Pigs

L'impianto di Vena cava inferiore Interposizione Graft in modello murino

Valutazione di un romanzo Laser-assistita coronarica anastomosi Connector - Clip Trinity - in un suino Off-pompa bypass Modello

Un modello di Ischemia cardiaca cronica nei suini utilizzando un Constrictor Ameroid

Un modello pre-clinico di trapianto di cuore ortotopico

Istituzione e valutazione di un modello di malattia da trapianto di vena suina

Modello animale pediatrico di rianimazione cardiopolmonare extracorporea dopo arresto circolatorio prolungato

Modello animale pediatrico di rianimazione cardiopolmonare extracorporea dopo arresto circolatorio prolungato

Modello animale pediatrico di rianimazione cardiopolmonare extracorporea dopo arresto circolatorio prolungato