Die Autoren danken Judith Lengyel, Maria Karg, Grégoire Friz, Rachel Haab und Marie Claire Pflimlin von Roche und Tifany Schaer und Deborah Paolucci aus HiQScreen für ihre hervorragenden technischen Betreuung.

Xenopus Laevis sind untergebracht und nach Genf Kanton Tier Richtlinien behandelt.
1. Radioligand Bindung
<ol><li>
Vorbereitung der Assay-Platte
	<ol>
<li>1,5 L testpuffer mit 1,25 mM CaCl2, 5 mM KCl, 1,25 mM MgCl2, 120 mM NaCl und 15 mM Tris vorzubereiten; Stellen Sie den pH-Wert mit HCl auf 7,4.</li>
		<li>Bereiten Sie die Verbindungen auf 50.76 µM (z.B. eine Verbindung bei 10 mM in einem 980 µL-Assay-Puffer in einem Microcentrifuge Schlauch 5 µL) getestet werden. Mischen Sie sie gut mit einem Vortex-Maschine mit hoher Geschwindigkeit für 2 – 5 s.</li>
		<li>Eine Vorverdünnung der Referenz zusammengesetzte Flumazenil 1.970 µL testpuffer durch pipettieren 1 µL der Verbindung (10 mM) vorbereiten. Mischen Sie sie gut mit einem Vortex-Maschine mit hoher Geschwindigkeit für 2 – 5 s.</li>
		<li>Verdünnen Sie eine [3H] Flumazenil Stammlösung mit dem Assay-Puffer bei 4 ° C bis 4 nM in einem 50 mL-Polypropylen-Rohr.</li>
		<li>Pipette 50 µL/Well von testpuffer in Spalten 1 und 3 / 11 von einer 96-Well-Mikrotestplatte wie in der Platte Layout dargestellt in Abbildung 2dargestellt.</li>
		<li>Pipette 73,2 µL der Verbindungen 50.76 µM verdünnt (siehe Schritt 1.1.2) in Spalte 12 der Platte.</li>
		<li>Verdünnen Sie jede Verbindung mit der geometrischen Progression über 9 Stufen (1E-10 -1E–06 M), mit einem 23,12 µL Transfervolumen und füllen Spalten 3 – 11. Mischen Sie die Verdünnung gründlich. Ändern Sie die Spitze nach jeder Verdünnung.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Verdünnen Sie die Zellmembranen
	<ol>
<li>Tauen Sie die Zellmembranen, die zuvor von einer HEK293 überexprimierenden menschlichen GABA-A Rezeptor isoliert (0,025 – 0,15 mg/mL), erhalten 80 mL bei Raumtemperatur (RT) und überträgt die Aussetzung auf der Assay-Puffer bei 4 ° c</li>
		<li>Die Membran-Lösung immer noch bei 4 ° C mit einer Gewebe-Homogenisator für 30-40 s bei 10.000 – 12.000 u/min aufzuwirbeln.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Verdünnen Sie Diazepam für die Kontrolle der unspezifischen Bindung (NSB)
	<ol>
<li>Verdünnen Sie eine 4 mM Diazepam Stammlösung mit dem Assay-Puffer zu einer Konzentration von 40 µM in 5 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Starten Sie die Reaktion
	<ol>
<li>Pipette 50 µL 4 nM [3H] Flumazenil in jede Vertiefung der 96-Well-Platte und halten Sie es in einem Eis-Wasser-Behälter.</li>
		<li>Fügen Sie 100 µL der GABA-A Rezeptor Subtyp Membranen Vorbereitung eine Proteinkonzentration von 0,5 mg/mL haben.</li>
		<li>Pipette 50 µL 40 µM Diazepam in Spalte 2.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Platte für 1 h auf dem Eis.</li>
		<li>50 µL testpuffer in jede Vertiefung einer 96-Well-Filter-Platte für die anschließende Membran Trennung und Radioaktivität Messung hinzufügen und danach die Reaktion zu stoppen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Die Reaktion zu stoppen
	<ol>
<li>Bereiten Sie einen Wasch-Puffer mit 50 mM Tris-HCl, pH 7.4.</li>
		<li>Filtern Sie die Lösung unter Verwendung einer 96-Well-Zelle-Erntemaschine. Waschen Sie die Platte 3 X mit 300 µL eiskalt waschen Puffer pro Bohrloch.</li>
		<li>Versiegeln Sie die Unterseite der Platte mit einer Kunststoff-Folie und fügen Sie 40 µL Funkeln cocktail für flüssige Funkeln zählen in jedem gut und wischen Sie es mit Ethanol 70 %.</li>
		<li>Schütteln Sie die Platte für mindestens 1 h bei RT Mindestens eine weitere Stunde bei RT stehen lassen</li>
		<li>Messen Sie die Radioaktivität (in CPM), indem Sie die Platte auf einem Szintillationszähler. Erlauben Sie eine Messung für 3 min pro Bohrloch.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Datenanalyse
	<ol>
<li>Bestimmen Sie der Mittelwert für die 8 unspezifischen Bindung (NSB) und die gesamte Bindung (TB) sowie für die Duplikate oder Triplicates der Proben repliziert. Berechnen Sie die % spezifische Bindung (SB) für den Mittelwert jeder Probe nach der folgenden Gleichung: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq1.jpg"> Hier, insgesamt SB = mittlere TB minus die NSB bedeuten.</li>
		<li>Baugrundstück in Abszisse % SB versus in koordinieren die Inhibitor-Konzentrationen. Passen Sie die Daten unter Verwendung der einzigen Website Wettbewerb Analyse Gleichung: <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq2.jpg"> Hier, y = % der SB, A = das Minimum von y, B = y, maximal C = IC50, X = Log10 des Zusammenschlusses der konkurrierenden Verbindung D = die Steigung der Kurve (Hill-Koeffizient).</li>
		<li>Berechnen der Bindungsaffinität (Ki) über die halbe maximale inhibitorischen Konzentration (IC50), die Dissoziationskonstante (Kd) von [3H] Flumazenil auf die jeweiligen Membranen9und die Konzentration von [3H] Flumazenil in der Probe nach der folgenden Gleichung Daten verwenden: <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq3.jpg">
</li>
	</ol>
</li>
</ol>(2) Rezeptor-Expression und Aufnahmen in Xenopus Eizellen
<ol><li>Eierstöcke, die Ernte und Vorbereitung der Eizelle
	<ol>
<li>Bereiten Sie die sterile Barth-Lösung mit 88 mM NaCl, 1 mM KCl, 2,4 mM Nahco33, 10 mM HEPES, 0,82 mM MgSO4.7H2O, 0,33 mM Ca (NO3)2.4H2O und 0,41 mM CaCl2.6H2O, bei pH 7,4 , ergänzt mit 100 Einheit/mL Penicillin, 100 µg/mL Streptomycin und 0,25 µg/mL von Amphotericin b.</li>
		<li>Bereiten Sie das 1 x OR2 Medium (keine CaCl2) mit 88,5 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 5 mM HEPES, 1 mM MgCl2.6H2O, bei pH 7,4.</li>
		<li>Opfer eine Xenopus Laevis weiblichen durch tiefe Narkose für 20 min in gekühlten Tricaine Methanesulfonate (bei einer Konzentration von 150 mg/L, bei pH 7,4 eingestellt) und Natriumbicarbonat (300 mg/L) durch Enthauptung gefolgt.</li>
		<li>Ernte der Eierstöcke schnell mit sauber Scheren und Pinzetten und legen Sie sie in 2 Petrischalen (10 cm) gefüllt mit 40 mL 1 x Barth Lösung und Antibiotika/antimykotikums.</li>
		<li>Speichern Sie die Eierstöcke nicht dissoziierten für bis zu 2 Wochen in Barth Lösung bei 4 ° C.</li>
		<li>Für die Dissoziation, schneiden die Eierstöcke mit einer sauberen Rasierklinge in kleinen Fraktionen (1 – 2 cm3) und inkubieren sie in 50 mL OR2 Medium ohne CaCl2 (OR2-NoCaCl-2) mit 0,2 % Kollagenase (Typ I) bei 17 – 19 ° C in einem 100 mL-Spinner Kolben mit einem langsamen Agitation für 4 – 5 h sicherstellen, dass die magnetischen Bar platziert ca. 3 – 5 cm über dem Boden des Kolbens zu vermeiden, brechen die Eizellen Spinner.</li>
		<li>Nach 4 – 5 h, stellen Sie sicher, dass die meisten die Eizellen von ihrer Follikel befreit sind (d. h., sie schwimmen einzeln). Waschen Sie sie 5 X mit 200 mL OR2 mit 1,8 mM CaCl2ergänzt.</li>
		<li>Defolliculated Eizellen Petrischalen (10 cm) gefüllt mit Barth Lösung und Antibiotika/Antimykotika und halten Sie sie mindestens über Nacht bei 17 ° C vor der cDNA oder mRNA Injektion zu übertragen.</li>
		<li>Am nächsten Tag, wählen Sie unter ein Fernglas, eine gesunde Eizelle präsentiert eine klare und eindeutige Tier im Vergleich zu einem Vegetal Pfosten (dunkelbraun für Tier Pole gegenüber hellgelb für die Vegetal-Pole). Verwenden Sie saubere Pasteur Pipetten und entsorgen Sie die Eizellen eins nach dem anderen in einem sterilen konische 96-Injektion-well-Platte. Hinweis: Keine besonderer Sorgfalt ist auf die Vermittlung von Eizellen für die mRNA-Injektionen erforderlich; in der Erwägung, dass für die cDNA-Injektionen ist es unerlässlich, die Eizellen mit dem Tier-Pol nach oben zu orientieren.</li>
	</ol></li>
	<li>mRNA oder cDNA automatische Injektion
	<ol>
<li>Die mRNAs mit einem kommerziell erhältlichen Kit folgen Sie den empfohlenen Anweisungen zu synthetisieren. Reinigen Sie die Instrumente und die Tabelle mit RNase und tragen Sie die entsprechende schützende Handschuhe. Hinweis: Die Qualität der mRNA ist Faktor für einen guten Ausdruck zu bringen, und es ist unerlässlich, um mRNA Abbau während der Injektion zu verhindern.</li>
		<li>Bereiten Sie mit einem kommerziell erhältlichen Kit cDNAs und lösen Sie die gewünschte Menge in Bidistilled Wasser bei einer Konzentration von 0,2 µg/µL.</li>
		<li>Injizieren von 10 – 50 nL mRNA-Lösung mit einer Konzentration von 0,2 µg/µL oder 10 nL cDNA-Lösung mit einer Konzentration von 0,02-0,2 µg/µL, vorzugsweise in Chargen von 95 Eizellen.</li>
		<li>Mix für Membran Proteine erfordert mehrere Untereinheiten (d.h. heteromeren α1β2γ2 GABA-A -Rezeptoren), die entsprechenden mRNAs oder cDNAs im gewünschten Verhältnis (d.h., 1:1:1 oder 1:10:1).</li>
		<li>Halten Sie die Eizelle bei 17 ° C, die Expression von hitzeschockproteinen durch die Eizellen zu verhindern; Speichern Sie die Mikrotestplatte in einem Thermo-gesteuerte Speicherbereich.</li>
		<li>Auflösen der Testverbindungen, die in der Bindung Assay in OR2 bei 0,1 – 1.000 positiv getestet wurden µM für elektrophysiologische Aufnahmen und entsorgen sie Sie in einer 96-Well Flachboden Polypropylen-Platte.</li>
	</ol></li>
	<li>Plasmide für Ausdruck
	<ol>
<li>Folgen Sie die Bedienungsanleitungen der handelsüblichen Kits für die mRNA-Synthese mit bakteriellen T7 oder T6 Promotoren und 20 µL einer Lösung bei 0,2 µg/µL RNase-freies Wasser.</li>
		<li>Bereiten Sie mindestens 20 µL einer Lösung mit einem Eukaryote Expressionsvektor für den cDNA-Ausdruck, in der Regel bei 0,2 µg/µL in Bidistilled Wasser aufgelöst.</li>
	</ol></li>
	<li>Mikroinjektion in die Eizelle und Visualisierung seiner Qualität
	<ol>
<li>10 – 50 nL der Lösung mit Plasmid zu injizieren (siehe Punkt 2.3.1 und 2.3.2) mit einer Glas-Mikro-Injektion-Nadel mit einem Tipp-Durchmesser reichen bis zu 100 µm auf einem Mikromanipulator, ausgestattet mit einer Druck-Auswurf-System oder mit einem automatisierten Einspritzsystem montiert. Hinweis: In dem hier besprochenen Beispiel werden Eizellen von Chargen von 95 mit einem automatisierten System geeignet für den Einsatz mit cDNA oder mRNA injiziert.</li>
		<li>Füllen Sie die Injektionsnadel mit 1 µL eines Farbstoffes wie Methylenblau bei 1 % und injizieren Sie die Eizellen mit dem Standardverfahren (entweder im Zellkern für cDNA oder im Zytoplasma für mRNA) zu.</li>
		<li>Die injizierten Eizellen für ungefähr 1 Minute in kochendes Wasser zu entsorgen. Halbieren Sie die Eizellen mit einer Rasierklinge unter ein Fernglas. Hinweis: Der Farbstoff bleibt lokalisierte wie in Abbildung 3E, so dass eine genaue Beobachtung der Injektion.</li>
	</ol></li>
	<li>Zwei-Elektroden-Spannung Klemme Aufnahmen
	<ol>
<li>Legen Sie die well-Platte mit den Eizellen auf dem automatisierten System, das das in Abbildung 4dargestellten Prinzip nutzt. Hinweis: Im Gegensatz zu den Patch-Clamp-System in Abbildung 5dargestellt, wird das wahre Membran-Potential der Zelle von der Elektrode Spannung gelesen.</li>
		<li>Programmieren Sie die automatisierte Recording-System mit den Symbol-basierte Schnittstelle, beispielsweise die Regelung für die Bestimmung der Konzentration AKTIVITÄTSBEZIEHUNG in Abbildung 6 dargestellt.</li>
	</ol></li>
	<li>Kurvenanpassung
	<ol>
<li>Analysieren Sie die Ergebnisse mit der entsprechenden Software, mit der illustrierten Konzentrationskurve Aktivierung, zeichnen Sie die aktuelle Amplitude als Funktion des Logarithmus der Konzentration Agonist.</li>
		<li>Beobachten Sie die sigmoidale Kurve, die mit der empirischen Hill-Gleichung in der Form nachträglich eingebaut werden kann: <img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq4.jpg"> Hier, Y= Anteil der evozierten Strom EG 50 = die Konzentration für eine 50 %-Aktivierung X = Konzentration der Substanz, nH = der Hill-Koeffizient oder scheinbare Kooperativität.</li>
		<li>Normalisieren Sie die Ströme zu einer Einheit dividiert die Amplitude der jede Antwort im Vergleich zu der Wert in der höchsten Konzentration zu analysieren, die Daten aus einer Reihe von Zellen aufgenommen.</li>
		<li>Bestimmen Sie die durchschnittliche und Standardfehler und realisieren Sie die Kurvenanpassung mit standardgemäß verfügbare Software zu.</li>
	</ol></li>
</ol>(3) elektrophysiologische Aufnahmen in Hirnschnitten
Hinweis: Hippocampal Ratte Scheiben sind gemäß den nationalen und institutionellen Richtlinien bereit.
<ol><li>
Vorbereitung des Hippocampus Scheiben
	<ol>
<li>Bereiten Sie die Dissektion künstliche Gehirn-Rückenmark-Flüssigkeit (dACSF) mit 124 mM NaCl 124, 2,5 mM KCl, 1,25 mM KH2PO4, 2 mM MgSO4.7H2O, 2,5 mM CaCl2 2 H2O, 26 mM Nahco33, 10 mM Glukose und 4 mM Saccharose in der Flasche mit einer Mischung aus 95 % O2 und 5 % CO2vergast.</li>
		<li>Bereiten Sie die Aufnahme künstliche Gehirn-Rückenmark-Flüssigkeit (rACSF) mit 124 mM NaCl 5 mM KCl, 1,25 mM KH2PO4, 2 mM MgSO4.7H2O, 2,5 mM CaCl2 2 H2O, 25 mM Nahco33und 10 mM Glukose in der Flasche mit einer Mischung aus 95 % O2 und 5 % CO2vergast.</li>
		<li>Die Ratten, die mit einer Mischung aus 2,5 % Isofluran und reinem Sauerstoff zu betäuben und sie zu enthaupten.</li>
		<li>Schneiden Sie die Kopfhaut nach der Mittellinie mit einer feinen Schere. Schneiden Sie entlang der Mittellinie des Schädels, ohne das darunter liegende Gewebe zu beschädigen. Entfernen Sie den Schädel mit einer Pinzette zu und mit einem feinen Spatel auf das Gehirn aushöhlen.</li>
		<li>Das Gehirn in die Vergaste dACSF Lösung bei RT und sezieren Sie die linken hippocampale Anordnung mit einem feinen Spachtel.</li>
		<li>Schnitt Quere Scheiben (400 µm dick) aus dem mittleren Teil des Hippocampus mit einem Gewebe-Chopper und übertragen Sie sie auf die Aufnahme-Kammer mit einem Pinsel malen. Pflegen Sie die Scheiben bei RT für 45 Minuten.</li>
		<li>Durchspülen der Scheiben mit den vergast rACSF bei 35 ° C und mit einer Rate von 1,5 mL/min Blase die Lösung mit einem Gemisch aus 95 % O2 und 5 % CO2. Hinweis: Nach diesem Schritt sind die Scheiben für den elektrophysiologischen Experimenten bereit.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Einzelpopulation Spike Aufnahme
	<ol>
<li>Legen Sie eine Gehirn-Scheibe in die Kammer Mikroskop montiert.</li>
		<li>Durchspülen der Scheibe mit einer Rate von 3 mL/min mit rACSF.</li>
		<li>Ziehen Sie eine Borosilikat Glas Mikropipette mit der Pipette Abzieher mit einem Widerstand von ~ 2 MΩ. Hinweis: Diese Mikropipette dient als Elektrode Aufnahme und elektrisch an den Verstärker angeschlossen ist.</li>
		<li>Füllen Sie die Mikropipette mit einer Lösung, die 2 M NaCl und legen Sie sie in die Pipette Halterung des Verstärkers.</li>
		<li>Positionieren Sie die Aufnahme Mikropipette in Stratum Pyramidale in der CA1-Region des Hippokampus Slice mit der richtigen Mikromanipulator. Hinweis: Die Lage ist schematisch in Abbildung 7dargestellt.</li>
		<li>Legen Sie eine isolierte bipolar Platin/Iridium Elektrode in die Halterung am linken Mikromanipulator. Hinweis: Diese Elektrode dient als die Stimulationselektrode und elektrisch mit Impuls-Generator verbunden ist.</li>
		<li>Position der Stimulationselektrode im Schaffer Sicherheiten in der CA1-Region des Hippokampus Slice mit der richtigen Mikromanipulator. Hinweis: Die Lage ist schematisch in Abbildung 7dargestellt.</li>
		<li>Liefern einem Stromimpuls an die Stimulationselektrode mit dem Impuls-Generator alle 30 s (100 µs Dauer, beginnend bei 10 µA) und die Stärke der Stimulation schrittweise zu erhöhen, bis eine Bevölkerung Spitze (PS) angezeigt wird.</li>
		<li>Passen Sie die Impulse Stärke zu evozieren einen PS entspricht 45 % der maximalen Amplitude, die gewonnen werden können. PSs sind bei 2,4 KHz gefiltert und bei 20 KHz mit dem Signalverstärker digitalisiert.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Gepaart-Puls-Hemmung
	<ol>
<li>Bereiten Sie die Gehirnscheiben (Schritt 3.1) und gehen Sie wie zuvor beschrieben (Schritte 3.2.1–3.2.7).</li>
		<li>Liefern zwei Stromimpulsen (100 µs Dauer in einem Intervall von 20 ms) an die Stimulationselektrode alle 30 s mit dem Impuls-Generator. Legen Sie die Impuls-Stärke, einen PS entspricht 45 % der maximalen Amplitude zu erwähnen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Verbindung testen
	<ol>
<li>Verdünnungen der Verbindungen in vergast ACFS zu testende machen damit die Endkonzentration von DMSO nicht höher als 0,1 %.</li>
		<li>Die Kontrolllösung in der gleichen Konzentration als der in der zusammengesetzten Lösung DMSO hinzufügen.</li>
		<li>Aufzeichnen einer einziges (Schritt 3.2) oder ein gepaart-Puls (Schritt 3.3) PS hervorgerufen durch Sicherheiten Stimulationen Schaffer alle 30 s für mindestens 30 Minuten. Die PS-Form sollte während dieser Basisperiode stabil sein.</li>
		<li>Bereiten Sie einen Becher mit vergast rACSF mit einer festen Konzentration der Verbindung getestet werden.</li>
		<li>Durchspülen des hippocampalen Slices mit dieser Lösung während der Aufnahme noch der Einzel- oder gepaart-Puls PS.</li>
		<li>Bewerten Sie die Erholung von der Verbundwirkung durch Vorrichtung den Slice mit vergast rACSF ohne Verbindung. Hinweis: Für reversible Effekte kehrt die PS zu seiner ursprünglichen Form während der Basisperiode vor der zusammengesetzten Anwendung beobachtet.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Datenanalyse
	<ol>
<li>Durchschnittliche PS Spuren aufgezeichnet während des Experiments in Blöcken von 4 Verwenden der Datenanalyse-Software.</li>
		<li>Messen Sie die PS-Amplituden der gemittelten Spuren.</li>
		<li>Normalisieren Sie die Amplituden als prozentualer Anteil der Ausgangswerte 10 min vor Vorrichtung eine Verbindung aufgenommen.</li>
		<li>Die Daten zu äußern, wie ± SEM bedeuten</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rudolph, U., Knoflach, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+classical+benzodiazepines:+novel+therapeutic+potential+of+GABAA+receptor+subtypes.">Beyond classical benzodiazepines: novel therapeutic potential of GABAA receptor subtypes.</a> Nature Reviews Drug Discovery. 10, 685-697 (2011).</li><li>Sieghart, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+and+pharmacology+of+g-aminobutyric+acidA+receptor+subtypes.">Structure and pharmacology of g-aminobutyric acidA receptor subtypes.</a> Pharmacological Reviews. 47, 181-234 (1995).</li><li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high-throughput+functional+assay+for+characterization+of+g-aminobutyric+acidA+channel+modulators+using+cryopreserved+transiently+transfected+cells.">A high-throughput functional assay for characterization of g-aminobutyric acidA channel modulators using cryopreserved transiently transfected cells.</a> ASSAY and Drug Development Technologies. 6, 781-786 (2008).</li><li>Mennerick, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diverse+voltage-sensitive+dyes+modulate+GABAA+receptor+function.">Diverse voltage-sensitive dyes modulate GABAA receptor function.</a> Journal of Neuroscience. 30, 2871-2879 (2010).</li><li>Hevers, W., Luddens, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+diversity+of+GABAA+receptors.+Pharmacological+and+electrophysiological+properties+of+GABAA+channel+subtypes.">The diversity of GABAA receptors. 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Die Autoren Frédéric Knoflach und Maria Clemencia Hernandez sind Mitarbeiter der F. Hoffmann-La Roche AG, 4070 Basel, Schweiz, ein pharmazeutisches Unternehmen. Der Autor Daniel Bertrand ist Angestellter der HiQScreen Sàrl 6, Rte de Compois, 1222 Vésenaz Genf, Schweiz, Bereitstellung von Screening-Einrichtungen für Pharma-Unternehmen.

Die Entwicklung von neuartigen Verbindungen aktiv auf eine Liganden-gated Ion Channel wie die GABA-A -Rezeptoren erfordert den Einsatz von mehreren Ansätzen. In der Regel ist der erste Schritt oft mit verbindliche Tests durchgeführt; solche Messungen sind jedoch nicht ausreichend, um die physiologische Aktivität die Verbindung oder die genauen Pharmakologie zu charakterisieren. Insbesondere eine Verbindung, die an einen Rezeptor bindet verbessern kann oder hemmen die Funktion oder sogar produzieren keine funktionalen Auswirkungen (Schweig) (d.h.Bindung an den Rezeptor, ohne seine Funktion zu ändern). Somit ist eine Funktionsprüfung erforderlich für eine vollständige Verbindung Charakterisierung.
Assays verbindlich: Der Hauptvorteil des Assays Bindung ist, dass es auf eine große Anzahl von Proben bis hin zu mehreren tausend effizient durchgeführt werden kann und dass es verbindliche Affinitäten für die aktiven Moleküle. Wie hierin beschrieben, besteht der erste Schritt eine Methode für die Bewertung der gewünschten Rezeptor-Subtypen zu etablieren. Nämlich, während Bindung auf native Rezeptoren aus Brüche oder ganze Gehirn durchgeführt werden kann, wird diese Methode die Bestimmung der Affinitäten zu bestimmten Rezeptor-Subtypen verhindern. Es ist daher notwendig, rekombinante Systeme auf Bildschirm Moleküle an das gewünschte Ziel zu verwenden. Heute bietet eine transiente und stabile Transfektion von gewünschten Rezeptor Untereinheit cDNAs in Zelllinien eine effiziente und zuverlässige Methode, um die Rezeptor-Subtypen von Interesse (z.B. GABA-A -α5β3γ2) zum Ausdruck bringen. Traditionelle Bindung Assays machen Verwenden von Radioligands, aber heute Techniken zur Verfügung, die Unannehmlichkeiten der Umgang mit Radioaktivität (z.B. quantitative Fluoreszenz basierende Ligand-Bindung) zu vermeiden.
Funktionaler Ausdruck in einem Host-System: Gene in einem Host-System zum Ausdruck zu bringen, muss die kodierende Sequenz des Interesses in ein Plasmid eingefügt werden, die geeigneten Promotoren enthält. In der Regel werden für in-vitro- mRNA-Synthese der bakteriellen T7 oder T6 Promotoren verwendet. Für eine cDNA-Ausdruck muss ein Eukaryote Promotor wie CMV (Zytomegalievirus) oder Äquivalent der Transkription des Gens von Interesse geregelt werden. Heute sind mehrere Plasmide, einschließlich der zwei Promotoren (d. h., pUNIV, pCMV-6AC, Psf-CMV/T7, pCI-Neo, PcDNA), zur Verfügung ermöglicht entweder eine in-vitro- Synthese der mRNA oder eine cDNA-Ausdruck wie in Abbildung 15dargestellt. Ein Ausdruck der GABA-A -Rezeptoren erhalten Sie treu in Zell-Linien oder in Xenopus Eizellen. Die wichtigsten Vorteile des letzteren sind der Mangel an einer endogenen Rezeptor-Expression, die Einfachheit der Manipulationen und die Verfügbarkeit eines automatisierten Systems für Mikro-Injektionen und Aufnahmen. In diesem Protokoll beschriebenen Verfahren illustrieren die Effizienz des automatisierten Systems, das erlaubt der Injektion von 96 Eizellen innerhalb von 7 Minuten und erfordert keine Kenntnisse der Mikromanipulation. Daran erinnern, dass ein einziger Eierstock aus einem Xenopus zwischen 10.000 – 30.000 Eizellen enthält, ist es klar, dass eine große Anzahl von Zellen Messungen auf einer einzigen Vorbereitung durchgeführt werden kann. Darüber hinaus da ein Ausdruck mit cDNA-Injektionen durchgeführt werden kann, die gleichen Plasmide mit den Genen von Interesse, die für die verbindliche Experimente entwickelt werden für eine funktionelle Charakterisierung ohne die Notwendigkeit für weitere Molekulare Biologie einsetzbar Manipulationen.
Angesichts seiner Größe und hohen oberflächenexpression, ergibt eine einzelne Eizelle eine Reihe von Rezeptoren, die die konfluierende Zellen in einem 35 mm Petrischale ungefähr entspricht. Jedoch stellt eine Eizellen Vorbereitung und Injektion einen Bruchteil der Kosten einer Zelllinie, da die Experimente keinem speziellen Nährmedium und sterile Manipulationen erfordern. Die Aktivierung eines einzigen GABA-A -Kanal ergibt sich ein paar Picoamperes (10-12) und Ströme bis hin bis zu zehn Mikroampere (10-6) leicht in einer einzigen Eizelle, die bestätigt, die gleichzeitige Tätigkeit von mehreren Millionen aufgezeichnet Rezeptoren während einer einzigen Antwort.
Ein erster Schritt in der Charakterisierung der Liganden-gated Ionenkanäle ist oft die Bestimmung der scheinbaren Affinität der Rezeptoren. Die Experimente, die durchgeführt werden müssen bestehen aus Anwendung einer Reihe von kurzen Agonist Prüfimpulse und Plotten die Amplitude der evozierten aktuelle oder in bestimmten Fällen die Fläche unter der Kurve (AUC) als Funktion des Logarithmus der Konzentration Agonist. Da es leicht möglich, verschiedene Plasmid-Konzentrationen und Verhältnis in der gleichen Charge von Eizellen microinject ist, ist dieses System der Ausdruck besonders geeignet für eine solche Charakterisierung. Außerdem ergab ein Vergleich von Charge zu Charge ein hohes Maß an Stabilität für verschiedene EG50s. Der Einfluss der Untereinheit Zusammensetzung auf den Rezeptor scheinbare Affinität ist leicht mit einer Spinne Grundstück, wie in Abbildung 10veranschaulicht visualisiert.
Die Ergebnisse der zwei-Elektroden-Spannung Klemme in Xenopus Eizellen gewonnen werden oft mit Aufnahmen, die mit Patch-Clamp-Elektroden verglichen. Während es den Rahmen dieser Arbeit in einen detaillierten Vergleich zwischen diesen beiden Systemen gehen sprengen würde, können ein paar Punkte untersucht werden. Während eine Patch-Clamp in Zellen Vorteile für eine biophysikalische Charakterisierung mit einer schnellen Drug Application bietet, sind die Anforderungen komplexer als jene der zwei-Elektroden-Aufnahmen in Xenopus Eizellen. Eine erste und nicht zu vernachlässigenden Schwierigkeit ist der Ausdruck eines gegebenen Proteins mit der Notwendigkeit einer Zellkultur, eine transiente und stabile Transfektion und die Identifizierung der Zellen, die das gewünschte Konstrukt zum Ausdruck bringen. Darüber hinaus ist es unerlässlich, um den möglichen Beitrag des endogenen Ausdrucks in der betrachteten Zelle untersuchen. Darüber hinaus erfordert eine Patch-Clamp-Aufnahme einen Fachmann der Mikromanipulation unter dem Mikroskop hoher Vergrößerung durchzuführen, während diese Person auch eine angemessene Analyse während des Experiments zu bewerten, z. B. die Qualität der Dichtung durchführen muss, der Zugang Widerstand etc. im Gegensatz dazu ein zwei-Elektroden-Spannung Klemme Aufnahme, vor allem mit einem automatisierten elektrophysiologische System erfordert keine besonderen Fähigkeiten und von Laboranten durchgeführt werden kann.
Beim Erwerb einer elektrophysiologischen Set-up ist Kosten berücksichtigen sicherlich ein wichtiger Faktor, der muss sorgfältig analysiert werden. Zum Beispiel die Kosten eines automatisierten Systems relativ hoch ist, zeigt ein genauerer Vergleich, dass die Installation eines kompletten elektrophysiologische Rigs schließt Kauf von Geräten wie z. B. gute Mikromanipulatoren, ein Fernglas-Objektiv, ein Verstärker, ein perfusion System und eine Anti-Vibrationstisch, aber auch die Erfassung von Daten und Durchführung einer Analyse. Ein Kostenvergleich zwischen einer zwei-Elektroden-Spannung Klemme Set-up gegen ein Patch Clamp-Setup zeigt noch weitere Unterschiede. Darüber hinaus das automatisierte System bietet den Vorteil der vollautomatischen Anlagen und wird Tag und Nacht unbeaufsichtigt ausgeführt.
Die pharmakologischen Eigenschaften eines Stoffes werden durch seine Wirkungsweise am Rezeptor bestimmt. Zum Beispiel sind wettbewerbsfähige Inhibitoren Moleküle, die die gleichen bindungstasche oder Orthosteric Website eingeben können, wie der Agonist selbst bewirkt, einen Wettbewerb dass. Nicht-kompetitiver Hemmer sind Verbindungen, die die Rezeptoren durch die Interaktion an anderer Stelle und im Falle einer Liganden-gated Ionenkanal hemmen, die können geben Sie und blockieren die ionische Pore, zum Beispiel. Es würde den Rahmen dieser Arbeit, die verschiedenen Mechanismen der Interaktion zu untersuchen hinausgehen, aber weitere Informationen erhalten Sie aus einer pharmakologischen Lehrbuch und/oder andere Arbeiten wie Bertrand und Bertrands22.
Bei allosterische Modulatoren ändert die Verbindung bindet an einem Standort, der sich aus der Orthosteric-Website, aber die Anwesenheit des Moleküls unterscheidet der Energiebarriere zwischen den aktiven und anderen Staaten. Positive allosterische Modulatoren (PAMs) sind Verbindungen, die der Energiebarriere zu reduzieren, von der Ruhe in den aktiven Zustand und daher verstärken die Wirkung des Agonisten. Um mögliche Auswirkungen von PAM zu charakterisieren, ist es daher notwendig, um festzustellen, wenn eine Exposition gegenüber der Verbindung die Antwort auf Agonisten verbessert und, wenn ja, in welcher Konzentration. Die Experimente, dargestellt in Abbildung 11 und Abbildung 14 veranschaulichen Protokolle, die für die Charakterisierung von PAMs an den GABA-A -Rezeptoren erfolgreich eingesetzt werden können.
In einigen Fällen möglicherweise Exposition gegenüber der PAM allein ausreicht, um die Rezeptoren aktivieren. Diese Aktivität kann durch eine leichte Modifikation des hier vorgestellten experimentellen Protokolls ermittelt werden. Nämlich, kann statt mit einer Co-Anwendung des Modulators während der Exposition gegenüber der GABA, das Protokoll für die Anwendung der ersten Verbindung allein und dann im Beisein der GABA geändert werden. Eine Charakterisierung der direkten Agonist Tätigkeit wird durch die Bestimmung der Amplitude der Reaktion hervorgerufen durch die Verbindung selbst und im Vergleich zu den GABA-evozierten Strom erfolgen.
Experimente in Hirnschnitten, wie in Abbildung 7dargestellt werden verwendet, um die zusammengesetzte Aktivität auf native Rezeptoren in einem bestimmten hemmenden Kreislauf zu bestätigen, bevor wir weitermachen, in Tiermodellen und den Weg in Richtung klinischer Studien. Das relativ einfache Daten Erfassung und Analyse-Protokoll ermöglicht das Ranking von mehreren Verbindungen durch die Auswertung ihrer differentiellen modulierende Wirkung auf PS-Amplitude. Unspezifische Effekte von Verbindungen, die nicht auf das GABA-System beziehen kann auch erkannt (z. B., wenn Änderungen in der PS-Form eingehalten werden). Direkte, kann Gabaergen Neurotransmission in diesen Fällen beurteilt werden durch die Messung der Auswirkungen der Verbindungen auf die inhibitorischen postsynaptischen Ströme (IPSCs) über die ganze Zelle Patch Clamp Technik8.

Hier präsentieren wir Ihnen Protokolle für die Entdeckung von aktiven Verbindungen am GABA-A -Rezeptoren von der Bindung an die Physiologie und Pharmakologie. Bei der Suche nach neuartigen Molekülen spezifisch für GABA-A -Rezeptoren, ist es wichtig, zu definieren, so genau wie möglich, den Untertyp des Interesses und der Bewertung der Besonderheit der neu identifizierten Verbindungen (z. B.für einen Beitrag sehen, Rudolph und Knoflach1oder Sieghart2). Ein typischer Pfad in der Wirkstoffforschung und die Schritte, die erreicht werden müssen sind in Abbildung 1dargestellt.
Bindung-Assays wurden und werden noch weitgehend als der erste Schritt in der Drogeentdeckung verwendet. Im Falle von GABA-A -Rezeptoren sind sie optimiert, um Verbindungen zu identifizieren, die an der Benzodiazepin-Bindungsstelle des Rezeptors binden wo therapeutisch nützlich und sicher Medikamente binden. Andere Techniken, mit fluorometrisch bildgebenden Platte Leser (FLIPR) Membran potenziellen roten Farbstoff basierende Assays3, erkennen Verbindungen wie Barbiturate, die Bindung an weitere Standorte, die aufgrund ihrer unerwünschten Nebenwirkung Profil weniger wünschenswert sind. Darüber hinaus können die eingesetzten Farbstoffe GABA-A -Rezeptoren, so Fragen die Nützlichkeit dieser Assays für Drug Discovery4direkt aktivieren. Verbindliche Tests können nur die Beweise, die eine bestimmte Verbindung an einen spezifischen Rezeptor Klassebinden kann. In-vitro- Assays mit Zellmembranen dienen zur selektiven menschlichen GABA-A α5β3γ2-Rezeptor Liganden zu identifizieren. Transient transfizierte HEK293 Zellen mit dem Ausdruck der menschlichen GABA-A -α5β3γ2, α1β3γ2, α2β3γ2 und α3β3γ2-Rezeptoren werden verwendet, um Membranen auf diese Tests vorbereiten. Die Wirkung der Liganden wird erkannt, indem Sie messen das Funkeln von [3H] Flumazenil an die Membranrezeptoren (Hemmung der [3H] Flumazenil Bindung) gebunden. Der Hauptvorteil dieser Technik ist, dass eine rasche und effiziente Bestimmung der Verbindung-Bindungsaffinität an den Rezeptor des Interesses an den Rezeptor von Interesse finden.
Funktionelle Studien sind notwendig, um die funktionelle Aktivität der Verbindungen zu bewerten und zu eine physiologischen und pharmakologische Erklärung der Mechanismen, die durch die Bindung der Verbindungen an den Rezeptoren verursacht vorschlagen. Es ist heute anerkannt, dass funktionelleA GABA-Rezeptoren von der Baugruppe aus fünf Untereinheiten um eine Achse des Pseudosymmetry von den Ionischen Pore und ergeben sich aus der Versammlung der fünf identischen Untereinheiten gebildet führen. Die meisten der GABA-A -Rezeptoren bestehen aus zwei oder mehr verschiedenen Untereinheiten. Der großen Gehirns GABA-A -Rezeptor, zum Beispiel besteht der α1, β2 und γ2 Untereinheiten in einer Stöchiometrie von 2, 2 und 1 bzw.5,6. Eine Wiederherstellung auf einem Host wie Xenopus Eizellen oder HEK293 Zellen bietet die Möglichkeit, schnell die pharmakologischen Eigenschaften der Rezeptoren zu erkunden.
Die pharmakologischen Eigenschaften der Verbindungen werden dann mit extrazellulären Aufnahmen im Gehirn Scheiben7untersucht. Diese Methode ermöglicht eine Auseinandersetzung mit der Wirkung der Verbindungen auf Neurotransmission und bietet eine effektive Möglichkeit, die funktionellen Auswirkungen der Verbindungen im heterologen Expressionssysteme auf der Ebene der native Rezeptoren in der Gesamtwertung bestimmt bestätigen neuronale Umfeld. Gabaerge Neurotransmission kann auch auf molekularer Ebene beurteilt werden, durch die Messung der Auswirkungen der Verbindungen auf die inhibitorischen postsynaptischen Ströme (IPSCs)8. Aber das Protokoll hier verwendet und anhand der gesamten Zelle Patch Clamp Aufnahmen in Gehirnscheiben ist aufwendiger und ergibt einen geringeren Durchsatz.
Abschließend werden die Stärken und Schwächen des in-vitro- screening-Kaskade, die zur Identifizierung des α5β3γ2-selektive Liganden im Hinblick auf die verschiedenen Techniken und ihre immanente Grenzen diskutiert. Diese Arbeit soll, Experten und Laien auf dem Gebiet der GABA-A -Rezeptoren eine hilfreiche Überprüfung der Kombination der verschiedenen in-vitro- Methoden verwendet, um die Entdeckung der neuen Modulatoren dieser Liganden-gated Ion-Kanäle zu bekämpfen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1024px;" width="1023">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;width:465px;">General equipment</td>
			<td style="width:169px;"></td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;"></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">96 well cell harvester -(Filtermate 196)&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Packard</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td>To filter membranes with bound radioligand</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Microtiter plate liquid scintillation counter (Top Count NXT)</td>
			<td>Packard</td>
			<td></td>
			<td style="width:253px;">Microplate Scintillation and Luminescence counter</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Vial liquid scintillation counter (Beta-Couter 2500 TR)</td>
			<td>Packard</td>
			<td></td>
			<td style="width:253px;">Vial Scintillation and Luminescence counter</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Liquid&#160; handler (Biomek 2000)</td>
			<td style="width:169px;">Beckman coulter</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To prepare compound dilutions</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;width:465px;">Vortex (Vortex Genie 2)</td>
			<td>Scientific industries Inc.</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To mix compound stock solutions</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Tissue homogenizer (Polytron PT1200E)</td>
			<td>Kinematica AG</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To resuspend the membrane preparations</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">XLfit5 software</td>
			<td style="width:169px;">Microsoft Excel 
			&#160;add-on by IDBS</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">Curve fitting software</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Smart Pull</td>
			<td>UniPix</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td>Electrode Puller</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">RoboInject</td>
			<td>MultiChannel Systems</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td>Automated Injection (Xenopus Oocytes)</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">HiClamp</td>
			<td>MultiChannel Systems</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td>Automated Voltage Clamp (Xenopus Ooocytes)</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">DataMining</td>
			<td>MultiChannel Systems</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td>Data Analysis Software</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">DataMerger</td>
			<td>MultiChannel Systems</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td>Data Processing Software</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Digidata 1550</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td></td>
			<td>Low noise data acquisition system</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">CyberAmp 380 or equivalent</td>
			<td style="width:169px;">Axon Instruments</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">Programmable Signal Conditioner</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">pClamp program suite</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">Software for data acquisition and analysis software</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Antivibraton table&#160;</td>
			<td style="width:169px;">TMC</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To avoid microelectrode vibrations&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Patchstar Micromanipulators</td>
			<td style="width:169px;">Scientifica</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To accurately position microelectrodes in brain slices</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Faraday Cage&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To isolate recordings from noise</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">McIlwain Tissue Chopper</td>
			<td style="width:169px;">Campden Instruments LTD&#160;</td>
			<td></td>
			<td>To prepare brain slices</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Borosilicate glass micropipette&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Warner Instruments</td>
			<td>GC150TF-10</td>
			<td style="width:253px;">To record extracellular potentials in brain slices</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Twisted pair, platinum iridium wires stimulation electrode</td>
			<td style="width:169px;">World Precision Instruments</td>
			<td></td>
			<td style="width:253px;">To stimulate the brain slices with current</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Stimulus generator for current and voltage driven stimulation</td>
			<td>MultiChannel Systems</td>
			<td>STG4000</td>
			<td style="width:253px;">Delivers the current to the stimulation electrode</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Plasticware</td>
			<td style="width:169px;"></td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;"></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Microtiter plate round bottom</td>
			<td style="width:169px;">Corning</td>
			<td style="width:136px;">#3365</td>
			<td>Used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">GF/C glassfibre filter-bottom 96-well microplate with 1.2&#181;m poresize, for cell harvesting assays using a vacuum manifoldwell filter&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Packard&#160;</td>
			<td>#6005174</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">50 mL Tubes</td>
			<td style="width:169px;">Falcon&#160;</td>
			<td>#352070</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Safe-lock tubes 1.5 mL</td>
			<td style="width:169px;">Eppendorf</td>
			<td>#0030 120086</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Safe-lock tubes 2 mL</td>
			<td style="width:169px;">Eppendorf</td>
			<td>#0030 120094</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Shipping tubes 180ml&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Semadeni Europe AG&#160;</td>
			<td>#3722</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Pony vial Polyethylene 6ml&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Perkin Elmer&#160;</td>
			<td>#6013329</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Top Seal&#160;</td>
			<td>Perkin Elmer&#160;</td>
			<td>#60051859</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Spinner Flask</td>
			<td>Bellco</td>
			<td>BELLCO # 1965-00100</td>
			<td>Spinner Flask</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">96&#160; Well Plate (Conical)</td>
			<td style="width:169px;">Thermo Scientific Milian</td>
			<td>56368</td>
			<td style="width:253px;">Injection plate for the oocytes</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">96&#160; Well Plate (Flat bottom)</td>
			<td style="width:169px;">Corning (Vitaris Switzerland)</td>
			<td>3364-cor</td>
			<td style="width:253px;">Compound Plate for the HiClamp</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Glass capillary&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Hilgenberg (Germany)</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td style="width:253px;">borosilicate glass 1.2 O.D. 0.76 I.D. with filament</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">RNA preparation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Ambion mMessage mMachine</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td>for the in vitro synthesis</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Chemicals</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Assay buffer: KCl 5 mM; CaCl2 1.25 mM; MgCl2 1.25 mM; NaCl 120 mM; Tris 15 mM pH adjust with HCl to 7.4; store up to 3 months at 4&#176;C.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Washing buffer: Tris 50mM -HCl pH 7.4; store at 4&#176;C.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Stock solution of test compounds 10mM in DMSO</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Flumazenil (RO0151788) 10mM in DMSO</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Diazepam 4mM in DMSO</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">[3H]-Flumazenil 60-85 Ci/mmol in Ethanol; store at -20&#176;C</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Microscint 40&#160;</td>
			<td>Packard&#160;</td>
			<td>#6013641</td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Ultima Gold&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Perkin Elmer&#160;</td>
			<td style="width:136px;">#6013329</td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">MS-222</td>
			<td style="width:169px;">Sigma</td>
			<td>Sigma # A5040</td>
			<td>MS-222</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">AB/AM</td>
			<td style="width:169px;">Sigma</td>
			<td>Sigma # A5955</td>
			<td>antibiotics / antimycotics</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Collagenase</td>
			<td style="width:169px;">Sigma</td>
			<td>Sigma # C1030</td>
			<td>Collagenase Type I</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Rnase</td>
			<td style="width:169px;">Sigma</td>
			<td>Sigma # R2020-250 mL</td>
			<td>RNaseZAP</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">EndoFree Plasmid maxi Kit</td>
			<td style="width:169px;">Qiagen</td>
			<td>Qiagen # 12362</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Salts for artificial cerebrospinal fluid (NaCl, KCl, etc.)</td>
			<td style="width:169px;">Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="37">
			<td height="37" style="height:37px;">Membranes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="89">
			<td height="89" style="height:89px;">Frozen membrane preparations from transient or stably transfected HEK293 overexpressing different human GABAA receptor subtypes: &#945;1&#946;3&#947;2, &#945;2&#946;3&#947;2, &#945;3&#946;3&#947;2, &#945;5&#946;3&#947;2. See Ballard et al 2009 for detailed methods.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methods for the discovery of novel compounds modulating a gamma-aminobutyric acid receptor type a neurotransmission

Dieses Manuskript stellt eine schrittweise Protokoll für das Screening bei Gamma-Aminobuttersäure Verbindungen Säure geben eine Rezeptoren (GABA-A) und deren Verwendung zur Identifizierung der neuartige Moleküle aktiv in präklinischen Tests aus einer in-vitro- rekombinante Rezeptor auf ihre pharmakologischen Wirkungen auf native Rezeptoren im Nagetier Gehirnscheiben. Für Verbindungen, die Bindung an die Benzodiazepin-Standort des Rezeptors ist der erste Schritt zu einem primären Bildschirm einrichten, die darin besteht, entwickeln Radioligand Bindung Assays auf Zellmembranen mit dem Ausdruck der großen GABA-A -Subtypen. Dann unter Ausnutzung der heterologen Expression Nagetier und menschlichen GABA-A -Rezeptoren im Xenopus Eizellen oder HEK-293-Zellen, ist es möglich zu erkunden, in elektrophysiologische Tests, die physiologischen Eigenschaften der verschiedenen Rezeptor Subtypen und die pharmakologischen Eigenschaften der identifizierten Verbindungen. Das Xenopus Eizelle System präsentiert hier, beginnend mit der Isolierung von der Eizellen und die Mikroinjektion mit verschiedenen mRNAs, bis die pharmakologische Charakterisierung mittels zwei-Elektroden-Spannung Klemmen. Zu guter Letzt werden Aufnahmen im Nagetier Gehirnscheiben durchgeführt beschrieben, die als sekundäre physiologischen Test verwendet werden, um die Aktivität der Moleküle auf ihre native Rezeptoren in einem genau definierten neuronale Schaltkreis zu beurteilen. Extrazelluläre Aufnahmen mit Bevölkerung Antworten von mehreren Neuronen werden zusammen mit dem Zulassungsantrag demonstriert.

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Methods for the Discovery of Novel Compounds Modulating a Gamma-Aminobutyric Acid Receptor Type A Neurotransmission

Hier präsentieren wir Ihnen Protokolle, um Verbindungen zu GABA-A -Rezeptoren von der Bindung an die Physiologie und Pharmakologie aktiv zu entdecken.

Methoden für die Entdeckung der neuartige Substanzen modulieren einen Gamma - Aminobuttersäure-Rezeptor geben eine Neurotransmission

This manuscript presents a step-by-step protocol for screening compounds at gamma-aminobutyric acid type A (GABAA) receptors and its use towards the ...

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13.4K Aufrufe.  Roche Innovation Center Basel. Hier präsentieren wir Ihnen Protokolle, um Verbindungen zu GABA-A -Rezeptoren von der Bindung an die Physiologie und Pharmakologie aktiv zu entdecken.

Serie: Methods for the Discovery of Novel Compounds Modulating a Gamma-Aminobutyric Acid Receptor Type A Neurotransmission

Novel Apparatus and Method for Drug Reinforcement

Animal models of reinforcement have proven to be useful for understanding the neurobiological mechanisms underlying drug addiction. Operant drug self-administration and conditioned place preference (CPP) procedures are expansively used in animal research to model various components of drug reinforcement, consumption, and addiction in humans. For this study, we used a novel approach to studying drug reinforcement in rats by combining traditional CPP and self-administration methodologies. We assembled an apparatus using two Med Associate operant chambers, sensory stimuli, and a Plexiglas-constructed neutral zone. These modifications allowed our experiments to encompass motivational aspects of drug intake through self-administration and drug-free assessment of drug/cue conditioning strength with the CPP test. In our experiments, rats self-administered cocaine (0.75 mg/kg/inj, i.v.) during either four (e.g., the "short-term") or eight (e.g., the "long-term") alternating-day sessions in an operant environment containing distinctive sensory cues (e.g., olfactory and visual). On the alternate days, in the other (differently-cued) operant environment, saline was available for self-infusion (0.1 ml, i.v.). Twenty-four hours after the last self-administration/cue-pairing session, a CPP test was conducted. Consistent with typical CPP findings, there was a significant preference for the chamber associated with cocaine self-administration. In addition, in animals undergoing the long-term experiment, a significant positive correlation between CPP magnitude and the number of cocaine-reinforced lever responses. In conclusion, this apparatus and approach is time and cost effective, can be used to examine a wide array of topics pertaining to drug abuse, and provides more flexibility in experimental design than CPP or self-administration methods alone.

Operant drug self-administration and conditioned place preference (CPP) procedures are expansively used in research to model various components of drug reinforcement, consumption, and addiction in humans. In this report, we combined traditional CPP and self-administration methods as a novel approach to studying drug reinforcement and addiction in rats.

Neuartige Geräte und Verfahren zur Drug Reinforcement

Animal models of reinforcement have proven to be useful for understanding the neurobiological mechanisms underlying drug addiction.  Operant drug ...

Forschung

Neurowissenschaften

Application of a NMDA Receptor Conductance in Rat Midbrain Dopaminergic Neurons Using the Dynamic Clamp Technique

Neuroscientists study the function of the brain by investigating how neurons in the brain communicate. Many investigators look at changes in the electrical activity of one or more neurons in response to an experimentally-controlled input. The electrical activity of neurons can be recorded in isolated brain slices using patch clamp techniques with glass micropipettes. Traditionally, experimenters can mimic neuronal input by direct injection of current through the pipette, electrical stimulation of the other cells or remaining axonal connections in the slice, or pharmacological manipulation by receptors located on the neuronal membrane of the recorded cell.
Direct current injection has the advantages of passing a predetermined current waveform with high temporal precision at the site of the recording (usually the soma). However, it does not change the resistance of the neuronal membrane as no ion channels are physically opened. Current injection usually employs rectangular pulses and thus does not model the kinetics of ion channels. Finally, current injection cannot mimic the chemical changes in the cell that occurs with the opening of ion channels.
Receptors can be physically activated by electrical or pharmacological stimulation. The experimenter has good temporal precision of receptor activation with electrical stimulation of the slice. However, there is limited spatial precision of receptor activation and the exact nature of what is activated upon stimulation is unknown. This latter problem can be partially alleviated by specific pharmacological agents. Unfortunately, the time course of activation of pharmacological agents is typically slow and the spatial precision of inputs onto the recorded cell is unknown.
The dynamic clamp technique allows an experimenter to change the current passed directly into the cell based on real-time feedback of the membrane potential of the cell (Robinson and Kawai 1993, Sharp et al., 1993a,b; for review, see Prinz et al. 2004). This allows an experimenter to mimic the electrical changes that occur at the site of the recording in response to activation of a receptor. Real-time changes in applied current are determined by a mathematical equation implemented in hardware.
We have recently used the dynamic clamp technique to investigate the generation of bursts of action potentials by phasic activation of NMDA receptors in dopaminergic neurons of the substantia nigra pars compacta (Deister et al., 2009; Lobb et al., 2010). In this video, we demonstrate the procedures needed to apply a NMDA receptor conductance into a dopaminergic neuron.

In this video, we demonstrate how to apply a conductance into a dopaminergic neuron recorded in the whole cell configuration in rat brain slices. This technique is called the dynamic clamp.

Die Anwendung eines NMDA-Rezeptor-Leitwert in Rat Mittelhirn dopaminergen Neuronen Mit der Dynamic-Clamp-Technik

Neuroscientists study the function of the brain by investigating how neurons in the brain communicate. Many investigators look at changes in the ...

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Gepaart Nanoinjection und Elektrophysiologie-Test zum Screening auf Bioaktivität der Verbindungen unter Verwendung des Drosophila melanogaster Riesen-Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages of using an IVSA paradigm to study the reinforcing properties of drugs of abuse such as cocaine include the fact that the drug is self-administered instead of experimenter-administered, the schedule of reinforcement can be altered, and accurate measurement of the quantities of drug consumed as well as the timing and pattern of IV injections can be obtained. Furthermore, the intravenous route of administration avoids potential confounds related to first pass metabolism or taste, and produces rapid increases in blood and brain drug levels. As outlined in this video, intravenous self-administration can be obtained without prior food restriction or prior drug training following careful catheter placement during surgery and meticulous daily catheter flushing and maintenance. Experimental procedures outlined in this paper include a description of animal housing and acclimation methods, operant training using sweetened milk solutions, and catheter implantation surgery.

The intravenous self-administration (IVSA) paradigm is considered to be the gold standard in examining the reinforcing properties of drugs of abuse in rodents. This manuscript outlines the experimental procedures and surgical techniques necessary to obtain reliable IVSA data. In particular, meticulous catheter implantation and maintenance are highlighted.

Methoden zur intravenösen Selbstverwaltung in einem Maus-Modell

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages ...

High-resolution Functional Magnetic Resonance Imaging Methods for Human Midbrain

Functional MRI (fMRI) is a widely used tool for non-invasively measuring correlates of human brain activity. However, its use has mostly been focused upon measuring activity on the surface of cerebral cortex rather than in subcortical regions such as midbrain and brainstem. Subcortical fMRI must overcome two challenges: spatial resolution and physiological noise. Here we describe an optimized set of techniques developed to perform high-resolution fMRI in human SC, a structure on the dorsal surface of the midbrain; the methods can also be used to image other brainstem and subcortical structures.
High-resolution (1.2 mm voxels) fMRI of the SC requires a non-conventional approach. The desired spatial sampling is obtained using a multi-shot (interleaved) spiral acquisition1. Since, T2* of SC tissue is longer than in cortex, a correspondingly longer echo time (TE ~ 40 msec) is used to maximize functional contrast. To cover the full extent of the SC, 8-10 slices are obtained. For each session a structural anatomy with the same slice prescription as the fMRI is also obtained, which is used to align the functional data to a high-resolution reference volume.
In a separate session, for each subject, we create a high-resolution (0.7 mm sampling) reference volume using a T1-weighted sequence that gives good tissue contrast. In the reference volume, the midbrain region is segmented using the ITK-SNAP software application2. This segmentation is used to create a 3D surface representation of the midbrain that is both smooth and accurate3. The surface vertices and normals are used to create a map of depth from the midbrain surface within the tissue4.
Functional data is transformed into the coordinate system of the segmented reference volume. Depth associations of the voxels enable the averaging of fMRI time series data within specified depth ranges to improve signal quality. Data is rendered on the 3D surface for visualization.
In our lab we use this technique for measuring topographic maps of visual stimulation and covert and overt visual attention within the SC1. As an example, we demonstrate the topographic representation of polar angle to visual stimulation in SC.

This article describes techniques to perform high-resolution functional magnetic resonance imaging with 1.2 mm sampling in human midbrain and subcortical structures using a 3T scanner. Use of these techniques to resolve topographic maps of visual stimulation in the human superior colliculus (SC) is given as an example.

Hochauflösende Functional Magnetic Resonance Imaging Methods for Human Mittelhirn

Functional MRI (fMRI) is a widely used tool for non-invasively measuring correlates of human brain activity. However, its use has mostly been focused upon ...

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C. elegans genome includes potential antipsychotic drug (APD) targets conserved in humans, including genes encoding proteins required for neurotransmitter synthesis and for synaptic structure and function. APD exposure produces developmental delay and/or lethality in nematodes in a concentration-dependent manner. These phenotypes are caused, in part, by APD-induced inhibition of pharyngeal pumping1,2. Thus, the developmental phenotype has a neuromuscular basis, making it useful for pharmacogenetic studies of neuroleptics. Here we demonstrate detailed procedures for testing APD effects on nematode development and pharyngeal pumping. For the developmental assay, synchronized embryos are placed on nematode growth medium (NGM) plates containing APDs, and the stages of developing animals are then scored daily. For the pharyngeal pumping rate assay, staged young adult animals are tested on NGM plates containing APDs. The number of pharyngeal pumps per unit time is recorded, and the pumping rate is calculated. These assays can be used for studying many other types of small molecules or even large molecules.

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Approaches for testing the effects of antipsychotic drugs (APDs) in Caenorhabditis elegans are demonstrated. Assays are described for testing drug effects on development and viability and on pharyngeal pumping rate. These methods are also applicable for pharmacogenetic experiments with drug classes other than APDs.

Methoden zur Untersuchung der Wirkmechanismen von Psychopharmaka in<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to  large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C.  ...

Optical Control of a Neuronal Protein Using a Genetically Encoded Unnatural Amino Acid in Neurons

Photostimulation is a noninvasive way to control biological events with excellent spatial and temporal resolution. New methods are desired to photo-regulate endogenous proteins expressed in their native environment. Here, we present an approach to optically control the function of a neuronal protein directly in neurons using a genetically encoded unnatural amino acid (Uaa). By using an orthogonal tRNA/aminoacyl-tRNA synthetase pair to suppress the amber codon, a photo-reactive Uaa 4,5-dimethoxy-2-nitrobenzyl-cysteine (Cmn) is site-specifically incorporated in the pore of a neuronal protein Kir2.1, an inwardly rectifying potassium channel. The bulky Cmn physically blocks the channel pore, rendering Kir2.1 non-conducting. Light illumination instantaneously converts Cmn into a smaller natural amino acid Cys, activating Kir2.1 channel function. We express these photo-inducible inwardly rectifying potassium (PIRK) channels in rat hippocampal primary neurons, and demonstrate that light-activation of PIRK ceases the neuronal firing due to the outflux of K+ current through the activated Kir2.1 channels. Using in utero electroporation, we also express PIRK in the embryonic mouse neocortex in vivo, showing the light-activation of PIRK in neocortical neurons. Genetically encoding Uaa imposes no restrictions on target protein type or cellular location, and a family of photoreactive Uaas is available for modulating different natural amino acid residues. This technique thus has the potential to be generally applied to many neuronal proteins to achieve optical regulation of different processes in brains. The current protocol presents an accessible procedure for intricate Uaa incorporation in neurons in vitro and in vivo to achieve photo control of neuronal protein activity on the molecular level.

Here, a procedure to selectively activate a neuronal protein with a short pulse of light by genetically encoding a photo-reactive unnatural amino acid into a target neuronal protein expressed in neurons in culture or in vivo is presented.

Optische Kontrolle eines Neuronal Protein eine genetisch kodierter unnatürliche Aminosäure in Neurons Verwendung

Photostimulation is a noninvasive way to control biological events with excellent spatial and temporal resolution. New methods are desired to ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Aufnahme synaptische Plastizität in akuten Hippocampal Scheiben gepflegt in einem kleinvolumigen Recycling - Perfusions- und untertauchen-Typ-Kammer-System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Establishing a Mouse Model of a Pure Small Fiber Neuropathy with the Ultrapotent Agonist of Transient Receptor Potential Vanilloid Type 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to degeneration and injury of small-diameter sensory neurons, referred to as small fiber neuropathy. Present animal models of small fiber neuropathy affect both large- and small-diameter sensory fibers and thus create a neuropathology too complex to properly assess the effects of injured small-diameter sensory fibers. Therefore, it is necessary to develop an experimental model of pure small fiber neuropathy to adequately examine these issues. This protocol describes an experimental model of small fiber neuropathy specifically affecting small-diameter sensory nerves with resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent agonist of transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), through a single dose of intraperitoneal injection, referred to as RTX neuropathy. This RTX neuropathy showed pathological manifestations and behavioral abnormalities that mimic the clinical characteristics of patients with small fiber neuropathy, including intraepidermal nerve fiber (IENF) degeneration, specifically injury in small-diameter neurons, and induction of thermal hypoalgesia and mechanical allodynia. This protocol tested three doses of RTX (200, 50, and 10 &#181;g/kg, respectively) and concluded that a critical dose of RTX (50 &#181;g/kg) is required for the development of typical small fiber neuropathy manifestations, and prepared a modified immunostaining procedure to investigate IENF degeneration and neuronal soma injury. The modified procedure is fast, systematic, and economic. Behavioral evaluation of neuropathic pain is critical to reveal the function of small-diameter sensory nerves. The evaluation of mechanical thresholds in experimental rodents is particularly challenging and this protocol describes a customized metal mesh that is suitable for this type of assessment in rodents. In summary, RTX neuropathy is a new and easily established experimental model to evaluate the molecular significance and intervention underlying neuropathic pain for the development of therapeutic agents.

This study establishes an experimental model of pure small fiber neuropathy with resiniferatoxin (RTX). A unique dose of RTX (50 &#181;g/kg) is optimal for developing a small fiber neuropathy model that mimics patient characteristics and could help investigate the nociceptive molecular significance underlying neuropathic pain.

Einrichtung ein Mausmodell eine reine kleine Faser Neuropathie mit Ultrapotent Agonisten von transienten Rezeptor Potential Vanilloid Typ 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to ...

Novel Passive Clearing Methods for the Rapid Production of Optical Transparency in Whole CNS Tissue

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, a multitude of novel clearing methodologies including CUBIC (clear, unobstructed brain imaging cocktails and computational analysis), SWITCH (system-wide control of interaction time and kinetics of chemicals), MAP (magnified analysis of the proteome), and PACT (passive clarity technique), have been established to further expand the existing toolkit for the microscopic analysis of biological tissues. The present study aims to improve upon and optimize the original PACT procedure for an array of intact rodent tissues, including the whole central nervous system (CNS), kidneys, spleen, and whole mouse embryos. Termed psPACT (process-separate PACT) and mPACT (modified PACT), these novel techniques provide highly efficacious means of mapping cell circuitry and visualizing subcellular structures in intact normal and pathological tissues. In the following protocol, we provide a detailed, step-by-step outline on how to achieve maximal tissue clearance with minimal invasion of their structural integrity via psPACT and mPACT.

Here, we present two novel methodologies, psPACT and mPACT, for achieving maximal optical transparency and subsequent microscopic analysis of tissue vasculature in the intact rodent whole CNS.

Neuartige passiv Clearing Methoden für die schnelle Produktion von optischen Transparenz im gesamten ZNS-Gewebe

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, ...