Name: methods for the discovery of novel compounds modulating a gamma-aminobutyric acid receptor type a neurotransmission
Uploaded: 2018-08-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 16 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Methods for the Discovery of Novel Compounds Modulating a Gamma-Aminobutyric Acid Receptor Type A Neurotransmission at JoVE.com

Die Autoren danken Judith Lengyel, Maria Karg, Grégoire Friz, Rachel Haab und Marie Claire Pflimlin von Roche und Tifany Schaer und Deborah Paolucci aus HiQScreen für ihre hervorragenden technischen Betreuung.

Xenopus Laevis sind untergebracht und nach Genf Kanton Tier Richtlinien behandelt.
1. Radioligand Bindung
<ol><li>
Vorbereitung der Assay-Platte
	<ol>
<li>1,5 L testpuffer mit 1,25 mM CaCl2, 5 mM KCl, 1,25 mM MgCl2, 120 mM NaCl und 15 mM Tris vorzubereiten; Stellen Sie den pH-Wert mit HCl auf 7,4.</li>
		<li>Bereiten Sie die Verbindungen auf 50.76 µM (z.B. eine Verbindung bei 10 mM in einem 980 µL-Assay-Puffer in einem Microcentrifuge Schlauch 5 µL) getestet werden. Mischen Sie sie gut mit einem Vortex-Maschine mit hoher Geschwindigkeit für 2 – 5 s.</li>
		<li>Eine Vorverdünnung der Referenz zusammengesetzte Flumazenil 1.970 µL testpuffer durch pipettieren 1 µL der Verbindung (10 mM) vorbereiten. Mischen Sie sie gut mit einem Vortex-Maschine mit hoher Geschwindigkeit für 2 – 5 s.</li>
		<li>Verdünnen Sie eine [3H] Flumazenil Stammlösung mit dem Assay-Puffer bei 4 ° C bis 4 nM in einem 50 mL-Polypropylen-Rohr.</li>
		<li>Pipette 50 µL/Well von testpuffer in Spalten 1 und 3 / 11 von einer 96-Well-Mikrotestplatte wie in der Platte Layout dargestellt in Abbildung 2dargestellt.</li>
		<li>Pipette 73,2 µL der Verbindungen 50.76 µM verdünnt (siehe Schritt 1.1.2) in Spalte 12 der Platte.</li>
		<li>Verdünnen Sie jede Verbindung mit der geometrischen Progression über 9 Stufen (1E-10 -1E–06 M), mit einem 23,12 µL Transfervolumen und füllen Spalten 3 – 11. Mischen Sie die Verdünnung gründlich. Ändern Sie die Spitze nach jeder Verdünnung.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Verdünnen Sie die Zellmembranen
	<ol>
<li>Tauen Sie die Zellmembranen, die zuvor von einer HEK293 überexprimierenden menschlichen GABA-A Rezeptor isoliert (0,025 – 0,15 mg/mL), erhalten 80 mL bei Raumtemperatur (RT) und überträgt die Aussetzung auf der Assay-Puffer bei 4 ° c</li>
		<li>Die Membran-Lösung immer noch bei 4 ° C mit einer Gewebe-Homogenisator für 30-40 s bei 10.000 – 12.000 u/min aufzuwirbeln.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Verdünnen Sie Diazepam für die Kontrolle der unspezifischen Bindung (NSB)
	<ol>
<li>Verdünnen Sie eine 4 mM Diazepam Stammlösung mit dem Assay-Puffer zu einer Konzentration von 40 µM in 5 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Starten Sie die Reaktion
	<ol>
<li>Pipette 50 µL 4 nM [3H] Flumazenil in jede Vertiefung der 96-Well-Platte und halten Sie es in einem Eis-Wasser-Behälter.</li>
		<li>Fügen Sie 100 µL der GABA-A Rezeptor Subtyp Membranen Vorbereitung eine Proteinkonzentration von 0,5 mg/mL haben.</li>
		<li>Pipette 50 µL 40 µM Diazepam in Spalte 2.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Platte für 1 h auf dem Eis.</li>
		<li>50 µL testpuffer in jede Vertiefung einer 96-Well-Filter-Platte für die anschließende Membran Trennung und Radioaktivität Messung hinzufügen und danach die Reaktion zu stoppen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Die Reaktion zu stoppen
	<ol>
<li>Bereiten Sie einen Wasch-Puffer mit 50 mM Tris-HCl, pH 7.4.</li>
		<li>Filtern Sie die Lösung unter Verwendung einer 96-Well-Zelle-Erntemaschine. Waschen Sie die Platte 3 X mit 300 µL eiskalt waschen Puffer pro Bohrloch.</li>
		<li>Versiegeln Sie die Unterseite der Platte mit einer Kunststoff-Folie und fügen Sie 40 µL Funkeln cocktail für flüssige Funkeln zählen in jedem gut und wischen Sie es mit Ethanol 70 %.</li>
		<li>Schütteln Sie die Platte für mindestens 1 h bei RT Mindestens eine weitere Stunde bei RT stehen lassen</li>
		<li>Messen Sie die Radioaktivität (in CPM), indem Sie die Platte auf einem Szintillationszähler. Erlauben Sie eine Messung für 3 min pro Bohrloch.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Datenanalyse
	<ol>
<li>Bestimmen Sie der Mittelwert für die 8 unspezifischen Bindung (NSB) und die gesamte Bindung (TB) sowie für die Duplikate oder Triplicates der Proben repliziert. Berechnen Sie die % spezifische Bindung (SB) für den Mittelwert jeder Probe nach der folgenden Gleichung: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq1.jpg"> Hier, insgesamt SB = mittlere TB minus die NSB bedeuten.</li>
		<li>Baugrundstück in Abszisse % SB versus in koordinieren die Inhibitor-Konzentrationen. Passen Sie die Daten unter Verwendung der einzigen Website Wettbewerb Analyse Gleichung: <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq2.jpg"> Hier, y = % der SB, A = das Minimum von y, B = y, maximal C = IC50, X = Log10 des Zusammenschlusses der konkurrierenden Verbindung D = die Steigung der Kurve (Hill-Koeffizient).</li>
		<li>Berechnen der Bindungsaffinität (Ki) über die halbe maximale inhibitorischen Konzentration (IC50), die Dissoziationskonstante (Kd) von [3H] Flumazenil auf die jeweiligen Membranen9und die Konzentration von [3H] Flumazenil in der Probe nach der folgenden Gleichung Daten verwenden: <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq3.jpg">
</li>
	</ol>
</li>
</ol>(2) Rezeptor-Expression und Aufnahmen in Xenopus Eizellen
<ol><li>Eierstöcke, die Ernte und Vorbereitung der Eizelle
	<ol>
<li>Bereiten Sie die sterile Barth-Lösung mit 88 mM NaCl, 1 mM KCl, 2,4 mM Nahco33, 10 mM HEPES, 0,82 mM MgSO4.7H2O, 0,33 mM Ca (NO3)2.4H2O und 0,41 mM CaCl2.6H2O, bei pH 7,4 , ergänzt mit 100 Einheit/mL Penicillin, 100 µg/mL Streptomycin und 0,25 µg/mL von Amphotericin b.</li>
		<li>Bereiten Sie das 1 x OR2 Medium (keine CaCl2) mit 88,5 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 5 mM HEPES, 1 mM MgCl2.6H2O, bei pH 7,4.</li>
		<li>Opfer eine Xenopus Laevis weiblichen durch tiefe Narkose für 20 min in gekühlten Tricaine Methanesulfonate (bei einer Konzentration von 150 mg/L, bei pH 7,4 eingestellt) und Natriumbicarbonat (300 mg/L) durch Enthauptung gefolgt.</li>
		<li>Ernte der Eierstöcke schnell mit sauber Scheren und Pinzetten und legen Sie sie in 2 Petrischalen (10 cm) gefüllt mit 40 mL 1 x Barth Lösung und Antibiotika/antimykotikums.</li>
		<li>Speichern Sie die Eierstöcke nicht dissoziierten für bis zu 2 Wochen in Barth Lösung bei 4 ° C.</li>
		<li>Für die Dissoziation, schneiden die Eierstöcke mit einer sauberen Rasierklinge in kleinen Fraktionen (1 – 2 cm3) und inkubieren sie in 50 mL OR2 Medium ohne CaCl2 (OR2-NoCaCl-2) mit 0,2 % Kollagenase (Typ I) bei 17 – 19 ° C in einem 100 mL-Spinner Kolben mit einem langsamen Agitation für 4 – 5 h sicherstellen, dass die magnetischen Bar platziert ca. 3 – 5 cm über dem Boden des Kolbens zu vermeiden, brechen die Eizellen Spinner.</li>
		<li>Nach 4 – 5 h, stellen Sie sicher, dass die meisten die Eizellen von ihrer Follikel befreit sind (d. h., sie schwimmen einzeln). Waschen Sie sie 5 X mit 200 mL OR2 mit 1,8 mM CaCl2ergänzt.</li>
		<li>Defolliculated Eizellen Petrischalen (10 cm) gefüllt mit Barth Lösung und Antibiotika/Antimykotika und halten Sie sie mindestens über Nacht bei 17 ° C vor der cDNA oder mRNA Injektion zu übertragen.</li>
		<li>Am nächsten Tag, wählen Sie unter ein Fernglas, eine gesunde Eizelle präsentiert eine klare und eindeutige Tier im Vergleich zu einem Vegetal Pfosten (dunkelbraun für Tier Pole gegenüber hellgelb für die Vegetal-Pole). Verwenden Sie saubere Pasteur Pipetten und entsorgen Sie die Eizellen eins nach dem anderen in einem sterilen konische 96-Injektion-well-Platte. Hinweis: Keine besonderer Sorgfalt ist auf die Vermittlung von Eizellen für die mRNA-Injektionen erforderlich; in der Erwägung, dass für die cDNA-Injektionen ist es unerlässlich, die Eizellen mit dem Tier-Pol nach oben zu orientieren.</li>
	</ol></li>
	<li>mRNA oder cDNA automatische Injektion
	<ol>
<li>Die mRNAs mit einem kommerziell erhältlichen Kit folgen Sie den empfohlenen Anweisungen zu synthetisieren. Reinigen Sie die Instrumente und die Tabelle mit RNase und tragen Sie die entsprechende schützende Handschuhe. Hinweis: Die Qualität der mRNA ist Faktor für einen guten Ausdruck zu bringen, und es ist unerlässlich, um mRNA Abbau während der Injektion zu verhindern.</li>
		<li>Bereiten Sie mit einem kommerziell erhältlichen Kit cDNAs und lösen Sie die gewünschte Menge in Bidistilled Wasser bei einer Konzentration von 0,2 µg/µL.</li>
		<li>Injizieren von 10 – 50 nL mRNA-Lösung mit einer Konzentration von 0,2 µg/µL oder 10 nL cDNA-Lösung mit einer Konzentration von 0,02-0,2 µg/µL, vorzugsweise in Chargen von 95 Eizellen.</li>
		<li>Mix für Membran Proteine erfordert mehrere Untereinheiten (d.h. heteromeren α1β2γ2 GABA-A -Rezeptoren), die entsprechenden mRNAs oder cDNAs im gewünschten Verhältnis (d.h., 1:1:1 oder 1:10:1).</li>
		<li>Halten Sie die Eizelle bei 17 ° C, die Expression von hitzeschockproteinen durch die Eizellen zu verhindern; Speichern Sie die Mikrotestplatte in einem Thermo-gesteuerte Speicherbereich.</li>
		<li>Auflösen der Testverbindungen, die in der Bindung Assay in OR2 bei 0,1 – 1.000 positiv getestet wurden µM für elektrophysiologische Aufnahmen und entsorgen sie Sie in einer 96-Well Flachboden Polypropylen-Platte.</li>
	</ol></li>
	<li>Plasmide für Ausdruck
	<ol>
<li>Folgen Sie die Bedienungsanleitungen der handelsüblichen Kits für die mRNA-Synthese mit bakteriellen T7 oder T6 Promotoren und 20 µL einer Lösung bei 0,2 µg/µL RNase-freies Wasser.</li>
		<li>Bereiten Sie mindestens 20 µL einer Lösung mit einem Eukaryote Expressionsvektor für den cDNA-Ausdruck, in der Regel bei 0,2 µg/µL in Bidistilled Wasser aufgelöst.</li>
	</ol></li>
	<li>Mikroinjektion in die Eizelle und Visualisierung seiner Qualität
	<ol>
<li>10 – 50 nL der Lösung mit Plasmid zu injizieren (siehe Punkt 2.3.1 und 2.3.2) mit einer Glas-Mikro-Injektion-Nadel mit einem Tipp-Durchmesser reichen bis zu 100 µm auf einem Mikromanipulator, ausgestattet mit einer Druck-Auswurf-System oder mit einem automatisierten Einspritzsystem montiert. Hinweis: In dem hier besprochenen Beispiel werden Eizellen von Chargen von 95 mit einem automatisierten System geeignet für den Einsatz mit cDNA oder mRNA injiziert.</li>
		<li>Füllen Sie die Injektionsnadel mit 1 µL eines Farbstoffes wie Methylenblau bei 1 % und injizieren Sie die Eizellen mit dem Standardverfahren (entweder im Zellkern für cDNA oder im Zytoplasma für mRNA) zu.</li>
		<li>Die injizierten Eizellen für ungefähr 1 Minute in kochendes Wasser zu entsorgen. Halbieren Sie die Eizellen mit einer Rasierklinge unter ein Fernglas. Hinweis: Der Farbstoff bleibt lokalisierte wie in Abbildung 3E, so dass eine genaue Beobachtung der Injektion.</li>
	</ol></li>
	<li>Zwei-Elektroden-Spannung Klemme Aufnahmen
	<ol>
<li>Legen Sie die well-Platte mit den Eizellen auf dem automatisierten System, das das in Abbildung 4dargestellten Prinzip nutzt. Hinweis: Im Gegensatz zu den Patch-Clamp-System in Abbildung 5dargestellt, wird das wahre Membran-Potential der Zelle von der Elektrode Spannung gelesen.</li>
		<li>Programmieren Sie die automatisierte Recording-System mit den Symbol-basierte Schnittstelle, beispielsweise die Regelung für die Bestimmung der Konzentration AKTIVITÄTSBEZIEHUNG in Abbildung 6 dargestellt.</li>
	</ol></li>
	<li>Kurvenanpassung
	<ol>
<li>Analysieren Sie die Ergebnisse mit der entsprechenden Software, mit der illustrierten Konzentrationskurve Aktivierung, zeichnen Sie die aktuelle Amplitude als Funktion des Logarithmus der Konzentration Agonist.</li>
		<li>Beobachten Sie die sigmoidale Kurve, die mit der empirischen Hill-Gleichung in der Form nachträglich eingebaut werden kann: <img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq4.jpg"> Hier, Y= Anteil der evozierten Strom EG 50 = die Konzentration für eine 50 %-Aktivierung X = Konzentration der Substanz, nH = der Hill-Koeffizient oder scheinbare Kooperativität.</li>
		<li>Normalisieren Sie die Ströme zu einer Einheit dividiert die Amplitude der jede Antwort im Vergleich zu der Wert in der höchsten Konzentration zu analysieren, die Daten aus einer Reihe von Zellen aufgenommen.</li>
		<li>Bestimmen Sie die durchschnittliche und Standardfehler und realisieren Sie die Kurvenanpassung mit standardgemäß verfügbare Software zu.</li>
	</ol></li>
</ol>(3) elektrophysiologische Aufnahmen in Hirnschnitten
Hinweis: Hippocampal Ratte Scheiben sind gemäß den nationalen und institutionellen Richtlinien bereit.
<ol><li>
Vorbereitung des Hippocampus Scheiben
	<ol>
<li>Bereiten Sie die Dissektion künstliche Gehirn-Rückenmark-Flüssigkeit (dACSF) mit 124 mM NaCl 124, 2,5 mM KCl, 1,25 mM KH2PO4, 2 mM MgSO4.7H2O, 2,5 mM CaCl2 2 H2O, 26 mM Nahco33, 10 mM Glukose und 4 mM Saccharose in der Flasche mit einer Mischung aus 95 % O2 und 5 % CO2vergast.</li>
		<li>Bereiten Sie die Aufnahme künstliche Gehirn-Rückenmark-Flüssigkeit (rACSF) mit 124 mM NaCl 5 mM KCl, 1,25 mM KH2PO4, 2 mM MgSO4.7H2O, 2,5 mM CaCl2 2 H2O, 25 mM Nahco33und 10 mM Glukose in der Flasche mit einer Mischung aus 95 % O2 und 5 % CO2vergast.</li>
		<li>Die Ratten, die mit einer Mischung aus 2,5 % Isofluran und reinem Sauerstoff zu betäuben und sie zu enthaupten.</li>
		<li>Schneiden Sie die Kopfhaut nach der Mittellinie mit einer feinen Schere. Schneiden Sie entlang der Mittellinie des Schädels, ohne das darunter liegende Gewebe zu beschädigen. Entfernen Sie den Schädel mit einer Pinzette zu und mit einem feinen Spatel auf das Gehirn aushöhlen.</li>
		<li>Das Gehirn in die Vergaste dACSF Lösung bei RT und sezieren Sie die linken hippocampale Anordnung mit einem feinen Spachtel.</li>
		<li>Schnitt Quere Scheiben (400 µm dick) aus dem mittleren Teil des Hippocampus mit einem Gewebe-Chopper und übertragen Sie sie auf die Aufnahme-Kammer mit einem Pinsel malen. Pflegen Sie die Scheiben bei RT für 45 Minuten.</li>
		<li>Durchspülen der Scheiben mit den vergast rACSF bei 35 ° C und mit einer Rate von 1,5 mL/min Blase die Lösung mit einem Gemisch aus 95 % O2 und 5 % CO2. Hinweis: Nach diesem Schritt sind die Scheiben für den elektrophysiologischen Experimenten bereit.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Einzelpopulation Spike Aufnahme
	<ol>
<li>Legen Sie eine Gehirn-Scheibe in die Kammer Mikroskop montiert.</li>
		<li>Durchspülen der Scheibe mit einer Rate von 3 mL/min mit rACSF.</li>
		<li>Ziehen Sie eine Borosilikat Glas Mikropipette mit der Pipette Abzieher mit einem Widerstand von ~ 2 MΩ. Hinweis: Diese Mikropipette dient als Elektrode Aufnahme und elektrisch an den Verstärker angeschlossen ist.</li>
		<li>Füllen Sie die Mikropipette mit einer Lösung, die 2 M NaCl und legen Sie sie in die Pipette Halterung des Verstärkers.</li>
		<li>Positionieren Sie die Aufnahme Mikropipette in Stratum Pyramidale in der CA1-Region des Hippokampus Slice mit der richtigen Mikromanipulator. Hinweis: Die Lage ist schematisch in Abbildung 7dargestellt.</li>
		<li>Legen Sie eine isolierte bipolar Platin/Iridium Elektrode in die Halterung am linken Mikromanipulator. Hinweis: Diese Elektrode dient als die Stimulationselektrode und elektrisch mit Impuls-Generator verbunden ist.</li>
		<li>Position der Stimulationselektrode im Schaffer Sicherheiten in der CA1-Region des Hippokampus Slice mit der richtigen Mikromanipulator. Hinweis: Die Lage ist schematisch in Abbildung 7dargestellt.</li>
		<li>Liefern einem Stromimpuls an die Stimulationselektrode mit dem Impuls-Generator alle 30 s (100 µs Dauer, beginnend bei 10 µA) und die Stärke der Stimulation schrittweise zu erhöhen, bis eine Bevölkerung Spitze (PS) angezeigt wird.</li>
		<li>Passen Sie die Impulse Stärke zu evozieren einen PS entspricht 45 % der maximalen Amplitude, die gewonnen werden können. PSs sind bei 2,4 KHz gefiltert und bei 20 KHz mit dem Signalverstärker digitalisiert.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Gepaart-Puls-Hemmung
	<ol>
<li>Bereiten Sie die Gehirnscheiben (Schritt 3.1) und gehen Sie wie zuvor beschrieben (Schritte 3.2.1–3.2.7).</li>
		<li>Liefern zwei Stromimpulsen (100 µs Dauer in einem Intervall von 20 ms) an die Stimulationselektrode alle 30 s mit dem Impuls-Generator. Legen Sie die Impuls-Stärke, einen PS entspricht 45 % der maximalen Amplitude zu erwähnen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Verbindung testen
	<ol>
<li>Verdünnungen der Verbindungen in vergast ACFS zu testende machen damit die Endkonzentration von DMSO nicht höher als 0,1 %.</li>
		<li>Die Kontrolllösung in der gleichen Konzentration als der in der zusammengesetzten Lösung DMSO hinzufügen.</li>
		<li>Aufzeichnen einer einziges (Schritt 3.2) oder ein gepaart-Puls (Schritt 3.3) PS hervorgerufen durch Sicherheiten Stimulationen Schaffer alle 30 s für mindestens 30 Minuten. Die PS-Form sollte während dieser Basisperiode stabil sein.</li>
		<li>Bereiten Sie einen Becher mit vergast rACSF mit einer festen Konzentration der Verbindung getestet werden.</li>
		<li>Durchspülen des hippocampalen Slices mit dieser Lösung während der Aufnahme noch der Einzel- oder gepaart-Puls PS.</li>
		<li>Bewerten Sie die Erholung von der Verbundwirkung durch Vorrichtung den Slice mit vergast rACSF ohne Verbindung. Hinweis: Für reversible Effekte kehrt die PS zu seiner ursprünglichen Form während der Basisperiode vor der zusammengesetzten Anwendung beobachtet.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Datenanalyse
	<ol>
<li>Durchschnittliche PS Spuren aufgezeichnet während des Experiments in Blöcken von 4 Verwenden der Datenanalyse-Software.</li>
		<li>Messen Sie die PS-Amplituden der gemittelten Spuren.</li>
		<li>Normalisieren Sie die Amplituden als prozentualer Anteil der Ausgangswerte 10 min vor Vorrichtung eine Verbindung aufgenommen.</li>
		<li>Die Daten zu äußern, wie ± SEM bedeuten</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rudolph, U., Knoflach, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+classical+benzodiazepines:+novel+therapeutic+potential+of+GABAA+receptor+subtypes.">Beyond classical benzodiazepines: novel therapeutic potential of GABAA receptor subtypes.</a> Nature Reviews Drug Discovery. 10, 685-697 (2011).</li><li>Sieghart, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+and+pharmacology+of+g-aminobutyric+acidA+receptor+subtypes.">Structure and pharmacology of g-aminobutyric acidA receptor subtypes.</a> Pharmacological Reviews. 47, 181-234 (1995).</li><li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high-throughput+functional+assay+for+characterization+of+g-aminobutyric+acidA+channel+modulators+using+cryopreserved+transiently+transfected+cells.">A high-throughput functional assay for characterization of g-aminobutyric acidA channel modulators using cryopreserved transiently transfected cells.</a> ASSAY and Drug Development Technologies. 6, 781-786 (2008).</li><li>Mennerick, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diverse+voltage-sensitive+dyes+modulate+GABAA+receptor+function.">Diverse voltage-sensitive dyes modulate GABAA receptor function.</a> Journal of Neuroscience. 30, 2871-2879 (2010).</li><li>Hevers, W., Luddens, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+diversity+of+GABAA+receptors.+Pharmacological+and+electrophysiological+properties+of+GABAA+channel+subtypes.">The diversity of GABAA receptors. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feed-forward+inhibitory+potentials+and+excitatory+interactions+in+guinea-pig+hippocampal+pyramidal+cells.">Feed-forward inhibitory potentials and excitatory interactions in guinea-pig hippocampal pyramidal cells.</a> The Journal of Physiology. 422, 333-350 (1990).</li><li>Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+patch-clamp+techniques+for+high-resolution+current+recording+from+cells+and+cell-free+membrane+patches.">Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches.</a> Pfl&#252;gers Archiv. 391, 85-100 (1981).</li><li>Adelsberger, H., Brunswieck, S., Dudel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Block+by+picrotoxin+of+a+GABAergic+chloride+channel+expressed+on+crayfish+muscle+after+axotomy.">Block by picrotoxin of a GABAergic chloride channel expressed on crayfish muscle after axotomy.</a> European Journal of Neuroscience. 10, 179-187 (1998).</li><li>Hapfelmeier, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+slows+inactivation+kinetics+of+rat+recombinant+a1b2g2L+GABAA+receptors:+enhancement+of+GABAergic+transmission+despite+an+open-channel+block.">Isoflurane slows inactivation kinetics of rat recombinant a1b2g2L GABAA receptors: enhancement of GABAergic transmission despite an open-channel block.</a> Neuroscience Letters. 307, 97-100 (2001).</li><li>Bertrand, S., Bertrand, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview+of+electrophysiological+characterization+of+neuronal+nicotinic+acetylcholine+receptors.">Overview of electrophysiological characterization of neuronal nicotinic acetylcholine receptors.</a> Current Protocols in Pharmacology. , 17 (2004).</li></ol>

Die Autoren Frédéric Knoflach und Maria Clemencia Hernandez sind Mitarbeiter der F. Hoffmann-La Roche AG, 4070 Basel, Schweiz, ein pharmazeutisches Unternehmen. Der Autor Daniel Bertrand ist Angestellter der HiQScreen Sàrl 6, Rte de Compois, 1222 Vésenaz Genf, Schweiz, Bereitstellung von Screening-Einrichtungen für Pharma-Unternehmen.

Die Entwicklung von neuartigen Verbindungen aktiv auf eine Liganden-gated Ion Channel wie die GABA-A -Rezeptoren erfordert den Einsatz von mehreren Ansätzen. In der Regel ist der erste Schritt oft mit verbindliche Tests durchgeführt; solche Messungen sind jedoch nicht ausreichend, um die physiologische Aktivität die Verbindung oder die genauen Pharmakologie zu charakterisieren. Insbesondere eine Verbindung, die an einen Rezeptor bindet verbessern kann oder hemmen die Funktion oder sogar produzieren keine funktionalen Auswirkungen (Schweig) (d.h.Bindung an den Rezeptor, ohne seine Funktion zu ändern). Somit ist eine Funktionsprüfung erforderlich für eine vollständige Verbindung Charakterisierung.
Assays verbindlich: Der Hauptvorteil des Assays Bindung ist, dass es auf eine große Anzahl von Proben bis hin zu mehreren tausend effizient durchgeführt werden kann und dass es verbindliche Affinitäten für die aktiven Moleküle. Wie hierin beschrieben, besteht der erste Schritt eine Methode für die Bewertung der gewünschten Rezeptor-Subtypen zu etablieren. Nämlich, während Bindung auf native Rezeptoren aus Brüche oder ganze Gehirn durchgeführt werden kann, wird diese Methode die Bestimmung der Affinitäten zu bestimmten Rezeptor-Subtypen verhindern. Es ist daher notwendig, rekombinante Systeme auf Bildschirm Moleküle an das gewünschte Ziel zu verwenden. Heute bietet eine transiente und stabile Transfektion von gewünschten Rezeptor Untereinheit cDNAs in Zelllinien eine effiziente und zuverlässige Methode, um die Rezeptor-Subtypen von Interesse (z.B. GABA-A -α5β3γ2) zum Ausdruck bringen. Traditionelle Bindung Assays machen Verwenden von Radioligands, aber heute Techniken zur Verfügung, die Unannehmlichkeiten der Umgang mit Radioaktivität (z.B. quantitative Fluoreszenz basierende Ligand-Bindung) zu vermeiden.
Funktionaler Ausdruck in einem Host-System: Gene in einem Host-System zum Ausdruck zu bringen, muss die kodierende Sequenz des Interesses in ein Plasmid eingefügt werden, die geeigneten Promotoren enthält. In der Regel werden für in-vitro- mRNA-Synthese der bakteriellen T7 oder T6 Promotoren verwendet. Für eine cDNA-Ausdruck muss ein Eukaryote Promotor wie CMV (Zytomegalievirus) oder Äquivalent der Transkription des Gens von Interesse geregelt werden. Heute sind mehrere Plasmide, einschließlich der zwei Promotoren (d. h., pUNIV, pCMV-6AC, Psf-CMV/T7, pCI-Neo, PcDNA), zur Verfügung ermöglicht entweder eine in-vitro- Synthese der mRNA oder eine cDNA-Ausdruck wie in Abbildung 15dargestellt. Ein Ausdruck der GABA-A -Rezeptoren erhalten Sie treu in Zell-Linien oder in Xenopus Eizellen. Die wichtigsten Vorteile des letzteren sind der Mangel an einer endogenen Rezeptor-Expression, die Einfachheit der Manipulationen und die Verfügbarkeit eines automatisierten Systems für Mikro-Injektionen und Aufnahmen. In diesem Protokoll beschriebenen Verfahren illustrieren die Effizienz des automatisierten Systems, das erlaubt der Injektion von 96 Eizellen innerhalb von 7 Minuten und erfordert keine Kenntnisse der Mikromanipulation. Daran erinnern, dass ein einziger Eierstock aus einem Xenopus zwischen 10.000 – 30.000 Eizellen enthält, ist es klar, dass eine große Anzahl von Zellen Messungen auf einer einzigen Vorbereitung durchgeführt werden kann. Darüber hinaus da ein Ausdruck mit cDNA-Injektionen durchgeführt werden kann, die gleichen Plasmide mit den Genen von Interesse, die für die verbindliche Experimente entwickelt werden für eine funktionelle Charakterisierung ohne die Notwendigkeit für weitere Molekulare Biologie einsetzbar Manipulationen.
Angesichts seiner Größe und hohen oberflächenexpression, ergibt eine einzelne Eizelle eine Reihe von Rezeptoren, die die konfluierende Zellen in einem 35 mm Petrischale ungefähr entspricht. Jedoch stellt eine Eizellen Vorbereitung und Injektion einen Bruchteil der Kosten einer Zelllinie, da die Experimente keinem speziellen Nährmedium und sterile Manipulationen erfordern. Die Aktivierung eines einzigen GABA-A -Kanal ergibt sich ein paar Picoamperes (10-12) und Ströme bis hin bis zu zehn Mikroampere (10-6) leicht in einer einzigen Eizelle, die bestätigt, die gleichzeitige Tätigkeit von mehreren Millionen aufgezeichnet Rezeptoren während einer einzigen Antwort.
Ein erster Schritt in der Charakterisierung der Liganden-gated Ionenkanäle ist oft die Bestimmung der scheinbaren Affinität der Rezeptoren. Die Experimente, die durchgeführt werden müssen bestehen aus Anwendung einer Reihe von kurzen Agonist Prüfimpulse und Plotten die Amplitude der evozierten aktuelle oder in bestimmten Fällen die Fläche unter der Kurve (AUC) als Funktion des Logarithmus der Konzentration Agonist. Da es leicht möglich, verschiedene Plasmid-Konzentrationen und Verhältnis in der gleichen Charge von Eizellen microinject ist, ist dieses System der Ausdruck besonders geeignet für eine solche Charakterisierung. Außerdem ergab ein Vergleich von Charge zu Charge ein hohes Maß an Stabilität für verschiedene EG50s. Der Einfluss der Untereinheit Zusammensetzung auf den Rezeptor scheinbare Affinität ist leicht mit einer Spinne Grundstück, wie in Abbildung 10veranschaulicht visualisiert.
Die Ergebnisse der zwei-Elektroden-Spannung Klemme in Xenopus Eizellen gewonnen werden oft mit Aufnahmen, die mit Patch-Clamp-Elektroden verglichen. Während es den Rahmen dieser Arbeit in einen detaillierten Vergleich zwischen diesen beiden Systemen gehen sprengen würde, können ein paar Punkte untersucht werden. Während eine Patch-Clamp in Zellen Vorteile für eine biophysikalische Charakterisierung mit einer schnellen Drug Application bietet, sind die Anforderungen komplexer als jene der zwei-Elektroden-Aufnahmen in Xenopus Eizellen. Eine erste und nicht zu vernachlässigenden Schwierigkeit ist der Ausdruck eines gegebenen Proteins mit der Notwendigkeit einer Zellkultur, eine transiente und stabile Transfektion und die Identifizierung der Zellen, die das gewünschte Konstrukt zum Ausdruck bringen. Darüber hinaus ist es unerlässlich, um den möglichen Beitrag des endogenen Ausdrucks in der betrachteten Zelle untersuchen. Darüber hinaus erfordert eine Patch-Clamp-Aufnahme einen Fachmann der Mikromanipulation unter dem Mikroskop hoher Vergrößerung durchzuführen, während diese Person auch eine angemessene Analyse während des Experiments zu bewerten, z. B. die Qualität der Dichtung durchführen muss, der Zugang Widerstand etc. im Gegensatz dazu ein zwei-Elektroden-Spannung Klemme Aufnahme, vor allem mit einem automatisierten elektrophysiologische System erfordert keine besonderen Fähigkeiten und von Laboranten durchgeführt werden kann.
Beim Erwerb einer elektrophysiologischen Set-up ist Kosten berücksichtigen sicherlich ein wichtiger Faktor, der muss sorgfältig analysiert werden. Zum Beispiel die Kosten eines automatisierten Systems relativ hoch ist, zeigt ein genauerer Vergleich, dass die Installation eines kompletten elektrophysiologische Rigs schließt Kauf von Geräten wie z. B. gute Mikromanipulatoren, ein Fernglas-Objektiv, ein Verstärker, ein perfusion System und eine Anti-Vibrationstisch, aber auch die Erfassung von Daten und Durchführung einer Analyse. Ein Kostenvergleich zwischen einer zwei-Elektroden-Spannung Klemme Set-up gegen ein Patch Clamp-Setup zeigt noch weitere Unterschiede. Darüber hinaus das automatisierte System bietet den Vorteil der vollautomatischen Anlagen und wird Tag und Nacht unbeaufsichtigt ausgeführt.
Die pharmakologischen Eigenschaften eines Stoffes werden durch seine Wirkungsweise am Rezeptor bestimmt. Zum Beispiel sind wettbewerbsfähige Inhibitoren Moleküle, die die gleichen bindungstasche oder Orthosteric Website eingeben können, wie der Agonist selbst bewirkt, einen Wettbewerb dass. Nicht-kompetitiver Hemmer sind Verbindungen, die die Rezeptoren durch die Interaktion an anderer Stelle und im Falle einer Liganden-gated Ionenkanal hemmen, die können geben Sie und blockieren die ionische Pore, zum Beispiel. Es würde den Rahmen dieser Arbeit, die verschiedenen Mechanismen der Interaktion zu untersuchen hinausgehen, aber weitere Informationen erhalten Sie aus einer pharmakologischen Lehrbuch und/oder andere Arbeiten wie Bertrand und Bertrands22.
Bei allosterische Modulatoren ändert die Verbindung bindet an einem Standort, der sich aus der Orthosteric-Website, aber die Anwesenheit des Moleküls unterscheidet der Energiebarriere zwischen den aktiven und anderen Staaten. Positive allosterische Modulatoren (PAMs) sind Verbindungen, die der Energiebarriere zu reduzieren, von der Ruhe in den aktiven Zustand und daher verstärken die Wirkung des Agonisten. Um mögliche Auswirkungen von PAM zu charakterisieren, ist es daher notwendig, um festzustellen, wenn eine Exposition gegenüber der Verbindung die Antwort auf Agonisten verbessert und, wenn ja, in welcher Konzentration. Die Experimente, dargestellt in Abbildung 11 und Abbildung 14 veranschaulichen Protokolle, die für die Charakterisierung von PAMs an den GABA-A -Rezeptoren erfolgreich eingesetzt werden können.
In einigen Fällen möglicherweise Exposition gegenüber der PAM allein ausreicht, um die Rezeptoren aktivieren. Diese Aktivität kann durch eine leichte Modifikation des hier vorgestellten experimentellen Protokolls ermittelt werden. Nämlich, kann statt mit einer Co-Anwendung des Modulators während der Exposition gegenüber der GABA, das Protokoll für die Anwendung der ersten Verbindung allein und dann im Beisein der GABA geändert werden. Eine Charakterisierung der direkten Agonist Tätigkeit wird durch die Bestimmung der Amplitude der Reaktion hervorgerufen durch die Verbindung selbst und im Vergleich zu den GABA-evozierten Strom erfolgen.
Experimente in Hirnschnitten, wie in Abbildung 7dargestellt werden verwendet, um die zusammengesetzte Aktivität auf native Rezeptoren in einem bestimmten hemmenden Kreislauf zu bestätigen, bevor wir weitermachen, in Tiermodellen und den Weg in Richtung klinischer Studien. Das relativ einfache Daten Erfassung und Analyse-Protokoll ermöglicht das Ranking von mehreren Verbindungen durch die Auswertung ihrer differentiellen modulierende Wirkung auf PS-Amplitude. Unspezifische Effekte von Verbindungen, die nicht auf das GABA-System beziehen kann auch erkannt (z. B., wenn Änderungen in der PS-Form eingehalten werden). Direkte, kann Gabaergen Neurotransmission in diesen Fällen beurteilt werden durch die Messung der Auswirkungen der Verbindungen auf die inhibitorischen postsynaptischen Ströme (IPSCs) über die ganze Zelle Patch Clamp Technik8.

Hier präsentieren wir Ihnen Protokolle für die Entdeckung von aktiven Verbindungen am GABA-A -Rezeptoren von der Bindung an die Physiologie und Pharmakologie. Bei der Suche nach neuartigen Molekülen spezifisch für GABA-A -Rezeptoren, ist es wichtig, zu definieren, so genau wie möglich, den Untertyp des Interesses und der Bewertung der Besonderheit der neu identifizierten Verbindungen (z. B.für einen Beitrag sehen, Rudolph und Knoflach1oder Sieghart2). Ein typischer Pfad in der Wirkstoffforschung und die Schritte, die erreicht werden müssen sind in Abbildung 1dargestellt.
Bindung-Assays wurden und werden noch weitgehend als der erste Schritt in der Drogeentdeckung verwendet. Im Falle von GABA-A -Rezeptoren sind sie optimiert, um Verbindungen zu identifizieren, die an der Benzodiazepin-Bindungsstelle des Rezeptors binden wo therapeutisch nützlich und sicher Medikamente binden. Andere Techniken, mit fluorometrisch bildgebenden Platte Leser (FLIPR) Membran potenziellen roten Farbstoff basierende Assays3, erkennen Verbindungen wie Barbiturate, die Bindung an weitere Standorte, die aufgrund ihrer unerwünschten Nebenwirkung Profil weniger wünschenswert sind. Darüber hinaus können die eingesetzten Farbstoffe GABA-A -Rezeptoren, so Fragen die Nützlichkeit dieser Assays für Drug Discovery4direkt aktivieren. Verbindliche Tests können nur die Beweise, die eine bestimmte Verbindung an einen spezifischen Rezeptor Klassebinden kann. In-vitro- Assays mit Zellmembranen dienen zur selektiven menschlichen GABA-A α5β3γ2-Rezeptor Liganden zu identifizieren. Transient transfizierte HEK293 Zellen mit dem Ausdruck der menschlichen GABA-A -α5β3γ2, α1β3γ2, α2β3γ2 und α3β3γ2-Rezeptoren werden verwendet, um Membranen auf diese Tests vorbereiten. Die Wirkung der Liganden wird erkannt, indem Sie messen das Funkeln von [3H] Flumazenil an die Membranrezeptoren (Hemmung der [3H] Flumazenil Bindung) gebunden. Der Hauptvorteil dieser Technik ist, dass eine rasche und effiziente Bestimmung der Verbindung-Bindungsaffinität an den Rezeptor des Interesses an den Rezeptor von Interesse finden.
Funktionelle Studien sind notwendig, um die funktionelle Aktivität der Verbindungen zu bewerten und zu eine physiologischen und pharmakologische Erklärung der Mechanismen, die durch die Bindung der Verbindungen an den Rezeptoren verursacht vorschlagen. Es ist heute anerkannt, dass funktionelleA GABA-Rezeptoren von der Baugruppe aus fünf Untereinheiten um eine Achse des Pseudosymmetry von den Ionischen Pore und ergeben sich aus der Versammlung der fünf identischen Untereinheiten gebildet führen. Die meisten der GABA-A -Rezeptoren bestehen aus zwei oder mehr verschiedenen Untereinheiten. Der großen Gehirns GABA-A -Rezeptor, zum Beispiel besteht der α1, β2 und γ2 Untereinheiten in einer Stöchiometrie von 2, 2 und 1 bzw.5,6. Eine Wiederherstellung auf einem Host wie Xenopus Eizellen oder HEK293 Zellen bietet die Möglichkeit, schnell die pharmakologischen Eigenschaften der Rezeptoren zu erkunden.
Die pharmakologischen Eigenschaften der Verbindungen werden dann mit extrazellulären Aufnahmen im Gehirn Scheiben7untersucht. Diese Methode ermöglicht eine Auseinandersetzung mit der Wirkung der Verbindungen auf Neurotransmission und bietet eine effektive Möglichkeit, die funktionellen Auswirkungen der Verbindungen im heterologen Expressionssysteme auf der Ebene der native Rezeptoren in der Gesamtwertung bestimmt bestätigen neuronale Umfeld. Gabaerge Neurotransmission kann auch auf molekularer Ebene beurteilt werden, durch die Messung der Auswirkungen der Verbindungen auf die inhibitorischen postsynaptischen Ströme (IPSCs)8. Aber das Protokoll hier verwendet und anhand der gesamten Zelle Patch Clamp Aufnahmen in Gehirnscheiben ist aufwendiger und ergibt einen geringeren Durchsatz.
Abschließend werden die Stärken und Schwächen des in-vitro- screening-Kaskade, die zur Identifizierung des α5β3γ2-selektive Liganden im Hinblick auf die verschiedenen Techniken und ihre immanente Grenzen diskutiert. Diese Arbeit soll, Experten und Laien auf dem Gebiet der GABA-A -Rezeptoren eine hilfreiche Überprüfung der Kombination der verschiedenen in-vitro- Methoden verwendet, um die Entdeckung der neuen Modulatoren dieser Liganden-gated Ion-Kanäle zu bekämpfen.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;General equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>96 well cell harvester -(Filtermate 196)&amp;nbsp;</td><td>Packard</td><td></td><td>To filter membranes with bound radioligand</td></tr><tr><td>Microtiter plate liquid scintillation counter (Top Count NXT)</td><td>Packard</td><td></td><td>Microplate Scintillation and Luminescence counter</td></tr><tr><td>Vial liquid scintillation counter (Beta-Couter 2500 TR)</td><td>Packard</td><td></td><td>Vial Scintillation and Luminescence counter</td></tr><tr><td>Liquid&amp;nbsp; handler (Biomek 2000)</td><td>Beckman coulter</td><td></td><td>To prepare compound dilutions</td></tr><tr><td>Vortex (Vortex Genie 2)</td><td>Scientific industries Inc.</td><td></td><td>To mix compound stock solutions</td></tr><tr><td>Tissue homogenizer (Polytron PT1200E)</td><td>Kinematica AG</td><td></td><td>To resuspend the membrane preparations</td></tr><tr><td>XLfit5 software</td><td>Microsoft Excel&lt;br/&gt; &amp;nbsp;add-on by IDBS</td><td></td><td>Curve fitting software</td></tr><tr><td>Smart Pull</td><td>UniPix</td><td>-</td><td>Electrode Puller</td></tr><tr><td>RoboInject</td><td>MultiChannel Systems</td><td>-</td><td>Automated Injection (Xenopus Oocytes)</td></tr><tr><td>HiClamp</td><td>MultiChannel Systems</td><td>-</td><td>Automated Voltage Clamp (&lt;em&gt;Xenopus&lt;/em&gt; Ooocytes)</td></tr><tr><td>DataMining</td><td>MultiChannel Systems</td><td>-</td><td>Data Analysis Software</td></tr><tr><td>DataMerger</td><td>MultiChannel Systems</td><td>-</td><td>Data Processing Software</td></tr><tr><td>Digidata 1550</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td>Low noise data acquisition system</td></tr><tr><td>CyberAmp 380 or equivalent</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td>Programmable Signal Conditioner</td></tr><tr><td>pClamp program suite</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td>Software for data acquisition and analysis software</td></tr><tr><td>Antivibraton table&amp;nbsp;</td><td>TMC</td><td></td><td>To avoid microelectrode vibrations&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Patchstar Micromanipulators</td><td>Scientifica</td><td></td><td>To accurately position microelectrodes in brain slices</td></tr><tr><td>Faraday Cage&amp;nbsp;</td><td>Sutter Instruments</td><td></td><td>To isolate recordings from noise</td></tr><tr><td>McIlwain Tissue Chopper</td><td>Campden Instruments LTD&amp;nbsp;</td><td></td><td>To prepare brain slices</td></tr><tr><td>Borosilicate glass micropipette&amp;nbsp;</td><td>Warner Instruments</td><td>GC150TF-10</td><td>To record extracellular potentials in brain slices</td></tr><tr><td>Twisted pair, platinum iridium wires stimulation electrode</td><td>World Precision Instruments</td><td></td><td>To stimulate the brain slices with current</td></tr><tr><td>Stimulus generator for current and voltage driven stimulation</td><td>MultiChannel Systems</td><td>STG4000</td><td>Delivers the current to the stimulation electrode</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Plasticware&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microtiter plate round bottom</td><td>Corning</td><td>#3365</td><td>Used for the binding assay</td></tr><tr><td>GF/C glassfibre filter-bottom 96-well microplate with 1.2 &amp;micro;m poresize, for cell harvesting assays using a vacuum manifoldwell filter&amp;nbsp;</td><td>Packard&amp;nbsp;</td><td>#6005174</td><td>used for the binding assay</td></tr><tr><td>50 mL Tubes</td><td>Falcon&amp;nbsp;</td><td>#352070</td><td>used for the binding assay</td></tr><tr><td>Safe-lock tubes 1.5 mL</td><td>Eppendorf</td><td>#0030 120086</td><td>used for the binding assay</td></tr><tr><td>Safe-lock tubes 2 mL</td><td>Eppendorf</td><td>#0030 120094</td><td>used for the binding assay</td></tr><tr><td>Shipping tubes 180 mL&amp;nbsp;</td><td>Semadeni Europe AG&amp;nbsp;</td><td>#3722</td><td>used for the binding assay</td></tr><tr><td>Pony vial Polyethylene 6 mL&amp;nbsp;</td><td>Perkin Elmer&amp;nbsp;</td><td>#6013329</td><td>used for the binding assay</td></tr><tr><td>Top Seal&amp;nbsp;</td><td>Perkin Elmer&amp;nbsp;</td><td>#60051859</td><td>used for the binding assay</td></tr><tr><td>Spinner Flask</td><td>Bellco</td><td>BELLCO # 1965-00100</td><td>Spinner Flask</td></tr><tr><td>96&amp;nbsp; Well Plate (Conical)</td><td>Thermo Scientific Milian</td><td>56368</td><td>Injection plate for the oocytes</td></tr><tr><td>96&amp;nbsp; Well Plate (Flat bottom)</td><td>Corning (Vitaris Switzerland)</td><td>3364-cor</td><td>Compound Plate for the HiClamp</td></tr><tr><td>Glass capillary&amp;nbsp;</td><td>Hilgenberg (Germany)</td><td>-</td><td>borosilicate glass 1.2 O.D. 0.76 I.D. with filament</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;RNA preparation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ambion mMessage mMachine</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td></td><td>for the &lt;em&gt;in vitro&lt;/em&gt; synthesis</td></tr><tr><td>Chemicals</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Assay buffer: KCl 5 mM; CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 1.25 mM; MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 1.25 mM; NaCl 120 mM; Tris 15 mM pH adjust with HCl to 7.4; store up to 3 months at 4 &amp;deg;C.</td><td></td><td></td><td>Used for binding assay</td></tr><tr><td>Washing buffer: Tris 50 mM -HCl pH 7.4; store at 4 &amp;deg;C.</td><td></td><td></td><td>Used for binding assay</td></tr><tr><td>Stock solution of test compounds 10 mM in DMSO</td><td></td><td></td><td>Used for binding assay</td></tr><tr><td>Flumazenil (RO0151788) 10 mM in DMSO</td><td></td><td></td><td>Used for binding assay</td></tr><tr><td>Diazepam 4 mM in DMSO</td><td></td><td></td><td>Used for binding assay</td></tr><tr><td>[&lt;sup&gt;3&lt;/sup&gt;H]-Flumazenil 60-85 Ci/mmol in Ethanol; store at -20 &amp;deg;C</td><td></td><td></td><td>Used for binding assay</td></tr><tr><td>Microscint 40&amp;nbsp;</td><td>Packard&amp;nbsp;</td><td>#6013641</td><td>Used for binding assay</td></tr><tr><td>Ultima Gold&amp;nbsp;</td><td>Perkin Elmer&amp;nbsp;</td><td>#6013329</td><td>Used for binding assay</td></tr><tr><td>MS-222</td><td>Sigma</td><td>Sigma # A5040</td><td>MS-222</td></tr><tr><td>AB/AM</td><td>Sigma</td><td>Sigma # A5955</td><td>antibiotics / antimycotics</td></tr><tr><td>Collagenase</td><td>Sigma</td><td>Sigma # C1030</td><td>Collagenase Type I</td></tr><tr><td>Rnase</td><td>Sigma</td><td>Sigma # R2020-250 mL</td><td>RNaseZAP</td></tr><tr><td>EndoFree Plasmid maxi Kit</td><td>Qiagen</td><td>Qiagen # 12362</td><td></td></tr><tr><td>Salts for artificial cerebrospinal fluid (NaCl, KCl, etc.)</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Membranes&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Frozen membrane preparations from transient or stably transfected HEK293 overexpressing different human GABA&lt;sub&gt;A&lt;/sub&gt; receptor subtypes: &amp;alpha;1&amp;beta;3&amp;gamma;2, &amp;alpha;2&amp;beta;3&amp;gamma;2, &amp;alpha;3&amp;beta;3&amp;gamma;2, &amp;alpha;5&amp;beta;3&amp;gamma;2. See Ballard &lt;em&gt;et al.&lt;/em&gt; 2009 for detailed methods.</td><td></td><td></td><td>Used for binding assay</td></tr></tbody></table>

methods for the discovery of novel compounds modulating a gamma-aminobutyric acid receptor type a neurotransmission

Dieses Manuskript stellt eine schrittweise Protokoll für das Screening bei Gamma-Aminobuttersäure Verbindungen Säure geben eine Rezeptoren (GABA-A) und deren Verwendung zur Identifizierung der neuartige Moleküle aktiv in präklinischen Tests aus einer in-vitro- rekombinante Rezeptor auf ihre pharmakologischen Wirkungen auf native Rezeptoren im Nagetier Gehirnscheiben. Für Verbindungen, die Bindung an die Benzodiazepin-Standort des Rezeptors ist der erste Schritt zu einem primären Bildschirm einrichten, die darin besteht, entwickeln Radioligand Bindung Assays auf Zellmembranen mit dem Ausdruck der großen GABA-A -Subtypen. Dann unter Ausnutzung der heterologen Expression Nagetier und menschlichen GABA-A -Rezeptoren im Xenopus Eizellen oder HEK-293-Zellen, ist es möglich zu erkunden, in elektrophysiologische Tests, die physiologischen Eigenschaften der verschiedenen Rezeptor Subtypen und die pharmakologischen Eigenschaften der identifizierten Verbindungen. Das Xenopus Eizelle System präsentiert hier, beginnend mit der Isolierung von der Eizellen und die Mikroinjektion mit verschiedenen mRNAs, bis die pharmakologische Charakterisierung mittels zwei-Elektroden-Spannung Klemmen. Zu guter Letzt werden Aufnahmen im Nagetier Gehirnscheiben durchgeführt beschrieben, die als sekundäre physiologischen Test verwendet werden, um die Aktivität der Moleküle auf ihre native Rezeptoren in einem genau definierten neuronale Schaltkreis zu beurteilen. Extrazelluläre Aufnahmen mit Bevölkerung Antworten von mehreren Neuronen werden zusammen mit dem Zulassungsantrag demonstriert.

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Methods for the Discovery of Novel Compounds Modulating a Gamma-Aminobutyric Acid Receptor Type A Neurotransmission

Hier präsentieren wir Ihnen Protokolle, um Verbindungen zu GABA-A -Rezeptoren von der Bindung an die Physiologie und Pharmakologie aktiv zu entdecken.

Methoden für die Entdeckung der neuartige Substanzen modulieren einen Gamma - Aminobuttersäure-Rezeptor geben eine Neurotransmission

This manuscript presents a step-by-step protocol for screening compounds at gamma-aminobutyric acid type A (GABAA) receptors and its use towards the ...

methods-for-discovery-novel-compounds-modulating-gamma-aminobutyric

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Serie: Methods for the Discovery of Novel Compounds Modulating a Gamma-Aminobutyric Acid Receptor Type A Neurotransmission

Rodent Brain Microinjection to Study Molecular Substrates of Motivated Behavior

Brain microinjection can aid elucidation of the molecular substrates of complex behaviors, such as motivation. For this purpose rodents can serve as appropriate models, partly because the response to behaviorally relevant stimuli and the circuitry parsing stimulus-action outcomes is astonishingly similar between humans and rodents. In studying molecular substrates of complex behaviors, the microinjection of reagents that modify, augment, or silence specific systems is an invaluable technique. However, it is crucial that the microinjection site is precisely targeted in order to aid interpretation of the results. We present a method for the manufacture of surgical implements and microinjection needles that enables accurate microinjection and unlimited customizability with minimal cost. Importantly, this technique can be successfully completed in awake rodents if conducted in conjunction with other JoVE articles that covered requisite surgical procedures. Additionally, there are many behavioral paradigms that are well suited for measuring motivation. The progressive ratio is a commonly used method that quantifies the efficacy of a reinforcer to maintain responding despite an (often exponentially) increasing work requirement. This assay is sensitive to reinforcer magnitude and pharmacological manipulations, which allows reinforcing efficacy and/ or motivation to be determined. We also present a straightforward approach to program operant software to accommodate a progressive ratio reinforcement schedule.

Rodents are an appropriate model to investigate the molecular substrates of behavior and complex psychiatric disorders. Brain microinjection in awake rodents can be used to elucidate disease substrates. An efficient and customizable brain microinjection method as well as the execution of an operant paradigm that quantifies motivation is presented.

Nagetier Gehirn-Mikroinjektion, um molekulare Substrate motiviertes Verhalten Studieren

Brain microinjection can aid elucidation of the molecular substrates of complex behaviors, such as motivation. For this purpose rodents can serve as ...

Forschung

Verhalten

Vibrodissociation of Neurons from Rodent Brain Slices to Study Synaptic Transmission and Image Presynaptic Terminals

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of interest. This allows for examination of synaptic transmission under conditions where the extracellular and postsynaptic intracellular environments can be well controlled. A vibration-based technique without the use of proteases, known as vibrodissociation, is the most popular technique for mechanical isolation. A micropipette, with the tip fire-polished to the shape of a small ball, is placed into a brain slice made from a P1-P21 rodent. The micropipette is vibrated parallel to the slice surface and lowered through the slice thickness resulting in the liberation of isolated neurons. The isolated neurons are ready for study within a few minutes of vibrodissociation. This technique has advantages over the use of primary neuronal cultures, brain slices and enzymatically isolated neurons including: rapid production of viable, relatively mature neurons suitable for electrophysiological and imaging studies; superior control of the extracellular environment free from the influence of neighboring cells; suitability for well-controlled pharmacological experiments using rapid drug application and total cell superfusion; and improved space-clamp in whole-cell recordings relative to neurons in slice or cell culture preparations. This preparation can be used to examine synaptic physiology, pharmacology, modulation and plasticity. Real-time imaging of both pre- and postsynaptic elements in the living cells and boutons is also possible using vibrodissociated neurons. Characterization of the molecular constituents of pre- and postsynaptic elements can also be achieved with immunological and imaging-based approaches.

This report demonstrates a technique for mechanical isolation of individual viable neurons retaining attached presynaptic boutons. Vibrodissociated neurons have the advantages of rapid production, excellent pharmacological control and improved space-clamp without influence from neighboring cells. This method can be used for imaging of synaptic elements and patch-clamp recording.

Vibrodissociation von Neuronen aus Nager Hirnschnitten zu Study Synaptic Transmission and Image präsynaptischen

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of ...

Neurowissenschaften

Monitoring GPCR-&#946;-arrestin1/2 Interactions in Real Time Living Systems to Accelerate Drug Discovery

Interactions between G-protein coupled receptors (GPCRs) and &#946;-arrestins are vital processes with physiological implications of great importance. Currently, the characterization of novel drugs towards their interactions with &#946;-arrestins and other cytosolic proteins is extremely valuable in the field of GPCR drug discovery particularly during the study of GPCR biased agonism. Here, we show the application of a novel structural complementation assay to accurately monitor receptor-&#946;-arrestin interactions in real time living systems. This method is simple, accurate and can be easily extended to any GPCR of interest and also it has the advantage that it overcomes unspecific interactions due to the presence of a low expression promoter present in each vector system. This structural complementation assay provides key features that allow an accurate and precise monitoring of receptor-&#946;-arrestin interactions, making it suitable in the study of biased agonism of any GPCR system as well as GPCR c-terminus &#8216;phosphorylation codes&#8217; written by different GPCR-kinases (GRKs) and post-translational modifications of arrestins that stabilize or destabilize the receptor-&#946;-arrestin complex.

GPCR-&#946;-arrestin interactions are an emerging field in GPCR drug discovery. Accurate, precise and easy to set up methods are necessary to monitor such interactions in living systems. We show a structural complementation assay to monitor GPCR-&#946;-arrestin interactions in real time living cells, and it can be extended to any GPCR.

Überwachung von GPCR---Arrestin1/2-Interaktionen in Echtzeit-Lebenssystemen zur Beschleunigung der Arzneimittelentdeckung

Interactions between G-protein coupled receptors (GPCRs) and &#946;-arrestins are vital processes with physiological implications of great importance. ...

Biochemie

Using an &#945;-Bungarotoxin Binding Site Tag to Study GABA A Receptor Membrane Localization and Trafficking

It is increasingly evident that neurotransmitter receptors, including ionotropic GABA A receptors (GABAAR), exhibit highly dynamic trafficking and cell surface mobility1-7. To study receptor cell surface localization and endocytosis, the technique described here combines the use of fluorescent &#945;-bungarotoxin with cells expressing constructs containing an &#945;-bungarotoxin (Bgt) binding site (BBS). The BBS (WRYYESSLEPYPD) is based on the &#945; subunit of the muscle nicotinic acetylcholine receptor, which binds Bgt with high affinity8,9. Incorporation of the BBS site allows surface localization and measurements of receptor insertion or removal with application of exogenous fluorescent Bgt, as previously described in the tracking of GABAA and metabotropic GABAB receptors2,10. In addition to the BBS site, we inserted a pH-sensitive GFP (pHGFP11) between amino acids 4 and 5 of the mature GABAAR subunit by standard molecular biology and PCR cloning strategies (see Figure 1)12. The BBS is 3&#39; of the pH-sensitive GFP reporter, separated by a 13-amino acid alanine/proline linker. For trafficking studies described in this publication that are based on fixed samples, the pHGFP serves as a reporter of total tagged GABAAR subunit protein levels, allowing normalization of the Bgt labeled receptor population to total receptor population. This minimizes cell to cell Bgt staining signal variability resulting from higher or lower baseline expression of the tagged GABAAR subunits. Furthermore the pHGFP tag enables easy identification of construct expressing cells for live or fixed imaging experiments.

Here we demonstrate the use of fluorescent Alexa dye coupled to &#945;-bungarotoxin to measure GABA A receptor surface localization and endocytosis in hippocampal neurons. Through the use of constructs bearing a short extracellular tag that binds &#945;-bungarotoxin, analysis of plasma membrane protein endocytic trafficking can be achieved.

Mit Hilfe eines α-Bungarotoxin Binding Site Tag an GABA A-Rezeptor-Membranlokalisierung und Handel Studieren

It is increasingly evident that neurotransmitter receptors, including ionotropic GABA A receptors (GABAAR), exhibit highly dynamic trafficking and cell ...

Inhibitory Synapse Formation in a Co-culture Model Incorporating GABAergic Medium Spiny Neurons and HEK293 Cells Stably Expressing GABAA Receptors

Inhibitory neurons act in the central nervous system to regulate the dynamics and spatio-temporal co-ordination of neuronal networks. GABA (&#947;-aminobutyric acid) is the predominant inhibitory neurotransmitter in the brain. It is released from the presynaptic terminals of inhibitory neurons within highly specialized intercellular junctions known as synapses, where it binds to GABAA receptors (GABAARs) present at the plasma membrane of the synapse-receiving, postsynaptic neurons. Activation of these GABA-gated ion channels leads to influx of chloride resulting in postsynaptic potential changes that decrease the probability that these neurons will generate action potentials. 
During development, diverse types of inhibitory neurons with distinct morphological, electrophysiological and neurochemical characteristics have the ability to recognize their target neurons and form synapses which incorporate specific GABAARs subtypes. This principle of selective innervation of neuronal targets raises the question as to how the appropriate synaptic partners identify each other. 
To elucidate the underlying molecular mechanisms, a novel in vitro co-culture model system was established, in which medium spiny GABAergic neurons, a highly homogenous population of neurons isolated from the embryonic striatum, were cultured with stably transfected HEK293 cell lines that express different GABAAR subtypes. Synapses form rapidly, efficiently and selectively in this system, and are easily accessible for quantification. Our results indicate that various GABAAR subtypes differ in their ability to promote synapse formation, suggesting that this reduced in vitro model system can be used to reproduce, at least in part, the in vivo conditions required for the recognition of the appropriate synaptic partners and formation of specific synapses. Here the protocols for culturing the medium spiny neurons and generating HEK293 cells lines expressing GABAARs are first described, followed by detailed instructions on how to combine these two cell types in co-culture and analyze the formation of synaptic contacts.

Inhibitory Synapse Formation in a Co-culture Model Incorporating GABAergic Medium Spiny Neurons and HEK293 Cells Stably Expressing GABAA Receptors

The molecular mechanisms that co-ordinate the formation of inhibitory GABAergic synapses during ontogeny are largely unknown. To study these processes,we have developed a co-culture model system which incorporates embryonic medium spiny GABAergic neurons cultured together with stably transfected human embryonic kidney 293 (HEK293) cells expressing functional GABAA receptors.

Hemmende Synapse Formation in einer Co-Kultur Modell mit GABAergen mittelgroßen Projektionsneuronen und HEK293-Zellen, die GABA<sub&gt; A</sub&gt; Receptors

Inhibitory neurons act in the central nervous system to regulate the dynamics and spatio-temporal co-ordination of neuronal networks. GABA ...

A High-throughput Calcium-flux Assay to Study NMDA-receptors with Sensitivity to Glycine/D-serine and Glutamate

N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptors (NMDAR) are classified as ionotropic glutamate receptors and have critical roles in learning and memory. NMDAR malfunction, expressed as either over- or under-activity caused by mutations, altered expression, trafficking, or localization, can contribute to numerous diseases, especially in the central nervous system. Therefore, understanding the receptor&#39;s biology as well as facilitating the discovery of compounds and small molecules is crucial in ongoing efforts to combat neurological diseases. Current approaches to studying the receptor have limitations including low throughput, high cost, and the inability to study its functional abilities due to the necessary presence of channel blockers to prevent NMDAR-mediated excitotoxicity. Additionally, the existing assay systems are sensitive to stimulation by glutamate only and lack sensitivity to stimulation by glycine, the other co-ligand of the NMDAR. Here, we present the first plate-based assay with high-throughput power to study an NMDA receptor with sensitivity to both co-ligands, glutamate and D-serine/glycine. This approach allows the study of different NMDAR subunit compositions and allows functional studies of the receptor in glycine- and/or glutamate-sensitive modes. Additionally, the method does not require the presence of inhibitors during measurements. The effects of positive and negative allosteric modulators can be detected with this assay and the known pharmacology of NMDAR has been replicated in our system. This technique overcomes the limitations of existing methods and is cost-effective. We believe that this novel technique will accelerate the discovery of therapies for NMDAR-mediated pathologies.

The goal of this protocol is to facilitate the study of NMDA-receptors (NMDAR) at a larger scale and allow the examination of modulatory effects of small molecules and their therapeutic applications.

Eine Hochdurchsatz-Kalzium-Flux-Assay, NMDA-Rezeptoren mit Sensibilität für Glycin/D-Serin und Glutamat zu studieren

N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptors (NMDAR) are classified as ionotropic glutamate receptors and have critical roles in learning and memory. NMDAR ...

Autoradiography as a Simple and Powerful Method for Visualization and Characterization of Pharmacological Targets

In vitro autoradiography aims to visualize the anatomical distribution of a protein of interest in tissue from experimental animals as well as humans. The method is based on the specific binding of a radioligand to its biological target. Therefore, frozen tissue sections are incubated with radioligand solution, and the binding to the target is subsequently localized by the detection of radioactive decay, for example, by using photosensitive film or phosphor imaging plates. Resulting digital autoradiograms display remarkable spatial resolution, which enables quantification and localization of radioligand binding in distinct anatomical structures. Moreover, quantification allows for the pharmacological characterization of ligand affinity by means of dissociation constants (Kd), inhibition constants (Ki) as well as the density of binding sites (Bmax) in selected tissues. Thus, the method provides information about both target localization and ligand selectivity. Here, the technique is exemplified with autoradiographic characterization of the high-affinity &#947;-hydroxybutyric acid (GHB) binding sites in mammalian brain tissue, with special emphasis on methodological considerations regarding the binding assay parameters, the choice of the radioligand and the detection method.

The method of autoradiography is routinely used to study binding of radioligands to tissue sections for determination of qualitative or quantitative pharmacology.

Autoradiographie als eine einfache und leistungsfähige Methode zur Visualisierung und Charakterisierung von pharmakologischen Ziele

In vitro autoradiography aims to visualize the anatomical distribution of a protein of interest in tissue from experimental animals as well as humans. The ...

A High-content Assay for Monitoring AMPA Receptor Trafficking

Postsynaptic trafficking of receptors to and from the cell surface is an important mechanism by which neurons modulate their responsiveness to different stimuli. The &#945;-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic acid (AMPA) receptors, which are responsible for fast excitatory synaptic transmission in neurons, are trafficked to and from the postsynaptic surface to dynamically alter neuronal excitability. AMPA receptor trafficking is essential for synaptic plasticity and can be disrupted in neurological disease. However, prevalent approaches for quantifying receptor trafficking ignore entire receptor pools, are overly time- and labor-intensive, or potentially disrupt normal trafficking mechanisms and therefore complicate the interpretation of resulting data. We present a high-content assay for the quantification of both surface and internal AMPA receptor populations in cultured primary hippocampal neurons using dual fluorescent immunolabeling and a near-infrared fluorescent 96-well microplate scanner. This approach facilitates the rapid screening of bulk internalized and surface receptor densities while minimizing sample material. However, our method has limitations in obtaining single-cell resolution or conducting live cell imaging. Finally, this protocol may be amenable to other receptors and different cell types, provided proper adjustments and optimization.

Neuronal excitability can be modulated through a dynamic process of endo- and exocytosis of excitatory ionotropic glutamate receptors. Described here is an accessible, high-content assay for quantifying surface and internal receptor population pools.

Ein High-Content-Assay für die Überwachung der AMPA Rezeptor Menschenhandel

Postsynaptic trafficking of receptors to and from the cell surface is an important mechanism by which neurons modulate their responsiveness to different ...

A Plate-Based Assay for the Measurement of Endogenous Monoamine Release in Acute Brain Slices

Monoamine neurotransmitters are associated with numerous neurologic and psychiatric ailments. Animal models of such conditions have shown alterations in monoamine neurotransmitter release and uptake dynamics. Technically complex methods such as electrophysiology, Fast Scan Cyclic Voltammetry (FSCV), imaging, in vivo&#160;microdialysis, optogenetics, or use of radioactivity are required to study monoamine function. The method presented here is an optimized two-step approach for detecting monoamine release in acute brain slices using a 48-well plate containing tissue holders for examining monoamine release, and high-performance liquid chromatography coupled with electrochemical detection (HPLC-ECD) for monoamine release measurement. Briefly, rat brain sections containing regions of interest, including prefrontal cortex, hippocampus, and dorsal striatum were obtained using a tissue slicer or vibratome. These regions of interest were dissected from the whole brain and incubated in an oxygenated physiological buffer. Viability was examined throughout the experimental time course, by 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide (MTT) assay. The acutely dissected brain regions were incubated in varying drug conditions that are known to induce monoamine release through the transporter (amphetamine) or through the activation of exocytotic vesicular release (KCl). After incubation, the released products in the supernatant were collected and analyzed through an HPLC-ECD system. Here, basal monoamine release is detected by HPLC from acute brain slices. This data supports previous in vivo and in vitro results showing that AMPH and KCl induce monoamine release. This method is particularly useful for studying mechanisms associated with monoamine transporter-dependent release and provides an opportunity to screen compounds affecting monoamine release in a rapid and low-cost manner.

This method introduces a simple technique for the detection of endogenous monoamine release using acute brain slices. The setup uses a 48-well plate containing a tissue holder for monoamine release. Released monoamine is analyzed by HPLC coupled with electrochemical detection. Additionally, this technique provides a screening method for drug discovery.

Ein plattenbasierter Assay zur Messung der endogenen Monoaminfreisetzung in akuten Hirnschnitten

Monoamine neurotransmitters are associated with numerous neurologic and psychiatric ailments. Animal models of such conditions have shown alterations in ...

Microtransplantation of Synaptic Membranes to Reactivate Human Synaptic Receptors for Functional Studies

Excitatory and inhibitory ionotropic receptors are the major gates of ion fluxes that determine the activity of synapses during physiological neuronal communication. Therefore, alterations in their abundance, function, and relationships with other synaptic elements have been observed as a major correlate of alterations in brain function and cognitive impairment in neurodegenerative diseases and mental disorders. Understanding how the function of excitatory and inhibitory synaptic receptors is altered by disease is of critical importance for the development of effective therapies. To gain disease-relevant information, it is important to record the electrical activity of neurotransmitter receptors that remain functional in the diseased human brain. So far this is the closest approach to assess pathological alterations in receptors' function. In this work, a methodology is presented to perform microtransplantation of synaptic membranes, which consists of reactivating synaptic membranes from snap frozen human brain tissue containing human receptors, by its injection and posterior fusion into the membrane of Xenopus laevis oocytes. The protocol also provides the methodological strategy to obtain consistent and reliable responses of &#945;-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic acid (AMPA) and &#947;-aminobutyric acid (GABA) receptors, as well as novel detailed methods that are used for normalization and rigorous data analysis.

The protocol demonstrates that by performing microtransplantation of synaptic membranes into Xenopus laevis oocytes, it is possible to record consistent and reliable responses of &#945;-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic acid and &#947;-aminobutyric acid receptors.

Mikrotransplantation synaptischer Membranen zur Reaktivierung humaner synaptischer Rezeptoren für funktionelle Studien

Excitatory and inhibitory ionotropic receptors are the major gates of ion fluxes that determine the activity of synapses during physiological neuronal ...