Os autores agradecer Judith Lengyel, Maria Karg, Grégoire Friz, Rachel Haab, Marie Claire Pflimlin da Roche e Tifany Schaer e Deborah Paolucci de HiQScreen por sua excelente assistência técnica.

Xenopus laevis são alojados e tratadas de acordo com as diretrizes de Animal do Cantão de Genebra.
1. radioligantes vinculação
<ol><li>
Preparação da placa de ensaio
	<ol>
<li>Prepare-se 1,5 L de buffer de ensaio com 5 mM KCl, 1,25 mM CaCl2, 1,25 mM MgCl2, 120 mM de NaCl e 15 mM Tris; ajuste o pH com HCl a 7,4.</li>
		<li>Prepare os compostos para ser testado na 50.76 µM (por exemplo, um composto em 10 milímetros em um buffer de ensaio 980 µ l em um tubo de microcentrifugadora 5 µ l). Misture bem, usando uma máquina de vórtice em alta velocidade para 2-5 s.</li>
		<li>Prepare uma diluição prévia do flumazenil composto de referência por pipetagem 1 µ l do composto (10 mM) para 1.970 µ l de buffer de ensaio. Misture bem, usando uma máquina de vórtice em alta velocidade para 2-5 s.</li>
		<li>Diluir uma solução stock de flumazenil [3H] com o buffer de ensaio a 4 ° C a 4 nM em um tubo de polipropileno de 50 mL.</li>
		<li>Pipete 50 µ l/poço de buffer de ensaio para as colunas 1 e 3 – 11 de uma microplaca de 96 poços, conforme representado na Figura 2o layout da placa.</li>
		<li>Pipetar 73.2 µ l dos compostos diluído a 50.76 µM (ver passo 1.1.2) na coluna 12 da placa.</li>
		<li>Diluir cada composto, usando uma progressão geométrica sobre 9 passos (1E-10 – 1E–06 M), com um volume de transferência µ l 23,12 e preenchimento de colunas 3-11. Homogeneiza a diluição. Mude a ponta após cada diluição.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Diluir as membranas celulares
	<ol>
<li>Descongelar as membranas celulares anteriormente isoladas de um receptor de GABAA humana overexpressing HEK293 (0.025-0,15 mg/mL) para obter 80 mL à temperatura ambiente (RT) e transferir a suspensão para o buffer de ensaio a 4 ° C.</li>
		<li>Ressuspender a solução de membrana ainda a 4 ° C com um homogeneizador de 30 – 40 s a 10.000 – 12.000 rpm.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Diluir o diazepam para o controle de ligação não-específica (NSB)
	<ol>
<li>Dilua uma solução stock de diazepam de 4mm com o buffer de ensaio a uma concentração de 40 µM em 5 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Iniciar a reação
	<ol>
<li>Pipetar 50 µ l de 4 nM [3H] flumazenil para cada poço da placa de 96 poços e mantê-lo em um recipiente de água gelada.</li>
		<li>Adicione 100 µ l da preparação de membranas de subtipo de receptor GABAA ter uma concentração de proteína de 0,5 mg/mL.</li>
		<li>Pipete 50 µ l de 40 diazepam µM para coluna 2.</li>
		<li>Incube a placa por 1h no gelo.</li>
		<li>Adicionar 50 µ l de buffer de ensaio em cada poço de uma placa de 96 poços filtro para separação de membrana subsequentes e medição da radioactividade e parar a reação depois.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Parar a reação
	<ol>
<li>Prepare um tampão de lavagem com 50 mM Tris-HCl, pH 7,4.</li>
		<li>Filtre a solução usando uma colhedora de célula de 96 poços. Lavar a placa 3 x com 300 µ l de tampão de lavagem gelada por bem.</li>
		<li>Selar o fundo do prato com um filme plástico e adicionar 40 µ l de coquetel para líquido de cintilação cintilação contando em cada bem e limpe-a com etanol 70%.</li>
		<li>Agite suavemente a placa pelo menos 1 h no RT Deixe pelo menos mais uma hora no RT</li>
		<li>Medir a radioactividade (em CPM), colocando a placa em um contador de cintilação. Permita uma medição para 3 min por bem.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Análise de dados
	<ol>
<li>Determine que a média para o 8 repetições de ligação não-específica (NSB) e a total vinculação (TB) bem como quanto a duplicatas ou triplica das amostras. Calcule a % de ligação específica (SB) para a média de cada amostra de acordo com a seguinte equação: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq1.jpg"> Aqui, SB total = a TB significa menos a dizer NSB.</li>
		<li>Lote em abcissa o SB % versus em ordenadas as concentrações do inibidor. Ajuste os dados usando a equação de análise de concorrência de único site: <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq2.jpg"> Aqui, y = o % do SB, A = o mínimo de y, B = o máximo de y, C = o IC50, X = log10 da concentração do composto concorrente, D = o declive da curva (um coeficiente de Hill).</li>
		<li>Calcular a afinidade de ligação (Ki) usando a meia concentração inibitória máxima (IC50), a constante de dissociação (Kd) de flumazenil [3H] sobre as respectivas membranas9e a concentração de [3H] flumazenil no ensaio de acordo com a seguinte equação de dados usando: <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq3.jpg">
</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. receptor expressão e gravações em oócitos de Xenopus
<ol><li>Ovários de colheita e preparação do oócito
	<ol>
<li>Preparar a solução estéril de Barth com 88 mM de NaCl, 1 mM KCl, 2,4 mM NaHCO3, 10 mM HEPES, 0,82 mM MgSO4.7h2O, 0,33 mM Ca (NO3)2.4h2O e 0,41 mM CaCl2.6h2O, pH 7,4 , suplementado com 100 unidades/mL de penicilina, de 100 µ g/mL Estreptomicina e de 0,25 µ g/mL de anfotericina b.</li>
		<li>Prepare o suporte de x OR2 1 (não CaCl2) com 88,5 mM NaCl, KCl de 2,5 mM, 5 mM HEPES, 1 mM MgCl2.6h2O, pH 7,4.</li>
		<li>Sacrifício uma Xenopus Laevis fêmea por anestesia profunda por 20 min em refrigeração tricaina Metanossulfonato (em uma concentração de 150 mg/L, ajustada a pH 7,4) e bicarbonato de sódio (300 mg/L) seguido por decapitação.</li>
		<li>Colher os ovários rapidamente com uma tesoura limpa e fórceps e colocá-los em 2 pratos de Petri (10 cm) preenchido com 40 mL de 1x solução Barth e antibióticos/antimicótico.</li>
		<li>Armazenar os ovários não-dissociado por até 2 semanas em solução de Barth a 4 ° C.</li>
		<li>Para a dissociação, cortar os ovários com uma lâmina de barbear limpo em pequenas fracções (1 a 2 cm3) e incube-os em 50 mL de meio de OR2 sem CaCl2 (OR2-noCaCl2) contendo 0,2% colagenase (tipo I) 17 – 19 ° c em um girador de 100ml balão com uma agitação lenta para 4-5 h.. verificar se a Barra magnética está colocado a aproximadamente 3 a 5 cm acima do fundo do frasco para evitar o esmagamento de oócitos girador.</li>
		<li>Após 4-5 h, verificar que a maioria dos oócitos é libertada de seu folículo (ou seja, eles nadam ao redor individualmente). Lavá-los 5x com 200 mL de OR2 suplementado com 1,8 mM CaCl2.</li>
		<li>Transferi o defolliculated ovócitos para pratos de Petri (10 cm) preenchido com solução de Barth e antibióticos/antimicóticos e mantém-los pelo menos durante a noite a 17 ° C, antes da injeção do cDNA ou mRNA.</li>
		<li>No dia seguinte, selecione, no âmbito de um binóculo, um oócito saudável, apresentando uma clara e distinta animal contra um polo vegetal (marrom escuro para o polo animal contra luz amarela para o polo vegetal). Use limpas pipetas Pasteur e elimine-os oócitos um por um em um prato bem estéril de cônico 96-injeção. Nota: Nenhum cuidado especial é necessário na colocação de oócitos para as injeções de mRNA; Considerando que, para as injeções de cDNA, é indispensável para orientar os oócitos com polo animal virado para cima.</li>
	</ol></li>
	<li>injeção automática do mRNA ou do cDNA
	<ol>
<li>Sintetiza os mRNAs usando um kit disponível comercialmente, seguindo as instruções recomendadas. Limpe os instrumentos e a mesa com RNase e utilize as luvas de proteção adequadas. Nota: A qualidade do mRNA é determinante para render uma boa expressão, e é indispensável para evitar a degradação do mRNA durante o procedimento de injeção.</li>
		<li>Preparar os cDNAs usando um kit disponível comercialmente e dissolver em água bidestilada uma concentração de 0,2 µ g / µ l, a quantidade desejada.</li>
		<li>Injetar nL 10 – 50 da solução do mRNA em uma concentração de 0,2 µ g / µ l ou 10 nL de cDNA solução em concentrações que variam de 0,02-0,2 µ g / µ l, de preferência em lotes de 95 ovócitos.</li>
		<li>Para a membrana proteínas que requerem múltiplas subunidades (ou seja, receptores de GABAA heteromeric α1β2γ2), misturar os mRNAs correspondentes ou cDNAs na proporção desejada (ou seja, 1:1:1 ou 1:10:1).</li>
		<li>Manter o oócito a 17 ° C para evitar a expressão de proteínas de choque do calor por oócitos; armazene a microplaca em uma área de armazenamento thermo-controlado.</li>
		<li>Dissolver os compostos de teste que foram testados positivo no ensaio de ligação em OR2 em 0.1 – 1.000 µM para gravações eletrofisiológicas e descartá-los fora em uma placa de polipropileno de fundo chato de 96 poços.</li>
	</ol></li>
	<li>Plasmídeos de expressão
	<ol>
<li>Siga os manuais de instrução de kits comercialmente disponíveis para a síntese de mRNA com promotores T7 ou T6 bacterianas e fazer 20 µ l de uma solução a 0,2 µ g / µ l em água livre de RNase.</li>
		<li>Prepare pelo menos 20 µ l de uma solução que contém um vetor de expressão eucariota para a expressão do cDNA, normalmente em 0,2 µ g / µ l dissolvido em água bidestilada.</li>
	</ol></li>
	<li>Microinjeção no oócito e visualização da sua qualidade
	<ol>
<li>Injetar nL 10 – 50 da solução contendo o plasmídeo (ver passo 2.3.1 ou 2.3.2) usar uma agulha de micro-injeção de vidro com um diâmetro de ponta que vão até 100 µm montado em um micromanipulador equipado com um sistema de ejeção de pressão ou com um sistema automatizado de injeção. Nota: No exemplo discutido aqui, oócitos são injetados por lotes de 95 com um sistema automatizado adequado para uso com cDNA ou mRNA.</li>
		<li>Enchem a agulha de injeção de 1 µ l de um corante como o azul de metileno a 1% e injetar os oócitos usando o procedimento padrão (ou no núcleo de cDNA ou no citoplasma de mRNA).</li>
		<li>Elimine os oócitos injetados por cerca de 1 min em água fervente. Corte os oócitos ao meio com uma lâmina de barbear sob um binóculo. Nota: O corante permanece localizado, como mostrado na Figura 3E, permitindo uma observação precisa da injeção.</li>
	</ol></li>
	<li>Gravações de grampo de tensão de dois-eletrodo
	<ol>
<li>Coloque a placa bem, contendo os ovócitos no sistema automatizado, que utiliza o princípio ilustrado na Figura 4. Nota: Em contraste com o sistema de braçadeira do remendo ilustrado na Figura 5, o potencial verdadeiro da membrana da célula é lido pelo eléctrodo de tensão.</li>
		<li>O sistema de gravação automatizada usando o interface baseado em ícones com, por exemplo, o esquema ilustrado na Figura 6 para a determinação da relação atividade concentração do programa.</li>
	</ol></li>
	<li>Encaixe de curva
	<ol>
<li>Analisar os resultados usando o software apropriado, utilizando a curva de ativação de concentração ilustrado, traçar a amplitude atual em função do logaritmo da concentração de agonista.</li>
		<li>Observe a curva sigmoidal que pode posteriormente ser equipada com a equação empírica de Hill na forma: <img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/57842/57842eq4.jpg"> Aqui, Y= a fração da corrente evocado, CE 50 = a concentração para uma ativação de 50%, x = concentração do composto, nH = o coeficiente de Hill ou aparente cooperatividade.</li>
		<li>Normalize as correntes de uma unidade, dividindo a amplitude de cada resposta contra o valor registado na concentração mais alta para analisar os dados obtidos de uma série de células.</li>
		<li>Determinar a média e erros padrão e perceber o encaixe de curva usando software canonicamente disponível.</li>
	</ol></li>
</ol>3. eletrofisiológicas gravações em fatias de cérebro
Nota: Fatias Hippocampal do rato são preparadas em conformidade com as diretrizes nacionais e institucionais.
<ol><li>
Preparação de fatias de hipocampo
	<ol>
<li>Preparar o dissecação artificial cerebro-líquido espinhal (dACSF) com 124 mM NaCl 124, 2.5 mM KCl, 1,25 mM KH2PO4, 2mm MgSO4.7h2O, 2,5 mM CaCl2 2 H2O, 26mm NaHCO3, glicose de 10 mM e 4 mM sacarose, câmara de gás na garrafa com uma mistura de 95% O2 e 5% de CO2.</li>
		<li>Preparar o gravação artificial cerebro-líquido espinhal (rACSF) com 124 mM NaCl, 5 mM KCl, 1,25 mM KH2PO4, 2mm MgSO4.7h2O, 2,5 mM CaCl2 2 H2O, 25mm NaHCO3e glicose 10 mM Câmara de gás na garrafa com uma mistura de 95% O2 e 5% de CO2.</li>
		<li>Anestesiar os ratos usando uma mistura de 2,5% de isoflurano e oxigênio puro e decapitá-los.</li>
		<li>Corte o couro cabeludo seguindo a linha mediana com um belo par de tesouras. Corte o crânio ao longo da linha mediana, sem danificar o tecido subjacente. Remover o crânio com uma pinça e use uma espátula bem para colher o cérebro.</li>
		<li>Coloque o cérebro na solução dACSF gaseados em RT e dissecar a formação hipocampo esquerda com uma espátula fina.</li>
		<li>Cortar fatias transversais (400 µm de espessura) da parte média do hipocampo com um helicóptero de tecido e transferi-los para a câmara de gravação com o uso de um pincel de pintura. Manter as fatias no RT por 45 min.</li>
		<li>Perfundir as fatias com o rACSF prontinha a 35 ° C e a uma taxa de 1,5 mL/min. bolha a solução com uma mistura de 95% O2 e 5% de CO2. Nota: Após esta etapa, as fatias estão prontas para os experimentos eletrofisiológicos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Gravação de pico de população
	<ol>
<li>Coloque uma fatia do cérebro para a câmara de microscópio-montado.</li>
		<li>Perfundir a fatia a uma taxa de 3 mL/min com rACSF.</li>
		<li>Puxe uma micropipeta de vidro borosilicato com o extrator de pipeta tendo uma resistência de ~ 2 MΩ. Nota: Esta micropipeta é usada como um elétrodo de gravação e é eletricamente ligada ao amplificador.</li>
		<li>Encha a micropipeta com uma solução contendo 2 M NaCl e coloque-o no suporte da pipeta do amplificador.</li>
		<li>Posição a micropipeta de gravação no estrato pyramidale na região CA1 da fatia hippocampal usando o micromanipulador certo. Nota: A localização é representada esquematicamente na Figura 7.</li>
		<li>Coloque um eletrodo bipolar isolado de platina/irídio no suporte da esquerda micromanipulador. Nota: Este eletrodo é usado como o eletrodo de estimulação e é eletricamente conectado ao gerador de estímulo.</li>
		<li>Posição do eletrodo de estimulação nas colaterais de Schaffer na região CA1 da fatia hippocampal usando o micromanipulador certo. Nota: A localização é representada esquematicamente na Figura 7.</li>
		<li>Entregar um pulso atual para o eletrodo de estimulação, usando o gerador de estímulo a cada 30 s (100 µs durações, começando em 10 µA) e aumentar gradualmente a força de estimulação até que apareça um pico de população (PS).</li>
		<li>Ajuste a força de estímulo para evocar um PS correspondente a 45% da amplitude máxima que pode ser obtido. PSs são filtrados de 2,4 KHz e digitalizados em 20 KHz usando o amplificador de sinal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Inibição de pulso emparelhado
	<ol>
<li>Prepare as fatias de cérebro (passo 3.1) e prossiga conforme descrito anteriormente (passos 3.2.1–3.2.7).</li>
		<li>Entregar dois pulsos de corrente (100 µs durações em um intervalo de 20 ms) para o eletrodo de estimulação cada 30 s usando o gerador de estímulo. Defina a força de estímulo para evocar um PS correspondente a 45% da amplitude máxima.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Composto de teste
	<ol>
<li>Fazer diluições dos compostos a ser testado em ACSF prontinha para que a concentração final de DMSO não superior a 0,1%.</li>
		<li>Adicione DMSO para a solução de controle na mesma concentração do que na solução de composto.</li>
		<li>Gravar um single (passo 3.2) ou um PS emparelhado-pulso (passo 3.3) evocada por estímulos colaterais de Schaffer cada 30 s pelo menos 30 min. A forma de PS deve ser estável durante este período de base.</li>
		<li>Prepare um copo com gaseadas rACSF contendo uma concentração fixa do composto a ser testado.</li>
		<li>Perfundir a fatia hippocampal com esta solução enquanto ainda gravava PS único ou emparelhado-pulso.</li>
		<li>Avalie a recuperação do efeito composto por perfusing a fatia com gaseadas rACSF sem o composto. Nota: Para efeitos reversíveis, o PS reverte à sua forma inicial observada durante o período de base antes da aplicação do composto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Análise de dados
	<ol>
<li>Média os PS vestígios gravados durante o experimento em blocos de 4 usando o software de análise de dados.</li>
		<li>Medir as amplitudes de PS dos traços em média.</li>
		<li>Normalize as amplitudes em percentagem dos valores de base gravada 10 min antes de perfusing um composto.</li>
		<li>Expressar os dados como média ± SEM.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rudolph, U., Knoflach, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+classical+benzodiazepines:+novel+therapeutic+potential+of+GABAA+receptor+subtypes.">Beyond classical benzodiazepines: novel therapeutic potential of GABAA receptor subtypes.</a> Nature Reviews Drug Discovery. 10, 685-697 (2011).</li><li>Sieghart, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+and+pharmacology+of+g-aminobutyric+acidA+receptor+subtypes.">Structure and pharmacology of g-aminobutyric acidA receptor subtypes.</a> Pharmacological Reviews. 47, 181-234 (1995).</li><li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high-throughput+functional+assay+for+characterization+of+g-aminobutyric+acidA+channel+modulators+using+cryopreserved+transiently+transfected+cells.">A high-throughput functional assay for characterization of g-aminobutyric acidA channel modulators using cryopreserved transiently transfected cells.</a> ASSAY and Drug Development Technologies. 6, 781-786 (2008).</li><li>Mennerick, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diverse+voltage-sensitive+dyes+modulate+GABAA+receptor+function.">Diverse voltage-sensitive dyes modulate GABAA receptor function.</a> Journal of Neuroscience. 30, 2871-2879 (2010).</li><li>Hevers, W., Luddens, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+diversity+of+GABAA+receptors.+Pharmacological+and+electrophysiological+properties+of+GABAA+channel+subtypes.">The diversity of GABAA receptors. 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Os autores Frédéric Knoflach e Maria-Clemencia Hernandez são empregados da F. Hoffmann-La Roche AG, 4070 Basel, na Suíça, uma empresa farmacêutica. O autor Daniel Bertrand é um empregado da HiQScreen Sàrl 6, rte de Compois, 1222 Vésenaz Genebra, Suíça, fornecimento de instalações de triagem às empresas farmacêuticas.

O desenvolvimento de novos compostos ativos em um canal de ligante iônicos como os receptores GABAA requer o uso de múltiplas abordagens. Normalmente, o primeiro passo é muitas vezes realizado utilizando ensaios obrigatórios; no entanto, tais medidas são insuficientes para caracterizar a atividade fisiológica de composto ou sua farmacologia precisa. Em particular, um composto que se liga a um receptor pode melhorar ou inibir sua função ou mesmo não produzir nenhum efeito funcional (ficar em silêncio) (ou seja, ligar o receptor sem modificar sua função). Assim, um teste funcional é necessário para uma caracterização completa composta.
Ensaios de vinculação: A principal vantagem do ensaio de ligação é que pode ser conduzida eficientemente em um grande número de amostras que variam até vários milhares, e que fornece afinidades de ligação para as moléculas ativas. Conforme descrito neste documento, o primeiro passo consiste em estabelecer um método para a avaliação dos subtipos de receptor desejado. Ou seja, enquanto a ligação pode ser conduzida nos receptores nativos de frações ou cérebro inteiro, tal método impedirá a determinação das afinidades em subtipos de receptores específicos. É, portanto, necessário usar sistemas de recombinação de moléculas de tela para o alvo desejado. Hoje em dia, um transfection transitória ou estável de cDNAs de subunidade do receptor desejado em linhas celulares oferece um método eficiente e confiável para expressar os subtipos de receptores de interesse (por exemplo, GABAA α5β3γ2). Ligação tradicional ensaios fazem usar de radioligands, mas hoje em dia as técnicas estão disponíveis que evitar a inconveniência de manipulação de radioatividade (por exemplo, ligação de ligante quantitativa baseada em fluorescência).
Expressão funcional em um sistema host: Para expressar genes em um sistema host, a sequência de codificação de interesse deve ser inserida em um plasmídeo que contém os promotores adequadas. Normalmente, para a síntese de mRNA em vitro , os promotores T7 ou T6 bacterianas são usados. Para uma expressão do cDNA, a transcrição do gene de interesse deve ser regulada por um promotor eucariota como CMV (Citomegalovírus) ou equivalente. Hoje em dia, vários plasmídeos, incluindo os dois promotores (i.e., pUNIV, pCMV-6AC, psf-CMV/T7, pCI-neo, pcDNA), estão disponíveis, permitindo uma síntese em vitro de mRNA ou uma expressão do cDNA, conforme mostrado na Figura 15. Uma expressão dos receptores de GABAA pode ser obtida fielmente em linhas celulares ou em oócitos de Xenopus . As vantagens principais deste último são a falta de uma expressão do receptor endógeno, a simplicidade de manipulações e a disponibilidade de um sistema automatizado para microinjeções e gravações. Os procedimentos descritos no presente protocolo ilustram a eficiência do sistema automatizado que permite a injeção de 96 oócitos em cerca de 7 min e não requer nenhuma habilidade de micromanipulação. Lembrando que um único ovário de uma Xenopus contém entre 10.000 – 30.000 ovócitos, é claro que um grande número de medições de célula pode ser realizado em uma única preparação. Além disso, como uma expressão pode ser realizada usando injeções de cDNA, o mesmo plasmídeo contendo os genes de interesse que são desenvolvidos para os experimentos de ligação pode ser usado para uma caracterização funcional sem a necessidade de mais biologia molecular manipulações.
Devido a seu grande tamanho e alta expressão de superfície, um único oócito produz um número de receptores que é aproximadamente equivalente as confluentes em uma placa de Petri de 35mm. No entanto, uma preparação de oócitos e injeção representa uma fração do custo de uma linha de celular, como os experimentos não necessitam de um meio de cultura específico e manipulações estéreis. A ativação de um único canal de GABAA produz alguns picoamperes (10-12) e correntes que variam até dezenas de microampere (10-6) registam-se facilmente em um único ovócito, que confirma a atividade concomitante de vários milhões de receptores durante uma única resposta.
Um primeiro passo para a caracterização de canais iônicos ligante é, muitas vezes, a determinação da afinidade dos receptores de aparente. As experiências que devem ser realizados consistem em aplicar uma série de pulsos de teste breve agonista e plotagem a amplitude do evocado atual ou, em certos casos, a área sob a curva (AUC) em função do logaritmo da concentração de agonista. Como é facilmente viável para microinjeção concentrações diferentes do plasmídeo e relação do mesmo lote de oócitos, este sistema de expressão é particularmente apropriado para tal uma caracterização. Além disso, uma comparação de lotes revelou um elevado grau de estabilidade para diferentes CE50s. A influência da composição na aparente afinidade do receptor, a subunidade é facilmente visualizada usando uma trama de aranha, como exemplificado na Figura 10.
Os resultados da mordaça dois-eletrodo tensão obtidos em oócitos de Xenopus são frequentemente comparados com gravações feitas usando eletrodos de braçadeira do remendo. Considerando que iria além do escopo deste trabalho entrar uma comparação detalhada entre esses dois sistemas, alguns pontos podem ser examinados. Enquanto uma braçadeira do remendo nas células oferece vantagens para uma caracterização biofísica com uma aplicação rápida da droga, seus requisitos são mais complexos do que as das gravações em oócitos de Xenopus dois-eletrodo. Uma dificuldade não negligenciável e primeira é a expressão de uma proteína dada com a necessidade de uma cultura de células, um transeunte ou transfection estável e a identificação das células que expressam a construção desejada. Além disso, é indispensável examinar a possível contribuição da expressão na célula considerada endógeno. Além disso, uma gravação de braçadeira do remendo exige uma pessoa qualificada realizar a micromanipulação sob um microscópio de alta ampliação, enquanto que a pessoa também precisa realizar uma análise adequada durante o experimento para avaliar, por exemplo, a qualidade do selo, a resistência de acesso etc , em contraste, um grampo de tensão de dois-eletrodo gravação, especialmente um usando um sistema automatizado eletrofisiológico, não requer nenhumas habilidades específicas e pode ser conduzida por técnicos de laboratório.
Ao adquirir um set-up eletrofisiológico, consideração de custo é certamente um fator importante que precisa ser analisado cuidadosamente. Por exemplo, enquanto o custo de um sistema automatizado é relativamente alto, uma comparação mais atento revela que a instalação de um equipamento completo de eletrofisiológico inclui a compra de equipamentos, tais como boas Micromanipuladores, uma lente binocular, um amplificador, uma perfusão sistema e uma tabela de antivibração, enquanto também a aquisição de dados e realizar uma análise. Uma comparação de custo entre uma tensão de dois elétrodos braçadeira set-up contra uma afinação de braçadeira do remendo revela discrepâncias ainda mais. Além disso, o sistema automatizado oferece a vantagem de equipamento totalmente automatizado e executado sem vigilância dia e noite.
As propriedades farmacológicas de um composto são determinadas pelo seu modo de ação no receptor. Por exemplo, inibidores do competidor são moléculas que podem entrar na mesma ligação de bolso, ou orthosteric local, como o agonista em si provoca uma competição. Inibidores não-competitivos são compostos que inibem os receptores interagindo em outro site e, no caso de um canal iônicos ligante, que podem entrar e bloquear o poro iônico, por exemplo. Vai além do escopo deste trabalho para examinar os diferentes mecanismos de interação, mas mais informações podem ser obtidas de um livro farmacológico e/ou de outros trabalhos como Bertrand e de Bertrand22.
No caso de moduladores alostéricos, o composto liga em um site que é distinto do site orthosteric, mas a presença da molécula modifica a barreira de energia entre os Estados ativos e outros. Moduladores alostéricos positivos (PAMs) são compostos que reduzem a barreira de energia da descansar para o estado ativo e, portanto, aumentar o efeito do agonista. Para caracterizar possíveis efeitos do PAM, é, portanto, necessário determinar se um risco sobre o composto melhora a resposta para o agonista e, em caso afirmativo, em qual concentração. Os experimentos apresentados na Figura 11 e Figura 14 ilustram os protocolos que podem ser usados com sucesso para a caracterização dos PAMs nos receptores GABAA .
Em alguns casos, a exposição para o PAM sozinho pode ser suficiente para ativar os receptores. Tal atividade pode ser determinada por uma ligeira modificação do protocolo experimental apresentado aqui. Ou seja, em vez de usar um aplicativo co do modulador durante a exposição para o GABA, o protocolo pode ser modificado para a aplicação do primeiro o composto sozinho e, em seguida, na presença do GABA. Uma caracterização da atividade agonista direta será feita pela determinação da amplitude da resposta evocada pelo composto em si e em comparação com a corrente de GABA-evocada.
Experimentos conduzidos em fatias do cérebro, tal como ilustrado na Figura 7, são usados para confirmar a atividade composta em receptores nativos em um circuito inibitório definitivo antes de prosseguir em modelos animais e ao longo da via para ensaios clínicos. O protocolo de gravação e análise de dados relativamente simples permite que o ranking de vários compostos, avaliando seu efeito diferencial moduladora na amplitude do PS. Efeitos não-específicos de compostos que não estão relacionados com o sistema GABA podem também ser detectado (por exemplo, quando são observadas alterações na forma PS). Direto, a neurotransmissão gabaérgica pode ser avaliada nestes casos medindo os efeitos dos compostos em correntes pós-sináptico inibitórios (IPSCs) usando a braçadeira de remendo de células inteiras técnica8.

Aqui, apresentamos os protocolos para a descoberta de compostos ativos nos receptores GABAA , partir de ligação para a fisiologia e farmacologia. Na busca de novas moléculas específicas para receptores GABAA , é crucial para definir, tão precisamente quanto possível, o subtipo de interesse e a avaliação da especificidade dos compostos identificados recentemente (por exemplo, para uma revisão, ver Rudolph e Knoflach1ou Sieghart2). Um caminho típico na descoberta da droga e as etapas que precisam ser alcançados são ilustrados na Figura 1.
Ensaios obrigatórios foram e são ainda largamente utilizados como o primeiro passo na descoberta da droga. No caso de receptores GABAA , eles são otimizados para identificar compostos que ligam para o sítio de ligação de benzodiazepínicos do receptor onde vincular drogas terapeuticamente útil e seguras. Outras técnicas, usando fluorométrica de imagem placa leitor (FLIPR) membrana potencial ensaios baseados em corante vermelho3, detectam compostos como barbitúricos que ligam para sites adicionais que são menos desejáveis, devido ao seu perfil de efeitos colaterais indesejado. Além disso, os corantes utilizados diretamente podem ativar receptores GABAA , assim, questionar a utilidade destes ensaios para descoberta de drogas4. Ensaios de ligação só pode fornecer a evidência de que um determinado composto pode vincular a uma classe de receptores específicos. In vitro ensaios com as membranas celulares são usados para identificar ligandos seletivos de receptores α5β3γ2 GABAA humana. Transitoriamente transfectadas células HEK293, expressando a humana GABAA α5β3γ2, α1β3γ2, α2β3γ2 e α3β3γ2 receptores são utilizadas para preparar as membranas para estes ensaios. O efeito dos ligantes é detectado pela medição da cintilação de flumazenil [3H] vinculado aos receptores de membrana (uma inibição da ligação de flumazenil [3H]). A principal vantagem desta técnica é que uma determinação rápida e eficiente da afinidade de ligação de composto no receptor de interesse é fornecida no receptor de interesse.
Estudos funcionais são essenciais para avaliar a atividade funcional dos compostos e de propor uma explicação fisiológica e farmacológica dos mecanismos causada pela ligação dos compostos para os receptores. Hoje, é bem reconhecido que os receptores GABAA funcional resultam a montagem de cinco subunidades em torno de um eixo de pseudosymmetry formado pelo poro iônico e resultado do conjunto de cinco subunidades idênticas. A maioria dos receptores de GABAA é compostos por dois ou mais diferentes subunidades. O receptor do grande cérebro GABAA , por exemplo, é composto das subunidades α1, β2 e γ2 em uma estequiometria de 2, 2 e 1 respectivamente5,6. Uma reconstituição em um sistema de host como o oócitos de Xenopus ou células HEK293 oferece a possibilidade de explorar rapidamente as propriedades farmacológicas de receptores.
As propriedades farmacológicas dos compostos são então exploradas com gravações extracelulares no cérebro fatias7. Este método permite uma exploração do efeito dos compostos na neurotransmissão e fornece uma maneira eficaz para confirmar os efeitos funcionais dos compostos determinados em sistemas de expressão heteróloga a nível dos receptores nativos em geral ambiente neuronal. Neurotransmissão gabaérgica também pode ser avaliado a nível molecular, medindo-se os efeitos dos compostos em correntes pós-sináptico inibitório (IPSCs)8. Mas o protocolo usado aqui e baseadas em gravações de braçadeira do remendo de células inteiras em fatias do cérebro é mais elaborado e produz uma baixa taxa de transferência.
Finalmente, as forças e fraquezas do em vitro triagem cascata usada para a identificação de α5β3γ2-seletivo ligantes são discutidas na perspectiva das diferentes técnicas e suas limitações intrínsecas. Este trabalho deve fornecer especialistas e não-especialistas no campo dos receptores GABAA uma avaliação útil da combinação de abordagens diferentes em vitro utilizada para enfrentar a descoberta de novos moduladores destes canais iônicos ligante.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1024px;" width="1023">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;width:465px;">General equipment</td>
			<td style="width:169px;"></td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;"></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">96 well cell harvester -(Filtermate 196)&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Packard</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td>To filter membranes with bound radioligand</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Microtiter plate liquid scintillation counter (Top Count NXT)</td>
			<td>Packard</td>
			<td></td>
			<td style="width:253px;">Microplate Scintillation and Luminescence counter</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Vial liquid scintillation counter (Beta-Couter 2500 TR)</td>
			<td>Packard</td>
			<td></td>
			<td style="width:253px;">Vial Scintillation and Luminescence counter</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Liquid&#160; handler (Biomek 2000)</td>
			<td style="width:169px;">Beckman coulter</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To prepare compound dilutions</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;width:465px;">Vortex (Vortex Genie 2)</td>
			<td>Scientific industries Inc.</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To mix compound stock solutions</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Tissue homogenizer (Polytron PT1200E)</td>
			<td>Kinematica AG</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To resuspend the membrane preparations</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">XLfit5 software</td>
			<td style="width:169px;">Microsoft Excel 
			&#160;add-on by IDBS</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">Curve fitting software</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Smart Pull</td>
			<td>UniPix</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td>Electrode Puller</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">RoboInject</td>
			<td>MultiChannel Systems</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td>Automated Injection (Xenopus Oocytes)</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">HiClamp</td>
			<td>MultiChannel Systems</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td>Automated Voltage Clamp (Xenopus Ooocytes)</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">DataMining</td>
			<td>MultiChannel Systems</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td>Data Analysis Software</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">DataMerger</td>
			<td>MultiChannel Systems</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td>Data Processing Software</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Digidata 1550</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td></td>
			<td>Low noise data acquisition system</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">CyberAmp 380 or equivalent</td>
			<td style="width:169px;">Axon Instruments</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">Programmable Signal Conditioner</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">pClamp program suite</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">Software for data acquisition and analysis software</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Antivibraton table&#160;</td>
			<td style="width:169px;">TMC</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To avoid microelectrode vibrations&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Patchstar Micromanipulators</td>
			<td style="width:169px;">Scientifica</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To accurately position microelectrodes in brain slices</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Faraday Cage&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;">To isolate recordings from noise</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">McIlwain Tissue Chopper</td>
			<td style="width:169px;">Campden Instruments LTD&#160;</td>
			<td></td>
			<td>To prepare brain slices</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Borosilicate glass micropipette&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Warner Instruments</td>
			<td>GC150TF-10</td>
			<td style="width:253px;">To record extracellular potentials in brain slices</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Twisted pair, platinum iridium wires stimulation electrode</td>
			<td style="width:169px;">World Precision Instruments</td>
			<td></td>
			<td style="width:253px;">To stimulate the brain slices with current</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Stimulus generator for current and voltage driven stimulation</td>
			<td>MultiChannel Systems</td>
			<td>STG4000</td>
			<td style="width:253px;">Delivers the current to the stimulation electrode</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Plasticware</td>
			<td style="width:169px;"></td>
			<td style="width:136px;"></td>
			<td style="width:253px;"></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Microtiter plate round bottom</td>
			<td style="width:169px;">Corning</td>
			<td style="width:136px;">#3365</td>
			<td>Used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">GF/C glassfibre filter-bottom 96-well microplate with 1.2&#181;m poresize, for cell harvesting assays using a vacuum manifoldwell filter&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Packard&#160;</td>
			<td>#6005174</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">50 mL Tubes</td>
			<td style="width:169px;">Falcon&#160;</td>
			<td>#352070</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Safe-lock tubes 1.5 mL</td>
			<td style="width:169px;">Eppendorf</td>
			<td>#0030 120086</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Safe-lock tubes 2 mL</td>
			<td style="width:169px;">Eppendorf</td>
			<td>#0030 120094</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Shipping tubes 180ml&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Semadeni Europe AG&#160;</td>
			<td>#3722</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Pony vial Polyethylene 6ml&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Perkin Elmer&#160;</td>
			<td>#6013329</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Top Seal&#160;</td>
			<td>Perkin Elmer&#160;</td>
			<td>#60051859</td>
			<td style="width:253px;">used for the binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Spinner Flask</td>
			<td>Bellco</td>
			<td>BELLCO # 1965-00100</td>
			<td>Spinner Flask</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">96&#160; Well Plate (Conical)</td>
			<td style="width:169px;">Thermo Scientific Milian</td>
			<td>56368</td>
			<td style="width:253px;">Injection plate for the oocytes</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">96&#160; Well Plate (Flat bottom)</td>
			<td style="width:169px;">Corning (Vitaris Switzerland)</td>
			<td>3364-cor</td>
			<td style="width:253px;">Compound Plate for the HiClamp</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Glass capillary&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Hilgenberg (Germany)</td>
			<td style="width:136px;">-</td>
			<td style="width:253px;">borosilicate glass 1.2 O.D. 0.76 I.D. with filament</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">RNA preparation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Ambion mMessage mMachine</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td>for the in vitro synthesis</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Chemicals</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Assay buffer: KCl 5 mM; CaCl2 1.25 mM; MgCl2 1.25 mM; NaCl 120 mM; Tris 15 mM pH adjust with HCl to 7.4; store up to 3 months at 4&#176;C.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Washing buffer: Tris 50mM -HCl pH 7.4; store at 4&#176;C.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Stock solution of test compounds 10mM in DMSO</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Flumazenil (RO0151788) 10mM in DMSO</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Diazepam 4mM in DMSO</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">[3H]-Flumazenil 60-85 Ci/mmol in Ethanol; store at -20&#176;C</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Microscint 40&#160;</td>
			<td>Packard&#160;</td>
			<td>#6013641</td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Ultima Gold&#160;</td>
			<td style="width:169px;">Perkin Elmer&#160;</td>
			<td style="width:136px;">#6013329</td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">MS-222</td>
			<td style="width:169px;">Sigma</td>
			<td>Sigma # A5040</td>
			<td>MS-222</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">AB/AM</td>
			<td style="width:169px;">Sigma</td>
			<td>Sigma # A5955</td>
			<td>antibiotics / antimycotics</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Collagenase</td>
			<td style="width:169px;">Sigma</td>
			<td>Sigma # C1030</td>
			<td>Collagenase Type I</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Rnase</td>
			<td style="width:169px;">Sigma</td>
			<td>Sigma # R2020-250 mL</td>
			<td>RNaseZAP</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">EndoFree Plasmid maxi Kit</td>
			<td style="width:169px;">Qiagen</td>
			<td>Qiagen # 12362</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;">Salts for artificial cerebrospinal fluid (NaCl, KCl, etc.)</td>
			<td style="width:169px;">Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="37">
			<td height="37" style="height:37px;">Membranes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="89">
			<td height="89" style="height:89px;">Frozen membrane preparations from transient or stably transfected HEK293 overexpressing different human GABAA receptor subtypes: &#945;1&#946;3&#947;2, &#945;2&#946;3&#947;2, &#945;3&#946;3&#947;2, &#945;5&#946;3&#947;2. See Ballard et al 2009 for detailed methods.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Used for binding assay</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methods for the discovery of novel compounds modulating a gamma-aminobutyric acid receptor type a neurotransmission

Este apresenta manuscrito um protocolo passo a passo para a seleção de compostos no gama-aminobutírico ácido tipo um receptores (GABAA) e sua utilização para a identificação de novas moléculas ativas em ensaios pré-clínicos de um recombinante em vitro receptor a seus efeitos farmacológicos em receptores nativos em fatias de cérebro de roedor. Para compostos de ligação no local do receptor benzodiazepínico, o primeiro passo é configurar uma tela primária que consiste em desenvolver ensaios obrigatórios de radioligantes em membranas celulares, expressando os principais subtipos de GABAA . Em seguida, aproveitando-se da expressão heteróloga de receptores de GABAA roedores e humanos em oócitos de Xenopus ou células HEK 293, é possível explorar, em ensaios eletrofisiológicos, as propriedades fisiológicas do receptor diferente os subtipos e as propriedades farmacológicas dos compostos identificados. O sistema de oócitos de Xenopus será apresentado aqui, começando com o isolamento dos oócitos e seu microinjection com diferentes mRNAs, até a caracterização farmacológica utilizando tensão de eletrodo de dois grampos. Finalmente, as gravações realizadas em fatias de cérebro de roedor serão descritas que são usados como um teste secundário fisiológico para avaliar a atividade das moléculas em seus receptores nativos em um circuito neuronal bem definido. Extracelulares gravações usando respostas da população de neurônios múltiplos são demonstradas juntamente com a aplicação da droga.

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Methods for the Discovery of Novel Compounds Modulating a Gamma-Aminobutyric Acid Receptor Type A Neurotransmission

Aqui, apresentamos os protocolos para descobrir compostos ativos nos receptores GABAA , partir de ligação para a fisiologia e farmacologia.

Métodos para a descoberta de novos compostos modulando um Receptor do ácido gama - aminobutírico tipo uma neurotransmissão

This manuscript presents a step-by-step protocol for screening compounds at gamma-aminobutyric acid type A (GABAA) receptors and its use towards the ...

methods-for-discovery-novel-compounds-modulating-gamma-aminobutyric

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13.5K visualizações.  Roche Innovation Center Basel. Aqui, apresentamos os protocolos para descobrir compostos ativos nos receptores GABAA , partir de ligação para a fisiologia e farmacologia.

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Novel Apparatus and Method for Drug Reinforcement

Animal models of reinforcement have proven to be useful for understanding the neurobiological mechanisms underlying drug addiction. Operant drug self-administration and conditioned place preference (CPP) procedures are expansively used in animal research to model various components of drug reinforcement, consumption, and addiction in humans. For this study, we used a novel approach to studying drug reinforcement in rats by combining traditional CPP and self-administration methodologies. We assembled an apparatus using two Med Associate operant chambers, sensory stimuli, and a Plexiglas-constructed neutral zone. These modifications allowed our experiments to encompass motivational aspects of drug intake through self-administration and drug-free assessment of drug/cue conditioning strength with the CPP test. In our experiments, rats self-administered cocaine (0.75 mg/kg/inj, i.v.) during either four (e.g., the "short-term") or eight (e.g., the "long-term") alternating-day sessions in an operant environment containing distinctive sensory cues (e.g., olfactory and visual). On the alternate days, in the other (differently-cued) operant environment, saline was available for self-infusion (0.1 ml, i.v.). Twenty-four hours after the last self-administration/cue-pairing session, a CPP test was conducted. Consistent with typical CPP findings, there was a significant preference for the chamber associated with cocaine self-administration. In addition, in animals undergoing the long-term experiment, a significant positive correlation between CPP magnitude and the number of cocaine-reinforced lever responses. In conclusion, this apparatus and approach is time and cost effective, can be used to examine a wide array of topics pertaining to drug abuse, and provides more flexibility in experimental design than CPP or self-administration methods alone.

Operant drug self-administration and conditioned place preference (CPP) procedures are expansively used in research to model various components of drug reinforcement, consumption, and addiction in humans. In this report, we combined traditional CPP and self-administration methods as a novel approach to studying drug reinforcement and addiction in rats.

Aparelho novo e Método para Reforço de Drogas

Animal models of reinforcement have proven to be useful for understanding the neurobiological mechanisms underlying drug addiction.  Operant drug ...

Neurociência

Application of a NMDA Receptor Conductance in Rat Midbrain Dopaminergic Neurons Using the Dynamic Clamp Technique

Neuroscientists study the function of the brain by investigating how neurons in the brain communicate. Many investigators look at changes in the electrical activity of one or more neurons in response to an experimentally-controlled input. The electrical activity of neurons can be recorded in isolated brain slices using patch clamp techniques with glass micropipettes. Traditionally, experimenters can mimic neuronal input by direct injection of current through the pipette, electrical stimulation of the other cells or remaining axonal connections in the slice, or pharmacological manipulation by receptors located on the neuronal membrane of the recorded cell.
Direct current injection has the advantages of passing a predetermined current waveform with high temporal precision at the site of the recording (usually the soma). However, it does not change the resistance of the neuronal membrane as no ion channels are physically opened. Current injection usually employs rectangular pulses and thus does not model the kinetics of ion channels. Finally, current injection cannot mimic the chemical changes in the cell that occurs with the opening of ion channels.
Receptors can be physically activated by electrical or pharmacological stimulation. The experimenter has good temporal precision of receptor activation with electrical stimulation of the slice. However, there is limited spatial precision of receptor activation and the exact nature of what is activated upon stimulation is unknown. This latter problem can be partially alleviated by specific pharmacological agents. Unfortunately, the time course of activation of pharmacological agents is typically slow and the spatial precision of inputs onto the recorded cell is unknown.
The dynamic clamp technique allows an experimenter to change the current passed directly into the cell based on real-time feedback of the membrane potential of the cell (Robinson and Kawai 1993, Sharp et al., 1993a,b; for review, see Prinz et al. 2004). This allows an experimenter to mimic the electrical changes that occur at the site of the recording in response to activation of a receptor. Real-time changes in applied current are determined by a mathematical equation implemented in hardware.
We have recently used the dynamic clamp technique to investigate the generation of bursts of action potentials by phasic activation of NMDA receptors in dopaminergic neurons of the substantia nigra pars compacta (Deister et al., 2009; Lobb et al., 2010). In this video, we demonstrate the procedures needed to apply a NMDA receptor conductance into a dopaminergic neuron.

In this video, we demonstrate how to apply a conductance into a dopaminergic neuron recorded in the whole cell configuration in rat brain slices. This technique is called the dynamic clamp.

Aplicação de uma condutância do receptor NMDA em neurônios dopaminérgicos Rat Midbrain Usando a Técnica Clamp dinâmico

Neuroscientists study the function of the brain by investigating how neurons in the brain communicate. Many investigators look at changes in the ...

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Nanoinjection emparelhado e Eletrofisiologia Ensaio para a tela de bioatividade dos compostos utilizando os Drosophila melanogaster Sistema Fibra Gigante

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages of using an IVSA paradigm to study the reinforcing properties of drugs of abuse such as cocaine include the fact that the drug is self-administered instead of experimenter-administered, the schedule of reinforcement can be altered, and accurate measurement of the quantities of drug consumed as well as the timing and pattern of IV injections can be obtained. Furthermore, the intravenous route of administration avoids potential confounds related to first pass metabolism or taste, and produces rapid increases in blood and brain drug levels. As outlined in this video, intravenous self-administration can be obtained without prior food restriction or prior drug training following careful catheter placement during surgery and meticulous daily catheter flushing and maintenance. Experimental procedures outlined in this paper include a description of animal housing and acclimation methods, operant training using sweetened milk solutions, and catheter implantation surgery.

The intravenous self-administration (IVSA) paradigm is considered to be the gold standard in examining the reinforcing properties of drugs of abuse in rodents. This manuscript outlines the experimental procedures and surgical techniques necessary to obtain reliable IVSA data. In particular, meticulous catheter implantation and maintenance are highlighted.

Métodos de auto-administração intravenosa em um modelo de camundongo

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages ...

High-resolution Functional Magnetic Resonance Imaging Methods for Human Midbrain

Functional MRI (fMRI) is a widely used tool for non-invasively measuring correlates of human brain activity. However, its use has mostly been focused upon measuring activity on the surface of cerebral cortex rather than in subcortical regions such as midbrain and brainstem. Subcortical fMRI must overcome two challenges: spatial resolution and physiological noise. Here we describe an optimized set of techniques developed to perform high-resolution fMRI in human SC, a structure on the dorsal surface of the midbrain; the methods can also be used to image other brainstem and subcortical structures.
High-resolution (1.2 mm voxels) fMRI of the SC requires a non-conventional approach. The desired spatial sampling is obtained using a multi-shot (interleaved) spiral acquisition1. Since, T2* of SC tissue is longer than in cortex, a correspondingly longer echo time (TE ~ 40 msec) is used to maximize functional contrast. To cover the full extent of the SC, 8-10 slices are obtained. For each session a structural anatomy with the same slice prescription as the fMRI is also obtained, which is used to align the functional data to a high-resolution reference volume.
In a separate session, for each subject, we create a high-resolution (0.7 mm sampling) reference volume using a T1-weighted sequence that gives good tissue contrast. In the reference volume, the midbrain region is segmented using the ITK-SNAP software application2. This segmentation is used to create a 3D surface representation of the midbrain that is both smooth and accurate3. The surface vertices and normals are used to create a map of depth from the midbrain surface within the tissue4.
Functional data is transformed into the coordinate system of the segmented reference volume. Depth associations of the voxels enable the averaging of fMRI time series data within specified depth ranges to improve signal quality. Data is rendered on the 3D surface for visualization.
In our lab we use this technique for measuring topographic maps of visual stimulation and covert and overt visual attention within the SC1. As an example, we demonstrate the topographic representation of polar angle to visual stimulation in SC.

This article describes techniques to perform high-resolution functional magnetic resonance imaging with 1.2 mm sampling in human midbrain and subcortical structures using a 3T scanner. Use of these techniques to resolve topographic maps of visual stimulation in the human superior colliculus (SC) is given as an example.

De alta resolução funcionais Métodos ressonância magnética para Midbrain Humanos

Functional MRI (fMRI) is a widely used tool for non-invasively measuring correlates of human brain activity. However, its use has mostly been focused upon ...

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C. elegans genome includes potential antipsychotic drug (APD) targets conserved in humans, including genes encoding proteins required for neurotransmitter synthesis and for synaptic structure and function. APD exposure produces developmental delay and/or lethality in nematodes in a concentration-dependent manner. These phenotypes are caused, in part, by APD-induced inhibition of pharyngeal pumping1,2. Thus, the developmental phenotype has a neuromuscular basis, making it useful for pharmacogenetic studies of neuroleptics. Here we demonstrate detailed procedures for testing APD effects on nematode development and pharyngeal pumping. For the developmental assay, synchronized embryos are placed on nematode growth medium (NGM) plates containing APDs, and the stages of developing animals are then scored daily. For the pharyngeal pumping rate assay, staged young adult animals are tested on NGM plates containing APDs. The number of pharyngeal pumps per unit time is recorded, and the pumping rate is calculated. These assays can be used for studying many other types of small molecules or even large molecules.

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Approaches for testing the effects of antipsychotic drugs (APDs) in Caenorhabditis elegans are demonstrated. Assays are described for testing drug effects on development and viability and on pharyngeal pumping rate. These methods are also applicable for pharmacogenetic experiments with drug classes other than APDs.

Métodos para o estudo dos mecanismos de ação dos antipsicóticos Drogas em<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to  large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C.  ...

Optical Control of a Neuronal Protein Using a Genetically Encoded Unnatural Amino Acid in Neurons

Photostimulation is a noninvasive way to control biological events with excellent spatial and temporal resolution. New methods are desired to photo-regulate endogenous proteins expressed in their native environment. Here, we present an approach to optically control the function of a neuronal protein directly in neurons using a genetically encoded unnatural amino acid (Uaa). By using an orthogonal tRNA/aminoacyl-tRNA synthetase pair to suppress the amber codon, a photo-reactive Uaa 4,5-dimethoxy-2-nitrobenzyl-cysteine (Cmn) is site-specifically incorporated in the pore of a neuronal protein Kir2.1, an inwardly rectifying potassium channel. The bulky Cmn physically blocks the channel pore, rendering Kir2.1 non-conducting. Light illumination instantaneously converts Cmn into a smaller natural amino acid Cys, activating Kir2.1 channel function. We express these photo-inducible inwardly rectifying potassium (PIRK) channels in rat hippocampal primary neurons, and demonstrate that light-activation of PIRK ceases the neuronal firing due to the outflux of K+ current through the activated Kir2.1 channels. Using in utero electroporation, we also express PIRK in the embryonic mouse neocortex in vivo, showing the light-activation of PIRK in neocortical neurons. Genetically encoding Uaa imposes no restrictions on target protein type or cellular location, and a family of photoreactive Uaas is available for modulating different natural amino acid residues. This technique thus has the potential to be generally applied to many neuronal proteins to achieve optical regulation of different processes in brains. The current protocol presents an accessible procedure for intricate Uaa incorporation in neurons in vitro and in vivo to achieve photo control of neuronal protein activity on the molecular level.

Here, a procedure to selectively activate a neuronal protein with a short pulse of light by genetically encoding a photo-reactive unnatural amino acid into a target neuronal protein expressed in neurons in culture or in vivo is presented.

Controlo óptico de uma proteína neuronal utilizando um ácido Unnatural Amino geneticamente codificados em neurónios

Photostimulation is a noninvasive way to control biological events with excellent spatial and temporal resolution. New methods are desired to ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Gravação de plasticidade sináptica em fatias Hippocampal agudas, mantidas em um pequeno volume reciclagem - perfusão- e sistema de câmara de submersão-tipo

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Establishing a Mouse Model of a Pure Small Fiber Neuropathy with the Ultrapotent Agonist of Transient Receptor Potential Vanilloid Type 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to degeneration and injury of small-diameter sensory neurons, referred to as small fiber neuropathy. Present animal models of small fiber neuropathy affect both large- and small-diameter sensory fibers and thus create a neuropathology too complex to properly assess the effects of injured small-diameter sensory fibers. Therefore, it is necessary to develop an experimental model of pure small fiber neuropathy to adequately examine these issues. This protocol describes an experimental model of small fiber neuropathy specifically affecting small-diameter sensory nerves with resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent agonist of transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), through a single dose of intraperitoneal injection, referred to as RTX neuropathy. This RTX neuropathy showed pathological manifestations and behavioral abnormalities that mimic the clinical characteristics of patients with small fiber neuropathy, including intraepidermal nerve fiber (IENF) degeneration, specifically injury in small-diameter neurons, and induction of thermal hypoalgesia and mechanical allodynia. This protocol tested three doses of RTX (200, 50, and 10 &#181;g/kg, respectively) and concluded that a critical dose of RTX (50 &#181;g/kg) is required for the development of typical small fiber neuropathy manifestations, and prepared a modified immunostaining procedure to investigate IENF degeneration and neuronal soma injury. The modified procedure is fast, systematic, and economic. Behavioral evaluation of neuropathic pain is critical to reveal the function of small-diameter sensory nerves. The evaluation of mechanical thresholds in experimental rodents is particularly challenging and this protocol describes a customized metal mesh that is suitable for this type of assessment in rodents. In summary, RTX neuropathy is a new and easily established experimental model to evaluate the molecular significance and intervention underlying neuropathic pain for the development of therapeutic agents.

This study establishes an experimental model of pure small fiber neuropathy with resiniferatoxin (RTX). A unique dose of RTX (50 &#181;g/kg) is optimal for developing a small fiber neuropathy model that mimics patient characteristics and could help investigate the nociceptive molecular significance underlying neuropathic pain.

Estabelecer um modelo de Mouse de uma neuropatia de pura fibra pequena com o ultrapotente agonista do Receptor transitório potencial Vanilloid tipo 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to ...

Novel Passive Clearing Methods for the Rapid Production of Optical Transparency in Whole CNS Tissue

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, a multitude of novel clearing methodologies including CUBIC (clear, unobstructed brain imaging cocktails and computational analysis), SWITCH (system-wide control of interaction time and kinetics of chemicals), MAP (magnified analysis of the proteome), and PACT (passive clarity technique), have been established to further expand the existing toolkit for the microscopic analysis of biological tissues. The present study aims to improve upon and optimize the original PACT procedure for an array of intact rodent tissues, including the whole central nervous system (CNS), kidneys, spleen, and whole mouse embryos. Termed psPACT (process-separate PACT) and mPACT (modified PACT), these novel techniques provide highly efficacious means of mapping cell circuitry and visualizing subcellular structures in intact normal and pathological tissues. In the following protocol, we provide a detailed, step-by-step outline on how to achieve maximal tissue clearance with minimal invasion of their structural integrity via psPACT and mPACT.

Here, we present two novel methodologies, psPACT and mPACT, for achieving maximal optical transparency and subsequent microscopic analysis of tissue vasculature in the intact rodent whole CNS.

Passivo novo métodos de compensação para a produção rápida de transparência óptica no tecido inteiro do CNS

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, ...