Wir danken T. Fritsch, A. Wolf-Asseburg, I. Linde und S.-M. Tokarski für ausgezeichnete Tierpflege und technischen Support. Wir sind dankbar für alle Mitglieder des Köster Lab für intensive und hilfreiche Diskussionen. Wir erkennen dankbar, Finanzierung durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (KO 1949/5-1) und des Bundeslandes Niedersachsen, Niedersächsisches Vorab (VWZN2889).

<ol>
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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Hier präsentieren wir Ihnen zwei verschiedene Protokolle zur primären Zellkulturen aus 2 Dpf Zebrafisch-Embryonen oder Erwachsenen Zebrafisch Gehirn.
Die Vorbereitung der primären Zellkulturen aus 2 Dpf Zebrafisch ist relativ einfach für jemanden mit Erfahrung in der Keimzelle Kulturtechniken durchzuführen. Um gute und reproduzierbare Ergebnisse zu erhalten, ist jedoch eine ausreichende Anzahl von Embryonen als Ausgangsmaterial entscheidend (100 ist das Minimum). Während der Anhebung der Embryonen, müssen alle mögliche Quellen der Verunreinigung vermieden werden, um die Menge der Keime und Parasiten so gering wie möglich zu halten. Wichtigste ist die Inkubation der Embryonen in Ethanol – dieser Schritt muss so lang sein, gründliche Sterilisation zu gewährleisten, aber nicht allzu lange da Ethanol ist ein organisches Lösungsmittel, die Zellen und Gewebe schädigt.
Timing ist auch während der enzymatischen Aufspaltung von Hirngewebe oder 2 Dpf Zebrafisch-Embryonen wichtig. Die Inkubationszeit darf nicht überschritten werden und Enzym-haltigen Medium wird schnell entfernt werden, sobald vollständige Dissoziation zu einzelnen Zell-Stadium erreicht ist. Dennoch Typ2 Kollagenase schädigt nicht die Zellmembran und es ist nicht so stark durch die FBS, wie Trypsin33gehemmt. Dank dieser Eigenschaften konnten wir durchführen die Dissoziation in Anwesenheit von FBS als wesentliche Ergänzung unterstützen Zellviabilität und Verringerung der Zellschäden, was höhere Ausbeute und Lebensfähigkeit der zarten Zelltypen.
Wie unsere repräsentative Ergebnisse zeigt, können verschiedene Zelltypen entweder durch Morphologie oder der Ausdruck der Zelle typspezifische transgene Codierung für fluoreszierende Reporter identifiziert werden. Letzteres ist sehr praktisch, wenn live Cell Imaging von bestimmten Zelle Bevölkerungen19durchführen. Jedoch empfehlen wir das Muster des Ausdrucks der jeweiligen Enhancer in 2 Dpf Embryonen durch Fluoreszenz-Mikroskopie zur Gewährleistung einheitlicher Ergebnisse überprüfen.
Um die Visualisierung der subzellulären Strukturen im embryonalen Zebrafisch Primärzellen zu ermöglichen, haben wir ein Elektroporation Protokoll zur Plasmid DNA Kodierung für eine Auswahl von fluoreszierenden Organelle Marker transfizieren gegründet. Die Rate der durch diese Methode transfizierten Zellen ist relativ gering, aber zuverlässig und bietet ausreichend Zellzahlen für live Cell imaging-19. Für eine erfolgreiche Transfektion ist ein wichtiger Schritt die korrekte Ermittlung der Anzahl der Zellen in der Suspension. Im Durchschnitt 106 Zellen können aus ca. 90 2 Dpf Embryonen gewonnen werden, aber genaue Zelle zählen vorherige Elektroporation ist obligatorisch19. Im Vergleich zu gemeinsamen Säugetier-Zelle Linien wie Cos-7 oder HeLa, Primärzellen von 2 Dpf Zebrafish Embryos sind sehr unterschiedlich in Größe, allerdings recht klein im Durchschnitt (vor allem Neuronen), die können machen, zählen in einer Neubauer-Kammer relativ schwierig. Das gleiche gilt für nachfolgende imaging-Anwendungen. Um zufrieden stellend subzelluläre Strukturen in diesen kleinen Zebrafisch-Zellen visualisieren, ist eine erweiterte Fluoreszenzmikroskop mit hoher Auflösung erforderlich, vorzugsweise eine konfokale Laser-scanning-Mikroskop.
Die Vorbereitung von Primärzellen von Erwachsenen Zebrafisch Gehirn ist weiter fortgeschritten, da es Training erfordert in das Tier sezieren und Extrahieren von Gehirn Gewebe14. Sterile Bedingungen müssen darüber hinaus bereits außerhalb der sterilen Werkbank nicht verunreinigen das extrahierte Gehirn gepflegt werden. Aber die nachfolgenden Schritte zur Dissoziation und Beschichtung sind vergleichbar mit dem ersten Protokoll und können auch an anderen Geweben geschlechtsreifer Fische wie Muskel oder Leber angewendet werden.
Für beide Protokolle ist die wichtigste Einschränkung der eingeschränkten Lebensfähigkeit der Zelltypen in der Kultur, wie die Neuronen schwirig. Nach 3 mit standard-Bedingungen DAP, ist die Dichte der embryonalen Zebrafisch Primärzellen stark reduziert wodurch die Zeitspanne für die Belichtung Experimente19. Meist Fiboblast-ähnlichen Zellen Überleben bei fehlender speziell maßgeschneiderte Hilfsmittel.
Um die Überlebensrate der Kultur in seiner Komplexität von Zelltypen zu verbessern, haben wir erfolgreich Leibovitz L-15 Medium getestet. Weiter haben wir es mit der Neuron-Förderung additiver B-27 für neuronale spezifische Kultur ergänzt. Neuronale Zellen beobachtet, in der Zellkultur zu unterscheiden und für mehrere Tage überleben wenn ganze Embryonen entnommen (Abb. 2F-ich) als auch von erwachsenen Gehirn (Abb. 4E). Darüber hinaus verbessert die Beschichtung von Primärzellen bei hohen Dichten (z. B. 0,25 x 106 Zellen pro 100 mm2) Zellviabilität im Gegensatz zu geringer Dichte (G. Russo, vorläufige Ergebnisse).
Neben dem Einsatz von speziellen Nährmedien und Ergänzungen haben wir berichtet, wie die Verwendung von verschiedenen Substraten hat einen direkten Einfluss auf die Vielzahl von Zelltypen die letzte Kultur darstellen und kann als selektive Parameter zur Förderung des Wachstums einer Teilmenge von Zellen verwendet werden Typen. Gewebekultur behandelt Kunststoff im Vergleich zu Poly-L-Lysin Beschichtung scheint stark Fibroblasten-ähnliche Zelladhäsion und Verbreitung (Abb. 1E, F) zu erleichtern. Zur gleichen Zeit die zahlreichen Zelltypen, die abhängen unterstützen Zellen und spezifische Adhäsionsmoleküle (wie Neuronen) nicht richtig haften, wachsen, oder auf behandeltem Plastik zu unterscheiden, sondern lieber gezielte selbstklebende Unterstützung. Wir empfehlen daher, wenn es nicht beabsichtigt ist, eine Fibroblasten oder epithelialen wie Kultur33zu erreichen, um Poly-L-Lysin oder andere zellspezifische Substrate für die Beschichtung von Zelle Kultur Gerichte verwenden.
Wir betrachten unser Protokoll ein Ausgangspunkt für die Verwendung der primären Zellkultur als Ergänzung zum Zebrafisch in Vivo Studien, die weiterentwickelt werden können entwickelt und für den Anbau von bestimmten Zelltypen angepasst und für viele abwechslungsreiche Anwendungen eingesetzt.

Der Zebrabärbling (Danio Rerio, D. Rerio) ist ein beliebtes Modell für zahlreiche Anwendungsfelder Grundlagen- und biomedizinischen Forschung1Wirbeltier. Zebrafisch-Embryonen entwickeln sich rasch ex Utero, sind transparent und unter dem Mikroskop, so bietet hervorragende Voraussetzungen für das Studium vertebrate Entwicklung in einem lebenden Organismus Fit. Aufgrund der genetischen Lenkbarkeit der Zebrafisch2wurden viele stabile transgenen Reporter Linien mit Zelle Typ-spezifischen Ausdruck der verschiedenen fluoreszierenden Marker ermöglichen die Beobachtung von bestimmten Zellpopulationen gegründet. Die Zebrafisch-Community bietet eine breite Palette von so genannten Gal4-Fahrer-Linien, die eine Transgene Ausdruck der synthetischen Kal4TA4 (oder KalTA3-Äquivalent GalFF) tragen gen mit Gal4-DNA-bindende Domäne von Hefe verschmolzen zu einer viralen transkriptionelle Aktivierung Domains unter der Kontrolle der Zelle typspezifische Enhancer. Diese Treiber-Linien sind Effektor Linien durchzogen, die transgene bestehend aus einer definierten vorgelagerten aktivierenden Reihenfolge (UAS) verschmolzen zu einem Reportergen tragen. Das Kal4TA4-Protein bindet an die FH-Element, und aktiviert die Zelle Typ-selektiven Ausdruck des Reporter-gen3,4. Dieser Ansatz ermöglicht für unterschiedlichste kombinatorische Studien über fast aller verfügbaren Enhancer und Reporter Elemente bei Doppel-transgenen Tieren.
Allerdings ist eingehende live Bildgebung mit Schwerpunkt auf einzelne Zellen oder deren subzelluläre Inhalt im ganzen und sich ständig verändernden Embryo begrenzt. Um bestimmte Zelle biologische Fragestellungen mit der höchsten Auflösung zu begegnen, ist die Verwendung von Zellkulturen oft vorzuziehen. Einige Zelllinien Zebrafisch vorhanden, aber sie gelten als stark ausgewählten5,6,7 und ihre Vermehrung ist oft zeitaufwendig. Darüber hinaus sind alle verfügbaren Zelllinien Fibroblasten abgeleitet, Experimente mit Zellkultur auf eine Art von Zellen zu begrenzen. Daher gründeten wir eine effiziente und einfach zu bedienende Protokoll um primäre Zellen direkt von Zebrafisch-Embryonen und Erwachsenen Zebrafisch Gehirn zusammen mit Ansätzen, die Langlebigkeit der Kultur zu erhöhen und die Vielfalt der kultivierten erweitern vorzubereiten Zelltypen. Darüber hinaus präsentieren wir ein Verfahren zur embryonalen Primärzellen mit Ausdruck Konstrukte für fluoreszierende Organelle Marker transfizieren. So können Morphologien zellulärer und subzellulärer Strukturen mit hoher räumlicher und zeitlicher Auflösung in verschiedene Zelltypen analysiert werden die ihre Hauptmerkmale zu behalten.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Fish lines</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AB (wild-type)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>established by Streisinger and colleagues, available from the Zebrafish International Resource Center (ZIRC)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tg(ptf1a:eGFP)jh1</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>stable transgenic line in which the enhancer of the zebrafish gene ptf1a drives expression of the fluorescent protein EGFP (Parsons et al., 2007)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tg(XITubb:DsRed)zf148</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>stable transgenic line in which the Xenopus neural-specific beta tubulin promoter drives expression of the fluorescent protein DsRed&#160; (Peri and N&#252;sslein-Volhard, 2008)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>centrifuge</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td></td>
			<td>model 5804 R</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ChemiDoc MP imaging system</td>
			<td>BioRad</td>
			<td></td>
			<td>model XRS+, used to acquire black-and-white images of Petri dishes containing 1 da embryos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>confocal laser scanning microscope</td>
			<td>Leica microsystems</td>
			<td></td>
			<td>model SP8, equipped with 28 &#176;C temperature box and a 63 x objective</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>epifluorescent microscope</td>
			<td>Leica microsystems</td>
			<td></td>
			<td>model DM5500B, equipped with 28 &#176;C temperature box and a 40 x objective</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gene Pulser Xcell with capacitance extender</td>
			<td>BioRad</td>
			<td>1652661</td>
			<td>electroporation device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Horizontal shaker</td>
			<td>GFL</td>
			<td></td>
			<td>model 3011</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>incubator for cell culture (28 &#176;C)</td>
			<td>Memmert</td>
			<td></td>
			<td>model incubator I</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>incubator for embryos (28 &#176;C)</td>
			<td>Heraeus</td>
			<td></td>
			<td>type B6120</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>light microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td>model TELAVAL 31</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micro pipettes</td>
			<td>Gilson</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile work bench</td>
			<td>Bio Base</td>
			<td></td>
			<td>with laminar flow and UV light</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tweezers</td>
			<td>Dumont</td>
			<td></td>
			<td>Style 5, Inox</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vertical tube rotator</td>
			<td>Labinco B.V.</td>
			<td></td>
			<td>model LD-79</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Software</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Image Lab Software</td>
			<td>BioRad</td>
			<td></td>
			<td>for the ChemiDoc MP imaging system from BioRad</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health</td>
			<td></td>
			<td>used for counting 1 dpf embryos by applying the Count particles-tool to the respective black-and-white images; Rasband, W.S., ImageJ, U. S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA, https://imagej.nih.gov/ij/. (1997-2016).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LAS X</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td></td>
			<td>for both confocal and epifluorescent microscopes from Leica Microsystems</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasmids</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCS-DCX-tdTomato</td>
			<td>K&#246;ster Lab</td>
			<td># 1599</td>
			<td>based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCS-eGFP</td>
			<td>K&#246;ster Lab</td>
			<td># 7</td>
			<td>based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCS-H2B-mseCFP</td>
			<td>K&#246;ster Lab</td>
			<td># 2379</td>
			<td>based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCS-mClover</td>
			<td>K&#246;ster Lab</td>
			<td># 3865</td>
			<td>based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCS-MitoTag-YFP</td>
			<td>K&#246;ster Lab</td>
			<td># 2199</td>
			<td>based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCS-ss-RFP-KDEL</td>
			<td>K&#246;ster Lab</td>
			<td># 4330</td>
			<td>based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCS-VAMP1-mCitrine</td>
			<td>K&#246;ster Lab</td>
			<td># 2291</td>
			<td>based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pSK-UAS:mCherry</td>
			<td>K&#246;ster Lab</td>
			<td># 1062</td>
			<td>based on the pBluescript-backbone of Stratagene</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasmid numbers refer to the database entries of the K&#246;ster lab. Plasmids are available upon request.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic and glass ware</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Falcon Cell Strainer (40 &#181;m)</td>
			<td>FALCON</td>
			<td>REF 352340</td>
			<td>distributed by BD Bioscience, used as &#8220;landing net&#8221; to dip deyolked embryos into ethanol and to transfer them quickly to fresh cell culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL reaction tubes</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>72690550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24-well plate</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>83.3922</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL falconic tube</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>62.547.004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96-well plate</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>83.3924.005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EasyStrainer (40 &#181;m)</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>542 040</td>
			<td>with venting slots; used to filter cells after collagenase-mediated dissociation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electroporation cuvette (0.4 cm)</td>
			<td>Kisker</td>
			<td>4905022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glass coverslips</td>
			<td>Heinz Herenz Medizinalbedarf GmbH</td>
			<td>1051201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope slides</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific (Menzel Gl&#228;ser)</td>
			<td>631-0845</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neubauer chamber</td>
			<td>Henneberg-Sander GmbH</td>
			<td>9020-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipettes (plastic; 3 mL)</td>
			<td>A. Hartenstein</td>
			<td>PP05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes (plastic; diameter 10 cm)</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>821473</td>
			<td>for zebrafish embryos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pipette tips</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>Blue (1000 &#181;l): 70762; Yellow (200 &#181;l): 70760002; White (10 &#181;L): 701116</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile cell culture dishes (plastic; diameter 3 cm)</td>
			<td>TPP Techno Plastic Products AG</td>
			<td>93040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile cell culture dishes (plastic; diameter 6 cm)</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>72690550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile Petri dishes (plastic; diameter 10 cm)</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>83.3902</td>
			<td>for brain dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chemicals and Reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sodium chloride</td>
			<td>Roth</td>
			<td>0601.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 % paraformaldehyde in 1 x PBS</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>16005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4&#39;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>D1306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>calcium nitrate tetrahydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C1396</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ethanol p.a. 100%</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>46139</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>goat &#945;-mouse IgG (Fc specific) FITC conjugated</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>31547</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Roth</td>
			<td>9105.4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>high vacuum grease</td>
			<td>DOW CORNING</td>
			<td>3826-50</td>
			<td>silicon grease used for self-made glass bottom dishes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>magnesium sulfate heptahydrate</td>
			<td>Merck</td>
			<td>105886</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>methylene blue</td>
			<td>Serva</td>
			<td>29198.01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monoclonal Anti-Tubulin, Acetylated antibody</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T6793</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aqua-Poly/Mount (mounting medium)</td>
			<td>Polyscience</td>
			<td>18606</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>poly-L-lysine</td>
			<td>Biochrom</td>
			<td>L 7240</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>potasssion chloride</td>
			<td>Merck</td>
			<td>104938</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Skim milk</td>
			<td>Roth</td>
			<td>68514-61-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Texas Red-X Phalloidin</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>T7471</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tricaine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E10521</td>
			<td>Synonym: Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>BioRad</td>
			<td>1610407</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue</td>
			<td>Gibco by Life Technologies</td>
			<td>15250061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Enzymes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>collagenase (Type 2)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>17101015</td>
			<td>dissolve powder in cell culture medium (8 mg/mL) and sterile-filter the solution, store aliquots at -20 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pronase (from Streptomyces griseus)</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11459643001</td>
			<td>distributed by Sigma-Aldrich, dissolve in 30% Danieau (10 mg/mL) and store aliquots at -20 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium and solutions for cell culture</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 x PBS (Dulbecco&#39;s Phosphate Buffered Saline)</td>
			<td>Gibco by Life Technologies</td>
			<td>14190-169</td>
			<td>distributed by Thermo Fisher Scientific</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2-independent medium</td>
			<td>Gibco by Life Technologies</td>
			<td>18045054</td>
			<td>distributed by Thermo Fisher Scientific</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>filtrated bovine serum (FBS)</td>
			<td>PAN-Biotech</td>
			<td></td>
			<td>individual batch</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glutamine 100 x</td>
			<td>Gibco by Life Technologies</td>
			<td>25030081</td>
			<td>distributed by Thermo Fisher Scientific</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leibovitz&#39;s L-15 medium</td>
			<td>Gibco by Life Technologies</td>
			<td>11415049</td>
			<td>distributed by Thermo Fisher Scientific</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PenStrep (10,000 units/mL)</td>
			<td>Gibco by Life Technologies</td>
			<td>15140148</td>
			<td>distributed by Thermo Fisher Scientific</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

culture and transfection of zebrafish primary cells

Zebrafisch-Embryonen sind durchsichtig und entwickeln sich rasch außerhalb der Mutter, wodurch ausgezeichnete in-Vivo Bildgebung der dynamischen biologischen Prozesse in einer intakten und Entwicklungsländern Wirbeltier. Allerdings ist die detaillierte Darstellung der Morphologien von verschiedenen Zelltypen und subzelluläre Strukturen in ganzen Halterungen begrenzt. Daher gründeten wir eine effiziente und einfach zu bedienende Protokoll zur Kultur live Primärzellen von Zebrafisch-Embryonen und Erwachsenen Gewebe.
In Kürze sind 2 Dpf Zebrafisch-Embryonen Dechorionated, Deyolked, sterilisiert und auf einzelne Zellen mit Kollagenase dissoziiert. Nach einem Filtrationsschritt sind Primärzellen vergoldet auf unteren Glasschalen und für mehrere Tage kultiviert. Neue Kulturen, wie lange Begriff differenziert sind, können für hochauflösende konfokale bildgebenden Studien verwendet werden. Die Kultur enthält verschiedene Zelltypen mit gekerbten Myozyten und Neuronen Prominenten auf Poly-L-Lysin-Beschichtung. Speziell Label subzelluläre Strukturen von fluoreszierenden Marker-Proteine haben wir auch eine Elektroporation-Protokoll ermöglicht die Transfektion von Plasmid DNA in verschiedenen Zelltypen, einschließlich Neuronen. So kann in Gegenwart von Bediener definierte Reize, komplexe Zelle Verhalten und intrazellulären Dynamik der primären Zebrafisch Zellen mit hoher räumlicher und zeitlicher Auflösung beurteilt werden. Darüber hinaus mithilfe von Erwachsenen Zebrafisch Gehirn zeigen wir, dass die beschriebenen Dissoziation-Technik sowie die Kultivierung Rahmenbedingungen auch für Erwachsene Zebrafisch Gewebe.

Abbildung 1 zeigt ein übertragene Licht Bild einer typischen Kultur aus Wildtyp-Embryonen mit gekerbten Myozyten und Trauben von Neuron-ähnliche Zellen werden am häufigsten vorkommende gewonnen. Um bestimmte Zelltypen leichter zu identifizieren, eine transgene Linie mit Zelle Typ-spezifischen Ausdruck eines fluoreszierenden Proteins werden kann (Abbildung 1 H) verwendet.
Transfektion von pCS2 +-basierte Plasmid11 Codierung das erhöhte grün fluoreszierendes Protein (eGFP)15 in Primärzellen Wildtyp Embryonen führt zu einer starken Fluoreszenzsignal bei 1 dap (Abbildung 2A). Von transfecting pCS2 +-basierte Plasmide Codierung fluoreszierende Organelle Markierungen wie endoplasmatische Retikulum ausgerichtete rot fluoreszierenden Proteins (ss-RFP-KDEL)16 oder Mitochondrien gezielt gelb fluoreszierenden Proteins (MitoTag-YFP)17, 18, subzelluläre Strukturen im Detail (Abb. 2 b, C) visualisiert werden. Co-Transfektion von bis zu drei Plasmide ermöglicht die gleichzeitige Analyse der subzellulären Lokalisierung von mehreren fluoreszierenden Fusionsproteinen in der gleichen Zelle19 wie MitoTag-YFP zusammen mit den Mikrotubuli Marker menschlicher Doublecortin (DCX) 20 verschmolzen, das rot fluoreszierende Protein TdTomato21 und die nukleare Marker Histon H2B verschmolzen zu einem Cyan fluoreszierenden Protein (H2B-MseCFP)22,23 (Abb. 2D). Subzelluläre Strukturen können auch mit hoher zeitlicher und räumlicher Auflösung, wie zum Beispiel die Bewegung von Vesikeln positiv für das Membran Marker Membran Vesikel-assoziierten Protein 1 (VAMP1) mit fluoreszierenden Proteins mCitrine24 verschmolzen abgebildet , 25 (Abbildung 3). Morphologische Veränderungen im Laufe der Zeit können leicht beobachtet werden, indem Sie beschriften die ganze Zelle durch den Ausdruck eines hellen fluoreszierenden Proteins wie mClover26 (Abbildung 2, I). Doppel-transgenen Embryonen tragen beide einen Gal4-Treiber jedoch erfolgreich Transfektion von ein Plasmid, basierend auf dem pBluescriptSK-Backbone Codierung das rot fluoreszierende Protein mCherry27 auf ein FH-Element zu Primärzellen verschmolzen abgeleitet Konstrukt und ein FH-Effektor-Konstrukt zeigt, dass die Elektroporation-Protokoll auch für kombinatorische Genetik (Abbildung 2E) geeignet ist. Darüber hinaus können feste Primärzellen leicht befleckt werden, mittels Immunfluoreszenz und Organell-spezifische Fluoreszenz-Farbstoffen (Abbildung 2F, H).
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57872/57872fig3.jpg"> Abbildung 3: Zeit verfallen Bildgebung der subzellulären Strukturen. Wildtyp-Zelle (1 dap) mit pCS-VAMP1-mCitrine transfiziert. Ausgewählte Bilder einer Zeit Zeitraffer-Aufnahme (1 Bild stammt jedes 1,68 s) werden angezeigt. Pfeilspitzen und Spuren im laut Farben markieren die subzelluläre Dynamik von drei unterschiedlichen VAMP1-positiven Vesikeln. Maßstabsleiste = 10 µm. Die Zeitspanne war mit einem konfokalen Laser-scanning-Mikroskop aufgenommen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57872/57872fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
Die Dissoziation-Technik und die grundlegenden Kulturbedingungen können auch auf das Gewebe des Erwachsenen Zebrafisch angewendet werden. Hier haben wir Erwachsenen Gehirngewebe von Wildtyp Zebrafisch getestet. Abbildung 4A -D zeigt die progressive Entwicklung einer zunächst Schutt-beschichtete Kultur zu einem komplexen neuronalen-ähnliche Netzwerk. Mithilfe von erwachsenen Gehirn aus eine transgene Fische tragen das Transgen Tg (XITubb: DsRed) zf14828, voll differenzierte DsRed exprimierenden Neurone können enge eingehend (Abb. 4E) geprüft werden.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57872/57872fig4.jpg"> Abbildung 4: Primärzelle Kultur der Erwachsenen Zebrafisch Gehirn. Hellfeld-Bilder von Primärzellen abgeleitet von Erwachsenen Zebrafisch Gehirn bei (A) 1 dap, (B) 3 dap, (C) dap-5) und (D) 8 dap. Von 1 bis 3 dap, abgestorbene Zellen und Gewebe Schmutz verschwinden, während einzelne oder gruppierte neuronale Zellen immer offensichtlicher geworden. Bei 3 dap, neuronale Zellen beginnen, die ersten kurzen Neuriten bilden. Von 5 dap vorwärts, es ist möglich, die Bildung eines Netzwerks mit Hunderten von gut längliche Neuriten zu beobachten. Skalieren von Balken = 50 µm. Zellen wurden in einer Poly-L-Lysin-beschichteten 96-Well-Platte kultiviert. (E) kultivierten Zellen bei 7 dap im erwachsenen Gehirn eine transgene Fische mit dem Ausdruck des Transgens Tg (XITubb: DsRed) zf148. DsRed drückt sich in differenzierten Neuronen28. Maßstabsleiste = 100 µm. Zellen wurden in einer Poly-L-Lysin-beschichtet 24-Well-Platte kultiviert. Alle Bilder wurden von einem Epifluorescent Mikroskop übernommen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57872/57872fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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Culture and Transfection of Zebrafish Primary Cells

Wir präsentieren Ihnen eine effiziente und einfach zu bedienende Protokoll für die Zubereitung von primären Zellkulturen von Zebrafisch-Embryonen zu Transfektion und live Cell Imaging sowie ein Protokoll Primärzellen von Erwachsenen Zebrafisch Gehirn vorzubereiten.

Kultur und Transfektion von Primärzellen Zebrafisch

Zebrafish embryos are transparent and develop rapidly outside the mother, thus allowing for excellent in vivo imaging of dynamic biological processes in ...

culture-and-transfection-of-zebrafish-primary-cells

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

12.3K Aufrufe.  Braunschweig University of Technology. Wir präsentieren Ihnen eine effiziente und einfach zu bedienende Protokoll für die Zubereitung von primären Zellkulturen von Zebrafisch-Embryonen zu Transfektion und live Cell Imaging sowie ein Protokoll Primärzellen von Erwachsenen Zebrafisch Gehirn vorzubereiten.

Serie: Culture and Transfection of Zebrafish Primary Cells

Isolation and Culture of Adult Zebrafish Brain-derived Neurospheres

The zebrafish is a highly relevant model organism for understanding the cellular and molecular mechanisms involved in neurogenesis and brain regeneration in vertebrates. However, an in-depth analysis of the molecular mechanisms underlying zebrafish adult neurogenesis has been limited due to the lack of a reliable protocol for isolating and culturing neural adult stem/progenitor cells. Here we provide a reproducible method to examine adult neurogenesis using a neurosphere assay derived from zebrafish whole brain or from the telencephalon, tectum and cerebellum regions of the adult zebrafish brain. The protocol involves, first the microdissection of zebrafish adult brain, then single cell dissociation and isolation of self-renewing multipotent neural stem/progenitor cells. The entire procedure takes eight days. Additionally, we describe how to manipulate gene expression in zebrafish neurospheres, which will be particularly useful to test the role of specific signaling pathways during adult neural stem/progenitor cell proliferation and differentiation in zebrafish.

Here we provide a reproducible method to examine adult neurogenesis using a neurosphere assay derived from the whole brain or from either the telencephalic, tectal or cerebellar regions of the adult zebrafish brain. Additionally, we describe the procedure to manipulate gene expression in zebrafish neurospheres.

Isolierung und Kultur von Adult Zebrafisch brain-derived Neurosphären

The zebrafish is a highly relevant model organism for understanding the cellular and molecular mechanisms involved in neurogenesis and brain regeneration ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Primary Endodermal Epithelial Cell Culture from the Yolk Sac Membrane of Japanese Quail Embryos

We established an endodermal epithelial cell culture model (EEC) for studying the function of certain enzymes and proteins in mediating nutrient utilization by avian embryos during development. Fertilized Japanese quail eggs were incubated at 37 &#176;C for 5 days and then yolk sac membranes (YSM) were collected to establish the EEC culture system. We isolated the embryonic endoderm layer from YSM, and sliced the membrane into 2 - 3 mm pieces and partially digested with collagenase before seeding in 24-well culture plates. The EECs proliferate out of the tissue and are ready for cell culture studies. We found that the EECs had typical characteristics of YSM in vivo, for example, accumulation of lipid droplets, expression of sterol O-acyltransferase and lipoprotein lipase. The partial digestion treatment significantly increased the successful rate of EEC culture. Utilizing the EECs, we demonstrated that the expression of SOAT1 was regulated by the cAMP dependent protein kinase A related pathway. This primary Japanese quail EEC culture system is a useful tool to study embryonic lipid transportation and to clarify the role of genes involved in mediating nutrient utilization in YSM during avian embryonic development.

To study the mechanism of lipid utilization in yolk sac membranes during the late stages of avian embryonic development, we established a primary Japanese quail embryonic endodermal epithelial cell culture system.

Primäre Endodermal Epithelial Cell Culture aus dem Dottersack-Membran der japanischen Wachtel Embry

We established an endodermal epithelial cell culture model (EEC) for studying the function of certain enzymes and proteins in mediating nutrient ...

Isolation and Characterization of Single Cells from Zebrafish Embryos

The zebrafish (Danio rerio) is a powerful model organism to study vertebrate development. Though many aspects of zebrafish embryonic development have been described at the morphological level, little is known about the molecular basis of cellular changes that occur as the organism develops. With recent advancements in microfluidics and multiplexing technologies, it is now possible to characterize gene expression in single cells. This allows for investigation of heterogeneity between individual cells of specific cell populations to identify and classify cell subtypes, characterize intermediate states that occur during cell differentiation, and explore differential cellular responses to stimuli. This study describes a protocol to isolate viable, single cells from zebrafish embryos for high throughput multiplexing assays. This method may be rapidly applied to any zebrafish embryonic cell type with fluorescent markers. An extension of this method may also be used in combination with high throughput sequencing technologies to fully characterize the transcriptome of single cells. As proof of principle, the relative abundance of cardiac differentiation markers was assessed in isolated, single cells derived from nkx2.5 positive cardiac progenitors. By evaluation of gene expression at the single cell level and at a single time point, the data support a model in which cardiac progenitors coexist with differentiating progeny. The method and work flow described here is broadly applicable to the zebrafish research community, requiring only a labeled transgenic fish line and access to microfluidics technologies.

This protocol describes a method for isolating single cells from zebrafish embryos, enriching for cells of interest, capturing zebrafish cells in microfluidic based single cell multiplex systems, and assessing gene expression from single cells.

Isolierung und Charakterisierung von Einzelzellen aus Zebrafischembryonen

The zebrafish (Danio rerio) is a powerful model organism to study vertebrate development. Though many aspects of zebrafish embryonic development have been ...

Large-Scale Production of Cardiomyocytes from Human Pluripotent Stem Cells Using a Highly Reproducible Small Molecule-Based Differentiation Protocol

Maximizing the benefit of human pluripotent stem cells (hPSCs) for research, disease modeling, pharmaceutical and clinical applications requires robust methods for the large-scale production of functional cell types, including cardiomyocytes. Here we demonstrate that the temporal manipulation of WNT, TGF-&#946;, and SHH signaling pathways leads to highly efficient cardiomyocyte differentiation of single-cell passaged hPSC lines in both static suspension and stirred suspension bioreactor systems. Employing this strategy resulted in ~ 100% beating spheroids, consistently containing &#62; 80% cardiac troponin T-positive cells after 15 days of culture, validated in multiple hPSC lines. We also report on a variation of this protocol for use with cell lines not currently adapted to single-cell passaging, the success of which has been verified in 42 hPSC lines. Cardiomyocytes generated using these protocols express lineage-specific markers and show expected electrophysiological functionalities. Our protocol presents a simple, efficient and robust platform for the large-scale production of human cardiomyocytes.

Here, we present a robust, fast and scalable cardiomyocyte differentiation protocol for human pluripotent stem cells (hPSCs). Cardiomyocytes derived using this large-scale method can provide sufficient cell numbers for their effective use in human cardiovascular disease modeling, high-throughput drug screening, and potentially clinical applications.

Die Großproduktion von Kardiomyozyten aus humanen pluripotenten Stammzellen hochreproduzierbarer Kleinmolekül-basierte Differenzierung Protokoll

Maximizing the benefit of human pluripotent stem cells (hPSCs) for research, disease modeling, pharmaceutical and clinical applications requires robust ...

Preparation and Culture of Myogenic Precursor Cells/Primary Myoblasts from Skeletal Muscle of Adult and Aged Humans

Skeletal muscle homeostasis depends on muscle growth (hypertrophy), atrophy and regeneration. During ageing and in several diseases, muscle wasting occurs. Loss of muscle mass and function is associated with muscle fiber type atrophy, fiber type switching, defective muscle regeneration associated with dysfunction of satellite cells, muscle stem cells, and other pathophysiological processes. These changes are associated with changes in intracellular as well as local and systemic niches. In addition to most commonly used rodent models of muscle ageing, there is a need to study muscle homeostasis and wasting using human models, which due to ethical implications, consist predominantly of in vitro cultures. Despite the wide use of human Myogenic Progenitor Cells (MPCs) and primary myoblasts in myogenesis, there is limited data on using human primary myoblast and myotube cultures to study molecular mechanisms regulating different aspects of age-associated muscle wasting, aiding in the validation of mechanisms of ageing proposed in rodent muscle. The use of human MPCs, primary myoblasts and myotubes isolated from adult and aged people, provides a physiologically relevant model of molecular mechanisms of processes associated with muscle growth, atrophy and regeneration. Here we describe in detail a robust, inexpensive, reproducible and efficient protocol for the isolation and maintenance of human MPCs&#160;and their progeny&#160;&#8212; myoblasts and myotubes from human muscle samples using enzymatic digestion. Furthermore, we have determined the passage number at which primary myoblasts from adult and aged people undergo senescence in an in vitro culture. Finally, we show the ability to transfect these myoblasts and the ability to characterize their proliferative and differentiation capacity and propose their suitability for performing functional studies of molecular mechanisms of myogenesis and muscle wasting in vitro.

This protocol describes a robust, reproducible and simple method of isolation and culture of myoblast progenitor cells from the skeletal muscle of adult and aged people. The muscles used here include foot and leg muscles. This approach enables the isolation of an enriched population of primary myoblasts for functional studies.

Herstellung und Kultur von Myogenic Vorläuferzellen / Primär-Myoblasten aus Skelettmuskel von adulten und im Alter von Menschen

Skeletal muscle homeostasis depends on muscle growth (hypertrophy), atrophy and regeneration. During ageing and in several diseases, muscle wasting ...

Horizontal Whole Mount: A Novel Processing and Imaging Protocol for Thick, Three-dimensional Tissue Cross-sections of Skin

Processing a tissue of interest to generate a microscopic image that supports a scientific argument can be challenging. The acquisition of high-quality microscopic images is not entirely dependent upon the quality of the microscope, but also upon the methods of tissue processing, which often involve multiple critical actions or steps. Furthermore, mesenchymal cell types in the skin and other tissues represent a new challenge for tissue preparation and imaging. Here, we present a complete process, from tissue harvest to microscopy. Our technique, called &#34;horizontal whole mount,&#34; is one that novices can quickly become proficient in and that allows for antigen preservation and detection in 60-300 &#181;m-thick sections cut with a cryostat. Sections of this thickness provide enhanced visualization of tissue microarchitecture in a three-dimensional environment. In addition, the protocol preserves mesenchymal cells in a manner that enhances image quality when compared to standard cryostat or paraffin sections, thereby increasing the efficacy and reliability of immunostaining. We believe that this protocol will benefit all laboratories that visualize skin, and possibly other tissues and organs.

This work presents a novel processing and imaging protocol for thick, three-dimensional tissue cross-section analysis that enables the full exploitation of confocal imaging modalities. This protocol preserves antigenicity and represents a robust system to analyze skin histology and potentially other tissue types.

Horizontale Ganze Mount: Ein neuartiges Verarbeitungs- und Imaging-Protokoll für dickes, dreidimensionales Gewebequerschnitt der Haut

Processing a tissue of interest to generate a microscopic image that supports a scientific argument can be challenging. The acquisition of high-quality ...

Single-cell Photoconversion in Living Intact Zebrafish

Animal and plant tissue is composed of distinct populations of cells. These cells interact over time to build and maintain the tissue and can cause disease when disrupted. Scientists have developed clever techniques to investigate characteristics and natural dynamics of these cells within intact tissue by expressing fluorescent proteins in subsets of cells. However, at times, experiments require more selected visualization of cells within the tissue, sometimes at the single-cell or population-of-cells manner. To achieve this and visualize single cells within a population of cells, scientists have utilized single-cell photoconversion of fluorescent proteins. To demonstrate this technique, we show here how to direct UV light to an Eos-expressing cell of interest in an intact, living zebrafish. We then image those photoconverted Eos+ cells 24 h later to determine how they changed in the tissue. We describe two techniques: single cell photoconversion and photoconversions of populations of cell. These techniques can be used to visualize cell-cell interactions, cell-fate and differentiation, and cell migrations, making it a technique that is applicable in numerous biological questions.

Here, we present a protocol to show how cell photoconversion is achieved through UV exposure to specific areas expressing the fluorescent protein, Eos, in living animals.

Einzellige Ladungszustand im lebendigen intakten Zebrafisch

Animal and plant tissue is composed of distinct populations of cells. These cells interact over time to build and maintain the tissue and can cause ...

The Isolation and Culture of Primary Epicardial Cells Derived from Human Adult and Fetal Heart Specimens

The epicardium, an epithelial cell layer covering the myocardium, has an essential role during cardiac development, as well as in the repair response of the heart after ischemic injury. When activated, epicardial cells undergo a process known as epithelial to mesenchymal transition (EMT) to provide cells to the regenerating myocardium. Furthermore, the epicardium contributes via secretion of essential paracrine factors. To fully appreciate the regenerative potential of the epicardium, a human cell model is required. Here we outline a novel cell culture model to derive primary epicardial derived cells (EPDCs) from human adult and fetal cardiac tissue. To isolate EPDCs, the epicardium is dissected from the outside of the heart specimen and processed into a single cell suspension. Next, EPDCs are plated and cultured in EPDC medium containing the ALK 5-kinase inhibitor SB431542 to maintain their epithelial phenotype. EMT is induced by stimulation with TGF&#946;. This method enables, for the first time, the study of the process of human epicardial EMT in a controlled setting, and facilitates gaining more insight in the secretome of EPDCs that may aid heart regeneration. Furthermore, this uniform approach allows for direct comparison of human adult and fetal epicardial behavior.

The epicardium plays a crucial role in the development and repair of the heart by providing cells and growth factors to the myocardial wall. Here, we describe a method to culture human primary epicardial cells that enables the study and comparison of their developmental and adult characteristics.

Die Isolation und die Kultur der primären Epicardial Zellen aus menschlichen Erwachsenen und fetalen Herzens Exemplare

The epicardium, an epithelial cell layer covering the myocardium, has an essential role during cardiac development, as well as in the repair response of ...

Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

The Caenorhabditis elegans (C. elegans) germline is used to study several biologically important processes including stem cell development, apoptosis, and chromosome dynamics. While the germline is an excellent model, the analysis is often two dimensional due to the time and labor required for three-dimensional analysis. Major readouts in such studies are the number/position of nuclei and protein distribution within the germline. Here, we present a method to perform automated analysis of the germline using confocal microscopy and computational approaches to determine the number and position of nuclei in each region of the germline. Our method also analyzes germline protein distribution that enables the three-dimensional examination of protein expression in different genetic backgrounds. Further, our study shows variations in cytoskeletal architecture in distinct regions of the germline that may accommodate specific spatial developmental requirements. Finally, our method enables automated counting of the sperm in the spermatheca of each germline. Taken together, our method enables rapid and reproducible phenotypic analysis of the C. elegans germline.

Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

We present an automated method for three-dimensional reconstruction of the Caenorhabditis elegans germline. Our method determines the number and position of each nucleus within the germline and analyses germline protein distribution and cytoskeletal structure.

Computergestützte Analyse der Keimbahn Caenorhabditis Elegans , die Verteilung der Kerne, Proteine und das Zytoskelett zu studieren

The Caenorhabditis elegans (C. elegans) germline is used to study several biologically important processes including stem cell development, apoptosis, and ...

Induction and Validation of Cellular Senescence in Primary Human Cells

Cellular senescence is a state of permanent cell cycle arrest activated in response to different damaging stimuli. Activation of cellular senescence is a hallmark of various pathophysiological conditions including tumor suppression, tissue remodeling and aging. The inducers of cellular senescence in vivo are still poorly characterized. However, a number of stimuli can be used to promote cellular senescence ex vivo. Among them, most common senescence-inducers are replicative exhaustion, ionizing and non-ionizing radiation, genotoxic drugs, oxidative stress, and demethylating and acetylating agents. Here, we will provide detailed instructions on how to use these stimuli to induce fibroblasts into senescence. This protocol can easily be adapted for different types of primary cells and cell lines, including cancer cells. We also describe different methods for the validation of senescence induction. In particular, we focus on measuring the activity of the lysosomal enzyme Senescence-Associated &#946;-galactosidase (SA-&#946;-gal), the rate of DNA synthesis using 5-ethynyl-2&#39;-deoxyuridine (EdU) incorporation assay, the levels of expression of the cell cycle inhibitors p16 and p21, and the expression and secretion of members of the Senescence-Associated Secretory Phenotype (SASP). Finally, we provide example results and discuss further applications of these protocols.

Here, we discuss a series of protocols for induction and validation of cellular senescence in cultured cells. We focus on different senescence-inducing stimuli and describe the quantification of common senescence-associated markers. We provide technical details using fibroblasts as a model, but the protocols can be adapted to various cellular models.

Induktion und Validierung der zellulären Seneszenz in primären humanen Zellen

Cellular senescence is a state of permanent cell cycle arrest activated in response to different damaging stimuli. Activation of cellular senescence is a ...