Name: corneal epithelial abrasion with ocular burr as a model for cornea wound healing
Uploaded: 2018-07-10T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 28 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Corneal Epithelial Abrasion with Ocular Burr As a Model for Cornea Wound Healing at JoVE.com

Wir möchte Kaisa Ikkala für ihre wertvolle technische Hilfe und aufschlussreiche Hilfe, wenn Sie diese Methode Aktualisierungstendenz sowie später bei der Umsetzung auf unsere zentralen Forschungsfragen zu danken. Wir möchten auch Laboratory Animal Center und Anna Meller für ihre Hilfe bei der Planung der Richtlinien der tierärztlichen Arbeit danken.

Alle Experimente werden von den nationalen Tierversuch Board genehmigt.
1. Vorbereitungen
<ol><li>Bereiten Sie alle Lösungen und halten bei Raumtemperatur, wenn nicht anders angegeben. Befolgen der Abfallentsorgung zu entsorgen verwendete Materialien und Lösungen.</li>
	<li>Verwendung NMRI und ICR fremd-Bestände Alter zwischen 4 und 12 Wochen und beiderlei Geschlechts. Wenn den Stamm C57BL/6 verwenden, folgen Sie den Ketamin-Medetomidine Vorbereitung Methode im Schritt 1.3.2. Folgen Sie für weitere Schritte den Anweisungen in 1.3.3.-1.3.5 beschrieben.</li>
	<li>Bereiten Sie die Veterinärmedizin, frisch und in der Zeit vor der Inbetriebnahme. Carprofen wird später verwendet werden, so ist es nicht notwendig, um es an dieser Stelle vorbereitet.<ol>
<li>Um eine Lösung von Ketamin-Medetomidine Anästhesie vorzubereiten, mischen 0,375 mL (Konzentration Lager 50 mg/mL) von Ketamin (Ketaminol Vet) mit 0,25 mL (Konzentration Lager 1 mg/mL) von Medetomidine (Cepetor Vet) und 1,25 mL steriler 0,9 % NaCl. Verwalten Sie 0,15 mL/20 g Maus Gewicht (7,5 mg/kg, Ketamin und 1 mg/kg, Medetomidine).</li>
		<li>Um eine mehr verdünnte Lösung von Ketamin-Medetomidine Vorbereitung der Anästhesie bei C57BL/6 Mäusen mischen 0,375 mL (Konzentration Lager 50 mg/mL) von Ketamin mit 0,25 mL (Konzentration Lager 1 mg/mL) von Medetomidine und 2,5 mL steriler 0,9 % NaCl. Verwalten Sie 0,15 mL/20 g Maus Gewicht (3,75 mg/kg, Ketamin und 0,5 mg/kg, Medetomidine). Hinweis: Dies ist eine alternative Schritt nur für Erwachsenen C57BL/6 Mäusen.</li>
		<li>Zur Analgesie Buprenorfin Vorbereitung, fügen Sie 0,1 mL (Konzentration Lager 0,3 mg/mL) des Buprenorfin auf 1,9 mL steriler 0,9 % NaCl. 0,2 mL/20 g Maus Gewicht (0,15 mg/kg) zu verwalten.</li>
		<li>Atipamezol Vorbereitung für die Anästhesie Einstellung, fügen Sie 0,1 mL (Konzentration Lager 5 mg/mL) von Atipamezol bis 4,9 mL 0,9 % NaCl. Verwalten Sie 0,15 mL/20 g Maus Gewicht (0,75 mg/kg).</li>
		<li>Verwenden Sie für Analgesie während der Post-Narkose Carprofen. Fügen Sie 0,1 mL (Konzentration Lager 50 mg/mL) von Carprofen bis 4,9 mL 0,9 % NaCl. Verwalten Sie 0,15 mL/20 g Maus Gewicht (7,5 mg/kg).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fluoreszierende Färbelösung vorbereiten<ol>
<li>Zur Visualisierung des Abrieb unter dem Kobalt Blaulicht (Abbildung 1), verwenden Sie eine fluoreszierende Lösung. Bereiten Sie eine 0,1 % Fluorescein-Lösung durch die erste Messung 10 mg von Fluorescein Salz mit einer feinen Skala und fügen Sie ihn auf 10 mL in Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS).</li>
		<li>Die Fluorescein-Lösung vor Licht schützen und für 5 Minuten auf einem Shaker schütteln. Hinweis: Die Fluorescein-Lösung ist lichtempfindlich; halten Sie die Lösung von Licht bedeckt. Diese Lösung kann für 2-3 Tage bei + 4 ° C aufbewahrt werden. Für den Einsatz ist es hilfreich, die Fluorescein-Lösung in einer Tropfflasche zu legen, die für Augentropfen verwendet wird. Verwenden Sie ein Sterilfilter, beim Wechsel der Lösung auf die Tropfflasche.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Reinigen Sie die okuläre Burr-Tipp vor und nach Gebrauch; zuerst mit PBS und dann mit 70 % EtOH. Wenn einen Abrieb an mehrere Mäuse während der gleichen Operation vorgenommen werden, tun die Reinigungsschritte zwischen jeder Maus.</li>
	<li>Die beheizte Platte auf (+ 37 ° C) und platzieren Sie ein Papiertuch auf ihn.</li>
</ol>(2) Korneaabnutzung
Achtung: Verwenden Sie Schutzkleidung (Handschuhe, Kittel) beim Umgang mit Mäusen. Wiegen Sie die Maus, um das Volumen der Medikamente zu verabreichen zu schätzen.
<ol><li>Verwenden Sie die einhändige scruffen Methode um die Maus23behandeln. Ketamin-Medetomidine Mischung intraperitoneal verwalten (i.p.) auf den linken Unterbauch. Platzieren Sie den Mauszeiger in einen einzelnen Käfig und warten Sie, bis es zum Einschlafen. Dies dauert in der Regel weniger als 5 Minuten. Verwalten Sie erste Buprenorfin und dann Atipamezol über i.p Injektionen dann. Verwenden Sie die gleichen Umgang mit Technik. Hinweis: Wenn Anästhesie gegeben ist, sollte das Protokoll nicht jederzeit angehalten werden.</li>
	<li>Prüfen Sie bevor Sie fortfahren, ob die beheizte Platte warm ist. Platzieren Sie die narkotisierten Maus auf der beheizten Platte. Das Niveau der Anästhesie ist gut, wenn der Schweif Reflex fehlt, aber der Fuß-Reflex vorhanden ist. Überprüfen Sie diese Reflexe durch Kneifen das Heck und alle Zehen mit den Fingern oder einer Pinzette. Keine Gewalt anwenden. Anästhesie ist 20-25 Minuten.</li>
	<li>Um einen Abrieb zu machen, verwenden Sie den gereinigten okulären Grat. Drehen Sie die Basis der Grat schalten Sie die Vibration, die unerlässlich ist, den Abrieb zu machen. Spüren Sie die Vibration in der hand, wenn der Grat einwandfrei funktioniert.<ol>
<li>Öffnen Sie ein Auge zu einer Zeit, indem Sie die Augenlider separat mit den Fingern halten. Dann fest berühren Sie den Grat an der Hornhaut und bewegen Sie das Gerät hin und her sowie auf der Augenoberfläche wie seitwärts. Die Grat Schwingung führt den Kratzer; nicht drücken, schütteln oder die Hornhaut zu reißen. In der zentralen Hornhaut sind 20 schleifende Bewegungen auf der Oberfläche ausreichen, um die Wunde zu induzieren. Heben Sie den Grat nicht und versuchen Sie, bleiben in der Region der Hornhaut abgeschliffen werden. Erwerb eines Standardgröße Abrieb werden mehrere Runden der Praxis erfordern.</li>
	</ol>
 Hinweis: Hornhaut Asepsis vor Abrieb lässt sich mithilfe von ophthalmologischen Betadine Lösung.</li>
</ol>(3) Bildgebung den Abrieb
<ol><li>Die abgeriebenen Region mit Kobaltblau Stift Licht (Abbildung 1) und Fluorescein Lösung zu beleuchten. Die Augenoberfläche wird farblos bei Umgebungslicht. Nach Fluorescein Anwendung fluoresziert abgeschürfte Region in grün, wenn das Auge mit dem Stift Licht beleuchtet.<ol>
<li>Bei Bedarf öffnen Sie das abgeschliffene Auge ähnlich wie bei 2.3 und verwalten Sie einen Tropfen von Fluorescein-Lösung aus der Tropfflasche. Waschen Sie das Auge einmal mit PBS oder 0,9 % NaCl, Hintergrund der Fluorescein zu reduzieren. Verwenden Sie eine Tropfflasche oder Pipette zum Waschen. Aspirieren Sie die Flüssigkeit mit einem weichen Tuch entfernt und reinigen Sie die Wimpern nach Bedarf. Die überschüssige Flüssigkeit sammelt sich in der Regel zur nasalen Grenze des Auges, in der Nähe von der Eröffnung des Kanals Träne. Achtung: Berühren Sie die Hornhaut während Ablaufrinnen da kleinere Abschürfungen induziert werden können.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Machen Sie Fotos von der korneaabnutzung.<ol>
<li>Um ähnliche Bilder bei allen bildgebenden Sitzungen zu erhalten, verwenden Sie stabile Befestigung Werkzeuge für das Kobaltblau Stift Licht und die SLR-Kamera (Abbildung 2). Dieses Protokoll bietet eine Setup, das einfach zu wiederholen (Abbildung 2).<ol>
<li>Um das Stift Licht und die Kamera zu befestigen, verwenden Sie eine Tischleuchte mit flexiblem Arm und Klemme und einen verstellbaren Kameraarm mit einer Klammer bzw.. Kabelbinder der Stift leicht um die Tischleuchte und Position genau über die Maus Auge. Positionieren das Licht anders könnte die Visualisierung der Abrieb verändern. Ein Vorschlag für die Positionierung dieser Werkzeuge ist in Abbildung 2beschrieben.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Verwenden Sie die SLR-Kamera um zu fotografieren des Auges. Legen Sie das Tier in einen gewünschten Abstand, Position und Ausrichtung der Kamera (01:12) im Raumlicht. Danach schließen Sie alle anderen Lichter außer Kobaltblau Stift Licht. Hinweis: Den Stift leicht Griff nach unten mit Klebeband oder verwenden Sie ein Gummiband um das Licht auf die ganze Zeit während der Bildgebung zu halten. Dies könnte helfen, wenn das Bild unscharf wird. Es ist am einfachsten, die bildgebende Schritt mit einem Kollegen durchführen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(4) aufwachen nach Korneaabnutzung
<ol><li>Verabreichen Sie erste Buprenorfin und dann Atipamezol über i.p Injektionen. Verwenden Sie die gleiche Handhabung Technik wie in 2.1.</li>
	<li>Geben Sie einen Tropfen der antibakteriellen, Fucidin Säure Augensalbe (Isathal) abgeschliffen und nicht abgeschliffen Augen zu befeuchten der Augenoberfläche sauber von Bakterien nach der Narkose.</li>
	<li>Wie die Maus in 5-20 Minuten auf der beheizten Platte aufwachen wird, beobachten Sie die Maus während der Post-Narkose aufwachen-Periode. Wenn es mobiler wird, legen Sie sie in einen einzelnen Käfig. Hinweis: Wenn Aufwachen länger dauert, platzieren Sie den Mauszeiger in den Käfig mit einem beheizten Pad oder legen Sie den gesamten Käfig auf der beheizten Platte und überwachen Sie die Maus regelmäßig zu. Während die Narkose nachlässt, wird die Maus in der Regel schüttelt und nach oben mit dem vorderen Körper erreicht. Dieses Verhalten sollte wieder normal in ca. 3-4 Stunden und dann platzieren Sie die Maus wieder zu einem gemeinsamen Käfig.</li>
	<li>Carprofen i.p für Analgesie und Auge Salbe an zwei aufeinanderfolgenden Tagen nach der Abrieb, ähnlich wie in den Schritten 2.2 zu verwalten. und 4.2.</li>
</ol>(5) Bildgebung bei der Wundheilung
<ol><li>In diesem Protokoll weist Nutzungszeit 18 h und 72 h nach Abrieb, der Wundverschluss zu beobachten.<ol>
<li>Betäuben Sie für aufeinander folgende Aufnahmen die Mäuse wie unter 2.2 erläutert.</li>
		<li>Nehmen Sie Bilder, wie in 3 erläutert.</li>
		<li>Die Tiere mit Atipamezol i.p wachen Sie auf und überwachen Sie den Wake-up Zeitraum zu, wie in 4.3 erläutert. Hinweis: Wenn nicht weiter das Follow-up, einschläfern der Maus direkt nach 5.1.2. Sterbehilfe ist in 6.1 beschrieben.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(6) Hornhaut Sammlung und Paraffin einbetten
<ol><li>Hinter dem letzten Zeitpunkt das Tier zu opfern. Platzieren Sie den Mauszeiger in eine Kammer, die mit CO2gefüllt werden kann. Füllen Sie die Kammer Luft mit CO2. Wenn das Tier unbeweglich ist, verrücken der Halswirbel durch Ziehen fest von der Schwanzwurzel und Halsbereiches gleichzeitig nach unten drücken. Achtung: Befolgen Sie die Richtlinien des lokalen Tierschutz Körpers.</li>
	<li>Sammeln Sie die ganze Augapfel durch eine Öffnung in der Haut an der Seite des Auges mit Dissektion Schere schneiden. Legen Sie die Schere unter den Augapfel und Schneiden des okulären Nervs um den Augapfel aus der Umlaufbahn pop. Verwenden Sie Pinzette, wenn das Auge nicht leicht herauskommen.<ol>
<li>Machen Sie ein Loch auf der Rückseite des Auges auf der Netzhaut Seite mit einer 26G-Nadel zu Lösungen im Inneren des Auges frei eindringen. Hinweis: Lassen Sie nicht das Auge trocken, stattdessen werden, legen Sie es in PBS bis fort mit dem Protokoll.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sammeln Sie den Augapfel in der 2-mL-Tube mit PBS. Unterbrochen Sie das Experiment nicht an dieser Stelle.</li>
	<li>PBS zu entfernen und Augäpfel in 4 % Paraformaldehyd (PFA) bei + 4 ° C für 4-5 Stunden zu beheben.</li>
	<li>Bewegen Sie den festen Augapfel zu einer Gewebe-Kassette für Gewebe Verarbeitung. Benutzen Sie ein Tuch Verarbeitung Maschine und das folgende Programm:<ol>
<li>Spülen mit PBS.</li>
		<li>Inkubieren Sie 2 x 45 min in 70 % igem Ethanol bei Raumtemperatur.</li>
		<li>Inkubieren Sie 2 x 1 h in 94 % Ethanol bei Raumtemperatur.</li>
		<li>Inkubieren Sie 3 x 45 min. in absoluten Ethanol bei Raumtemperatur.</li>
		<li>Inkubieren Sie 3 x 1 h in Xylol, bei Raumtemperatur und letzten Xylol bei 37 ° c</li>
		<li>Inkubieren Sie 3 x 1 h in Paraffinwachs bei 60 ° c</li>
	</ol>
</li>
	<li>Betten Sie nach Gewebe Verarbeitung den Augapfel in flüssiges Paraffin (+ 60 ° C) mit einem Gewebe einbetten Block ein. Legen Sie das Auge innerhalb des Blocks, so dass es zur Seite schaut und die peripheren Grenze nach oben zeigt. Lassen Sie den Block auf einem kühlen Teller für ca. 5-10 Minuten zu festigen.</li>
</ol>(7) Paraffin Abschnitte der Hornhaut
<ol><li>Bereiten Sie das Mikrotom für Schnitt gemäß den Anweisungen des Instituts oder des Herstellers. Achtung: Seien Sie vorsichtig beim Umgang mit scharfen Mikrotom Klinge.</li>
	<li>Ort ein Wasserbad mit Raumtemperatur Reinstwasser neben Mikrotom und ein weiteres mit Reinstwasser beheizt bis + 50 ° C.</li>
	<li>Machen Sie 5 µm dicke Schichten des Augapfels. Hinweis: Die Linse leicht bricht beim Schneiden. Um dies zu vermeiden, wischen Sie die Schnittfläche mit einem feuchten Tuch jedes Mal eine neue Reihe von Abschnitten gestartet wird. Verwenden Sie Leitungswasser, das Gewebe zu befeuchten.</li>
	<li>Legen Sie die Abschnitte nebeneinander im Wasserbad Raumtemperatur und verschieben Sie sie dann in dem heißen Wasserbad mit Hilfe von einem Objektträger. Dehnen Sie die Abschnitte in dem heißen Wasserbad, bis alle Falten entspannen und die Abschnitte werden Matte.</li>
	<li>Trocknen Sie die Glas-Objektträger mit Abschnitten über Nacht bei 37 ° C.</li>
	<li>Folien zuordnen Sie in den Abschnitten, indem man die Folie für 1 Minute auf einer beheizten Platte bei + 60 ° C. Danach können bei + 4 ° C. die Abschnitte direkt zum Beizen, immunohistologische Methoden verarbeitet oder gespeichert werden</li>
</ol>

<ol>
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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Removal+of+the+basement+membrane+enhances+corneal+wound+healing.">Removal of the basement membrane enhances corneal wound healing.</a> Experimental Eye Research. 93 (6), 927-936 (2011).</li><li>Suzuki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-matrix+and+cell-cell+interactions+during+corneal+epithelial+wound+healing.">Cell-matrix and cell-cell interactions during corneal epithelial wound healing.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 22 (2), 113-133 (2003).</li><li>Sato, Y., Seo, N., Kobayashi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+background+differences+between+FVB+and+C57BL/6+mice+affect+hypnotic+susceptibility+to+pentobarbital,+ketamine+and+nitrous+oxide,+but+not+isoflurane.">Genetic background differences between FVB and C57BL/6 mice affect hypnotic susceptibility to pentobarbital, ketamine and nitrous oxide, but not isoflurane.</a> Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 50 (5), 553-556 (2006).</li><li>Pajoohesh-Ganji, A., Pal-Ghosh, S., Tadvalkar, G., Stepp, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=K14+++Compound+niches+are+present+on+the+mouse+cornea+early+after+birth+and+expand+after+debridement+wounds.">K14 + Compound niches are present on the mouse cornea early after birth and expand after debridement wounds.</a> Developmental Dynamics. 245 (2), 132-143 (2016).</li><li>Boote, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+Assessment+of+Ultrastructure+and+Light+Scatter+in+Mouse+Corneal+Debridement+Wounds.">Quantitative Assessment of Ultrastructure and Light Scatter in Mouse Corneal Debridement Wounds.</a> Investigative Ophthalmology &amp; Visual Science. 53 (6), 2786 (2012).</li><li>Pal-Ghosh, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MMP9+cleavage+of+the+&#946;4+integrin+ectodomain+leads+to+recurrent+epithelial+erosions+in+mice.">MMP9 cleavage of the &#946;4 integrin ectodomain leads to recurrent epithelial erosions in mice.</a> Journal of Cell Science. 124 (Pt 15), 2666-2675 (2011).</li><li>Pal-Ghosh, S., Pajoohesh-Ganji, A., Brown, M., Stepp, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+for+the+study+of+recurrent+corneal+epithelial+erosions:+alpha9beta1+integrin+implicated+in+progression+of+the+disease.">A mouse model for the study of recurrent corneal epithelial erosions: alpha9beta1 integrin implicated in progression of the disease.</a> Investigative Ophthalmology &amp; Visual Science. 45 (6), 1775-1788 (2004).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Verwundung Methoden sind populäre Werkzeuge, verschiedene Aspekte der Hornhaut Homöostase und Pathologien zu studieren. Der Abrieb-Modell bietet eine gut kontrollierte Methode zur relevanten Probleme in der Augenheilkunde. Allerdings sind einige kritische Punkte im Protokoll hervorzuheben. Insbesondere die Details bezüglich der Veterinärmedizin, heilende Wunde Timeline und Ergebnis skizziert sind optimiert für den Einsatz mit fremd-NMRI und ICR-Aktien, aber können unter Stämme von Mäusen26...

Epitheliale Schichten zahlreiche Organe sind Verletzungen ausgesetzt. Sie enthalten jedoch auch die Möglichkeit zum Ausgleich Gewebeverlust durch Wundheilung. Die Hornhaut bietet ein hervorragendes Modell um die Wundheilung zu studieren. Es bildet die äußere Oberfläche des Auges und bietet eine Schutzschicht für die sensible okuläre Maschinen. So funktioniert Hornhaut als eine physikalische Barriere gegenüber Krankheitserregern und Wasserverlust. Es besteht aus drei Schichten; Epithel, Stroma und Endothel. Das Epithel der Hornhaut bildet die äußerste Schicht der Hornhaut. Epithelzellen pflegen die Barrierefunktion der Hornhaut durch die Einhaltung streng miteinander durch tight Junctions1,2,3. Eine azelluläre Hornhaut Basalmembran, die Bowman-Membran trennt das Epithel aus der umfangreichen Stroma, das feuerfeste keratozyten enthält. Unter das Stroma Kanal endotheliale Zellen Nährstoffe, Wasser und Sauerstoff, die obere Schicht.
Hornhauterosionen sind sehr häufig in der Klinik4. Verletzungen der Hornhaut sind vielfältig, aber vor allem durch kleine Partikel wie Staub oder Sand, Kratzer oder andere Fremdkörper verursacht werden. Das Protokoll beschrieben hier zielt auf eine klinisch relevante Art von epithelialen korneaabnutzung zu reproduzieren. Dabei bietet dieses Protokoll eine kontrollierbare und bahnbrechende Methode für Kliniker und Wissenschaftler Hornhaut, in eigenen Studien zu implementieren. Wir haben eine in Vivo Verletzung Reparatur Assays auf der murinen Hornhaut durch Anrauen des Gewebes mit einer getrübten okuläre Burr, Algerbrush II durchgeführt. Unser Ziel hier, den Abrieb nur auf der zentralen Hornhaut-Epithel und lassen Sie die anderen Teile der Orgel ohne Schaden. So, das Protokoll ist ideal, um Studie Hornhaut Epithelzelle Dynamik oder der Basalmembran während Re Epithelisierung, Migration, Proliferation und Differenzierung in Vivo5Zelle. Vor kurzem wurde dieses Modell zum Analysieren der Stammvater Zelldynamik in der murinen Hornhaut als auch hinsichtlich der Kapazität der differenzierten Hornhaut epithelialen Zellen bei der Neugründung der Hornhaut Stammzellnische nach Verletzungen6,7zu enthüllen. Nach Abrieb kehrt die Hornhaut zu seiner normalen Transparenz und Zugfestigkeit. Interessant ist, eine in-vitro- Studie angedeutet, dass re Epithelisierung ohne erhöhte Zelle Verbreitung8tritt. Dieses Protokoll beschreibt die Zeitachse der ununterbrochenen Heilung in der murinen Hornhaut. Die Methode ist somit anwendbar, die Wirkung von Medikamenten auf die Heilung von Mustern und Geschwindigkeit zu testen.
Die Hornhaut ist beträchtlich für Wundheilung Studien benutzt worden. Jedoch haben viele Studien auf andere Modelle der Verletzung verlassen. Ein gut etabliertes Modell der Verletzung der Hornhaut ist die alkalische brennen, die durchgeführt wird, durch die Anwendung von Natriumhydroxid (NaOH) mit oder ohne Filterpapier auf die Hornhaut-Oberfläche-9. Alkalische Exposition führt zu einer großen und diffuse Verletzung, die betrifft nicht nur das Hornhaut-Epithel, sondern auch die Bindehaut und Stroma9,10. Starke alkalische Lösungen nachweislich hornhautgeschwüren, eintrübt und Neovaskularisation9induzieren. Entzündungszellen dringen in das Stroma in der Regel innerhalb von 6 h und bleiben dort bis zum 24 h-11. Somit ist alkalisch Verletzungen eine ratsam Methode in Studien im Zusammenhang mit Stromazellen Aktivierung. Eine andere Art von chemischen Verletzungen kann durch die Anwendung von Dimethyl Sulfoxid (DMSO) zugefügt werden, auf die Hornhaut9,10. Andere häufig verwendete Verletzungen Modelle umfassen incisional Wunden, die durch die Stroma und Keratektomie Wunden eindringen, die auf den oberen Teil der Stroma14,15beschränkt sind. Diese Methoden eignen sich auch zur Rede und Antwort bezüglich Stromazellen Wundheilung. Verschiedene Verletzungen Modelle haben ihre eigenen vor- und Nachteile. Abrieb oder Debridement, der das Hornhaut-Epithel wurde zuerst mit getrübten Skalpelle oder klingen auf ex Vivo Hornhaut16entwickelt. Diese Methode wurde später verwendet in Vivo auf Maus, Ratte und Kaninchen17,18,19,20,21,22. Mit Hilfe des okulären Grates (Abbildung 1), entfernen wir nur einen ausgewählten Bereich des Epithels, ohne Auswirkung auf den Rest des Epithels. Auf diese Weise ist es möglich auf die epithelialen Entfernung zu den verschiedenen Teilen der Hornhaut. Darüber hinaus kann die Größe der Abrieb mit Fluorescein Beflecken beurteilt werden. Darüber hinaus folgen wir hier Abrieb Schließung während der Einheilphase.
Diese Methode birgt einige Vorteile, i) einschließlich der genauen Standort der Abrieb Website, die nicht mit chemischen Verletzungen möglich ist, (Ii) der Abrieb ist schnell durchzuführen, und (Iii) Es ist nicht-invasiv. Hier beschreiben wir die Methode mit der outbred NMRI Maus als Modell, aber dies angewendet werden könnte, die breite Palette von genetischer Mausmodelle sowie der Ratte und Kaninchen, die gängigen Modelle zur Untersuchung der menschlichen Hornhaut Störungen sind.

<table><tbody><tr><td>NMRI mouse</td><td>Envigo</td><td>275</td><td></td></tr><tr><td>0.9% NaCl</td><td></td><td></td><td>use sterile</td></tr><tr><td>Medetomidine</td><td>Vetmedic</td><td>Vnr087896</td><td>Market name: Cepetor Vet</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Intervet</td><td>Vnr511485</td><td>Market name: Ketaminol Vet</td></tr><tr><td>Buprenorfin</td><td>Invidior</td><td>3015248</td><td>Market name: Temgesic</td></tr><tr><td>Atipamezol</td><td>Orion Pharma</td><td>Vnr471953</td><td>Market name: Antisedan Vet</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Norbrook</td><td>Vnr027579</td><td>Market name: Norocarp Vet</td></tr><tr><td>1% fucidin acid eye ointment</td><td>Dechra</td><td>Vnr080899</td><td>Market name: Isathal</td></tr><tr><td>Fluorescein salt</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F6377</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline solution</td><td></td><td></td><td>PBS</td></tr><tr><td>Algerbrush ii ocular burr (0.5 mm tip)</td><td>Algerbrush</td><td>6.39768E+11</td><td></td></tr><tr><td>Cobalt Blue pen light</td><td>SP Services</td><td>DE/003</td><td></td></tr><tr><td>Hot plate</td><td>Kunz Instruments</td><td>2007-0217</td><td></td></tr><tr><td>Digital SLR camera</td><td>Nikon</td><td>D80</td><td></td></tr><tr><td>Adjustable camera arm and clamp</td><td>Neewer</td><td>10086132</td><td>Height 28 cm</td></tr><tr><td>Table lamp with a flexible arm and a clamp</td><td>Prisma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Soft wipe</td><td>KimtechScience</td><td>7552</td><td></td></tr><tr><td>CO2 chamber</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dissection toolset</td><td>Fine Science Tools</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Syringes</td><td>Beckton Dickinson</td><td>303172</td><td></td></tr><tr><td>26G needles</td><td>Beckton Dickinson</td><td>303800</td><td></td></tr><tr><td>2 mL Eppendorf tube</td><td>Sarstedt</td><td>689</td><td></td></tr><tr><td>Tissue casette</td><td>Sakura Finetech</td><td>4118F</td><td></td></tr><tr><td>Tissue processing machine ASP200S</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>VWR</td><td>UN1307</td><td></td></tr><tr><td>Paraffin wax</td><td>Millipore</td><td>K95523361</td><td></td></tr><tr><td>Tissue embedding mold 32 x 25 x 6 mm</td><td>Sakura Finetech</td><td>4123</td><td></td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Microm</td><td>HM355</td><td></td></tr><tr><td>Water bath for sectioning</td><td>Orthex</td><td>60591</td><td></td></tr><tr><td>Water bath for sectioning</td><td>Leica</td><td>HI1210</td><td></td></tr><tr><td>Microtome blade</td><td>Feather</td><td>S35</td><td></td></tr><tr><td>Glass slide</td><td>Th.Geyer GmbH &amp;amp; Co.</td><td>7,695,019</td><td></td></tr><tr><td>Ultrapure water</td><td>Millipore</td><td>MPGP04001</td><td>MilliQ</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>158127</td><td>PFA</td></tr></tbody></table>

corneal epithelial abrasion with ocular burr as a model for cornea wound healing

Die murine Hornhaut bietet ein hervorragendes Modell um die Wundheilung zu studieren. Die Hornhaut ist die äußerste Schicht des Auges, und somit ist die erste Verteidigungslinie zu Verletzungen. In der Tat ist die häufigste Art von Verletzungen am Auge gefunden in Klinik ein korneaabnutzung. Hier nutzen wir eine augenfällige Grat um einen Abrieb was Entfernung des Hornhaut-Epithel in Vivo an narkotisierten Mäusen zu induzieren. Diese Methode ermöglicht gezielte und reproduzierbare epithelialen Störung, wobei andere Bereiche intakt bleiben. Darüber hinaus wir beschreiben die Visualisierung der abgeriebenen Epithel mit Fluorescein beflecken und liefern konkrete Ratschläge wie man die abgeriebenen Hornhaut zu visualisieren. Dann folgen wir die Zeitleiste der Wundheilung 0, 18 und 72 h nach Abrieb, bis die Wunde wieder epithelialized ist. Die epithelialen Abrieb Modell der Verletzung der Hornhaut ist ideal für Studien zur epithelialen Zell-Proliferation, Migration und Re Epithelisierung der Hornhaut Schichten. Diese Methode ist jedoch nicht optimal Stromazellen Aktivierung bei der Wundheilung, zu studieren, weil der okuläre Grat nicht um die Stromale Zellschichten eindringt. Diese Methode ist auch geeignet für klinische Anwendungen, z. B. der präklinischen Prüfung der Wirksamkeit der Droge.

Dieses Protokoll beschreibt ein Modell, um eine Verletzung der Maus Hornhaut Abrieb zufügen und Lösungsvorschläge zu folgen und den Heilungsprozess nach Abrieb zu visualisieren. Vor kurzem haben wir diese Methode zur Untersuchung der Rolle von Hornhaut epithelialen Progenitorzellen bei Wundheilung6beschäftigt. Der Einsatz von etablierten Werkzeugen ist der Schlüssel zu einer erfolgreichen Abrieb-Experiment. Wir und andere haben den Algerbrush II okulären Grat...

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Corneal Epithelial Abrasion with Ocular Burr As a Model for Cornea Wound Healing

Epitheliale Korneaabnutzung mit okulärer Burr als Modell für die Hornhaut Wundheilung

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode, einen Abrieb auf der Augenoberfläche der Maus zuzufügen und die Wundheilung danach zu folgen. Das Protokoll nutzt eine augenfällige Grat, teilweise das oberflächenepithel des Auges in narkotisierter Mäuse zu entfernen.

The murine cornea provides an excellent model to study wound healing. The cornea is the outermost layer of the eye, and thus is the first defense to ...

corneal-epithelial-abrasion-with-ocular-burr-as-model-for-cornea

Research

JoVE Journal

Medicine

20.3K Aufrufe.  University of Helsinki. Dieses Protokoll beschreibt eine Methode, einen Abrieb auf der Augenoberfläche der Maus zuzufügen und die Wundheilung danach zu folgen. Das Protokoll nutzt eine augenfällige Grat, teilweise das oberflächenepithel des Auges in narkotisierter Mäuse zu entfernen.

Serie: Corneal Epithelial Abrasion with Ocular Burr As a Model for Cornea Wound Healing

Establishment of a Clinically Relevant Ex Vivo Mock Cataract Surgery Model for Investigating Epithelial Wound Repair in a Native Microenvironment

The major impediment to understanding how an epithelial tissue executes wound repair is the limited availability of models in which it is possible to follow and manipulate the wound response ex vivo in an environment that closely mimics that of epithelial tissue injury in vivo. This issue was addressed by creating a clinically relevant epithelial ex vivo injury-repair model based on cataract surgery. In this culture model, the response of the lens epithelium to wounding can be followed live in the cells&#8217; native microenvironment, and the molecular mediators of wound repair easily manipulated during the repair process. To prepare the cultures, lenses are removed from the eye and a small incision is made in the anterior of the lens from which the inner mass of lens fiber cells is removed. This procedure creates a circular wound on the posterior lens capsule, the thick basement membrane that surrounds the lens. This wound area where the fiber cells were attached is located just adjacent to a continuous monolayer of lens epithelial cells that remains linked to the lens capsule during the surgical procedure. The wounded epithelium, the cell type from which fiber cells are derived during development, responds to the injury of fiber cell removal by moving collectively across the wound area, led by a population of vimentin-rich repair cells whose mesenchymal progenitors are endogenous to the lens1. These properties are typical of a normal epithelial wound healing response. In this model, as in vivo, wound repair is dependent on signals supplied by the endogenous environment that is uniquely maintained in this ex vivo culture system, providing an ideal opportunity for discovery of the mechanisms that regulate repair of an epithelium following wounding.

Establishment of a Clinically Relevant Ex Vivo Mock Cataract Surgery Model for Investigating Epithelial Wound Repair in a Native Microenvironment

Described here is the establishment of a clinically relevant ex vivo mock cataract surgery model that can be used to investigate mechanisms of the injury response of epithelial tissues within their native microenvironment.

Einrichtung von einem klinisch relevanten<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Mock Kataraktchirurgie Modell zur Untersuchung von epithelialen Wundheilung in einer nativen Mikromilieu

The major impediment to understanding how an epithelial tissue executes wound repair is the limited availability of models in which it is possible to ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Investigating Scarless Tissue Regeneration in Embryonic Wounded Chick Corneas

Chick embryonic corneal wounds display a remarkable capacity to fully and rapidly regenerate, whereas adult wounded corneas experience a loss of transparency due to fibrotic scarring. The tissue integrity of injured embryonic corneas is intrinsically restored with no detectable scar formation. Given its accessibility and ease of manipulation, the chick embryo is an ideal model for studying scarless corneal wound repair. This protocol demonstrates the different steps involved in wounding the cornea of an embryonic chick in ovo. First, eggs are windowed at early embryonic ages to access the eye. Second, a series of in ovo physical manipulations to the extraembryonic membranes are conducted to ensure access to the eye is maintained through later stages of development, corresponding to when the three cellular layers of the cornea are formed. Third, linear cornea wounds that penetrate the outer epithelial layer and the anterior stroma are made using a microsurgical knife. The regeneration process or fully restored corneas can be analyzed for regenerative potential using various cellular and molecular techniques following the wounding procedure. Studies to date using this model have revealed that wounded embryonic corneas display activation of keratocyte differentiation, undergo coordinated remodeling of ECM proteins to their native three-dimensional macrostructure, and become adequately re-innervated by corneal sensory nerves. In the future, the potential impact of endogenous or exogenous factors on the regenerative process could be analyzed in healing corneas by using developmental biology techniques, such as tissue grafting, electroporation, retroviral infection, or bead implantation. The current strategy identifies the embryonic chick as a crucial experimental paradigm for elucidating the molecular and cellular factors coordinating scarless corneal wound healing.

The present protocol demonstrates the different steps involved in wounding the cornea of an embryonic chick in ovo. The regenerating or fully restored corneas can be analyzed for regenerative potential using various cellular and molecular techniques following the wounding procedure.&#160;

Untersuchung der narbenlosen Geweberegeneration bei embryonalen verwundeten Kükenhornhäuten

Chick embryonic corneal wounds display a remarkable capacity to fully and rapidly regenerate, whereas adult wounded corneas experience a loss of ...

A Simple Mechanical Procedure to Create Limbal Stem Cell Deficiency in Mouse

Limbal stem cell deficiency (LSCD) is a state of malfunction or loss of limbal epithelial stem cells, after which the corneal epithelium is replaced with conjunctiva. Patients suffer from recurrent corneal defects, pain, inflammation, and loss of vision.
Previously, a murine model of LSCD was described and compared to two other models. The goal was to produce a consistent mouse model of LSCD that both mimics the phenotype in humans and lasts long enough to make it possible to study the disease pathophysiology and to evaluate new treatments. Here, the technique is described in more detail.
A motorized tool with a rotating burr has been designed to remove the rust rings from the corneal surface or to smooth the pterygium bed in patients. It is a suitable device to create the desired LSCD model. It is a readily available, easy-to-use tool with a fine tip that makes it appropriate for working on small eyes, as in mice. Its application prevents unnecessary trauma to the eye and it does not result in unwanted injuries, as often is the case with chemical injury models. As opposed to a blunt scraper, it removes the epithelium with the basement membrane. In this protocol, the limbal area was abraded two times, and then the whole corneal epithelium was shaved from limbus to limbus. To avoid stroma injury, care was taken not to brush the corneal surface once the epithelium was already removed.

The following article provides an easy, reproducible technique to effectively create a sustainable mouse model of limbal stem cell deficiency (LSCD). This animal model is useful in testing and comparing the efficacy of treatments for limbal stem cell diseases.

Eine einfache mechanische Verfahren Limbusstammzellinsuffizienzen in der Maus zum Erstellen

Limbal stem cell deficiency (LSCD) is a state of malfunction or loss of limbal epithelial stem cells, after which the corneal epithelium is replaced with ...

Medizin

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

Ex Vivo Wundheilung Hornhaut Orgel Kulturmodells für Studien

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

Ein epitheliales Abriebmodell zur Untersuchung der Hornhautwundheilung

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

Ex Vivo and In Vivo Animal Models for Mechanical and Chemical Injuries of Corneal Epithelium

Corneal injury to the ocular surface, including chemical burn and trauma, may cause severe scarring, symblepharon, corneal limbal stem cells deficiency, and result in a large, persistent corneal epithelial defect. Epithelial defect with the following corneal opacity and peripheral neovascularization result in irreversible visual impairment and hinder future management, especially keratoplasty. Since the animal model can be used as an effective drug development platform, models of corneal injury to the mouse and alkali burn to rabbit corneal epithelium are developed here. New Zealand white rabbit is used in the alkali burn model. Different concentrations of sodium hydroxide can be applied onto the central circular area of the cornea for 30 s under intramuscular and topical anesthesia. After copious isotonic normal saline irrigation, residual loose corneal epithelium was removed with corneal burr deep down to the Bowman's layer within this circular area. Wound healing was documented by fluorescein staining under Cobalt blue light. C57BL/6 mice were used in the traumatic model of murine corneal epithelium. The murine central cornea was marked using a skin punch, 2 mm in diameter, and then debrided by a corneal rust ring remover with a 0.5 mm burr under a stereomicroscope. These models can be prospectively used to validate the therapeutic effect of eye drops or mixed agents such as stem cells, which potentially facilitate corneal epithelial regeneration. By observing corneal opacity, peripheral neovascularization, and conjunctival congestion with stereomicroscope and imaging software, therapeutic effects in these animal models can be monitored.

Ex Vivo and In Vivo Animal Models for Mechanical and Chemical Injuries of Corneal Epithelium

Here, animal models based on mouse and rabbit are developed for mechanical and chemical injury of corneal epithelium to screen new therapeutics and the underlying mechanism.

Ex vivo und in vivo Tiermodelle für mechanische und chemische Verletzungen des Hornhautepithels

Corneal injury to the ocular surface, including chemical burn and trauma, may cause severe scarring, symblepharon, corneal limbal stem cells deficiency, ...

Protokolle zur Schädigung von sensorischen Fasern der Hornhaut für Studien zur Axonregeneration

Three Strategies to Induce Neurotrophic Keratitis and Nerve Regeneration in Murine Cornea

The cornea is a transparent tissue that covers the eye and is crucial for clear vision. It is the most innervated tissue in the body. This innervation provides sensation and trophic function to the eye and contributes to preserving corneal integrity. The pathological disruption of this innervation is termed neurotrophic keratitis. This can be triggered by injury to the eye, surgery, or disease. In this study, we propose three different protocols for inflicting damage on the innervation in ways that recapitulate the three types of cases generally encountered in the clinic.
The first method consists in making an abrasion of the epithelium with an ophthalmic burr. This involves the removal of the epithelial layer, the free nerve endings, and the subbasal plexus in a manner similar to the photorefractive keratectomy surgery performed in the clinic. The second method&#160;only targets the innervation by sectioning it at the periphery with a biopsy punch, maintaining the integrity of the epithelium. This method is similar to the first steps of lamellar keratoplasty and leads to a degeneration of the innervation followed by regrowth of the axons in the central cornea. The last method damages the innervation of a transgenic mouse model using a multiphoton microscope, which specifically localizes the site of cauterization of the fluorescent nerve fibers. This method inflicts the same damage as photokeratitis, an overexposure to UV light.
This study describes different options for investigating the physiopathology of corneal innervation, particularly the degeneration and regeneration of the axons. Promoting regeneration is crucial for avoiding such complications as epithelium defects or even perforation of the cornea. The proposed models can help test new pharmacological molecules or gene therapy that enhance nerve regeneration and limit disease progression.

Autor im Rampenlicht: Förderung der Hornhautinnervationsforschung durch innovative Modelle 

Here, we propose three different methods of damaging the sensory fibres innervating the cornea. These methods facilitate the study of axon regeneration in mice. These three methods, which are adaptable to other animal models, are ideal for the study of corneal innervation physiology and regeneration.

Drei Strategien zur Induktion von neurotropher Keratitis und Nervenregeneration in der murinen Hornhaut

The cornea is a transparent tissue that covers the eye and is crucial for clear vision. It is the most innervated tissue in the body. This innervation ...

Neurowissenschaften

Mongolian Gerbils as an Animal Model of Wound Healing

Corneal wound healing studies have been conducted for a long time and have helped to reduce suffering and develop treatments that contribute to improving patients' eye health. Historically, corneal healing has been studied in rodents such as mice and rats, but these models might not completely mimic human disorders. However, information on other rodents such as Mongolian gerbils (Meriones unguiculatus) is scant in corneal research.
Here, we describe a technique to develop a novel animal model for studying corneal healing after photorefractive keratectomy. Due to the limited literature available on the cornea of M. unguiculatus, we also describe a histological analysis of the normal cornea. These research techniques can also be employed in the study of eye diseases because of the similarity between the corneas of Mongolian gerbils and humans in terms of genetics, anatomy, and physiology.

This article describes a new animal model developed to study the anatomy and histology of the cornea and its healing processes. This new animal model uses the Mongolian gerbil, which has a cornea with many similarities to the human cornea.

Mongolische Rennmäuse als Tiermodell der Wundheilung

Corneal wound healing studies have been conducted for a long time and have helped to reduce suffering and develop treatments that contribute to improving ...

Epitheliale Korneaabnutzung mit okulärer Burr als Modell für die Hornhaut Wundheilung

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Einrichtung von einem klinisch relevanten

Untersuchung der narbenlosen Geweberegeneration bei embryonalen verwundeten Kükenhornhäuten

Eine einfache mechanische Verfahren Limbusstammzellinsuffizienzen in der Maus zum Erstellen

Ex Vivo Wundheilung Hornhaut Orgel Kulturmodells für Studien

Ein epitheliales Abriebmodell zur Untersuchung der Hornhautwundheilung

Ex vivo und in vivo Tiermodelle für mechanische und chemische Verletzungen des Hornhautepithels

Drei Strategien zur Induktion von neurotropher Keratitis und Nervenregeneration in der murinen Hornhaut

Drei Strategien zur Induktion von neurotropher Keratitis und Nervenregeneration in der murinen Hornhaut

Drei Strategien zur Induktion von neurotropher Keratitis und Nervenregeneration in der murinen Hornhaut

Mongolische Rennmäuse als Tiermodell der Wundheilung