Name: a modified two kidney one clip mouse model of renin regulation in renal artery stenosis
Uploaded: 2020-10-26T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 21 s
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Die Forschung wurde durch den NHLBI Research Scientist Development Grant (1K01HL135461-01) an JAG unterstützt. Vielen Dank an David Carmona-Berrio und Isabel Adarve-Rengifo für ihre technische Unterstützung.

Mäuse wurden im Vanderbilt University Medical Center (VUMC) Division of Animal Care nach den Richtlinien der National Institutes of Health (NIH) und dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren des US-Gesundheitsministeriums untergebracht und gepflegt. Alle Tierverfahren wurden vor Beginn der Experimente vom VUMC Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt.
1. Tierpräparation und Präparation
<ol><li>Schalten Sie den Keimer und die Wasserpumpe des Heizkissens ca. 30 min vor Beginn der Operation ein.</li>
	<li>Schneiden Sie 0,5 mm lange Polyurethanschläuche mit einem scharfen Skalpell. Entfernen Sie 0,2 mm des Umfangs, indem Sie einen Schnitt der Länge nach machen, um eine Manschette zu machen. HINWEIS: Dies ist ein kritischer Teil der Nierenarterienstenose, der äußerste Präzision, Liebe zum Detail und Geduld erfordert. Versuchen Sie, mehrere Stücke Polyurethanschläuche gleichzeitig zu schneiden. Führen Sie alle diese Verfahren unter dem Mikroskop durch.</li>
	<li>Bevor Sie fortfahren, ziehen Sie chirurgische sterile Handschuhe und eine chirurgische Maske an.</li>
	<li>Verwenden Sie C57BL / 6 Wildtyp-Mäuse (WT) von 6-8 Wochen. Verwenden Sie eine gleiche Anzahl von männlichen und weiblichen Mäusen, um sexuelle Verzerrungen zu vermeiden.</li>
	<li>Notieren Sie das Gewicht der Mäuse, bevor Sie eine Operation durchführen. Das Idealgewicht für die Durchführung einer Nierenarterienstenose mit Polyurethanschlauch beträgt 18-22 g. Behandeln Sie Mäuse vorsichtig und bewegen Sie sich nicht, während Sie die Anästhesie injizieren. Präoperative Analgesie (Ketofgen, 5 mg/kg Körpergewicht) verabreichen. HINWEIS: Wenn Sie die Mäuse von ihrem Wohnzimmer in den Operationssaal bringen, tragen Sie sie mit großer Sanftheit und Vorsicht, um Unruhe zu vermeiden. Es wird dringend empfohlen, Mäusekäfige in den Händen anstelle eines Trolleys zu tragen.</li>
	<li>Betäuben Sie die Mäuse mit einer Mischung aus Ketamin (100 mg/kg KG) und Xylazin (10 mg/kg KG) über intraperitoneale (I.P.) Injektionen.</li>
	<li>Setzen Sie die Maus wieder in den Käfig, bis sie vollständig betäubt ist. Es dauert etwa 4-5 Minuten, bis die Maus völlig bewusstlos ist. Kneifen Sie den Schwanz oder Zeh mit einer Pinzette, um zu überprüfen, ob die Maus völlig bewusstlos und bereit für die Operation ist.</li>
	<li>Legen Sie die Maus auf den Rücken auf ein Papiertuch. Entfernen Sie die Haare des seitlichen Bauches mit einer elektrischen Haarschneidemaschine in entgegengesetzter Richtung des Haarwuchses. Nachdem Sie die Operationsstelle rasiert haben, reinigen Sie den Bereich mit einem chirurgischen Peeling, das Jod (oder Chlorhexidin) enthält, gefolgt von einer Spülung mit 70% Ethanol (oder steriler Kochsalzlösung).  Wiederholen Sie 3 mal. HINWEIS: Die Haarentfernung muss in einiger Entfernung oder vorzugsweise auf einer anderen Bank als die Operationsbank durchgeführt werden, um Haarstörungen und Haarkontaminationen während des chirurgischen Eingriffs zu vermeiden.</li>
	<li>Decken Sie das Heizkissen mit einem sterilen Blatt ab. Bringen Sie die Maus zur Operationsbank und legen Sie sie auf das sterile Blatt, wobei Sie die rechte seitliche Seite der Maus in Richtung Mikroskop zeigen. Halten Sie eine konstante Pad-Temperatur von 37 °C mit zirkulierendem Wasser aufrecht.</li>
	<li>Öffnen Sie den sterilisierten Beutel mit allen chirurgischen Geräten. Machen Sie mit einem Seziermikroskop und einer sterilen scharfen Schere einen kleinen Flankenschnitt (nahe der 13. Brustrippe, die letzte Rippe bei der Maus) und etwa 0,5 cm von den Wirbeln entfernt. Gehen Sie entlang der Lendenwirbel und machen Sie einen 1-Zoll-Einschnitt.</li>
	<li>Ziehen Sie die Haut und den Muskel zurück, um die Niere freizulegen.</li>
	<li>Reinigen und entfernen Sie das umgebende Fett mit sterilen Wattestäbchen, um die Nierenarterie zu isolieren. Isolieren Sie den Nierennerv mit einer gekrümmten Pinzette von der Nierenarterie.</li>
	<li>Wenn Sie die Scheinoperation durchführen, legen Sie Nähte an, um die Haut zu schließen, und tragen Sie ein Antibiotikum auf die geschlossene Wunde auf, dann fahren Sie mit der postoperativen Pflege fort. Wenn nicht, fahren Sie mit dem folgenden Abschnitt fort, um die Arterie zu stenosieren. HINWEIS: Jedes Experiment sollte Scheintiere als Kontrollen des chirurgischen Eingriffs haben. Scheintiere bestehen aus Mäusen, die den chirurgischen Eingriff durchlaufen haben, bei dem die Nierenarterie freigelegt wurde, ohne eine Manschette darauf zu legen.</li>
</ol>2. Rechtsrenarterienstenose
<ol><li>Legen Sie zwei Nylonnähte unter die rechte Nierenarterie, machen Sie lose Knoten und legen Sie dann die Manschette um die Hauptnierenarterie ungefähr gleich weit entfernt zwischen Niere und Aortenbifurkation</li>
	<li>Schließen Sie die Manschette mit den Nylonnähten. Machen Sie vier Knoten für jede Naht, um die Wahrscheinlichkeit zu vermeiden, dass die Nähte nach der Operation verloren gehen.</li>
	<li>Schließen Sie den Schnitt im Muskel, indem Sie eine einfache durchgehende Naht anwenden.</li>
	<li>Machen Sie einfache unterbrochene Nähte, um die Haut zu schließen.</li>
	<li>Verabreichen Sie IACUC-zugelassene Analgetika. HINWEIS: Autoklavieren Sie chirurgische Instrumente vor jedem Gebrauch. Wenn mehr als eine Operation gleichzeitig durchgeführt wird, wischen Sie alle verwendeten Werkzeuge mit einem sterilen Alkoholmessgerät ab und legen Sie sie nach jeder Operation für 15-30 s in einen heißen Keimer. Wechseln Sie sterile Handschuhe auch für jede Maus.</li>
</ol>3. Nachsorge
<ol><li>Bringen Sie die Mäuse in ihren Käfig zurück und lassen Sie den Käfig halb an, halb aus, ein zirkulierendes Wasserheizkissen für 2 - 3 Stunden. Fügen Sie Gel-Diät-Erholungsnahrung in den Käfig ein.</li>
	<li>Schmerzmittel (Ketoprofen) intraperitoneal (Dosis: 5 mg/kg Körpergewicht) am nächsten Tag verabreichen.</li>
	<li>Wiegen Sie die Mäuse für die nächsten zwei Tage; Wenn einige Mäuse mehr als 20% ihres Gewichts verlieren, konsultieren Sie den Tierarzt und entscheiden Sie, ob das Tier nach dem entsprechenden IACUC-zugelassenen Verfahren eingeschläfert werden muss.</li>
	<li>Überwachen Sie die Mäuse täglich, um Rötungen, Schwellungen, Schmerzen oder Infektionen zu beurteilen.</li>
	<li>Suchen Sie tierärztliche Beratung für postoperative Komplikationen in Übereinstimmung mit den institutionellen IACUC-Richtlinien.</li>
</ol>4. Gewebeentnahme
<ol><li>Gewebe 3 Wochen nach dem chirurgischen Eingriff entnehmen. Notieren Sie das Gewicht jeder Maus.</li>
	<li>Euthanasieren Sie die Maus mit einem IACUC-zugelassenen Verfahren.</li>
	<li>Legen Sie die Maus in Rückenlage auf eine sterile Plattform, um sie zu sezieren.</li>
	<li>Sichern und strecken Sie die Gliedmaßen, um die Bewegung einzuschränken.</li>
	<li>Besprühen Sie die Mäuse gründlich mit 70% Ethanol.</li>
	<li>Machen Sie einen Mittellinienschnitt, um den Bauch und den Brustbereich mit einer scharfen Schere zu öffnen.</li>
	<li>Ziehen Sie die Haut und die Peritonealwand zurück.</li>
	<li>Belichten Sie vorsichtig das Herz und punktieren Sie den rechten Ventrikel und entbluten Sie die Maus.</li>
	<li>Entfernen Sie beide Nieren mit einer Pinzette. Nieren befinden sich auf dem Rücken der Mäuse. HINWEIS: Mischen Sie nicht beide Nieren. Achten Sie auf stenosierte, vorgetäuschte und kontralaterale Nieren.</li>
	<li>Entfernen Sie die Nierenkapsel, reinigen Sie sie von jeglichem Fett und notieren Sie das Gewicht jeder Niere separat.</li>
	<li>Schneiden Sie einen Längsschnitt beider Nieren ab und fixieren Sie 4% PFA über Nacht bei 4 ° C, um später für die Paraffineinbettung verarbeitet zu werden, um eine In-situ-Hybridisierung (ISH) und Immunhistochemie (IHC) durchzuführen. Befolgen Sie die ISH- und IHC-Protokolle wie berichtet23,24.</li>
	<li>Isolieren Sie den Kortex der verbleibenden Niere und gefrieren Sie in flüssigem Stickstoff, um Western Blot durchzuführen. Lagern Sie die Proben bis zur Analyse bei -80 °C.</li>
	<li>Quantifizieren Sie Renin- und N-GAL-Ausdrücke mit Western Blot, wie in der Literatur 23,24 beschrieben.</li>
</ol>5. Statistik
<ol><li>Verwenden Sie Einweg- oder Zweiweg-ANOVA für Experimente mit drei oder mehr Bedingungen, gefolgt von Bonferroni-Post-hoc-Tests für Vergleiche zwischen einzelnen Gruppen. Betrachten Sie einen p-Wert gleich oder kleiner als 0,05 als signifikant. Verwenden Sie Software (z. B. GraphPad Prism 8.2), um alle statistischen Analysen durchzuführen.</li>
</ol>

<ol>
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E., Salomao, A., Gavras, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Models+of+experimental+hypertension+in+mice.">Models of experimental hypertension in mice.</a> Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).</li></ol>

Es werden keine Interessenkonflikte, finanziell oder anderweitig, von den Autoren erklärt.

Nierenarterienstenose ist eine wichtige Ursache für sekundäre oder resistente Hypertonie und Nierenschädigung 1,29. Das Goldblatt-Modell mit zwei Nieren (2K1C) wurde verwendet, um RAStenosis-induzierte renovaskuläre Hypertonie 1,17,18,19 zu untersuchen. Eine Reihe früherer Studien mit verschiedenen Tiermodellen haben gezeigt, dass ...

Die Nierenarterienstenose (RAStenosis) ist ein hartnäckiges Problem, von dem etwa 6% der Menschen über 65 und bis zu 40% der Menschen mit koronarer oder peripherer Gefäßerkrankung betroffen sind 1,2. Aktuelle Behandlungen für die Krankheit sind begrenzt; Daher besteht ein dringender Bedarf an der Entwicklung neuer Therapien zur Behandlung der renovaskulären Hypertonie oder der resistenten Hypertonie, die durch RAStenosis induziert wird. Das Renin-Angiotensin-Aldosteron-System (RAAS) ist der Schlüsselweg, der an der Pathogenese der RAStenosis-induzierten Hypertonie oder der renovaskulären Hypertonie beteiligtist 3,4. Bekannte Therapien, die auf RAAS abzielen, wie ACE-Hemmer oder Angiotensin-Rezeptorblocker, lindern Bluthochdruck, müssen jedoch eingehend auf Nierenversagen und Hyperkaliämie untersuchtwerden 5,6,7. Renin katalysiert den ratenbegrenzenden Schritt in RAAS; es wandelt Angiotensinogen in Angiotensin I um. Bei Atherosklerose verursacht die Bildung von Plaque die Verengung der Nierenarterie, die die Reninsekretion antreibt, was zu renovaskulärer Hypertonie und Nierenschäden führt8. Eine Reihe von Studien berichtete über erhöhte oxidative Belastungen während der renovaskulären Hypertonie beim Menschen, die mit dem Modell der zwei Nieren One Clip (2K1C) Mäuse sowie anderen hypertensivenTiermodellen 2,9,10,11,12,13,14,15,16 bestätigt wurden. . Der molekulare Mechanismus der Reninexpressionskontrolle während der RAStenosis-induzierten renovaskulären Hypertonie ist nicht gut verstanden und rechtfertigt weitere Untersuchungen.
Experimentelle Tiermodelle, die RAStenosis zuverlässig und reproduzierbar rekapitulieren, sind wichtig, um die zellulären und molekularen Mechanismen der Renin-Expressionskontrolle für die Entwicklung neuartiger Therapien aufzuklären. Das 2K1C-Mausmodell ist ein etabliertes experimentelles Modell zur Untersuchung der Pathogenese der renovaskulären Hypertonie17,18,19,20. Dieses Modell wird durch die Verengung der Nierenarterie unter Verwendung eines Clips 17,20,21 erzeugt, wodurch ein Nierenarterienverschluss erzeugt wird, der zu einer Erhöhung der Reninexpression und Hypertonieführt 17,19,20,21. Es liegen jedoch keine technischen Berichte vor, die ein schrittweises Vorgehen zur Erzeugung einer Nierenarterienstenose im Tiermodell beschreiben.
Herkömmliche U-förmige Silberclips, Polyurethanröhrchen und andere Clips wurden verwendet, um die Nierenarterie zu verengen, um eine Nierenarterienstenose zu induzieren. Einige Studien haben gezeigt, dass das Design und das Material des Clips entscheidend sind, um zuverlässige und reproduzierbare Daten mit dem 2K1C-Tiermodell zu erhalten. Laut Lorenz et al. induziert die Verwendung herkömmlicher U-designter Silberclips eine niedrige Erfolgsrate von Bluthochdruck (40-60%)21. Aufgrund des Clip-Designs wird die Nierenarterie seitlich gedrückt, was einige Verengungen und eine größere Wahrscheinlichkeit auslöst, von der Nierenarterie entfernt zu werden. Silberformbarkeit und Duktilität können Änderungen der Clipbreiten ermöglichen; Daher verursacht dies unterschiedliche Hypertoniewerte bei Mäusen. Silberdioxid auf dem Clip kann perivaskuläre Entzündungen, Intimproliferation und Gewebegranulation verursachen und den Durchmesser der Nierenarterieverändern 22. Aufgrund der Variabilität der Hypertoniegrade, die mit dem herkömmlichen U-Design-Silberclip erzielt wurden, haben Warner et al. und Lorenz et al. erfolgreich einen Polyurethanschlauch mit runderen Design verwendet, um eine Nierenarterienstenose bei Mäusen einzuleiten, wodurch eine zuverlässigere und konsistentere Induktion des Tiermodells20,21 mit zwei Nieren erzeugt wurde.
In diesem Bericht beschreiben wir ein chirurgisches Protokoll zur Erzeugung einer experimentellen RAStenose bei Mäusen, wobei der Polyurethanschlauch verwendet wird, um die Nierenarterie zu verengen. Die Polyurethan-Manschette mit rundem Design ist ein reproduzierbarerer, zuverlässigerer und kostengünstigerer Clip zur Erzeugung von Stenosen bei Mäusen. Ziel dieses experimentellen Modells ist es, den molekularen und zellulären Mechanismus der Reninexpressionskontrolle während der Nierenarterienstenose zu untersuchen und zu definieren. Wir bestätigten den Erfolg des RAStenosis-Mäusemodells durch Messung der Reninexpression und des Nierenverletzungsmarkers neutrophiles Gelatinase-assoziiertes Lipocalin (N-GAL).

<table><tbody><tr><td>Diet Gel</td><td>Clear H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Diet-Gel 76A</td><td>Surgery recovery diet</td></tr><tr><td>EMC Heated Hard pad</td><td>Hallowell</td><td>000A2788B</td><td>Heating pads were used to keep mice warm</td></tr><tr><td>Ethilon Nylon Suture</td><td>Ethicon</td><td>662G</td><td>4-0 (1.5 metric), This suture was used to close the peritoneum, and skin</td></tr><tr><td>Ethilon Nylon Suture</td><td>Ethicon</td><td>2815 G</td><td>8-0 (0.4 metric), This suture was used to close cuff to tie and constrict the artery</td></tr><tr><td>Germinator 500</td><td>Braintree Scientific Inc.</td><td>GER 5287</td><td>Sterilize surgical tools between surgeries</td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Zoetis</td><td>Ketofen</td><td>Painkiller</td></tr><tr><td>Polyurethane</td><td>Braintree Scientific Inc.</td><td>MRE-025</td><td>This tube was used to initiate stenosis</td></tr><tr><td>Povidone-iodine antiseptic swabsticks</td><td>Medline</td><td>MDS093901</td><td>It was applied after hair removal and surgery on the skin</td></tr><tr><td>Reflex 7 Clip Applier</td><td>Roboz Surgical Instrument Co</td><td>204-1000</td><td>This clip applier was used to apply clip in case one or more sutures went off</td></tr><tr><td>Sterile towel drapes</td><td>Dynarex</td><td>4410</td><td>It was used as a bedsheet for mice during surgery</td></tr><tr><td>Triple antibiotic ointment</td><td>Medi-First</td><td>22312</td><td></td></tr><tr><td>Water pump</td><td>Stryker</td><td>T/pump Professionals</td><td>Used to warm and circulate water in the heating hard pad to keep mice warm during and post-surgery</td></tr></tbody></table>

a modified two kidney one clip mouse model of renin regulation in renal artery stenosis

Nierenarterienstenose ist eine häufige Erkrankung bei Patienten mit koronarer oder peripherer Gefäßerkrankung, bei der das Renin-Angiotensin-Aldosteron-System (RAAS) überaktiviert ist. In diesem Zusammenhang kommt es zu einer Verengung der Nierenarterien, die eine Erhöhung der Expression und Freisetzung von Renin, der geschwindigkeitsbegrenzenden Protease bei RAAS, stimuliert. Der daraus resultierende Anstieg der Reninexpression ist ein bekannter Treiber der renovaskulären Hypertonie, die häufig mit Nierenschäden und Endorganschäden einhergeht. Daher besteht ein großes Interesse an der Entwicklung neuartiger Behandlungen für diese Erkrankung. Der molekulare und zelluläre Mechanismus der Reninkontrolle bei Nierenarterienstenose ist nicht vollständig verstanden und erfordert weitere Untersuchungen. Um eine Nierenarterienstenose bei Mäusen zu induzieren, wurde ein modifiziertes 2-Nieren-1-Clip (2K1C) Goldblatt-Mausmodell entwickelt. Die rechte Niere wurde bei Wildtyp-Mäusen stenosiert und scheinoperierte Mäuse wurden als Kontrolle verwendet. Nach Nierenarterienstenose bestimmten wir die Reninexpression und Nierenschädigung. Nieren wurden geerntet, und frische Kortices wurden verwendet, um die Protein- und mRNA-Expression von Renin zu bestimmen. Dieses Tiermodell ist reproduzierbar und kann verwendet werden, um pathophysiologische Reaktionen, molekulare und zelluläre Signalwege zu untersuchen, die an renovaskulärer Hypertonie und Nierenschäden beteiligt sind.

Die Verengung der Nierenarterien erhöht die Reninexpression in der stenosierten Niere und unterdrückt die Expression in der kontralateralen Niere. Das Zwei-Nieren-Eins-Clip (2K1C) oder Goldblatt-Modell der Stenose induziert eine erhöhte Reninexpression und Nierenschädigung. Dies gilt als das beste repräsentative Modell der einseitigen Nierenarterienstenose beim Menschen.
Die Expression von Renin und Prorenin (Vorstufe von Renin) wurde mittels Immunoblotting gemessen. Die Daten zeigen, da...

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A Modified Two Kidney One Clip Mouse Model of Renin Regulation in Renal Artery Stenosis

Ein modifiziertes Goldblatt-Mausmodell mit 2 Nieren 1 Clip (2K1C) wurde unter Verwendung von Polyurethanschläuchen entwickelt, um eine Nierenarterienstenose einzuleiten, die eine Erhöhung der Reninexpression und Nierenschädigung induziert. Hier beschreiben wir ein detailliertes Verfahren zur Vorbereitung und Platzierung der Manschette auf der Nierenarterie, um ein reproduzierbares und konsistentes 2K1C-Mausmodell zu erstellen.

Ein modifiziertes Zwei-Nieren-One-Clip-Mausmodell der Reninregulation bei Nierenarterienstenose

Renal artery stenosis is a common condition in patients with coronary or peripheral vascular disease where the renin angiotensin aldosterone system (RAAS) ...

a-modified-two-kidney-one-clip-mouse-model-renin-regulation-renal

Research

JoVE Journal

Medicine

4.6K Aufrufe.  Vanderbilt University Medical Center. Ein modifiziertes Goldblatt-Mausmodell mit 2 Nieren 1 Clip (2K1C) wurde unter Verwendung von Polyurethanschläuchen entwickelt, um eine Nierenarterienstenose einzuleiten, die eine Erhöhung der Reninexpression und Nierenschädigung induziert. Hier beschreiben wir ein detailliertes Verfahren zur Vorbereitung und Platzierung der Manschette auf der Nierenarterie, um ein reproduzierbares und konsistentes 2K1C-Mausmodell zu erstellen.

Serie: A Modified Two Kidney One Clip Mouse Model of Renin Regulation in Renal Artery Stenosis

Use of a Hanging-weight System for Isolated Renal Artery Occlusion

In hospitalized patients, over 50% of cases of acute kidney injury (AKI) are caused by renal ischemia 1-3. A recent study of hospitalized patients revealed that only a mild increase in serum creatinine levels (0.3 to 0.4 mg/dl) is associated with a 70% greater risk of death than in persons without any increase 1. Along these lines, surgical procedures requiring cross-clamping of the aorta and renal vessels are associated with a renal failure rates of up to 30% 4. Similarly, AKI after cardiac surgery occurs in over 10% of patients under normal circumstances and is associated with dramatic increases in mortality. AKI are also common complications after liver transplantation. At least 8-17% of patients end up requiring renal replacement therapy 5. Moreover, delayed graft function due to tubule cell injury during kidney transplantation is frequently related to ischemia-associated AKI 6. Moreover, AKI occurs in approximately 20% of patients suffering from sepsis 6.The occurrence of AKI is associated with dramatic increases of morbidity and mortality 1. Therapeutic approaches are very limited and the majority of interventional trials in AKI have failed in humans. Therefore, additional therapeutic modalities to prevent renal injury from ischemia are urgently needed 3, 7-9. 
To elucidate mechanisms of renal injury due to ischemia and possible therapeutic strategies murine models are intensively required 7-13. Mouse models provide the possibility of utilizing different genetic models including gene-targeted mice and tissue specific gene-targeted mice (cre-flox system). However, murine renal ischemia is technically challenging and experimental details significantly influence results. We performed a systematic evaluation of a novel model for isolated renal artery occlusion in mice, which specifically avoids the use of clamping or suturing the renal pedicle 14. This model requires a nephrectomy of the right kidney since ischemia can be only performed in one kidney due to the experimental setting. In fact, by using a hanging-weight system, the renal artery is only instrumented once throughout the surgical procedure. In addition, no venous or urethral obstruction occurs with this technique. We could demonstrate time-dose-dependent and highly reproducible renal injury with ischemia by measuring serum creatinine. Moreover, when comparing this new model with conventional clamping of the whole pedicle, renal protection by ischemic preconditioning is more profound and more reliable. Therefore his new technique might be useful for other researchers who are working in the field of acute kidney injury.

A precise murine model for acute kidney injury (AKI) due to ischemia is an important tool to investigate acute kidney injury and possibly find therapeutic tools to treat renal injury. The hanging weight system offers a tool for immediate and reliable renal artery occlusion and reperfusion without causing renal congestion.

Die Verwendung eines Hanging-weight-System für Isolated Nierenarterie Occlusion

In hospitalized patients, over 50% of cases of acute kidney injury (AKI) are caused by renal ischemia 1-3. A recent study of hospitalized patients ...

Forschung

Medizin

Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable during renal transplantation. Experimental models that accurately and reproducibly recapitulate renal IRI are crucial in dissecting the pathophysiology of AKI and the development of novel therapeutic agents. Presented here is a mouse model of renal IRI that results in reproducible AKI. This is achieved by a midline laparotomy approach for the surgery with one incision allowing both a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia of the left kidney. By careful monitoring of the clamp position and body temperature during the period of ischaemia this model achieves reproducible functional and structural injury. Mice sacrificed 24 hr&#160;following surgery demonstrate loss of renal function with elevation of the serum or plasma creatinine level as well as structural kidney damage with acute tubular necrosis evident. Renal function improves and the acute tissue injury resolves during the course of 7 days following renal IRI such that this model may be used to study renal regeneration. This model of renal IRI has been utilized to study the molecular and cellular pathophysiology of AKI as well as analysis of the subsequent renal regeneration.

The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

Renale Ischämie Reperfusionsschaden: Ein Maus-Modell der Schädigung und Regeneration

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable ...

Transcutaneous Assessment of Renal Function in Conscious Rodents

Glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional methods to evaluate GFR are cumbersome and time-consuming. In addition, serial blood or urine samples are required, with the associated stress for the experimental animals. A recent technique significantly reduces the investment in time and resources, minimizing the invasiveness and the animal stress, but being equally valid as the traditional approaches. The method measures transcutaneously renal function. Using an optical device and the exogenous renal marker fluorescein isothiocyanate (FITC)-sinistrin, this technique is capable of measuring the elimination kinetics of the marker through the skin. With neither blood nor urine samples nor the associated laboratory assays needed, the results of the transcutaneous measurement are almost instantaneously available. The method has been already validated in different species and successfully applied in several models of renal pathology. Moreover, due to its minimally invasive characteristics, it is suitable for sequential measurements within the same animal. Here is provided a detailed protocol to carry out the transcutaneous assessment of renal function in rodents.

Determination of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional procedures to measure this parameter are cumbersome and require a large investment of time. Here we describe a faster and minimally invasive method to determinate GFR transcutaneously.

Transkutane Beurteilung der Nierenfunktion in Conscious Nagetiere

Glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional methods to evaluate GFR are cumbersome and ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

Ein effektives Mausmodell der einseitigen renalen Ischämie-Reperfusionsverletzung

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Improved Renal Denervation Mitigated Hypertension Induced by Angiotensin II Infusion

The benefits of renal sympathetic denervation (RDN) on blood pressure have been proved in a large number of clinical trials in recent years. However, the regulatory mechanism of RDN on hypertension remains elusive. Thus, it&#39;s essential to establish a simpler RDN model in mice. In this study, osmotic mini pumps filled with Angiotensin II were implanted in 14-week-old C57BL/6 mice. One week after the implantation of the mini-osmotic pump, a modified RDN procedure was performed on bilateral renal arteries of the mice using phenol. Age-sex-matched mice were given saline and served as sham group. Blood pressure was measured at baseline and every week subsequently for 21 days. Then, renal artery, abdominal aorta and heart were collected for histological examination using H&#38;E and Masson staining. In this study, we present a simple, practical, repeatable, and standardized RDN model, which can control hypertension and alleviate cardiac hypertrophy. The technique can denervate peripheral renal sympathetic nerves without renal artery damage. Compared to previous models, the modified RDN facilitates the study of the pathobiology and pathophysiology of hypertension.

Here, we present a protocol for renal sympathetic denervation (RDN) in mice with hypertension induced by Angiotensin II infusion. The procedure is repeatable, convenient and allows to study the regulatory mechanisms of RDN on hypertension and cardiac hypertrophy.

Verbesserte renale Denervierung milderte Hypertonie durch Angiotensin-II-Infusion

The benefits of renal sympathetic denervation (RDN) on blood pressure have been proved in a large number of clinical trials in recent years. However, the ...

A Murine Model of Hemodialysis Access-Related Hand Dysfunction

Chronic kidney disease is a major public health problem, and the prevalence of end-stage renal disease (ESRD) requiring chronic renal replacement therapies such as hemodialysis continues to increase. Autogenous arteriovenous fistula (AVF) placement remains a primary vascular access option for ESRD patients. Unfortunately, approximately half of the hemodialysis patients experience dialysis access-related hand dysfunction (ARHD), ranging from subtle paresthesia to digital gangrene. Notably, the underlying biologic drivers responsible for ARHD are poorly understood, and no adequate animal model exists to elucidate the mechanisms and/or develop novel therapeutics for the prevention/treatment of ARHD. Herein, we describe a new mouse model in which an AVF is created between the left common iliac artery and vein, thereby facilitating the assessment of limb pathophysiology. The microsurgery includes vessel isolation, longitudinal venotomy, creation of arteriovenous anastomosis, and venous reconstruction. Sham surgeries include all the critical steps except for AVF creation. Iliac AVF placement results in clinically relevant alterations in central hemodynamics, peripheral ischemia, and impairments in hindlimb neuromotor performance. This novel preclinical AVF model provides a useful platform that recapitulates common neuromotor perturbations reported by hemodialysis patients, allowing researchers to investigate the mechanisms of ARHD pathophysiology and test potential therapeutics.

This protocol details the surgical steps of murine common iliac arteriovenous fistula creation. We developed this model to study hemodialysis access-related limb pathophysiology.

Ein murines Modell der Hämodialysezugangsbedingten Handfunktionsstörung

Chronic kidney disease is a major public health problem, and the prevalence of end-stage renal disease (ESRD) requiring chronic renal replacement ...

The Mouse Isolated Perfused Kidney Technique

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a prerequisite for studying the physiology of the isolated organ and for many innovative applications that may be possible in the future, including perfusion decellularization for kidney bioengineering or the administration of anti-rejection or genome-editing drugs in high doses to prime the kidney for transplantation. During the time of the perfusion, the kidney can be manipulated, renal function can be assessed, and various pharmaceuticals administered. After the procedure, the kidney can be transplanted or processed for molecular biology, biochemical analysis, or microscopy.
This paper describes the perfusate and the surgical technique needed for the ex vivo perfusion of mouse kidneys. Details of the perfusion apparatus are given and data are presented showing the viability of the kidney&#39;s preparation: renal blood flow, vascular resistance, and urine data as functional, transmission electron micrographs of different nephron segments as morphological readouts, and western blots of transport proteins of different nephron segments as molecular readout.

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. The buffers and surgical technique are described in detail.

Die Maus isoliert perfundierten Nieren-Technik

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a ...

Biologie

A Mouse 5/6th Nephrectomy Model That Induces Experimental Uremic Cardiomyopathy

Chronic kidney disease (CKD) is a great risk factor for cardiovascular disease events and mortality, and progressively develops to the clinical phenotype called "uremic cardiomyopathy". We describe here an experimental CKD mouse model, named 5/6th partial nephrectomy (PNx) with pole ligation, which developed uremic cardiomyopathy at four weeks post-surgery. This PNx model was performed by a two-step surgery. In step-one surgery, both poles of the left kidney were ligated. In step-two surgery, which was performed 7 days after the step-one surgery, the right kidney was removed. For the sham surgery, the same surgery procedures were performed but without pole ligation of the left kidney or removal of the right kidney. The surgical procedures are easier and less time-consuming, compared to other methods. However, the remnant functional renal mass is not as easily controlled as the renal artery ligation. Four weeks after surgery, in comparison with the sham-operated mice, the PNx mice developed impaired renal function, anemia, cardiac hypertrophy, cardiac fibrosis, and decreased heart systolic and diastolic function.

A Mouse 5/6th Nephrectomy Model That Induces Experimental Uremic Cardiomyopathy

This manuscript provides a detailed two-step surgical procedure to perform mouse 5/6th partial nephrectomy (PNx) with pole ligation. Four weeks after surgery, in comparison with sham-operated mice, the PNx mice developed impaired renal function, anemia, cardiac hypertrophy, cardiac fibrosis, and decreased heart systolic and diastolic function.

5/6th Nephrektomie Mausmodell, die experimentelle urämischen Kardiomyopathie induziert

Chronic kidney disease (CKD) is a great risk factor for cardiovascular disease events and mortality, and progressively develops to the clinical phenotype ...

<meta charset="utf8"></head><body>Standardisierte 5/6-Nephrektomie bei Ratten bei Niereninsuffizienz und Malperfusion

5/6 Nephrectomy Using Sharp Bipolectomy Via Midline Laparotomy in Rats

Chronic kidney disease (CKD) affects over 10% of the global population, amounting to more than 800 million individuals worldwide. The advances in the treatment of CKD have had a significant impact on patient outcomes. While in the past, CKD was often considered a death sentence, with many patients succumbing to the complications of end-stage renal disease, it is now increasingly being managed as a chronic condition with the availability of dialysis and kidney transplantation, as well as new pharmaceutical developments such as SGLT2 inhibitors or nonsteroidal mineralocorticoid receptor antagonists. 
Yet, there continues to be a growing demand for further exploration into the pathophysiological processes and potential therapeutic interventions. Reliable biological models play a crucial role in facilitating this research. Given the multifaceted nature of renal disease, which encompasses not only cell biology but also vascular microanatomy and endocrine signaling, an appropriate model must possess a level of biological complexity that only an animal model can offer, rendering rodents an obvious choice.
This manuscript, therefore, provides an intricate, systematic protocol for surgically reducing renal parenchyma through midline laparotomy and combined total and partial nephrectomy in rats for survival as well as non-survival applications. It emphasizes the critical role of precise surgical techniques in ensuring consistent and reliable outcomes. Prime examples of potential applications for this model include biomolecular and pharmaceutical studies as well as the development of innovative intraoperative imaging modalities, such as hyperspectral imaging, to objectively visualize and differentiate renal malperfusion.

<meta charset="utf8"></head><body>5/6 Nephrektomie mit scharfer Bipolektomie über Midline-Laparotomie bei Ratten

This manuscript introduces a standardized protocol for a 5/6 nephrectomy by sharp bipolectomy via midline laparotomy in a rat model, aiming to induce a state of renal insufficiency via renal parenchyma reduction with a great degree of methodical precision and low risk of technical error.

5/6 Nephrektomie mit scharfer Bipolektomie über Midline-Laparotomie bei Ratten

Chronic kidney disease (CKD) affects over 10% of the global population, amounting to more than 800 million individuals worldwide. The advances in the ...

Ein modifiziertes Zwei-Nieren-One-Clip-Mausmodell der Reninregulation bei Nierenarterienstenose

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Die Verwendung eines Hanging-weight-System für Isolated Nierenarterie Occlusion

Renale Ischämie Reperfusionsschaden: Ein Maus-Modell der Schädigung und Regeneration

Transkutane Beurteilung der Nierenfunktion in Conscious Nagetiere

Ein effektives Mausmodell der einseitigen renalen Ischämie-Reperfusionsverletzung

Verbesserte renale Denervierung milderte Hypertonie durch Angiotensin-II-Infusion

Ein murines Modell der Hämodialysezugangsbedingten Handfunktionsstörung

Die Maus isoliert perfundierten Nieren-Technik

5/6^th Nephrektomie Mausmodell, die experimentelle urämischen Kardiomyopathie induziert

5/6 Nephrektomie mit scharfer Bipolektomie über Midline-Laparotomie bei Ratten

5/6 Nephrektomie mit scharfer Bipolektomie über Midline-Laparotomie bei Ratten