Name: transcutaneous assessment of renal function in conscious rodents
Uploaded: 2016-03-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 18 s
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ZHP was supported by the Marie-Curie project: NephroTools.

Notwendige Versuche, das Protokoll zu entwickeln, wurden gemäß den nationalen Vorschriften durchgeführt und wurden von den lokalen ethischen Wissenschaft Komitee (Regierungspräsidium Karlsruhe) zugelassen. 1. Herstellung von FITC-Sinistrin Injektionslösung <ol><li> Man löst FITC-Sinistrin in physiologischer Kochsalzlösung eine Stammlösung herzustellen. Die empfohlene Dosis in Mäusen liegt bei 7,5 mg / 100 g Körpergewicht (BW), während bei Ratten 5 mg / 100 g BW FITC-Sinistrin vorzuziehen ist. Bei Mäusen, bei 15 mg / ml, eine Lösung von FITC-Sinistrin Stammlösung vorzubereiten, während bei Ratten bei einer Konzentration von 40 mg / ml herzustellen. Hinweis: FITC-Sinistrin Stammlösung kann vor Licht geschützt im Voraus und bei -20 ° C hergestellt werden. </li></ol> 2. Vorbereitung der Tiere <ol><li> mindestens eine Woche vor ihrer Einführung in jedem Experiment akklimatisieren Tieren. </li><li> Anästhesieren das Tier unter Verwendung von 5% Isofluran bei 5 l / min O 2 </sub&gt; 2 min fließen. </li><li> Überprüfen Sie, ob das Tier richtig durch die Beobachtung seiner Atmung betäubt, die mit einem Mangel an einer Zehe Reaktion langsamer und tiefer, und überprüfen Teilnahmslosigkeit wird. </li><li> Sobald das Tier schläft, reduzieren die Anästhesie auf 2,5% Isofluran bei 2 l / min O 2 Fördermenge und die BW nehmen. </li><li> Entfernen Sie das Fell von der Flanke von der Rückseite des Tieres einen elektrischen Rasierer verwenden. Rasur eine Fläche etwas größer ist als die Fläche, die von der doppelseitigen Klebepflaster belegt werden, die Abmessungen von 3 cm x 6 cm hat. </li><li> Anschließend Enthaarungscreme für eine kurze Zeit (2-3 min) gelten die restliche Fell zu entfernen. </li><li> Waschen Sie den Bereich gründlich, bis die Creme vollständig entfernt wurde, als die Creme selbst fluoreszierend sein kann. Hinweis: Vermeiden Sie die Haut des Tieres Kratzen wie es zu Reizungen / Ödem produzieren kann. Wenn die enthaarte Bereich Pigmentierung auf der Haut zeigt, rasieren einen größeren Bereich, bis eine nicht pigmentierte Stelle für dieoptische Teil der Vorrichtung gefunden wird. Es wird empfohlen, 24 Stunden im Voraus zu rasieren Anästhesie Exposition zu minimieren. </li></ol> 3. Vorrichtung Vorbereitung <ol><li> Platzieren Sie die optische Einrichtung Nierenfunktion auf einer Seite des doppelseitig klebenden Pflaster, das Positionieren des optischen Teils über dem transparenten Fenster (1) , so dass die gegenüberliegende Teil mit der Schutzfolie zu messen. Anmerkung: Wenn bei kleinen Nagetieren arbeiten, um die Größe des Flecks zu reduzieren , wie in der Abbildung 2 dargestellt. </li><li> Befestigen ein Stück doppelseitig klebendes Patch von passender Größe an die Batterie , wie in Abbildung 3 dargestellt. </li></ol> 4. Die Befestigung der Geräte auf dem Tier <ol><li> Berechnen Sie die entsprechende Injektionsvolumen bezogen auf das Körpergewicht des Tieres. </li><li> Anesthetize das Tier mit Isofluran wie zuvor 2,1-2,3 auf den Abschnitten. </li><li> Schneiden Sie ein Stück Rohr elastischen Mullbinde of etwa 1 cm länger als die Breite des doppelseitig klebenden Pflaster verwendet werden. </li><li> Ziehen Sie die elastischen Mullbinde über den Kopf des Tieres und auf dem Rücken, die rasierte Fläche verlassen aufgedeckt. Hinweis: Alternativ fixieren Sie das Gerät nur mit Hilfe von Klebeband, sondern von übermäßigen Druck auf das Gerät bewusst sein. </li><li> Schließen Sie die Batterie an das Gerät durch Einstecken des Batteriestecker an den entsprechenden Anschluss auf dem Gerät. Danach die Schutzfolie von dem Stück Patch entfernen und die Batterie auf der Oberseite des Gerätes (4A) montieren. Stellen Sie sicher, dass die Batterie richtig durch Prüfen, dass das Gerät beginnt zu blinken eingesteckt ist. Anmerkung: Bei Ratten kann die Batterie auch direkt auf dem Klebepflaster angebracht sein, neben dem Gerät (4B). </li><li> Entfernen Sie die Schutzkappe von der Patch mit dem Bediengerät und legen Sie es auf die rasierte Fläche auf dem Rücken des Tieres es haltens Kanten, bis sie richtig befestigt ist. </li><li> Bedecken , die Vorrichtung mit dem röhrenförmigen elastischen Mullbinde es auf die Klebeoberfläche des Pflasters (Abbildung 5) anhaften. </li><li> dehnen Sie richtig den Schlauchverband auf dem Bauch des Tieres zu gewährleisten, dass die Schenkel frei bewegen können. </li><li> Für eine bessere Fixierung und zum Schutz der Vorrichtung, um einen Streifen des Klebebandes nach der Form der Vorrichtung und zum Abdecken der Drähte der Batterie anzuwenden. </li><li> Messen Hintergrund für 1 bis 3 min, ohne Druck auf das Gerät </li></ol> 5. FITC-Sinistrin Verwaltung und Messverfahren <ol><li> mit warmem Wasser vor der Injektion oder einer temperaturgeregelten Heizplatte entlang der ganzen Prozedur Bei Bedarf erwärmen den Schwanz des Tieres auf. </li><li> Injizieren durch Schwanzvene das entsprechende Volumen von FITC-Sinistrin Stammlösung. Das Volumen der Injektion hängt von Tier BW und daher muss für jedes einzelne Nachteile berechnet werdenidering die gewünschte Dosis und die Konzentration der Stammlösung, in Abschnitt 1.1 zuvor erwähnte. </li><li> Stellen Sie sicher, dass alle FITC-Sinistrin Lösung intravenös verabreicht wird und nicht subkutan. Hinweis: Alternativ FITC-Sinistrin verabreicht werden kann , eine vorge implantiert intravenösen Katheter am Nacken in Nagetieren oder über retro orbital Injektion in Mäuse verlassen werden. </li><li> Vorsichtig, bringen Sie das Tier in seinen Heimkäfig starke Bewegungen und keinen Druck auf das Gerät zu vermeiden, da es Bewegungsartefakte einführen würde. </li><li> Setzen Sie den Käfig in einem ruhigen Ort zu vermeiden, dass das Tier nicht gestört wird. </li><li> Führen Sie die Messung während mindestens 1 Stunde, wenn sie mit Mäusen und 2 Stunden zu arbeiten, wenn Ratten mit. Während dieser Zeit wird die optische Vorrichtung durch die Haut messen die Fluoreszenz von FITC-Sinistrin emittiert. Hinweis: Während der Aufzeichnungsperiode muss das Tier allein gehostet werden. Weiterhin Wasserversorgung, sowie vorstehendeStrukturen wie die Draht Deckel muss eine Beschädigung der elektronischen Vorrichtung und Bewegungsartefakten aufgrund von Auswirkungen, die mit Gegenständen zu vermeiden, werden entfernt. </li></ol> 6. Entfernen des Geräts <ol><li> Sobald die Aufzeichnungsperiode vorbei ist, entfernen Sie das Gerät ohne Betäubung; jedoch, falls erforderlich, das Tier zu betäuben kurz unter 5% Isofluran bei 5 l / min O 2 Fördermenge während 2 min. </li><li> das Klebeband zuerst, dann die Schlauchverband vorsichtig abziehen. </li><li> Vorsichtig lösen sich von der Haut und zurück, das Tier zu seinem normalen Heimkäfig des doppelseitigen Klebepflaster. </li></ol> 7. Lesen von Daten <ol><li> Ziehen Sie den Akku aus dem Gerät und entfernen Sie die Klebepflaster. Anmerkung: Die Daten werden auf dem Gerät gespeichert , bis eine neue Messung beginnt. Wenn eine Batterie die gespeicherten Daten verbunden ist, sind mit den neuen Aufzeichnungen überschrieben. Daher haben wieder den Akku nicht, bevor die Daten aus dem DownloadGerät. Es gibt eine 10 sec Gnadenfrist für zufällige reconnections der Batterie bestimmt. </li><li> Schließen Sie das Gerät an einen PC über ein Micro-USB-Kabel und laden Sie die Daten, die die Software zur Verfügung gestellt werden. Die Ausgabedatei ist eine CSV-Datei, die mit einem Tabellenkalkulationsprogramm geöffnet und bearbeitet werden können. </li><li> Öffnen Sie die Datei mit der speziellen Software für die optische Einrichtung und erzeugen die Eliminationskinetik Kurve, die die Software-Protokolle. </li><li> Analysieren Sie die Kurve, indem Sie die mit der optischen Vorrichtung Anweisungen. Kurz, für die Auswertung der Daten, welche Hintergrundsignals vor FITC-Sinistrin Verwaltung und markieren den Beginn der exponentiellen Ausscheidungsphase des Markers gemessen wird, die in der Regel 15 min und 45 min nach der Injektion Bolus auftritt, bei Mäusen und Ratten jeweils . Hinweis: Die Software wird die FITC-Sinistrin Halbwertszeit automatisch angezeigt (t 1/2) zusammen mit einem R 2 -Wert, bestimmt durch eine 1-compartment Modell. t 1/2 kann GFR zu berechnen , indem mit Hilfe eines Umrechnungsfaktors 9,10 verwendet werden. </li></ol>

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NG hält ein Patent auf die Herstellung von FITC-Sinistrin.

Die vorliegende Arbeit beschreibt das Verfahren, die Nierenfunktion in der bewussten Nagetieren mit einer miniaturisierten Vorrichtung zu bestimmen und die exogene Nierenmarker FITC-Sinistrin. Wie bereits erwähnt, hat dieses Verfahren mehrere Vorteile im Vergleich zu den herkömmlichen Verfahren der Urin- und Plasma-Clearance. Einer von ihnen ist die Unabhängigkeit von Blut und Urin Probenahme, die im Hinblick auf die Verbrauchsmaterialien, Zeit und natürlich, Tier Stress zu großen Einsparungen führt. Wie in Tabelle 2 gezeigt, um die exogene renal Marker FITC-Sinistrin und die Messung seiner Eliminationskinetik durch die Haut ermöglichen , die Auswirkungen der renalen Pathologien auf die Nierenfunktion 9,10,14-18 sucht werden. Die Serien Entnahme von Blutproben erforderlich Plasma-Clearance oder Biomarker für Nierenerkrankungen sind für das Tier, umständlich und zeitaufwendig für die Forscher stressig zu beurteilen. Daher sequentielle Messungen innerhalb des gleichen Tieres haben lim gewesenITED durch das Wohlbefinden der Tiere und methodischen Gründen. Das erwies sich im Tier Reproduzierbarkeit der transkutane Messung 13 macht es eine ideale Methode für Veränderungen der Nierenfunktion aufgrund von Krankheitsprogression oder Alterung zu erfassen. Aus dem gleichen Grund kann es auch sehr nützlich sein, um die Wirksamkeit von therapeutischen Ansätzen zu studieren. Zwei kritische Schritte für eine erfolgreiche Anwendung dieser Technologie sind die Fixierung der optischen Vorrichtung an dem Tier und der korrekten Verabreichung des Markers. Das Gerät muss in geeigneter Weise festgelegt werden Bewegungsartefakte zu vermeiden. Zu diesem Zweck ist das Anbringen und Ablösen des doppelseitig klebende Patch verhindert entscheidend, da es den Verlust seiner Hafteigenschaften und schließlich einer unangemessenen Fixierung auf dem Tier führen kann. Wie in dem Protokoll, Immobilisierung und zum Schutz der optischen Vorrichtung erwähnt, indem sie es mit einem Klebeband bedeckt, ist ein wirksamer Ansatz einen adequat, um sicherzustellen,e Fixierung. Wenn FITC-Sinistrin Bolus-Injektion durchzuführen ist es entscheidend, die Substanz alle intravenös zu verabreichen und nicht subkutan. Die Freigabe der Markierung in das subkutane Gewebe kann leicht durch einen gelben Ring den Schwanz des von FITC-Sinistrin eigene Farbe erzeugt Tier kreisen identifiziert werden. Eine subkutane Injektion manifestiert sich typischerweise als eine flachere Kurve und verlängerte Marker Ausscheidungszeit. Die mögliche Einschränkung dieses Verfahrens ist im Zusammenhang mit dem Marker verwendet als bei der Technik per se. Wenn ein Ödem in der Haut eines Tieres vorhanden ist, würde die transkutane Beurteilung der Nierenfunktion nicht empfohlen werden, da es ein zusätzliches Fach ist, die die Ausscheidung Dynamik von FITC-Sinistrin verändern könnten. In ähnlicher Weise kann pigmentierte Haut die Anwendung der Technik auf Grund der überlappenden Anregungs- und Emissionsspektren von FITC-Sinistrin und Melanin begrenzen. bei Tieren mit Pigmentierung der Haut in patches, jedoch wird das Problem durch Anordnen des optischen gelöstTeil der Vorrichtung in einer unpigmentierten Bereich. Es ist möglich, verschiedene Aspekte der transkutanen Beurteilung der Nierenfunktion zu modifizieren, um das Verfahren zu verschiedenen Tierarten und / oder Ansätze anzupassen. So kann beispielsweise die empfohlene FITC-Sinistrin Dosierung oder die Länge der Messung eingestellt werden, je nach dem Ziel des Experiments sowie für verschiedene Arten oder Tiermodellen. Diese Anpassungsfähigkeit des Verfahrens wurde bereits durch seine erfolgreiche Anwendung in verschiedenen Arten von Nagetieren und verschiedene Arten von Stämmen mit unterschiedlichen gesundheitlichen Bedingungen bestätigt worden. Darüber hinaus hat die transkutane Beurteilung der Nierenfunktion wurden bei Hunden und Katzen 12 mit hervorragenden Ergebnissen kürzlich validiert. Aufgrund der unbestrittenen Unterschiede zwischen diesen Tieren und Nagetiere, bestimmt diese Studie die geeignete Dosis von FITC-Sinistrin für beide, Hunde und Katzen, und es erfolgt die Verwendung eine viel längere Messzeit, 4 Stunden statt der 1 oder 2 Stundend bei Nagern. Insgesamt kann die Verwendung dieser Technik uns helfen genauere Erkenntnisse in Nephrology zu gewinnen, auch ein besseres Verständnis der Nierenkrankheitsprogression und die Wirkung von Therapien. Die Eigenschaften des transkutanen Beurteilung der Nierenfunktion legt es als eine geeignete Technik in der Human- und Tier klinischen Bereichen in Zukunft angewendet wird, und sollte als eine vielversprechende Technologie angesehen werden, die traditionellen Ansätze zu ersetzen.

Glomerulären Filtrationsrate (GFR) ist der beste Parameter Gesamtnierenfunktion zu beurteilen. Der Goldstandard GFR um zu bestimmen , stützt sich auf die im Urin oder Plasma - Clearance von exogenen Nierenmarker wie Inulin 1. Allerdings sind diese Verfahren zeitaufwendig und kompliziert und erfordert die Erfassung von Serien Blut und / oder Urinproben und hinteren Labor-Tests für ihre Analyse. Darüber hinaus sind diese Verfahren invasive und Stress für die Tiere, die Häufigkeit und die Frequenzbegrenzung in dem die Messungen wiederholt werden kann. Eine Anzahl alternativer Ansätze sind entwickelt worden , die klassischen Verfahren zu vereinfachen GFR zu bestimmen, aber sie immer noch auf Urin- und Plasma - Sampling 2-4 und / oder erfordern tiefe Narkose 5,6, die renale Hämodynamik und Funktion 7 zu beeinflussen bekannt ist, 8. Endprodukte des Stoffwechsels, wie beispielsweise Kreatinin, werden ebenfalls weit verbreitet Nierenfunktion zu schätzen. Jedoch ist es, dass die Accur bekanntacy dieser endogenen Marker nicht optimal ist, und darüber hinaus, sie zu analysieren, Urin oder Blutabnahme auch unverzichtbar ist. Hier beschreiben wir eine transkutane Methodik der Nierenfunktion bei wachen Tieren zu beurteilen. Dieses Verfahren ist einfacher und schneller als herkömmliche Methoden sowie nur minimal invasiv. Mit dieser Technik wird eine miniaturisierte optische Einrichtung und die exogene renal Marker Fluoreszein-Isothiocyanat (FITC) -sinistrin verwendet wird, ist es möglich, die Nierenfunktion fast in Echtzeit ohne eine Notwendigkeit für Plasma- oder Urinprobennahme und ohne chirurgische Katheterisierung für die Substanzverabreichung zu bestimmen. Aufgrund dieser Eigenschaften ist das Verfahren geeignet sequenziellen Messungen in dem gleichen Tier durchzuführen. FITC-Sinistrin ist ein Nieren Marker frei durch die Glomeruli gefiltert, ohne tubulären oder Sekretion. Der optische Teil des miniaturisierten Vorrichtung besteht aus zwei Leuchtdioden (LEDs), die erregtdie verabreichte Marker und eine Photodiode, die emittierte Fluoreszenz durch die Haut zu erfassen. Die aufgezeichneten Daten werden in dem internen Speicher integriert in dem Gerät gespeichert und sie können verwendet werden, um die FITC-Sinistrin Eliminationskinetik Kurve zu erzeugen. Energie wird durch eine kleine wiederaufladbare Lithium-Batterie versorgt. Nähere Informationen über das Gerät und seine einzelnen Komponenten beziehen sich auf Schreiber et al. 9. Die Vorrichtung wird auf dem Tierkörper unter Verwendung eines doppelseitig klebenden Pflaster trägt ein transparentes Fenster für die optischen Komponenten leicht montiert. Die Ergebnisse sind leicht verfügbar, nachdem die Aufzeichnungsperiode ist vorbei. Mit dem Verfahren und Protokoll hier vorgesehen ist, stellen wir eine vielversprechende Technologie, die der derzeitige Goldstandard ersetzen könnte GFR, um zu bestimmen, nicht nur in der Forschung, sondern auch im klinischen Bereich.

<table><tbody><tr><td>NIC-Kidney device</td><td>Mannheim Pharma &amp;amp; Diagnostics GmbH</td><td></td><td>Software, batteries and chargers are provided together with the device/s. Orderings should be done through info@mapdiagnostics.com</td></tr><tr><td>FITC-sinistrin</td><td>Mannheim Pharma &amp;amp; Diagnostics GmbH</td><td></td><td>Orderings should be done through info@mapdiagnostics.com</td></tr><tr><td>Double-sided adhesive patch</td><td>Mannheim Pharma &amp;amp; Diagnostics GmbH</td><td></td><td>Orderings should be done through info@mapdiagnostics.com</td></tr><tr><td>Isis Rodent electric shaver</td><td>Braun Aesculap&amp;nbsp;</td><td>GT420</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbott GmbH&amp;nbsp;</td><td>PZN4831850</td><td></td></tr><tr><td>Leukosilk adhesive tape</td><td>BSN medical</td><td>102200</td><td></td></tr><tr><td>Tubular elastic gauze bandage&amp;nbsp;</td><td>MaiMed Medical GmbH</td><td>73012</td><td>There are different sizes available. Size 1 is recommended for mice.</td></tr><tr><td>Veet depilation cream</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>PZN7768307</td><td>Sensitive skin formulation is recommended as is more gentle with the skin of the animals</td></tr><tr><td>Micro USB cable</td><td>Samsung</td><td>APCBU10BBE</td><td></td></tr><tr><td>Deltajonin Physiologic solution</td><td>AlleMan Pharma GmbH</td><td>3366954</td><td>Alternatively, it can be used saline or PBS&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

transcutaneous assessment of renal function in conscious rodents

Glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional methods to evaluate GFR are cumbersome and time-consuming. In addition, serial blood or urine samples are required, with the associated stress for the experimental animals. A recent technique significantly reduces the investment in time and resources, minimizing the invasiveness and the animal stress, but being equally valid as the traditional approaches. The method measures transcutaneously renal function. Using an optical device and the exogenous renal marker fluorescein isothiocyanate (FITC)-sinistrin, this technique is capable of measuring the elimination kinetics of the marker through the skin. With neither blood nor urine samples nor the associated laboratory assays needed, the results of the transcutaneous measurement are almost instantaneously available. The method has been already validated in different species and successfully applied in several models of renal pathology. Moreover, due to its minimally invasive characteristics, it is suitable for sequential measurements within the same animal. Here is provided a detailed protocol to carry out the transcutaneous assessment of renal function in rodents.

Der Aufbau der transkutanen Messung ist sehr einfach und schnell: das Gerät auf dem doppelseitig klebenden Pflaster (Abbildung 1) und eingestellt in Größe , falls erforderlich (2) angeordnet ist, wird die Batterie hergestellt (Abbildung 3) und verbunden (Abb 4). Diese Methode der Nierenfunktion zu beurteilen , wurde in verschiedenen Arten durch Vergleich mit dem traditionellen Ansatz der Plasma - Clearance 9,11,12 bereits validiert. Nach dem Protokoll hier ausgesetzt, Schreiber et al. die Gültigkeit der Technik in verschiedenen Mausmodellen gezeigt, sehr vergleichbare Ergebnisse unter transkutanen Messung und Plasma - Clearance für alle Gruppen zeigen , studiert (Tabelle 1) 9. In dieser Arbeit wurde die erhaltene t 1/2 bis GFR umgewandelt , um eine Maus spezifischen semi-empirischen Konvertierung mitFaktor. Die Konsistenz der transkutanen Beurteilung der Nierenfunktion wurde auch verschiedene Stämme von Mäusen nachgewiesen werden. Sequentielle Messungen innerhalb von 3 Tagen in dem gleichen Tier zeigte einen Koeffizienten der Varianzen von 3,0 bis 6,2% 13. In dieser Studie gab es keine Umstellung auf GFR aber die Ergebnisse zum Ausdruck gebracht wurden und direkt in Bezug auf die t 1/2 interpretiert. Die Möglichkeit, die Ergebnisse nahezu in Echtzeit zu haben, ist einer der großen Vorteile dieses Verfahrens. Nach der Aufzeichnungsperiode, sind die Ergebnisse sofort zur Analyse zur Verfügung und die mitgelieferte Software zeigt die Ausscheidungskurve von FITC-Sinistrin sofort (Abbildung 6). Innerhalb der gleichen Software die t 1/2 von FITC-Sinistrin erhalten werden kann, die direkt als Parameter verwendet werden kann , um die Nierenfunktion von umgerechnet in Bezug auf die GFR bewerten. Abbildung 7 </strong&gt; zeigt, wie es die FITC-Sinistrin Ausscheidungskurve transkutan in einem Tier mit eingeschränkter Nierenfunktion gemessen aussieht. Wenn die Nierenfunktion betroffen ist , FITC-Sinistrin t 1/2 erhöht sich aufgrund der reduzierten Ausscheidung der Substanz und dem Aussehen der Kurve ändert. Typischerweise wird die Messkurve nicht wieder in den Hintergrund Ebene kommen und stellt eine erhöhte Fläche unter der Kurve. Im gleichen Tier, von der Vor- Messungen nach der Verletzung kann eine Erhöhung der maximalen Fluoreszenzintensität erfahren aufgrund der Ansammlung der durch seine reduzierte Ausscheidung verursacht Marker. In Anwesenheit von Nierenversagen kann die transkutan gemessene Kurve von FITC-Sinistrin einen stabilen Zustand zeigen aufgrund stark eingeschränkter Funktion (7B). Der Einsatz des miniaturisierten Vorrichtung in mehrere Stämme von Nagetieren mit verschiedenen Gesundheitsstatus hat gezeigt, dass diese Technik ist geeignet und empfindlich genug, um Änderungen zu erfassen, due zu Nierenerkrankungen und Alterung. Tabelle 2 zeigt eine Zusammenfassung der Maus untersucht Modelle mit dieser Methode bisher. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53767/53767fig1.jpg" /> Abbildung 1. Anordnung der Vorrichtung auf dem doppelseitig klebenden Pflaster. Die Vorrichtung wird auf dem Patch Positionierungsklebstoff befestigt sein optisches Teil in dem transparenten Fenster. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53767/53767fig2.jpg" /> Abbildung 2. Die Anpassung der Klebepflaster für kleine Nagetiere. Für den Einsatz bei Kleintieren wird empfohlen , die Größe des Patches zu reduzieren. A: Verwenden Sie das Gerät als Leitfaden den Patch richtig zu schneiden. B: Wenn die gewünschte Größe erreicht worden ist , kann das Gerät auf der klebrigen Oberfläche des Pflasters angeordnet sein. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig2large.jpg" target="_blank">P</a>leasen klicken Sie hier eine größere Version dieser Figur zu sehen. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/53767/53767fig3.jpg" /> Abbildung 3. Herstellung der Batterie. Um die Batterie an das Gerät anschließen, schneiden Sie ein kleines Stück doppelseitigen Klebepflaster (A und B) und legen Sie es auf der Oberfläche der Batterie (C). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier anzuschauen größere Version der Figur.</a> <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/53767/53767fig4.jpg" /> Abbildung 4. Anschluß- und Platzierung der Batterie während der Messung. (A) In kleinen Nagetieren, wie Mäusen, auf Grund der reduzierten Raum, muss die Batterie auf der Oberseite des Gerätes angeordnet werden. (B) Bei größeren Tieren die Batterie cein neben dem Gerät platziert werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig4large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/53767/53767fig5.jpg" /> Abbildung 5. Platzierung des rohrförmigen elastischen Mullbinde in einer Ratte. Der Schlauchverband sollte das doppelseitige Klebepflaster bedecken , ohne die freie Bewegung der Gliedmaßen für den Komfort des Tieres zu stören. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig5large.jpg" target="_blank">eine größere Version zu sehen diese Figur.</a> <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/53767/53767fig6.jpg" /> Abbildung 6. Repräsentative Bild einer Eliminationskurve von FITC-Sinistrin. Das erzeugte Signal von FITC-Sinistrin erkannt transcuzeitiges und in dem internen Speicher des Gerätes gespeichert. Wenn die aufgezeichneten Daten auf einen PC heruntergeladen werden, erzeugt die Software eine Kurve vergleichbar mit dem in dem Bild dargestellt. Y-Achse zeigt die aufgenommenen Fluoreszenzintensität [AU], emittiert durch das injizierte FITC-Sinistrin Marker, während X-Achse die Dauer der Messung in der Zeit darstellt [min]. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig6large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig6large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="7" src="/files/ftp_upload/53767/53767fig7.jpg" /> Figur 7. Repräsentative Bild einer Eliminierungskurve des FITC-Sinistrin in Tieren mit eingeschränkter Nierenfunktion. (A) FITC-Sinistrin Eliminationskurve bei Tieren mit verminderter Nierenfunktion zeigt typischerweise eine erhöhte Fläche unter der Kurve und die Unfähigkeit , die Grundlinie innerhalb der zu erreichen normale Messperiode<html> . (B) In stark beeinträchtigt Tiere der transkutanen Messkurve einen stabilen Zustand zeigen kann , die Nierenversagen anzeigt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig7large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53767/53767fig7large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Tabelle 1" src="/files/ftp_upload/53767/53767table1.jpg" /> Tabelle 1. Die Validierung der transkutane Messung mit dem traditionellen Plasma - Clearance zu vergleichen. Die transkutane Messung der Nierenfunktion wurde in verschiedenen Mausmodellen validiert (gesunde und einseitig nephrektomierte (UNX) C57BL / 6-129 SV Mäuse und Mausmodell der Nephronophthise ( pcy)) durch Vergleich mit Plasma - Clearance. Werte sind Mittelwerte ± SD. GFR, glomeruläre Filtrationsrate 9. /53767/53767table2.jpg &quot;/&gt; Tabelle 2. Murine Modelle untersuchten die transkutane Messung mit UNX, einseitig nephrektomierte. ACE, Angiotensin-Converting-Enzym; T gumodwt / wt, transgene Uromodulin Knockout, SD, Sprague Dawley Ratte; PKD, polyzystische Nierenerkrankung.

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Transcutaneous Assessment of Renal Function in Conscious Rodents

Determination of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional procedures to measure this parameter are cumbersome and require a large investment of time. Here we describe a faster and minimally invasive method to determinate GFR transcutaneously.

Transkutane Beurteilung der Nierenfunktion in Conscious Nagetiere

Glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional methods to evaluate GFR are cumbersome and ...

transcutaneous-assessment-of-renal-function-in-conscious-rodents

Research

JoVE Journal

Medicine

12.4K Aufrufe.  Medical Faculty Mannheim, University of Heidelberg. Determination of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional procedures to measure this parameter are cumbersome and require a large investment of time. Here we describe a faster and minimally invasive method to determinate GFR transcutaneously.

Serie: Transcutaneous Assessment of Renal Function in Conscious Rodents

Quantifying Glomerular Permeability of Fluorescent Macromolecules Using 2-Photon Microscopy in Munich Wistar Rats

Kidney diseases involving urinary loss of large essential macromolecules, such as serum albumin, have long been thought to be caused by alterations in the permeability barrier comprised of podocytes, vascular endothelial cells, and a basement membrane working in unison. Data from our laboratory using intravital 2-photon microscopy revealed a more permeable glomerular filtration barrier (GFB) than previously thought under physiologic conditions, with retrieval of filtered albumin occurring in an early subset of cells called proximal tubule cells (PTC)1,2,3.
Previous techniques used to study renal filtration and establishing the characteristic of the filtration barrier involved micropuncture of the lumen of these early tubular segments with sampling of the fluid content and analysis4. These studies determined albumin concentration in the luminal fluid to be virtually non-existent; corresponding closely to what is normally detected in the urine. However, characterization of dextran polymers with defined sizes by this technique revealed those of a size similar to serum albumin had higher levels in the tubular lumen and urine; suggesting increased permeability5.
Herein is a detailed outline of the technique used to directly visualize and quantify glomerular fluorescent albumin permeability in vivo. This method allows for detection of filtered albumin across the filtration barrier into Bowman's space (the initial chamber of urinary filtration); and also allows quantification of albumin reabsorption by proximal tubules and visualization of subsequent albumin transcytosis6. The absence of fluorescent albumin along later tubular segments en route to the bladder highlights the efficiency of the retrieval pathway in the earlier proximal tubule segments. Moreover, when this technique was applied to determine permeability of dextrans having a similar size to albumin virtually identical permeability values were reported2. These observations directly support the need to expand the focus of many proteinuric renal diseases to included alterations in proximal tubule cell reclamation.

A technique utilizing high resolution intavital 2-photon microscopy to directly visualize and quantify gloemrular filtration in surface glomeruli. This method allows for direct determination of permeability characteristics of macromolecules in both normal and diseased states.

Quantifizierung glomeruläre Permeabilität von fluoreszierenden Makromoleküle Verwendung von 2-Photonen-Mikroskopie in München Wistar Ratten

Kidney  diseases involving urinary loss of large essential macromolecules, such as  serum albumin, have long been thought to be caused by alterations in ...

Forschung

Medizin

Early Detection of Drug-Induced Renal Hemodynamic Dysfunction Using Sonographic Technology in Rats

The kidney normally functions to maintain hemodynamic homeostasis and is a major site of damage caused by drug toxicity. Drug-induced nephrotoxicity is estimated to contribute to 19- 25% of all clinical cases of acute kidney injury (AKI) in critically ill patients. AKI detection has historically relied on metrics such as serum creatinine (sCr) or blood urea nitrogen (BUN) which are demonstrably inadequate in full assessment of nephrotoxicity in the early phase of renal dysfunction. Currently, there is no robust diagnostic method to accurately detect hemodynamic alteration in the early phase of AKI while such alterations might actually precede the rise in serum biomarker levels. Such early detection can help clinicians make an accurate diagnosis and help in in decision making for therapeutic strategy. Rats were treated with Cisplatin to induce AKI. Nephrotoxicity was assessed for six days using high-frequency sonography, sCr measurement and upon histopathology of kidney. Hemodynamic evaluation using 2D and Color-Doppler images were used to serially study nephrotoxicity in rats, using the sonography. Our data showed successful drug-induced kidney injury in adult rats by histological examination. Color-Doppler based sonographic assessment of AKI indicated that resistive-index (RI) and pulsatile-index (PI) were increased in the treatment group; and peak-systolic velocity (mm/s), end-diastolic velocity (mm/s) and velocity-time integral (VTI, mm) were decreased in renal arteries in the same group. Importantly, these hemodynamic changes evaluated by sonography preceded the rise of sCr levels. Sonography-based indices such as RI or PI can thus be useful predictive markers of declining renal function in rodents. From our sonography-based observations in the kidneys of rats that underwent AKI, we showed that these noninvasive hemodynamic measurements may consider as an accurate, sensitive and robust method in detecting early stage kidney dysfunction. This study also underscores the importance of ethical issues associated with animal use in research.

Early stage hemodynamic dysfunction is critical to the development of kidney disease. Yet, detection methodologies are limited. Recent advances in sonography provide a noninvasive, accurate option for early detection of kidney injury. This study outlines a step-by-step, sonographic methodology for detecting kidney dysfunction using a drug-induced nephrotoxicity rat model.

Früherkennung von Medikamenten-induzierten Nieren hämodynamischen Dysfunktion Mit sonographische Technologie bei Ratten

The kidney normally functions to maintain hemodynamic homeostasis and is a major site of damage caused by drug toxicity. Drug-induced nephrotoxicity is ...

Novel Approach for Simultaneous Recording of Renal Sympathetic Nerve Activity and Blood Pressure with Intravenous Infusion in Conscious, Unrestrained Mice.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity (RSNA) is of great interest in many areas of research such as chronic kidney disease, hypertension, heart failure, diabetes and obesity. Unequivocal assessment of the role of the sympathetic nervous system is thus imperative for proper interpretation of experimental results and understanding of disease processes. RSNA has been traditionally measured in anesthetized rodents, including mice. However, mice usually exhibit very low systemic blood pressure and hemodynamic instability for several hours during anesthesia and surgery. Meaningful interpretation of RSNA is confounded by this non-physiological state, given the intimate relationship between sympathetic nervous tone and cardiovascular status. To address this limitation of traditional approaches, we developed a new method for measuring RSNA in conscious, freely-moving mice. Mice were chronically instrumented with radio-telemeters for continuous monitoring of blood pressure as well as a jugular venous infusion catheter and custom-designed bipolar electrode for direct recording of RSNA. Following a 48-72 hour recovery period, survival rate was 100% and all mice behaved normally. At this time-point, RSNA was successfully recorded in 80% of mice, with viable signals acquired up to 4 and 5 days post-surgery in 70% and 50% of mice, respectively. Physiological blood pressures were recorded in all mice (116&plusmn;2 mmHg; n=10). Recorded RSNA increased with eating and grooming, as well-established in the literature. Furthermore, RSNA was validated by ganglionic blockade and modulation of blood pressure with pharmacological agents. Herein, an effective and manageable method for clear recording of RSNA in conscious, freely-moving mice is described.

Anesthetized mice exhibit non-physiological systemic blood pressure, which precludes meaningful assessment of autonomic tone given the intimate relationship between blood pressure and the autonomic nervous system. Thus, a novel method to simultaneously record renal sympathetic nerve activity and blood pressure with intravenous infusion in conscious mice is outlined.

Neuer Ansatz zur gleichzeitigen Erfassung von renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in dem Bewusstsein, hemmungslose Mäuse.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity ...

A High-throughput Method for Measurement of Glomerular Filtration Rate in Conscious Mice

The measurement of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard in kidney function assessment. Currently, investigators determine GFR by measuring the level of the endogenous biomarker creatinine or exogenously applied radioactive labeled inulin (3H or 14C). Creatinine has the substantial drawback that proximal tubular secretion accounts for ~50% of total renal creatinine excretion and therefore creatinine is not a reliable GFR marker. Depending on the experiment performed, inulin clearance can be determined by an intravenous single bolus injection or continuous infusion (intravenous or osmotic minipump). Both approaches require the collection of plasma or plasma and urine, respectively. Other drawbacks of radioactive labeled inulin include usage of isotopes, time consuming surgical preparation of the animals, and the requirement of a terminal experiment. Here we describe a method which uses a single bolus injection of fluorescein isothiocyanate-(FITC) labeled inulin and the measurement of its fluorescence in 1-2 &mu;l of diluted plasma. By applying a two-compartment model, with 8 blood collections per mouse, it is possible to measure GFR in up to 24 mice per day using a special work-flow protocol. This method only requires brief isoflurane anesthesia with all the blood samples being collected in a non-restrained and awake mouse. Another advantage is that it is possible to follow mice over a period of several months and treatments (i.e. doing paired experiments with dietary changes or drug applications). We hope that this technique of measuring GFR is useful to other investigators studying mouse kidney function and will replace less accurate methods of estimating kidney function, such as plasma creatinine and blood urea nitrogen.

Measurement of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard for kidney function assessment. Here we describe a high-throughput method which allows the determination of GFR in conscious mice by using a single bolus injection, determination of fluorescein isothiocyanate (FITC)-inulin in plasma and calculation of GFR by a two-phase exponential decay model.

Ein High-Throughput-Verfahren zur Messung der glomerulären Filtrationsrate in Conscious Mäuse

The measurement of  glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard in kidney function  assessment. Currently, investigators determine GFR by ...

Biologie

Transdermal Measurement of Glomerular Filtration Rate in Mice

Transdermal analysis of glomerular filtration rate (GFR) is an established technique that is used to assess renal function in mouse and rat models of acute kidney injury and chronic kidney disease. The measurement system consists of a miniaturized fluorescence detector that is directly attached to the skin on the back of conscious, freely moving animals, and measures the excretion kinetics of the exogenous GFR tracer, fluorescein-isothiocyanate (FITC) conjugated sinistrin (an inulin analog). This system has been described in detail in rats. However, because of their smaller size, measurement of transcutaneous GFR in mice presents additional technical challenges. In this paper we therefore provide the first detailed practical guide to the use of transdermal GFR monitors in mice based on the combined experience of three different investigators who have been performing this assay in mice over a number of years.

Here we describe a protocol to measure glomerular filtration rate (GFR) in conscious, freely moving mice using a transdermal GFR monitor.

Transdermale Messung der glomerulären Filtrationsrate bei Mäusen

Transdermal analysis of glomerular filtration rate (GFR) is an established technique that is used to assess renal function in mouse and rat models of ...

Physiology Lab Demonstration: Glomerular Filtration Rate in a Rat

Measurements of glomerular filtration rate (GFR), and the fractional excretion of sodium (Na) and potassium (K) are critical in assessing renal function in health and disease. GFR is measured as the steady state renal clearance of inulin which is filtered at the glomerulus, but not secreted or reabsorbed along the nephron. The fractional excretion of Na and K can be determined from the concentration of Na and K in plasma and urine. The renal clearance of inulin can be demonstrated in an anesthetized animal which has catheters in the femoral artery, femoral vein and bladder. The equipment and supplies used for this procedure are those commonly available in a research core facility, and thus makes this procedure a practical means for measuring renal function. The purpose of this video is to demonstrate the procedures required to perform a lab demonstration in which renal function is assessed before and after a diuretic drug. The presented technique can be utilized to assess renal function in rat models of renal disease.

The purpose of this protocol is to demonstrate the principles and techniques for measuring and calculating glomerular filtration rate, urine flow rate, and excretion of sodium and potassium in a rat. This demonstration can be used to provide students with an overall conceptual understanding of how to measure renal function.

Physiology Lab Demonstration: glomeruläre Filtrationsrate in einem Ratten-

Measurements of glomerular filtration rate (GFR), and the fractional excretion of sodium (Na) and potassium (K) are critical in assessing renal function ...

Use of Enzymatic Biosensors to Quantify Endogenous ATP or H2O2 in the Kidney

Enzymatic microelectrode biosensors have been widely used to measure extracellular signaling in real-time. Most of their use has been limited to brain slices and neuronal cell cultures. Recently, this technology has been applied to the whole organs. Advances in sensor design have made &#160;possible the measuring of&#160;cell signaling in blood-perfused in vivo kidneys. The present protocols list the steps needed to measure ATP and H2O2 signaling in the rat kidney interstitium. Two separate sensor designs are used for the ex vivo and in vivo protocols. Both types of sensor&#160;are coated with&#160;a thin enzymatic biolayer on top of a permselectivity layer to give fast responding, sensitive and selective biosensors. The permselectivity layer protects the signal from the interferents in biological tissue, and the enzymatic layer utilizes&#160;the sequential catalytic reaction of glycerol kinase and glycerol-3-phosphate oxidase in the presence of ATP to produce H2O2. The set of sensors used for the ex vivo studies further detected analyte by oxidation of H2O2 on a platinum/iridium (Pt-Ir) wire electrode. The sensors for the&#160;in vivo studies are instead based on the reduction of H2O2 on a mediator coated gold electrode designed for blood-perfused tissue. Final concentration changes&#160;are detected by real-time amperometry followed by calibration to known concentrations of analyte. Additionally, the specificity of the amperometric signal can be confirmed by the addition of enzymes such as catalase and apyrase that break down H2O2 and ATP correspondingly. These sensors also rely heavily on accurate calibrations before and after each experiment. The following two protocols establish the study of real-time detection of ATP and H2O2 in kidney tissues, and can be further modified to extend the described method for use in other biological preparations or whole organs.

Use of Enzymatic Biosensors to Quantify Endogenous ATP or H2O2 in the Kidney

Enzymatic microelectrode biosensors enable real-time measurements of extracellular cell signaling in biologically-relevant concentrations. The following protocols extend the applications of biosensors to the ex vivo and in vivo detection of ATP and H2O2 in the kidney.

Verwendung enzymatischer Biosensoren auf endogenes ATP oder H Quantifizieren<sub&gt; 2</sub&gt; O<sub&gt; 2</sub&gt; In der Niere

Enzymatic microelectrode biosensors have been widely used to measure extracellular signaling in real-time. Most of their use has been limited to brain ...

Long-Term Continuous Measurement of Renal Blood Flow in Conscious Rats

The kidneys play a crucial role in maintaining the homeostasis of body fluids. The regulation of renal blood flow (RBF) is essential to the vital functions of filtration and metabolism in kidney function. Many acute studies have been carried out in anesthetized animals to measure RBF under various conditions to determine mechanisms responsible for the regulation of kidney perfusion. However, for technical reasons, it has not been possible to measure RBF continuously (24 h/day) in unrestrained unanesthetized rats over prolonged periods. These methods allow the continuous determination of RBF over many weeks while also simultaneously recording blood pressure (BP) with implanted catheters (fluid-filled or by telemetry). RBF monitoring is carried out with rats placed in a circular servo-controlled rat cage that enables the unrestrained movement of the rat throughout the study. At the same time, the tangling of cables from the flow probe and arterial catheters is prevented. Rats are first instrumented with an ultrasonic flow probe placement on the left renal artery and an arterial catheter implanted in the right femoral artery. These are routed subcutaneously to the nape of the neck, and connected to the flowmeter and pressure transducer, respectively, to measure RBF and BP. Following surgical implantation, rats are immediately placed in the cage to recover for at least one week and stabilize the ultrasonic probe recordings. Urine collection is also feasible in this system. The surgical and post-surgical procedures for continuous monitoring are demonstrated in this protocol.

The present protocol describes a long-term continuous measurement of renal blood flow in conscious rats and simultaneously recording blood pressure with implanted catheters (fluid-filled or by telemetry).

Kontinuierliche Langzeitmessung des renalen Blutflusses bei bewussten Ratten

The kidneys play a crucial role in maintaining the homeostasis of body fluids. The regulation of renal blood flow (RBF) is essential to the vital ...

Transdermal Measurement of Glomerular Filtration Rate in Mechanically Ventilated Piglets

Transdermal measurement of glomerular filtration rate (GFR) has been used to evaluate kidney function in conscious animals. This technique is well established in rodents to study acute kidney injury and chronic kidney disease. However, GFR measurement using the transdermal system has not been validated in pigs, a species with a similar renal system to humans. Hence, we investigated the effect of sepsis on transdermal GFR in anesthetized and mechanically ventilated neonatal pigs. Polymicrobial sepsis was induced by cecal ligation and puncture (CLP). The transdermal GFR measurement system consisting of a miniaturized fluorescence sensor was attached to the pig's shaved skin to determine the clearance of fluorescein-isothiocyanate (FITC) conjugated sinistrin, an intravenously injected GFR tracer. Our results show that at 12 h post-CLP, serum creatinine increased with a decrease in GFR. This study demonstrates, for the first time, the utility of the transdermal GFR approach in determining renal function in mechanically ventilated, neonatal pigs.

Glomerular filtration rate (GFR) is the ideal marker for assessing kidney function. However, the standard measurement method using inulin injection with serial blood and urine analysis is impractical. This article delineates a practical method to measure GFR transdermally in piglets.

Transdermale Messung der glomerulären Filtrationsrate bei mechanisch belüfteten Ferkeln

Transdermal measurement of glomerular filtration rate (GFR) has been used to evaluate kidney function in conscious animals. This technique is well ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

Zystometrischen und externen urethralen Sphincter Messungen in wach Ratten mit implantierten Katheter und Elektroden für wiederholte Messungen

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...