Diese Forschung wurde durch das Intramural Research Program des NIH, National Institute of Allergy and Infectious Diseases, unterstützt. Wir danken Linden T. Hu, Sam R. Telford III, Kenneth Dardick, Carla Williams, Erin Chung und Christina Brandeburg für ihre Beteiligung an der Entwicklung der Verfahren.

Die Exposition von Freiwilligen gegenüber Zeckenstichen ist eine experimentelle Methode und muss im Rahmen eines klinischen Forschungsprotokolls durchgeführt werden, das von den zuständigen Zulassungsbehörden genehmigt wurde. Die klinischen Studien (NCT01143558, NCT02446626 und NCT05036707) wurden von den jeweiligen institutionellen Prüfgremien genehmigt, unter Ausnahmegenehmigungen für Prüfprodukte durchgeführt, die von der US-amerikanischen Food and Drug Administration erteilt wurden, und in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Guten Klinischen Praxis durchgeführt. Zusätzlich wurden diese Studien bei ClinicalTrials.gov registriert, und es wurde eine schriftliche Einverständniserklärung von allen Teilnehmern eingeholt.
1. Vorbereitung des Containment-Verbandes
<ol><li>Um eine Messvorlage zu erstellen, fotokopieren Sie den 3" x 3" großen Hydrokolloid-Containment-Verband entlang der Seite der Messlinien (Abbildung 1A und Materialtabelle).</li>
	<li>Schneiden Sie die fotokopierte Vorlage entlang der 1-Zoll-Linie aus. Schneiden Sie dann entlang der 2-Zoll-Linie und erstellen Sie einen 2-Zoll-Kreis mit einem 1-Zoll-Mittelpunkt (Abbildung 1B).</li>
	<li>Schneiden Sie mit dieser Schablone den nicht klebenden Schaumstoffverband so aus, dass ein 2-Zoll-Kreis mit einem 1-Zoll-Mittelpunkt entsteht (Abbildung 2A, B und Materialtabelle).</li>
	<li>Schneiden Sie mit der gleichen Schablone einen 2-Zoll-Kreis in die Mitte des 4" x 4" extradünnen Hydrokolloidverbands (Abbildung 2C,D).</li>
	<li>Schneiden Sie die Hydrokolloidschicht des 3" x 3" Containment-Verbandes an der 11/2"-Linie ab.</li>
	<li>Ziehen Sie die Papierauskleidung der Hydrokolloidschicht des Containment-Verbandes zurück, um den Klebstoff freizulegen. Platzieren Sie den geschnittenen Schaumverband innerhalb des 2-Zoll-Kreises des Klebstoffs (Abbildung 3A). Dadurch wird sichergestellt, dass der Schaumverband über die Öffnung des Containment-Verbandes hinausragt. Setzen Sie den Liner wieder auf die Hydrokolloidschicht des Verbandes (Abbildung 3B). HINWEIS: Diese Messungen wurden für Studien mit bis zu 10 Larven I . scapularis-Zecken verwendet. Für Studien mit bis zu 30 Larven von I. scapularis-Zecken wurde die Schablone für die Schaummitte zwischen den 1"- und 11/2"-Markierungen geschnitten, um eine größere Fläche für die Platzierung zu ermöglichen. Die Maße des Containment-Verbandes können entsprechend dem Studiendesign angepasst werden.</li>
</ol>2. Platzierung der Häkchen
<ol><li>Aufbewahrung von Zecken<ol><li>Lagern Sie die Larven der I . scapularis-Zecken in einem medizinischen Kühlschrank mit einer Temperatur von 9-10 °C.</li>
		<li>Bewahren Sie die Zecken in einem Fläschchen auf, das mit einer Netzkappe bedeckt ist, um eine ausreichende Luftzirkulation zu ermöglichen. Verpacken Sie das Fläschchen mit den Zecken in einer verschließbaren Plastiktüte mit einem leicht angefeuchteten Schwamm, um die Feuchtigkeit aufrechtzuerhalten und ein Austrocknen zu verhindern.</li>
	</ol></li>
	<li>Platzieren der Häkchen<ol><li>Nehmen Sie die Zecken aus dem Kühlschrank, damit sie sich auf Raumtemperatur erwärmen können. Die Zecken können außerhalb des Kühlschranks in nur 15 Minuten aktiv werden.</li>
		<li>Positionieren Sie ein weißes Blatt um den Platzierungsbereich, um versehentlich abgelegte Häkchen leicht zu visualisieren.</li>
		<li>Befeuchten Sie ein 4 x 4 Zoll großes Mullkissen mit sauberem Wasser oder Kochsalzlösung und reinigen Sie damit die Haut der Platzierungsstelle. Die Stelle sollte trocken getupft oder an der Luft trocknen gelassen werden. HINWEIS: Berücksichtigen Sie bei der Auswahl der Körperstelle für die Platzierung der Zecke Bereiche, die die täglichen Aktivitäten des Freiwilligen nicht einschränken und in denen die Unversehrtheit des Verbandes vom Teilnehmer leicht überwacht werden kann. Platzieren Sie Zecken nicht an Stellen, an denen sie durch direkten Druck zerquetscht werden könnten (z. B. auf dem Rücken). Beurteilen Sie die Körperbehaarung des Teilnehmers und schneiden Sie gegebenenfalls überschüssige Körperbehaarung vorsichtig mit einer Schere an der Stelle des Klebstoffs ab, um Schäden an der Haut zu vermeiden. Vermeiden Sie die Verwendung eines Rasierers zur Haarentfernung, da dies das Risiko von Hautverletzungen und Infektionen erhöhen kann.</li>
		<li>Sobald die Haut trocken ist, entfernen Sie die Klebefolie von der Hydrokolloidseite des vorbereiteten Verbandes und befestigen Sie sie an der Platzierungsstelle fest auf der Haut, wobei Sie darauf achten, dass die Netzschicht offen bleibt.</li>
		<li>Brechen Sie den Holztupfer (siehe Materialtabelle) in zwei Hälften, um gezackte Enden freizulegen.</li>
		<li>Öffnen Sie vorsichtig die Durchstechflasche mit den Zecken.</li>
		<li>Übertragen Sie mit dem gezackten Ende des Holztupfers aktive Zecken aus dem Fläschchen und legen Sie sie auf die Haut innerhalb des Containment-Verbandes (Abbildung 4A). Lassen Sie ein zusätzliches Teammitglied die Zeckenplatzierungsstelle überwachen, um sicherzustellen, dass die Zecken im Containment-Verband bleiben. Verwenden Sie Klebeband, um Zecken einzufangen, die während dieses Vorgangs aus dem Fläschchen entweichen. HINWEIS: Das Brechen eines Holztupfers und die Verwendung des gezackten Endes ist wirksam für die Manipulation und Übertragung von Zecken, ohne die Zecken zu beschädigen. Eine kleine Bürste mit weichen Borsten in einer hellen Farbe eignet sich auch zum Übertragen von Zecken aus dem Behälter auf die Hautstelle.</li>
		<li>Sobald die angegebene Anzahl von Zecken für die Studie platziert ist, entfernen Sie die Klebefolie von der Netzschicht des Containment-Verbandes und schließen Sie sie über der Öffnung.</li>
		<li>Nachdem Sie sichergestellt haben, dass der Klebstoff sicher befestigt ist, tragen Sie den vorbereiteten 4" x 4" extradünnen Hydrokolloidverband über den Containment-Verband auf, um zusätzliche Sicherheit zu gewährleisten (Abbildung 4B). HINWEIS: Weitere Informationen zur erregerfreien Zeckenkolonie I. scapularis und zur Dauer der in den zitierten Studien angewandten Zeckenexpositionsverfahren finden Sie in den Methodenabschnitten der veröffentlichten Studien19,22.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Pflege der Website
<ol><li>Stellen Sie dem Forschungsteilnehmer eine Wasserbarriereabdeckung und ein hypoallergenes 2-Zoll-Klebeband (siehe Materialtabelle) zur Verfügung.</li>
	<li>Geben Sie Anweisungen zur Pflege der Zeckeneindämmungsstelle.<ol><li>Überprüfen Sie regelmäßig den Verband und überwachen Sie die Ränder auf eine sichere Haftung auf der Haut. Bringen Sie bei Bedarf zusätzliches Klebeband an, um die Abrichtkanten zu verstärken.</li>
		<li>Kratzen Sie nicht an der Verbandstelle und unterlassen Sie es, den Verband während des Studienzeitraums zu öffnen oder zu entfernen.</li>
		<li>Vermeiden Sie es, zu baden oder in Wasser einzuweichen. Vermeiden Sie außerdem heiße Duschen und begrenzen Sie die Dauer des Duschens. Schützen Sie vor dem Duschen den Containment-Verband mit der mitgelieferten Wassersperrabdeckung und entfernen Sie diese nach Beendigung der Dusche. Tupfen Sie den Verband vorsichtig trocken und inspizieren Sie ihn, um sicherzustellen, dass er fest sitzt.</li>
		<li>Vermeiden Sie Aktivitäten, die zu starkem Schwitzen führen und die Unversehrtheit des Verbandes beeinträchtigen können (z. B. Aerobic-Übungen, ausgedehnte Wanderungen).</li>
	</ol></li>
</ol>4. Zeckenentfernung
<ol><li>Vorbereitung der Sammelfläschchen<ol><li>Beschriften Sie die Zeckensammelfläschchen mit den gewünschten Identifikatoren (z. B. Studiencode, Datum).</li>
		<li>Wenn die Konservierung lebender Zecken erforderlich ist, stechen Sie mit einer 20-G-Nadel Löcher in die Kappe der Durchstechflaschen. Verwenden Sie eine Schicht Nylon- oder Polyesternetz zusammen mit der Kappe, um das Fläschchen abzudichten. Legen Sie ein kleines Stück feuchten Schwamm in einen verschließbaren Beutel mit dem Fläschchen mit Zecken, um die Feuchtigkeit zu erhalten.</li>
	</ol></li>
	<li>Entfernen der Zecken<ol><li>Legen Sie weiße Tücher um die Verbandsstelle und stellen Sie sicher, dass ein Auffangbecken in Reichweite ist.</li>
		<li>Entfernen Sie mit Alkoholtupfern vorsichtig den Verband von der Haut.</li>
		<li>Legen Sie den Verband nach dem vollständigen Entfernen in das Auffangbecken und untersuchen Sie ihn auf abgelöste Zecken.</li>
		<li>Beurteilen Sie die Platzierungsstelle auf angehängte Zecken. Zecken, die sich bis zur Sättigung gefressen haben, lösen sich ab (Abbildung 5A). Verwenden Sie für die verbleibenden anhaftenden Zecken eine Pinzette mit feiner Spitze zum Entfernen (Abbildung 5B).</li>
		<li>Reinigen Sie die Haut mit Alkoholtüchern oder Wasser und Seife.</li>
	</ol></li>
</ol>

Exposition des Menschen gegenüber Larven von Zecken für die Erforschung von durch Zecken übertragenen Krankheiten

<ol>
	<li>Yeh, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determining+the+duration+of+Ixodes+scapularis+(Acari:+Ixodidae)+attachment+to+tick-bite+victims.">Determining the duration of Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) attachment to tick-bite victims.</a> J Med Entomol. 32 (6), 853-858 (1995).</li><li>Piesman, J., Mather, T. N., Sinsky, R. J., Spielman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Duration+of+tick+attachment+and+Borrelia+burgdorferi+transmission.">Duration of tick attachment and Borrelia burgdorferi transmission.</a> J Clin Microbiol. 25 (3), 557-558 (1987).</li><li>Vora, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ticks+elicit+variable+fibrinogenolytic+activities+upon+feeding+on+hosts+with+different+immune+backgrounds.">Ticks elicit variable fibrinogenolytic activities upon feeding on hosts with different immune backgrounds.</a> Sci Rep. 7, 44593 (2017).</li><li>Narasimhan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunity+against+Ixodes+scapularis+salivary+proteins+expressed+within+24+hours+of+attachment+thwarts+tick+feeding+and+impairs+Borrelia+transmission.">Immunity against Ixodes scapularis salivary proteins expressed within 24 hours of attachment thwarts tick feeding and impairs Borrelia transmission.</a> PLoS One. 2 (5), 451 (2007).</li><li>Nazario, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+Borrelia+burgdorferi+transmission+in+guinea+pigs+by+tick+immunity.">Prevention of Borrelia burgdorferi transmission in guinea pigs by tick immunity.</a> Am J Trop Med Hyg. 58 (6), 780-785 (1998).</li><li>Krause, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dermatologic+changes+induced+by+repeated+Ixodes+scapularis+bites+and+implications+for+prevention+of+tick-borne+infection.">Dermatologic changes induced by repeated Ixodes scapularis bites and implications for prevention of tick-borne infection.</a> Vector Borne Zoonotic Dis. 9 (6), 603-610 (2009).</li><li>Anderson, J. 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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Range+expansion+of+native+and+invasive+ticks:+a+looming+public+health+threat.">Range expansion of native and invasive ticks: a looming public health threat.</a> J Infect Dis. 226 (3), 370-373 (2022).</li><li>Marques, A. R., Strle, F., Wormser, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Lyme+disease+in+the+United+States+and+Europe.">Comparison of Lyme disease in the United States and Europe.</a> Emerg Infect Dis. 27 (8), 2017-2024 (2021).</li><li>Kugeler, K. J., Schwartz, A. M., Delorey, M. J., Mead, P. S., Hinckley, A. 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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Economic+burden+of+reported+Lyme+disease+in+high-incidence+areas,+United+States.">Economic burden of reported Lyme disease in high-incidence areas, United States.</a> Emerg Infect Dis. 28 (6), 1170-1179 (2022).</li><li>Eisen, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tick+species+infesting+humans+in+the+United+States.">Tick species infesting humans in the United States.</a> Ticks Tick Borne Dis. 13 (6), 102025 (2022).</li><li>Embers, M. 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W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resurgence+of+persisting+non-cultivable+Borrelia+burgdorferi+following+antibiotic+treatment+in+mice.">Resurgence of persisting non-cultivable Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice.</a> PLoS One. 9 (1), 86907 (2014).</li><li>Marques, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenodiagnosis+to+detect+Borrelia+burgdorferi+infection:+a+first-in-human+study.">Xenodiagnosis to detect Borrelia burgdorferi infection: a first-in-human study.</a> Clin Infect Dis. 58 (7), 937-945 (2014).</li><li>Hodzic, E., Imai, D. M., Escobar, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generality+of+post-antimicrobial+treatment+persistence+of+Borrelia+burgdorferi+strains+N40+and+B31+in+genetically+susceptible+and+resistant+mouse+strains.">Generality of post-antimicrobial treatment persistence of Borrelia burgdorferi strains N40 and B31 in genetically susceptible and resistant mouse strains.</a> Infect Immun. 87 (10), e00442 (2019).</li><li>Bockenstedt, L. K., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S. W., Fish, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+attenuated,+noninfectious+spirochetes+in+Borrelia+burgdorferi-infected+mice+after+antibiotic+treatment.">Detection of attenuated, noninfectious spirochetes in Borrelia burgdorferi-infected mice after antibiotic treatment.</a> J Infect Dis. 186 (10), 1430-1437 (2002).</li><li>Turk, S., Williams, C., Marques, A., Pal, U., Buyuktanir, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> in Borrelia burgdorferi: Methods in Molecular Biology. , 337-346 (2018).</li><li>Hodzic, E., Feng, S., Holden, K., Freet, K. J., Barthold, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistence+of+Borrelia+burgdorferi+following+antibiotic+treatment+in+mice.">Persistence of Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice.</a> Antimicrob Agents Chemother. 52 (5), 1728-1736 (2008).</li></ol>

Dr. Adriana Marques hat ein Patent US 8,926,989 B2; und ist unbezahlter wissenschaftlicher Berater der Global Lyme Alliance und der American Lyme Disease Foundation. Siu Ping Turk und Aleah Eschman haben keine Verbindung, die einen Interessenkonflikt darstellen könnte. Der Inhalt dieser Veröffentlichung spiegelt nicht unbedingt die Ansichten oder Richtlinien des Department of Health and Human Services wider, noch impliziert die Erwähnung von Handelsnamen, kommerziellen Produkten oder Organisationen eine Billigung durch die US-Regierung.

Während Tierstudien mit der Exposition gegenüber Zecken 4,5,6,7,21 von unschätzbarem Wert waren, um unser Verständnis der Wirtsreaktion auf durch Zecken übertragene Krankheiten und Zeckenstiche zu verbessern, haben diese Modelle Einschränkungen in der Vorhersage der menschlichen Wirtsreaktion. Dieses Modell, das die Methodik beschreibt, um Menschen kontr...

Harte Zecken (Ixodidae: Acari) sind obligat blutsaugende Ektoparasiten, die weltweit vorkommen und in der Lage sind, eine Vielzahl von Krankheitserregern zu übertragen, darunter Bakterien, Viren und Parasiten, die von großer medizinischer und veterinärmedizinischer Bedeutung sind. Ixodid-Zecken müssen tagelang an den Wirt gebunden bleiben, um eine Blutmahlzeit zu vervollständigen, und sie haben die Fähigkeit, an der Haut zu haften, ohne erkannt zu werden, die lokale Blutgerinnung zu verhindern und eine langfristige Fütterung zu erleichtern 1,2,3. Tierversuche haben gezeigt, dass nicht-permissive Wirte bei wiederholter Zeckenexposition eine Resistenz gegen Zeckenstiche entwickeln, was zu einer verminderten Fähigkeit zur Übertragung eines Krankheitserregers führen kann, während Zecken freizügige Wirte wiederholt parasitieren können. Die erworbene Zeckenresistenz hängt von der Art der Immunantwort des Wirtsab 4,5,6,7.
Durch Zecken übertragene Krankheiten stellen in den Vereinigten Staaten (USA) eine zunehmende Bedrohung dar, wobei sich die Zahl der gemeldeten Fälle zwischen 2004 und 2016 mehr als verdoppelthat 8,9. Aufgrund des Klimawandels erweitern sich die geografischen Verbreitungsgebiete der verschiedenen Zecken weiter10,11. Zu den führenden durch Zecken übertragenen Krankheiten in den USA gehören Lyme-Borreliose, Anaplasmose, Ehrlichiose, Fleckfieber-Rickettsiose, Babesiose, Tularämie und die Powassan-Viruskrankheit8. Die Lyme-Borreliose, die durch eine Infektion mit Borrelia burgdorferi sensu lato verursacht wird, ist die häufigste durch Zecken übertragene Krankheit in den USA und Europa12. Mit etwa 476.000 Menschen, bei denen jährlich in den USA Lyme-Borreliose diagnostiziert wird, stellt dies sowohl eine Belastung für die öffentliche Gesundheit als auch für die Wirtschaft für den Einzelnen und die Gesellschaft dar 13,14,15.
Ixodes scapularis (die schwarzbeinige oder Hirschzecke) ist der primäre Vektor für Lyme-Borreliose sowie für Anaplasmose, Babesiose, Borrelia miyamotoi-Krankheit und Powassan-Viruskrankheit in den USA. Weitere medizinisch wichtige Zeckenarten in den USA sind Amblyomma americanum (einsame Sternzecke), Dermacentor variabilis (amerikanische Hundezecke), Ixodes pacificus (Westliche schwarzbeinige Zecke), Dermacentor andersoni (Rocky-Mountain-Holzzecke), Ixodes cookei (Murmeltierzecke), Dermacentor occidentalis (Zecke von der Pazifikküste), Rhipicephalus sanguineus (braune Hundezecke) und Amblyomma maculatum (Zecke von der Golfküste)16.
Die Entwicklung einer Methode, um freiwillige Forscher Zeckenstichen auszusetzen, unterstützt Studien, die den natürlichen Vektor verwenden, um nach Anzeichen einer Infektion zu suchen, ein Verfahren, das als Xenodiagnose bekannt ist 17,18,19,20,21, und um mehr über die durch die Exposition gegenüber Zecken induzierte Immunität zu erfahren, was zur Entdeckung eines Anti-Zecken-Impfstoffs beitragen kann 5,6,7. Das hier beschriebene Verfahren wurde in der ersten Forschungsstudie am Menschen mit im Labor gezüchteten Ixodes scapularis-Larven zur Xenodiagnostik einer B. burgdorferi-Infektion nach Antibiotikatherapie (NCT01143558) entwickelt und eingesetzt, die 2014veröffentlicht wurde 19. Das System wurde erfolgreich in einer Phase-2-Studie eingesetzt, in der untersucht wurde, ob eine positive Xenodiagnose mit dem Fortbestehen der Symptome nach einer antibiotischen Behandlung der Lyme-Borreliose korreliert (NCT02446626) und in einer Studie zur Untersuchung der Reaktion des Wirts auf Zeckenstiche (NCT05036707).
Dieses Verfahrensprotokoll beschreibt den Prozess zur Erstellung des Containment-Verbandes, das Zeckenplatzierungsverfahren und das Zeckenentfernungsverfahren sowie die Pflege der Stelle, die zur Aufrechterhaltung des Containment-Verbandes erforderlich ist. Die Einzelheiten zu der erregerfreien Zeckenkolonie I. scapularis und den Zeckenexpositionsverfahren, die für die oben zitierten Studien verwendet wurden, wurden bereits beschrieben19,22. Diese Methodik bietet ein flexibles Forschungsinstrument, das angepasst werden kann, um verschiedene Aspekte der Reaktion des menschlichen Wirts auf Zeckenstiche, die Wirksamkeit von Medikamenten zur Zeckenprävention sowie die Lyme-Borreliose und andere durch Zecken übertragene Krankheiten zu untersuchen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>20 G needle</td>
			<td>Any brand</td>
			<td></td>
			<td>For puncturing the vial cap.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3&#34; x 3&#34; containment dressing</td>
			<td>Monarch Labs Names</td>
			<td>LeFlap</td>
			<td>https://www.monarchlabs.com/ordering</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4&#34; x 4&#34; extra-thin hydrocolloid dressing</td>
			<td>ConvaTec</td>
			<td>DuoDerm</td>
			<td>https://www.convatec.com/products/advanced-wound-care/brand-names/pc-wound-duoderm-granluflex/duoderm-extra-thin-dressing/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4&#34; x 4&#34; gauze</td>
			<td>Monarch Labs Names</td>
			<td></td>
			<td>For cleaning skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clean water or saline</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For cleaning skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Moisture barrier (e.g. 7&#34; x 7&#34;)</td>
			<td>AquaGuard</td>
			<td>TIDI</td>
			<td>For showering, ttps://www.tidiproducts.com/product-listing/aquaguard-shower-cover-sheets&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-adhesive foam dressing</td>
			<td>Coloplast</td>
			<td>Biatain</td>
			<td>https://www.coloplast.us/biatain-non-adhesive-en-us.aspx</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roll of 2&#34; hypoallergenic tape</td>
			<td>Monarch Labs Names</td>
			<td>Durapore</td>
			<td>For reinforcing containment dressing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roll of adhesive tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For trapping ticks</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vials for collection (e.g. cryovials)</td>
			<td>Ependorf</td>
			<td>ECC200</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a model for experimental exposure of humans to larval ixodes scapularis ticks

Durch Zecken übertragene Krankheiten sind ein erhebliches Problem für die öffentliche Gesundheit in den Vereinigten Staaten und weltweit. Zecken sind obligate blutsaugende Gliederfüßer; Eine Ixodid-Zecke muss an der Haut des Wirts haften bleiben und ihren mehrtägigen Fütterungsprozess abschließen, um ihre Blutmahlzeit zu erhalten. Tiere Zecken auszusetzen, ist eine gängige Praxis, um die Reaktionen des Wirts auf Zeckenstiche und durch Zecken übertragene Krankheiten zu untersuchen. Wir entwickelten das Verfahren, führten die erste Forschungsstudie am Menschen durch und veröffentlichten die Ergebnisse über die Exposition von menschlichen Freiwilligen gegenüber nicht infizierten Larven von Ixodes scapularis-Zecken . In diesem Artikel wird die Methodik beschrieben, die zum Aufbau des Containment-Verbandes verwendet wird, wie die Zecken auf dem Wirt angebracht und gesichert werden, wie der Verband gepflegt wird und wie die Zecken vom Wirt entfernt werden. Die Exposition von Freiwilligen gegenüber Zeckenstichen ist ein experimentelles Verfahren und muss im Rahmen eines klinischen Forschungsprotokolls durchgeführt werden, das von den zuständigen Zulassungsbehörden genehmigt wurde. Diese Methode ermöglicht die translationale Forschung, um die Reaktion des Menschen auf Zeckenstiche besser zu verstehen und die Entwicklung von Diagnostika, Prävention und Therapien für durch Zecken übertragene Krankheiten zu fördern.

Hard ticks (Ixodidae: Acari) are obligate blood-feeding ectoparasites that occur worldwide and are capable of transmitting a broad range of pathogens, including bacteria, viruses, and parasites, of major medical and veterinary importance. Ixodid ticks must remain attached to the host for days to complete a blood meal, and they have the capacity to stay attached to the skin while avoiding recognition, preventing local blood coagulation, and facilitating long-term feeding1,2,3. Animal studies have demonstrated that non-permissive hosts acquire resistance to tick bites with repeated tick exposures, which can lead to a decreased ability to transmit a pathogen, while ticks can repeatedly parasitize permissive hosts. Acquired tick resistance is dependent on the nature of the host immune response4,5,6,7.
Tickborne diseases are an increasing threat in the United States (US), with the number of reported cases more than doubling between 2004 and 20168,9. Due to climate change, the geographic ranges of different ticks continue to expand10,11. The leading tickborne diseases in the US include Lyme disease, anaplasmosis, ehrlichiosis, spotted fever rickettsiosis, babesiosis, tularemia, and Powassan virus disease8. Lyme disease, caused by infection with Borrelia burgdorferi sensu lato, is the most common tickborne disease in the US and Europe12. With approximately 476,000 individuals diagnosed with Lyme disease annually in the US, there is both a public health and economic burden to individuals and to society13,14,15.
Ixodes scapularis (the black-legged or deer tick) is the primary vector for Lyme disease, as well as anaplasmosis, babesiosis, Borrelia miyamotoi disease, and Powassan virus disease in the US. Other medically important tick species in the US include Amblyomma americanum (Lone star tick), Dermacentor variabilis (American dog tick), Ixodes pacificus (Western black-legged tick), Dermacentor andersoni (Rocky Mountain wood tick), Ixodes cookei (Groundhog tick), Dermacentor occidentalis (Pacific Coast tick), Rhipicephalus sanguineus (brown dog tick), and Amblyomma maculatum (Gulf Coast tick)16.
Developing a method to expose research volunteers to tick bites supports studies using the natural vector to search for evidence of infection, a procedure known as xenodiagnosis17,18,19,20,21, and to learn more about immunity induced by exposure to ticks, which can contribute to the discovery of an anti-tick vaccine5,6,7. The procedure described here was developed and used in the first human research study using laboratory-reared Ixodes scapularis larva for xenodiagnosis of B. burgdorferi infection after antibiotic therapy (NCT01143558), published in 201419. The system has been successfully used in a phase 2 study investigating whether a positive xenodiagnosis correlated with the persistence of symptoms after antibiotic treatment of Lyme disease (NCT02446626) and in a study exploring the host response to tick bites (NCT05036707).
This procedure protocol describes the process for creating the containment dressing, the tick placement procedure, and the tick removal procedure, as well as the site care needed to maintain the containment dressing. The details regarding the pathogen-free I. scapularis tick colony and tick exposure procedures used for the above-cited studies have been previously described19,22. This methodology offers a flexible research tool that can be adapted to studying different aspects of the human host response to tick bites, the effectiveness of tick prevention medications, as well as Lyme disease and other tickborne illnesses.

Autor im Rampenlicht: Kontrolliertes Expositionsmodell beim Menschen für die Zeckenforschung und Lyme-Borreliose-Studien

Ein Modell für die experimentelle Exposition von Menschen gegenüber Larven von Ixodes scapularis Zecken

Die Studie zeigte, dass das Verfahren sicher und gut verträglich ist, wobei das primäre unerwünschte Ereignis ein leichter Juckreiz an der Stelle der Bisse ist, der bei 58 % der Eingriffe beobachtet wird. Es gab keine schwerwiegenden unerwünschten Ereignisse im Zusammenhang mit dem Verfahren bei der Verwendung von sauberen, im Labor gezüchteten Larven I. scapularis Zecken19. In den 43 durchgeführten Verfahren betrug der mittlere Prozentsatz der Wiederfindung von anhaftenden Zecken i...

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In diesem Artikel wird die Methodik für die Exposition des Menschen gegenüber Larven von Ixodes scapularis für die klinische Forschung vorgestellt. Die Technik ist relativ einfach, für die freiwilligen Forscher tolerierbar und kann je nach experimentellem Bedarf modifiziert werden. Solche Forschungen am Menschen müssen im Rahmen klinischer Studienprotokolle durchgeführt werden, die von den zuständigen Zulassungsbehörden genehmigt wurden.

Tickborne diseases are a significant public health problem in the United States and worldwide. Ticks are obligate blood-feeding arthropods; an ixodid tick ...

Dieses Protokoll bietet eine effektive Methode für eine kontrollierte Exposition des Menschen gegenüber Zecken. Für die Forschung kann das Protokoll zur Untersuchung der menschlichen Immunantwort von Zeckenstichen sowie zur Entwicklung von Diagnostika und Präventionsmaßnahmen gegen durch Zecken übertragene Krankheiten verwendet werden. Es gab keine veröffentlichten Verfahren zum Platzieren von Zecken bei freiwilligen Forschungshelfern.Die Herausforderung bestand darin, ein System zu entwickeln, das es den Zecken ermöglicht, tagelang zu fressen, und das gleichzeitig für die Teilnehmer angenehm ist. Dieses Modell enthält die Zecken für die Dauer der Fütterung und ermöglicht es den Forschungsteilnehmern, ihre täglichen Aktivitäten mit geringfügigen Anpassungen des Lebensstils fortzusetzen.

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

A Model for Experimental Exposure of Humans to Larval Ixodes scapularis Ticks

356 Aufrufe.  National Institutes of Health. Dieses Protokoll bietet eine effektive Methode für eine kontrollierte Exposition des Menschen gegenüber Zecken. Für die Forschung kann das Protokoll zur Untersuchung der menschlichen Immunantwort von Zeckenstichen sowie zur Entwicklung von Diagnostika und Präventionsmaßnahmen gegen durch Zecken übertragene Krankheiten verwendet werden. Es gab keine veröffentlichten Verfahren zum Platzieren von Zecken bei freiwilligen Forschungshelfern.Die Herausforderung bestand darin, ein Syste...

Serie: Autor im Rampenlicht: Kontrolliertes Expositionsmodell beim Menschen für die Zeckenforschung und Lyme-Borreliose-Studien

Tickborne diseases are a significant public health problem in the United States and worldwide. Ticks are obligate blood-feeding arthropods; an ixodid tick must remain attached to the skin of the host and complete its multi-day feeding process to acquire its blood meal. Exposing animals to ticks is a common practice for studying host responses to tick bites and tickborne diseases. We developed the procedure, conducted the first human research study, and published the findings on exposing human volunteers to uninfected larval Ixodes scapularis ticks. This article describes the methodology used to construct the containment dressing, how to apply and secure the ticks to the host, how to maintain the dressing, and how to remove the ticks from the host. Exposing volunteers to tick bites is an experimental procedure and must be performed under a clinical research protocol approved by the appropriate regulatory authorities. This method allows for translational research to better understand the human response to tick bites and foster the development of diagnostics, prevention, and therapies for tickborne diseases.

This article presents the methodology for exposing humans to larval Ixodes scapularis for clinical research. The technique is relatively simple, tolerable by the research volunteers, and can be modified according to experimental needs. Such research involving human subjects must be conducted under clinical study protocols approved by the appropriate regulatory authorities.

Forschung

Immunologie und Infektion

Dressing Preparation for Tick Placement and Containment to Study Human Response to Tick Bites

Vorbereitung des Verbandes für die Platzierung und Eindämmung von Zecken zur Untersuchung der Reaktion des Menschen auf Zeckenstiche

Exposing Humans to Larval Ixodes scapularis to Study Host Response to Tickborne Diseases and Tick Bites

Exposition des Menschen gegenüber Larven von Ixodes scapularis , um die Reaktion des Wirts auf durch Zecken übertragene Krankheiten und Zeckenstiche zu untersuchen