Questa ricerca è stata supportata dal Programma di ricerca intramurale del NIH, National Institute of Allergy and Infectious Diseases. Ringraziamo Linden T. Hu, Sam R. Telford III, Kenneth Dardick, Carla Williams, Erin Chung e Christina Brandeburg per la loro partecipazione allo sviluppo delle procedure.

L'esposizione dei volontari alle punture di zecca è un metodo sperimentale e deve essere condotto nell'ambito di un protocollo di ricerca clinica approvato dalle autorità regolatorie competenti. Gli studi clinici (NCT01143558, NCT02446626 e NCT05036707) sono stati approvati dai rispettivi comitati di revisione istituzionali, condotti nell'ambito delle esenzioni per i dispositivi sperimentali concesse dalla Food and Drug Administration statunitense e condotti in conformità con le linee guida di buona pratica clinica. Inoltre, questi studi sono stati registrati con ClinicalTrials.gov e il consenso informato scritto è stato ottenuto da tutti i partecipanti.
1. Preparazione della medicazione contenitiva
<ol><li>Per creare un modello di misurazione, fotocopiare la medicazione di contenimento idrocolloidale da 3" x 3" lungo il lato delle linee di misurazione (Figura 1A e Tabella dei materiali).</li>
	<li>Taglia il modello fotocopiato lungo la linea di 1". Quindi, taglia lungo la linea da 2", creando un cerchio da 2" con un centro da 1" (Figura 1B).</li>
	<li>Usando questo modello, tagliare la medicazione in schiuma non adesiva per creare un cerchio di 2" con un centro di 1" (Figura 2A, B e Tabella dei materiali).</li>
	<li>Usando lo stesso modello, taglia un cerchio di 2 pollici al centro della medicazione idrocolloidale extrasottile da 4 "x 4" (Figura 2C, D).</li>
	<li>Tagliare lo strato idrocolloidale della medicazione di contenimento da 3" x 3" sulla linea di 11/2".</li>
	<li>Tirare indietro il rivestimento di carta dello strato idrocolloidale della medicazione di contenimento per esporre l'adesivo. Posizionare la medicazione in schiuma tagliata all'interno del cerchio da 2" dell'adesivo (Figura 3A). Ciò garantirà che la medicazione in schiuma si estenda oltre l'apertura della medicazione di contenimento. Riposizionare il rivestimento di carta sullo strato idrocolloidale della medicazione (Figura 3B). NOTA: Queste misurazioni sono state utilizzate per studi che hanno coinvolto fino a 10 zecche larvali di I. scapolaris . Per gli studi che hanno coinvolto fino a 30 zecche larvali di I. scapularis , il modello per il centro della schiuma è stato tagliato tra i segni da 1" e 11/2" per consentire un'area più ampia per il posizionamento. Le misure della medicazione di contenimento possono essere adattate di conseguenza al disegno dello studio.</li>
</ol>2. Posizionamento delle zecche
<ol><li>Conservazione delle zecche<ol><li>Conservare le zecche larvali di I. scapularis in un frigorifero per uso medico con la temperatura impostata a 9-10 °C.</li>
		<li>Conservare le zecche in una fiala coperta con un tappo a rete per consentire un flusso d'aria adeguato. Confezionare la fiala di zecche in un sacchetto di plastica sigillabile con una spugna leggermente inumidita per mantenere l'umidità e prevenire l'essiccazione.</li>
	</ol></li>
	<li>Posizionamento delle zecche<ol><li>Togliete le zecche dal frigorifero per farle scaldare a temperatura ambiente. Le zecche possono diventare attive in soli 15 minuti fuori dal frigorifero.</li>
		<li>Posiziona un foglio bianco attorno all'area di posizionamento per visualizzare facilmente qualsiasi segno di spunta caduto inavvertitamente.</li>
		<li>Inumidisci una garza da 4 "x 4" con acqua pulita o soluzione salina e usala per pulire la pelle del sito di posizionamento. L'area deve essere asciugata tamponando o lasciata asciugare all'aria. NOTA: Quando si seleziona il sito del corpo per il posizionamento delle zecche, considerare le aree che non limitano le attività quotidiane del volontario e dove l'integrità della medicazione può essere facilmente monitorata dal partecipante. Non posizionare le zecche in aree in cui potrebbero essere schiacciate a causa della pressione diretta (ad esempio, la parte posteriore). Valutare i peli del corpo del partecipante e, se necessario, tagliare accuratamente i peli del corpo in eccesso usando le forbici nel sito dell'adesivo, evitando danni alla pelle. Evitare l'uso di un rasoio per la depilazione, poiché potrebbe aumentare il rischio di lesioni e infezioni della pelle.</li>
		<li>Una volta che la pelle è asciutta, rimuovere il rivestimento adesivo dal lato idrocolloidale della medicazione preparata e fissarlo saldamente alla pelle nel sito di posizionamento, assicurandosi che lo strato di rete rimanga aperto.</li>
		<li>Rompere il tampone di legno (vedi Tabella dei materiali) a metà per esporre le estremità frastagliate.</li>
		<li>Aprire con cautela la fiala di zecche.</li>
		<li>Utilizzando l'estremità frastagliata del tampone di legno, trasferire le zecche attive dal flaconcino e posizionarle sulla pelle all'interno della medicazione di contenimento (Figura 4A). Chiedi a un altro membro del team di monitorare il sito di posizionamento delle zecche per assicurarsi che le zecche rimangano all'interno della medicazione di contenimento. Utilizzare del nastro adesivo per intrappolare le zecche che fuoriescono dalla fiala durante questo processo. NOTA: Rompere un tampone di legno e utilizzare l'estremità frastagliata è efficace per la manipolazione e il trasferimento delle zecche senza causare danni alle zecche. Un piccolo pennello con setole morbide di colore chiaro funziona anche per trasferire le zecche dal contenitore al sito della pelle.</li>
		<li>Una volta posizionato il numero specificato di zecche per lo studio, rimuovere il rivestimento adesivo dallo strato di rete della medicazione di contenimento e chiuderlo sopra l'apertura.</li>
		<li>Dopo essersi assicurati che l'adesivo sia fissato saldamente, applicare la medicazione idrocolloidale extra-sottile da 4" x 4" preparata sopra la medicazione di contenimento per una maggiore sicurezza (Figura 4B). NOTA: Ulteriori informazioni riguardanti la colonia di zecche di I. scapularis esente da agenti patogeni e la durata delle procedure di esposizione alle zecche utilizzate negli studi citati possono essere trovate nelle sezioni dei metodi degli studi pubblicati19,22.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Cura del sito
<ol><li>Fornire una copertura impermeabile e un nastro ipoallergenico da 2" (vedi Tabella dei materiali) al partecipante alla ricerca.</li>
	<li>Fornire istruzioni per la cura del sito di contenimento delle zecche.<ol><li>Controllare periodicamente la medicazione e monitorare i bordi per un'adesione sicura alla pelle. Applicare altro nastro adesivo per rinforzare i bordi di ravvivatura secondo necessità.</li>
		<li>Non graffiare il sito di medicazione e astenersi dall'aprire o rimuovere la medicazione durante il periodo di studio.</li>
		<li>Evitare di fare il bagno o immergersi in acqua. Inoltre, evita le docce calde e limita la durata della doccia. Prima di fare la doccia, proteggere la medicazione contenitiva con la copertura barriera all'acqua in dotazione e rimuoverla dopo aver completato la doccia. Asciuga delicatamente la medicazione e ispezionala per assicurarti che rimanga sicura.</li>
		<li>Evitare attività che possono portare a una forte sudorazione e compromettere l'integrità della medicazione (ad esempio, esercizio aerobico, escursioni prolungate).</li>
	</ol></li>
</ol>4. Rimozione delle zecche
<ol><li>Preparazione fiale di raccolta<ol><li>Etichettare le fiale di raccolta delle zecche con gli identificatori desiderati (ad esempio, codice di studio, data).</li>
		<li>Se è necessaria la conservazione di zecche vive, praticare dei fori nel tappo delle fiale con un ago da 20 G. Utilizzare uno strato di rete di nylon o poliestere insieme al tappo per sigillare la fiala. Metti un pezzetto di spugna umida in un sacchetto sigillabile con la fiala di zecche per mantenere l'umidità.</li>
	</ol></li>
	<li>Rimozione delle zecche<ol><li>Posiziona delle lenzuola bianche intorno al sito della benda e assicurati che una bacinella di raccolta sia a portata di mano.</li>
		<li>Usando salviettine imbevute di alcol, rimuovere con cura la benda dalla pelle.</li>
		<li>Una volta rimossa completamente, posizionare la benda nella bacinella di raccolta ed esaminarla per verificare la presenza di zecche staccate.</li>
		<li>Valutare il sito di posizionamento per le zecche attaccate. Le zecche che si sono alimentate fino al rifornimento si staccheranno (Figura 5A). Per le zecche attaccate rimanenti, utilizzare una pinza a punta fine per la rimozione (Figura 5B).</li>
		<li>Pulisci la pelle con salviettine imbevute di alcol o acqua e sapone.</li>
	</ol></li>
</ol>

Esposizione umana alle zecche larvali per la ricerca sulle malattie trasmesse dalle zecche

<ol>
	<li>Yeh, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determining+the+duration+of+Ixodes+scapularis+(Acari:+Ixodidae)+attachment+to+tick-bite+victims.">Determining the duration of Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) attachment to tick-bite victims.</a> J Med Entomol. 32 (6), 853-858 (1995).</li><li>Piesman, J., Mather, T. N., Sinsky, R. J., Spielman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Duration+of+tick+attachment+and+Borrelia+burgdorferi+transmission.">Duration of tick attachment and Borrelia burgdorferi transmission.</a> J Clin Microbiol. 25 (3), 557-558 (1987).</li><li>Vora, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ticks+elicit+variable+fibrinogenolytic+activities+upon+feeding+on+hosts+with+different+immune+backgrounds.">Ticks elicit variable fibrinogenolytic activities upon feeding on hosts with different immune backgrounds.</a> Sci Rep. 7, 44593 (2017).</li><li>Narasimhan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunity+against+Ixodes+scapularis+salivary+proteins+expressed+within+24+hours+of+attachment+thwarts+tick+feeding+and+impairs+Borrelia+transmission.">Immunity against Ixodes scapularis salivary proteins expressed within 24 hours of attachment thwarts tick feeding and impairs Borrelia transmission.</a> PLoS One. 2 (5), 451 (2007).</li><li>Nazario, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+Borrelia+burgdorferi+transmission+in+guinea+pigs+by+tick+immunity.">Prevention of Borrelia burgdorferi transmission in guinea pigs by tick immunity.</a> Am J Trop Med Hyg. 58 (6), 780-785 (1998).</li><li>Krause, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dermatologic+changes+induced+by+repeated+Ixodes+scapularis+bites+and+implications+for+prevention+of+tick-borne+infection.">Dermatologic changes induced by repeated Ixodes scapularis bites and implications for prevention of tick-borne infection.</a> Vector Borne Zoonotic Dis. 9 (6), 603-610 (2009).</li><li>Anderson, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ticks,+Ixodes+scapularis,+feed+repeatedly+on+white-footed+mice+despite+strong+inflammatory+response:+an+expanding+paradigm+for+understanding+tick-host+interactions.">Ticks, Ixodes scapularis, feed repeatedly on white-footed mice despite strong inflammatory response: an expanding paradigm for understanding tick-host interactions.</a> Front Immunol. 8, 1784 (2017).</li><li>Rosenberg, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vital+signs:+trends+in+reported+vectorborne+disease+cases+-+United+States+and+Territories,+2004-2016.">Vital signs: trends in reported vectorborne disease cases - United States and Territories, 2004-2016.</a> MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 67 (17), 496-501 (2018).</li><li>Paules, C. I., Marston, H. D., Bloom, M. E., Fauci, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tickborne+diseases+-+confronting+a+growing+threat.">Tickborne diseases - confronting a growing threat.</a> N Engl J Med. 379 (8), 701-703 (2018).</li><li>Tardy, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanistic+movement+models+to+predict+geographic+range+expansions+of+ticks+and+tick-borne+pathogens:+Case+studies+with+Ixodes+scapularis+and+Amblyomma+americanum+in+eastern+North+America.">Mechanistic movement models to predict geographic range expansions of ticks and tick-borne pathogens: Case studies with Ixodes scapularis and Amblyomma americanum in eastern North America.</a> Ticks Tick Borne Dis. 14 (4), 102161 (2023).</li><li>Molaei, G., Eisen, L. M., Price, K. J., Eisen, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Range+expansion+of+native+and+invasive+ticks:+a+looming+public+health+threat.">Range expansion of native and invasive ticks: a looming public health threat.</a> J Infect Dis. 226 (3), 370-373 (2022).</li><li>Marques, A. R., Strle, F., Wormser, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Lyme+disease+in+the+United+States+and+Europe.">Comparison of Lyme disease in the United States and Europe.</a> Emerg Infect Dis. 27 (8), 2017-2024 (2021).</li><li>Kugeler, K. J., Schwartz, A. M., Delorey, M. J., Mead, P. S., Hinckley, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimating+the+frequency+of+Lyme+disease+diagnoses,+United+States,+2010-2018.">Estimating the frequency of Lyme disease diagnoses, United States, 2010-2018.</a> Emerg Infect Dis. 27 (2), 616-619 (2021).</li><li>Schwartz, A. M., Kugeler, K. J., Nelson, C. A., Marx, G. E., Hinckley, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=use+of+commercial+claims+data+for+evaluating+trends+in+lyme+disease+diagnoses,+United+States,+2010-2018.">use of commercial claims data for evaluating trends in lyme disease diagnoses, United States, 2010-2018.</a> Emerg Infect Dis. 27 (2), 499-507 (2021).</li><li>Hook, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Economic+burden+of+reported+Lyme+disease+in+high-incidence+areas,+United+States.">Economic burden of reported Lyme disease in high-incidence areas, United States.</a> Emerg Infect Dis. 28 (6), 1170-1179 (2022).</li><li>Eisen, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tick+species+infesting+humans+in+the+United+States.">Tick species infesting humans in the United States.</a> Ticks Tick Borne Dis. 13 (6), 102025 (2022).</li><li>Embers, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variable+manifestations,+diverse+seroreactivity+and+post-treatment+persistence+in+non-human+primates+exposed+to+Borrelia+burgdorferi+by+tick+feeding.">Variable manifestations, diverse seroreactivity and post-treatment persistence in non-human primates exposed to Borrelia burgdorferi by tick feeding.</a> PLoS One. 12 (12), 0189071 (2017).</li><li>Hodzic, E., Imai, D., Feng, S., Barthold, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resurgence+of+persisting+non-cultivable+Borrelia+burgdorferi+following+antibiotic+treatment+in+mice.">Resurgence of persisting non-cultivable Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice.</a> PLoS One. 9 (1), 86907 (2014).</li><li>Marques, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenodiagnosis+to+detect+Borrelia+burgdorferi+infection:+a+first-in-human+study.">Xenodiagnosis to detect Borrelia burgdorferi infection: a first-in-human study.</a> Clin Infect Dis. 58 (7), 937-945 (2014).</li><li>Hodzic, E., Imai, D. M., Escobar, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generality+of+post-antimicrobial+treatment+persistence+of+Borrelia+burgdorferi+strains+N40+and+B31+in+genetically+susceptible+and+resistant+mouse+strains.">Generality of post-antimicrobial treatment persistence of Borrelia burgdorferi strains N40 and B31 in genetically susceptible and resistant mouse strains.</a> Infect Immun. 87 (10), e00442 (2019).</li><li>Bockenstedt, L. K., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S. W., Fish, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+attenuated,+noninfectious+spirochetes+in+Borrelia+burgdorferi-infected+mice+after+antibiotic+treatment.">Detection of attenuated, noninfectious spirochetes in Borrelia burgdorferi-infected mice after antibiotic treatment.</a> J Infect Dis. 186 (10), 1430-1437 (2002).</li><li>Turk, S., Williams, C., Marques, A., Pal, U., Buyuktanir, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> in Borrelia burgdorferi: Methods in Molecular Biology. , 337-346 (2018).</li><li>Hodzic, E., Feng, S., Holden, K., Freet, K. J., Barthold, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistence+of+Borrelia+burgdorferi+following+antibiotic+treatment+in+mice.">Persistence of Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice.</a> Antimicrob Agents Chemother. 52 (5), 1728-1736 (2008).</li></ol>

La dottoressa Adriana Marques ha un brevetto US 8,926,989 B2; ed è consulente scientifico non retribuito della Global Lyme Alliance e dell'American Lyme Disease Foundation. Siu Ping Turk e Aleah Eschman non hanno un'associazione che possa rappresentare un conflitto di interessi. Il contenuto di questa pubblicazione non riflette necessariamente le opinioni o le politiche del Dipartimento della Salute e dei Servizi Umani, né la menzione di nomi commerciali, prodotti commerciali o organizzazioni implica l'approvazione da parte del governo degli Stati Uniti.

Mentre gli studi sugli animali che coinvolgono l'esposizione alle zecche 4,5,6,7,21 sono stati inestimabili nell'aumentare la nostra comprensione della risposta dell'ospite alle malattie trasmesse dalle zecche e ai morsi di zecca, questi modelli hanno limitazioni nel modo in cui prevedono la risposta umana dell'ospite. Questo modello, che descrive la metodolog...

Le zecche dure (Ixodidae: Acari) sono ectoparassiti obbligati che si nutrono di sangue che si verificano in tutto il mondo e sono in grado di trasmettere un'ampia gamma di agenti patogeni, tra cui batteri, virus e parassiti, di grande importanza medica e veterinaria. Le zecche ixodid devono rimanere attaccate all'ospite per giorni per completare un pasto di sangue e hanno la capacità di rimanere attaccate alla pelle evitando il riconoscimento, prevenendo la coagulazione locale del sangue e facilitando l'alimentazione a lungo termine 1,2,3. Studi sugli animali hanno dimostrato che gli ospiti non permissivi acquisiscono resistenza ai morsi di zecca con esposizioni ripetute alle zecche, il che può portare a una diminuzione della capacità di trasmettere un agente patogeno, mentre le zecche possono parassitare ripetutamente gli ospiti permissivi. La resistenza acquisita alle zecche dipende dalla natura della risposta immunitaria dell'ospite 4,5,6,7.
Le malattie trasmesse dalle zecche sono una minaccia crescente negli Stati Uniti (USA), con il numero di casi segnalati più che raddoppiato tra il 2004 e il 2016 8,9. A causa dei cambiamenti climatici, gli areali geografici delle diverse zecche continuano ad espandersi10,11. Le principali malattie trasmesse dalle zecche negli Stati Uniti includono la malattia di Lyme, l'anaplasmosi, l'ehrlichiosi, la rickettsiosi della febbre maculosa, la babesiosi, la tularemia e la malattia da virus Powassan8. La malattia di Lyme, causata dall'infezione da Borrelia burgdorferi sensu lato, è la malattia trasmessa dalle zecche più comune negli Stati Uniti e in Europa12. Con circa 476.000 individui con diagnosi di malattia di Lyme ogni anno negli Stati Uniti, c'è un onere sia per la salute pubblica che per l'economia per gli individui e per la società 13,14,15.
Ixodes scapularis (la zecca dalle zampe nere o cervo) è il vettore principale della malattia di Lyme, così come dell'anaplasmosi, della babesiosi, della malattia di Borrelia miyamotoi e della malattia da virus Powassan negli Stati Uniti. Altre specie di zecche importanti dal punto di vista medico negli Stati Uniti includono Amblyomma americanum (zecca della stella solitaria), Dermacentor variabilis (zecca del cane americano), Ixodes pacificus (zecca dalle zampe nere occidentale), Dermacentor andersoni (zecca del legno delle Montagne Rocciose), Ixodes cookei (zecca della marmotta), Dermacentor occidentalis (zecca della costa del Pacifico), Rhipicephalus sanguineus (zecca del cane marrone) e Amblyomma maculatum (zecca della costa del Golfo)16.
Lo sviluppo di un metodo per esporre i volontari della ricerca alle punture di zecca supporta gli studi che utilizzano il vettore naturale per cercare prove di infezione, una procedura nota come xenodiagnosi 17,18,19,20,21, e per saperne di più sull'immunità indotta dall'esposizione alle zecche, che può contribuire alla scoperta di un vaccino anti-zecche 5,6,7. La procedura qui descritta è stata sviluppata e utilizzata nel primo studio di ricerca sull'uomo che utilizza larve di Ixodes scapularis allevate in laboratorio per la xenodiagnosi dell'infezione da B. burgdorferi dopo terapia antibiotica (NCT01143558), pubblicato nel 201419. Il sistema è stato utilizzato con successo in uno studio di fase 2 per verificare se una xenodiagnosi positiva fosse correlata alla persistenza dei sintomi dopo il trattamento antibiotico della malattia di Lyme (NCT02446626) e in uno studio che esplorava la risposta dell'ospite alle punture di zecca (NCT05036707).
Questo protocollo descrive il processo per la creazione della medicazione di contenimento, la procedura di posizionamento delle zecche e la procedura di rimozione delle zecche, nonché la cura del sito necessaria per mantenere la medicazione di contenimento. I dettagli riguardanti la colonia di zecche di I. scapularis esente da agenti patogeni e le procedure di esposizione alle zecche utilizzate per gli studi sopra citati sono stati precedentemente descritti19,22. Questa metodologia offre uno strumento di ricerca flessibile che può essere adattato allo studio di diversi aspetti della risposta dell'ospite umano alle punture di zecca, dell'efficacia dei farmaci per la prevenzione delle zecche, nonché della malattia di Lyme e di altre malattie trasmesse dalle zecche.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>20 G needle</td>
			<td>Any brand</td>
			<td></td>
			<td>For puncturing the vial cap.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3&#34; x 3&#34; containment dressing</td>
			<td>Monarch Labs Names</td>
			<td>LeFlap</td>
			<td>https://www.monarchlabs.com/ordering</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4&#34; x 4&#34; extra-thin hydrocolloid dressing</td>
			<td>ConvaTec</td>
			<td>DuoDerm</td>
			<td>https://www.convatec.com/products/advanced-wound-care/brand-names/pc-wound-duoderm-granluflex/duoderm-extra-thin-dressing/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4&#34; x 4&#34; gauze</td>
			<td>Monarch Labs Names</td>
			<td></td>
			<td>For cleaning skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clean water or saline</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For cleaning skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Moisture barrier (e.g. 7&#34; x 7&#34;)</td>
			<td>AquaGuard</td>
			<td>TIDI</td>
			<td>For showering, ttps://www.tidiproducts.com/product-listing/aquaguard-shower-cover-sheets&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-adhesive foam dressing</td>
			<td>Coloplast</td>
			<td>Biatain</td>
			<td>https://www.coloplast.us/biatain-non-adhesive-en-us.aspx</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roll of 2&#34; hypoallergenic tape</td>
			<td>Monarch Labs Names</td>
			<td>Durapore</td>
			<td>For reinforcing containment dressing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roll of adhesive tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For trapping ticks</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vials for collection (e.g. cryovials)</td>
			<td>Ependorf</td>
			<td>ECC200</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a model for experimental exposure of humans to larval ixodes scapularis ticks

Le malattie trasmesse dalle zecche sono un problema significativo per la salute pubblica negli Stati Uniti e in tutto il mondo. Le zecche sono artropodi obbligati che si nutrono di sangue; Una zecca iXodid deve rimanere attaccata alla pelle dell'ospite e completare il suo processo di alimentazione di più giorni per acquisire il suo pasto di sangue. L'esposizione degli animali alle zecche è una pratica comune per studiare le risposte dell'ospite ai morsi di zecca e alle malattie trasmesse dalle zecche. Abbiamo sviluppato la procedura, condotto il primo studio di ricerca sull'uomo e pubblicato i risultati sull'esposizione di volontari umani a zecche larvali Ixodes scapularis non infette. Questo articolo descrive la metodologia utilizzata per costruire la medicazione di contenimento, come applicare e fissare le zecche all'ospite, come mantenere la medicazione e come rimuovere le zecche dall'ospite. L'esposizione dei volontari alle punture di zecca è una procedura sperimentale e deve essere eseguita nell'ambito di un protocollo di ricerca clinica approvato dalle autorità regolatorie competenti. Questo metodo consente alla ricerca traslazionale di comprendere meglio la risposta umana alle punture di zecca e di favorire lo sviluppo di diagnostica, prevenzione e terapie per le malattie trasmesse dalle zecche.

Hard ticks (Ixodidae: Acari) are obligate blood-feeding ectoparasites that occur worldwide and are capable of transmitting a broad range of pathogens, including bacteria, viruses, and parasites, of major medical and veterinary importance. Ixodid ticks must remain attached to the host for days to complete a blood meal, and they have the capacity to stay attached to the skin while avoiding recognition, preventing local blood coagulation, and facilitating long-term feeding1,2,3. Animal studies have demonstrated that non-permissive hosts acquire resistance to tick bites with repeated tick exposures, which can lead to a decreased ability to transmit a pathogen, while ticks can repeatedly parasitize permissive hosts. Acquired tick resistance is dependent on the nature of the host immune response4,5,6,7.
Tickborne diseases are an increasing threat in the United States (US), with the number of reported cases more than doubling between 2004 and 20168,9. Due to climate change, the geographic ranges of different ticks continue to expand10,11. The leading tickborne diseases in the US include Lyme disease, anaplasmosis, ehrlichiosis, spotted fever rickettsiosis, babesiosis, tularemia, and Powassan virus disease8. Lyme disease, caused by infection with Borrelia burgdorferi sensu lato, is the most common tickborne disease in the US and Europe12. With approximately 476,000 individuals diagnosed with Lyme disease annually in the US, there is both a public health and economic burden to individuals and to society13,14,15.
Ixodes scapularis (the black-legged or deer tick) is the primary vector for Lyme disease, as well as anaplasmosis, babesiosis, Borrelia miyamotoi disease, and Powassan virus disease in the US. Other medically important tick species in the US include Amblyomma americanum (Lone star tick), Dermacentor variabilis (American dog tick), Ixodes pacificus (Western black-legged tick), Dermacentor andersoni (Rocky Mountain wood tick), Ixodes cookei (Groundhog tick), Dermacentor occidentalis (Pacific Coast tick), Rhipicephalus sanguineus (brown dog tick), and Amblyomma maculatum (Gulf Coast tick)16.
Developing a method to expose research volunteers to tick bites supports studies using the natural vector to search for evidence of infection, a procedure known as xenodiagnosis17,18,19,20,21, and to learn more about immunity induced by exposure to ticks, which can contribute to the discovery of an anti-tick vaccine5,6,7. The procedure described here was developed and used in the first human research study using laboratory-reared Ixodes scapularis larva for xenodiagnosis of B. burgdorferi infection after antibiotic therapy (NCT01143558), published in 201419. The system has been successfully used in a phase 2 study investigating whether a positive xenodiagnosis correlated with the persistence of symptoms after antibiotic treatment of Lyme disease (NCT02446626) and in a study exploring the host response to tick bites (NCT05036707).
This procedure protocol describes the process for creating the containment dressing, the tick placement procedure, and the tick removal procedure, as well as the site care needed to maintain the containment dressing. The details regarding the pathogen-free I. scapularis tick colony and tick exposure procedures used for the above-cited studies have been previously described19,22. This methodology offers a flexible research tool that can be adapted to studying different aspects of the human host response to tick bites, the effectiveness of tick prevention medications, as well as Lyme disease and other tickborne illnesses.

Autore in primo piano: Modello di esposizione umana controllata per la ricerca sulle zecche e gli studi sulla malattia di Lyme

Un modello per l'esposizione sperimentale dell'uomo alle zecche larvali di Ixodes scapularis

This protocol offers an effective method for a controlled exposure of humans to ticks. For research, the protocol can be used to study the human immune response tick bites, as well as the development of diagnostics and preventions against tick-borne diseases. There were no published procedures for placing ticks on human research volunteers.The challenge was to develop a system that allowed the ticks to feed for days while also being comfortable for the participants. This model contains the ticks for the duration of the feeding and allow the research participants to proceed with their daily activities with minor lifestyle adjustments.

Lo studio ha dimostrato che la procedura è sicura e ben tollerata, con l'evento avverso primario che è un lieve prurito nel sito dei morsi, osservato nel 58% delle procedure. Non ci sono stati eventi avversi gravi correlati alla procedura quando si utilizzano zecche larvali pulite di I. scapularis allevate in laboratorio19. Nelle 43 procedure condotte, la percentuale media di recupero delle zecche attaccate rispetto alle zecche posizionate è stata del 45% ± del 27% (DS), con una perce...

Watch this Scientific Journal Video about A Model for Experimental Exposure of Humans to Larval Ixodes scapularis Ticks at JoVE.com

Questo articolo presenta la metodologia per esporre l'uomo alla larva di Ixodes scapularis per la ricerca clinica. La tecnica è relativamente semplice, tollerabile dai volontari della ricerca e può essere modificata in base alle esigenze sperimentali. Tale ricerca che coinvolge soggetti umani deve essere condotta secondo protocolli di studio clinico approvati dalle autorità regolatorie competenti.

Tickborne diseases are a significant public health problem in the United States and worldwide. Ticks are obligate blood-feeding arthropods; an ixodid tick ...

Questo protocollo offre un metodo efficace per un'esposizione controllata dell'uomo alle zecche. Per la ricerca, il protocollo può essere utilizzato per studiare la risposta immunitaria umana alle punture di zecca, nonché lo sviluppo di diagnostica e prevenzione contro le malattie trasmesse dalle zecche. Non c'erano procedure pubblicate per posizionare le zecche sui volontari della ricerca umana.La sfida era quella di sviluppare un sistema che permettesse alle zecche di nutrirsi per giorni e allo stesso tempo fosse confortevole per i partecipanti. Questo modello contiene le zecche per tutta la durata dell'alimentazione e consente ai partecipanti alla ricerca di procedere con le loro attività quotidiane con piccoli aggiustamenti dello stile di vita.

a-model-for-experimental-exposure-humans-to-larval-ixodes-scapularis

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

A Model for Experimental Exposure of Humans to Larval Ixodes scapularis Ticks

330 Views.  National Institutes of Health. Questo protocollo offre un metodo efficace per un'esposizione controllata dell'uomo alle zecche. Per la ricerca, il protocollo può essere utilizzato per studiare la risposta immunitaria umana alle punture di zecca, nonché lo sviluppo di diagnostica e prevenzione contro le malattie trasmesse dalle zecche. Non c'erano procedure pubblicate per posizionare le zecche sui volontari della ricerca umana.La sfida era quella di sviluppare un sistema che permettesse alle zecche di nutrirsi per ...