Evaluación de los efectos metabólicos del ayuno intermitente isocalórico 2:1 en ratones

Resumen

El artículo actual describe un protocolo detallado para el ayuno intermitente isocalórico 2:1 para proteger y tratar contra la obesidad y el metabolismo de la glucosa deteriorado en ratones de tipo salvaje y ob/ob.

Resumen

El ayuno intermitente (IF), una intervención dietética que implica restricción de energía periódica, se ha considerado para proporcionar numerosos beneficios y contrarrestar las anomalías metabólicas. Hasta ahora, se han documentado diferentes tipos de modelos IF con diferentes duraciones de ayuno y períodos de alimentación. Sin embargo, interpretar los resultados es un reto, ya que muchos de estos modelos implican contribuciones multifactoriales de estrategias de restricción de tiempo y calorías. Por ejemplo, el modelo de ayuno de día alternativo, a menudo utilizado como un régimen IF roedor, puede resultar en la desnutrición, lo que sugiere que los beneficios para la salud de esta intervención probablemente están mediados a través de la restricción calórica y los ciclos de ayunación- realimentación. Recientemente, se ha demostrado con éxito que 2:1 IF, que comprende 1 día de ayuno seguido de 2 días de alimentación, puede proporcionar protección contra la obesidad inducida por la dieta y mejoras metabólicas sin una reducción en la ingesta calórica general. Aquí se presenta un protocolo de esta intervención isocalórica 2:1 IF en ratones. También se describe un protocolo de alimentación por pares (PF) necesario para examinar un modelo de ratón con comportamientos de alimentación alterados, como la hiperfagia. Usando el régimen 2:1 IF, se demuestra que el IF isocalórico conduce a un aumento de peso corporal reducido, homeostasis de glucosa mejorada y un gasto de energía elevado. Por lo tanto, este régimen puede ser útil para investigar los impactos en la salud de IF en diversas condiciones de la enfermedad.

Introducción

El estilo de vida moderno se asocia con un tiempo de ingesta de alimentos diario más largo y períodos de ayuno más cortos¹. Esto contribuye a la actual epidemia mundial de obesidad, con desventajas metabólicas en los seres humanos. El ayuno se ha practicado a lo largo de la historia de la humanidad, y sus diversos beneficios para la salud incluyen una vida útil prolongada, daño oxidativo reducido y homeostasis energética optimizada^2,3. Entre varias maneras de practicar el ayuno, la privación periódica de energía, llamada ayuno intermitente (IF), es un método dietético popular que es ampliamente practicado por la población general debido a su régimen fácil y simple. Estudios recientes en modelos preclínicos y clínicos han demostrado que IF puede proporcionar beneficios para la salud comparables al ayuno prolongado y la restricción calórica, lo que sugiere que IF puede ser una estrategia terapéutica potencial para la obesidad y las enfermedades metabólicas^2,3,4,5.

Los regímenes IF varían en términos de duración y frecuencia del ayuno. El ayuno de día alterno (es decir, 1 día de alimentación/1 día de ayuno; 1:1 IF) ha sido el régimen IF más utilizado en roedores para estudiar sus impactos beneficiosos para la salud en la obesidad, enfermedades cardiovasculares, enfermedades neurodegenerativas, etc.^2,3. Sin embargo, como se ha demostrado en estudios anteriores^6,7, y más mecanicidad confirmada en nuestro análisis de ingesta de energía⁸, 1:1 IF resulta en la subalimentación (80%) debido a la falta de tiempo de alimentación suficiente para compensar la pérdida de energía. Esto hace que no esté claro si los beneficios para la salud conferidos por 1:1 IF están mediados por restricción calórica o modificación de patrones de alimentación. Por lo tanto, se ha desarrollado un nuevo régimen IF que se muestra aquí, que comprende un patrón de alimentación de 2 días/1 día de ayuno (2:1 IF), que proporciona a los ratones tiempo suficiente para compensar la ingesta de alimentos (99%) y el peso corporal. Estos ratones se comparan con un grupo ad libitum (AL). Este régimen permite el examen de los efectos de la IF isocalórica en ausencia de reducción calórica en ratones de tipo salvaje.

Por el contrario, en un modelo de ratón que presenta un comportamiento de alimentación alterado, la alimentación AL puede no ser una condición de control adecuada para comparar y examinar los efectos de 2:1 IF. Por ejemplo, dado que los ratones ob/ob (un modelo genético comúnmente utilizado para la obesidad) presentan hiperfagia debido a la falta de leptina que regula el apetito y la saciedad, aquellos con 2:1 IF exhiben una ingesta calórica reducida del 20% en comparación con ratones ob/ob con alimentación AL. Por lo tanto, para examinar y comparar adecuadamente los efectos de IF en ratones ob/ob, es necesario emplear un grupo de alimentación de parejas como un control adecuado.

En general, se proporciona un protocolo integral para realizar isocalóricos 2:1 IF, incluido el uso de un control de alimentación por parejas. Se demuestra además que isocalórico 2:1 IF protege a los ratones de la obesidad inducida por la dieta alta en grasas y / o disfunción metabólica en ratones de tipo salvaje y ob/ob. Este protocolo se puede utilizar para examinar los impactos beneficiosos para la salud de 2:1 IF en diversas condiciones patológicas, incluyendo trastornos neurológicos, enfermedades cardiovasculares, y el cáncer.

Protocolo

Todos los métodos y protocolos aquí han sido aprobados por los Comités de Cuidado de Animales en El Servicio de Cuidado de Animales y Veterinaria (ACVS) de la Universidad de Ottawa y el Centro de Fenogenómica (TCP) y se ajustan a las normas del Consejo Canadiense de Cuidado de Animales. Cabe señalar que todos los procedimientos descritos aquí deben ser realizados bajo aprobación institucional y gubernamental, así como por personal que sea técnicamente competente. Todos los ratones estaban alojados en jaulas ventiladas estándar en habitaciones controladas por temperatura y humedad con ciclos de luz/oscuridad de 12 h/12 h (21–22 oC, 30%-60% de humedad para el alojamiento normal) y acceso libre al agua. Los machos C57BL/6J y los ratones ob/ob fueron obtenidos del Laboratorio Jackson.

1. 2:1 Régimen ISocalórico IF

1. Para modelos de ratón de obesidad magros e inducidos por la dieta, preparar una dieta normal (17% grasa, ND) o dieta alta en grasas (45% grasa, HFD).
   NOTA: 60% HFD se puede utilizar para inducir obesidad grave inducida por la dieta; sin embargo, debido a la suavidad del pellet de alimentos, es relativamente difícil medir con precisión la ingesta diaria de alimentos. Un sistema automatizado de medición continua puede mejorar la versatilidad para múltiples tipos de dietas.
2. Mida el peso corporal basal y la composición corporal de cada ratón a las 7 semanas de edad utilizando una báscula y EchoMRI, respectivamente.
   NOTA: Consulte la sección 3 para la medición de la composición corporal.
3. Basado en el peso corporal y los resultados de la composición corporal, al azar e igualmente dividir 7 semanas de edad macho C57BL/6J ratones en dos grupos: ad libitum (AL) y ayuno intermitente (IF) grupos.
4. Coloque de dos a tres ratones por jaula y garantice el libre acceso al agua potable.
   NOTA: El número de ratones por jaula puede afectar el comportamiento de la ingesta de alimentos. Se recomienda mantener un número igual de ratones por jaula en todos los grupos durante el estudio.
5. Proporcionar 1 semana de aclimatación al nuevo ambiente de jaula y dieta antes de comenzar el régimen IF.
6. Período de ayuno: mueva a los ratones a una jaula limpia con ropa de cama fresca a las 12:00 PM. No agregue alimentos para el grupo IF, mientras que proporciona una cantidad pesada de alimentos al grupo AL.
   NOTA: Para cada ciclo de ayuno, es importante cambiar las jaulas para los grupos AL y IF para asegurarse de que ambos grupos están expuestos a la misma cantidad de tiempo de manipulación.
7. Después de 24 h, mida el peso de los ratones en ambos grupos y los alimentos sobranteen en jaulas de AL.
   NOTA: Asegúrese de incluir el peso de las migas de alimentos en la tolva de alimentos y en la parte inferior de la jaula, especialmente cuando utilice HFD, ya que los ratones a menudo eliminan pequeños pellets o fragmentos de alimentos de la tolva y los mantienen cerca de los sitios de nidos. La ingesta media de energía por ratón al final de cada ciclo 2:1 (3 días) es de alrededor de 35 kcal, equivalente a 10 g para una dieta normal (3,3 kcal/g) y 7 g para HFD (4,73 kcal/g).
8. Período de alimentación: proporcione una cantidad pesada de alimentos a las 12:00 PM para los grupos AL y IF.
9. Después de 48 h de proporcionar los alimentos, medir el peso de los alimentos sobrantes y ratones.
10. Repita los pasos 1.6–1.10 mientras dure el estudio (porejemplo, 16 semanas).

2. Grupo de control de alimentación por pares (PF)

NOTA: Para un experimento IF en el que se observa un comportamiento alterado de alimentación en un modelo de ratón (por ejemplo, hiperfagia en ratones ob/ob), es necesario tener un grupo de alimentación de parejas como control para una comparación adecuada de calorías independientes de IF.

1. Para el grupo de control PF, escalonar la programación del experimento de modo que la misma cantidad de alimentos consumidos por el grupo IF se ofrezca al grupo PF(Figura 2).
2. Mida la cantidad de alimentos consumidos por el grupo IF durante 2 días de período de realimentación.
3. Divida esta cantidad de alimentos consumidos en el grupo IF uniformemente en tres proporciones y proporciónela diariamente al grupo PF a las 12:00 PM.
   NOTA: Proporcionar una cantidad igual de alimentos diariamente es fundamental. En el caso de ratones con hiperfagia, si los ratones alimentados por parejas reciben una cantidad de alimentos inferior a su consumo voluntario a la vez, es probable que consuman todos los alimentos proporcionados y se ayunan eficazmente. Esto puede eimpedir la comparación adecuada con ratones tratados con IF y confundir el resultado.
4. Repita los pasos 2.1–2.3 mientras dure el estudio.

3. Análisis de composición corporal

NOTA: Dado que la IF a largo plazo afecta el peso corporal en ratones, la composición corporal se puede medir en ciclos apropiados (por ejemplo, cada 3 o 4 ciclos) utilizando un analizador de composición corporal para cuantificar la grasa y la masa magra en ratones vivos no anestesiados.

1. Encienda el analizador de composición corporal.
   NOTA: Antes de iniciar el programa, deje la máquina encendida durante al menos 2-3 h para calentarla.
2. Ejecute una prueba del sistema en el analizador de composición corporal para probar su precisión de medición. Si es necesario, calibrar el sistema utilizando muestras de aceite de canola y agua.
3. Mida el peso corporal de cada ratón.
4. Coloque el ratón en un pequeño soporte cilíndrico animal.
5. Inserte un delimitador para restringir el movimiento físico del ratón durante la medición y coloque el soporte en el analizador de composición corporal.
6. Ejecute el programa de escaneo.
   NOTA: Se tarda aproximadamente 90-120 s para analizar.
7. Después de la medición, retire el soporte del equipo y lleve el ratón de vuelta a la jaula.
   NOTA: Un protocolo más detallado se puede encontrar en una publicación anterior⁹.

4. Pruebas de tolerancia a la glucosa y a la insulina

1. Para la prueba de tolerancia a la glucosa (GTT), mida el peso corporal y la composición corporal de cada ratón antes de someterlo al ayuno y marque la cola con un marcador permanente para una indexación fácil y rápida.
2. Coloque ratones en jaulas nuevas sin comida a las 7:00 PM para ayunar durante la noche.
   NOTA: El ayuno nocturno es el protocolo estándar, sin embargo, debido a la fisiología del ratón (por ejemplo, aumento de la utilización de glucosa después de un ayuno prolongado^10,11), ayuno más corto (6 h) se puede utilizar como se describe para ITT.
3. Después de ayunar 14–16 h (9:00 AM en la mañana siguiente), medir el peso corporal y la composición corporal de cada ratón y calcular la cantidad de dosis de glucosa en función del peso corporal.
   NOTA: Para evitar la sobreestimación de la intolerancia a la glucosa en ratones obesos, la masa magra obtenida del análisis de la composición corporal se puede utilizar para calcular la dosis de glucosa^12,13.
4. Para cada ratón, corte la punta de la cola (0,5-1,0 mm) con tijeras quirúrgicas limpias. Después de limpiar la primera gota de sangre, extraiga una gota nueva de sangre de la cola y mida el nivel basal de glucosa en sangre en ayunas con el glucómetro.
   NOTA: No se requiere corte adicional de cola para cada medición de glucosa en sangre durante GTT o ITT. La herida se puede refrescar abofeteándola con gasa para extraer una gota de sangre.
5. Sujeto a ratones a una inyección intraperitoneal (i.p.) de glucosa (1 mg/g de peso corporal).
   NOTA: Sobre la base del objetivo de un experimento (porejemplo, examinar los efectos de la incretina), la administración oral de glucosa se puede realizar por vía oral. El protocolo para GTT oral (OGTT) se puede encontrar en otro estudio¹⁴.
6. Mida la glucosa en sangre de la cola a 0, 5, 15, 30, 60 y 120 min después de la inyección de glucosa.
7. Después de terminar el GTT, proporcione una cantidad suficiente de alimentos.
8. Para la prueba de tolerancia a la insulina (ITT), retire los alimentos a las 9:00 AM.
   NOTA: Dado que tanto GTT como ITT son experiencias que inducen el estrés para ratones que pueden elevar los niveles de glucosa en sangre y cambiar la fisiología, se recomienda realizar ITT después de proporcionar al menos 2-3 días de recuperación después del experimento GTT.
9. Después del ayuno durante 6 h (3:00 PM), mida la glucosa en sangre basal de la cola como se describe en el paso 4.4.
10. Sujeto a ratones a inyección i.p. de insulina (0,65 mU/g de peso corporal).
11. Mida la glucosa en sangre de la cola a 0, 15, 30, 60, 90 y 120 min después de la inyección de insulina.
12. Después de terminar ITT, proporcione una cantidad suficiente de alimentos.

5. Calorimetría indirecta

NOTA: El metabolismo energético de los ratones tratados con IF se puede evaluar más a través de la calorimetría indirecta durante un solo ciclo de IF. Esto medirá el consumo de oxígeno (VO_2),la producción de dióxido de carbono (VCO_2),la relación de intercambio respiratorio (RER) y el calor (kcal/h).

1. Encienda la potencia del sistema de calorímetro indirecto al menos 2 horas antes de ejecutar el experimento.
   NOTA: Este calentamiento del sistema es importante para una medición precisa.
2. Prepare jaulas con ropa de cama limpia, llene las botellas de agua y agregue la cantidad prepesada de coma a las tolvas de alimentos.
3. Compruebe el estado de la drierita y el refresco de lima. Si aparece un indicador de color de la secadora de color rosa, lo que indica que la rieria ha absorbido una gran cantidad de humedad, es necesario reemplazar o tapar con la secadora fresca.
4. Calibrar el sistema utilizando un gas con la composición específica (0,5% CO₂, 20,5% O₂).
5. Mida el peso corporal y la composición corporal de cada ratón, que se utilizará para normalizar los datos de VO₂ y VCO_2.
6. Coloque suavemente un ratón por jaula.
7. Montar jaulas metabólicas, colocarlas en la cámara de ambiente controlada por temperatura, y conectar a las líneas de gas y el cable del sensor de actividad.
8. Después de configurar el perfil del experimento agregando los parámetros experimentales adecuados utilizando el software, ejecute el programa para la medición. El propósito de la medición del primer día es proporcionar un período de aclimatación y medir el metabolismo energético basal.
9. A las 12:00 PM del día siguiente, someta a los ratones a 24 h de ayuno retirando alimentos y migas de la tolva y el fondo de la jaula. Si es necesario, sustituya por ropa de cama limpia.
10. Después de 24 h, agregue la cantidad prepesada de chow a la tolva de alimentos durante el período de realimentación.
11. Continúe midiendo durante las siguientes 48 h. Compruebe regularmente si el sistema se está ejecutando sin interrupción de hardware o software.
12. Después de completar la medición, termine el programa y traiga ratones de vuelta a sus jaulas originales. Mida la cantidad de alimentos sobrantes para examinar la ingesta de alimentos.
13. El protocolo detallado para la calorimetría indirecta se puede encontrar en un estudio anterior⁹.

Resultados

La Figura 1 muestra los análisis de alimentación después del ayuno de 24 h y la comparación entre el ayuno intermitente 1:1 y 2:1. Un período de ayuno de 24 h dio lugar a una reducción del peso corporal del 10 %, que se recuperó por completo después de 2 días de realimentación(Figura 1A). Un período de ayuno de 24 h indujo hiperfagia durante los 2 días posteriores de realimentación(Figura 1B

Discusión

Ha sido bien documentado que IF proporciona efectos beneficiosos para la salud de diversas enfermedades tanto en humanos como en animales^{8,15,16,17,18,19}. Sus mecanismos subyacentes, como la autofagia y el microbioma intestinal, han sido recientemente aclarados. El protocolo presentado describe un régimen isocalórico 2:1 IF...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Comprehensive Lab Animal Monitoring System (CLAMS)	Columbus Instruments		Indirect calorimeter
D-(+)-Glucose solution	Sigma-Aldrich	G8769	For GTT
EchoMRI 3-in-1	EchoMRI	EchoMRI 3-in-1	Body composition analysis
Glucometer and strips	Bayer	Contour NEXT	These are for GTT and ITT experiments
High Fat Diet (45% Kcal% fat)	Research Diets Inc.	#D12451	3.3 Kcal/g
High Fat Diet (60% Kcal% fat)	Research Diets Inc.	#D12452	4.73 Kcal/g
Insulin	El Lilly	Humulin R	For ITT
Mouse Strain: B6.Cg-Lepob/J	The Jackson Laboratory	#000632	Ob/Ob mouse
Mouse Strain: C57BL/6J	The Jackson Laboratory	#000664
Normal chow (17% Kcal% fat)	Harlan	#2918
Scale	Mettler Toledo		Body weight and food intake measurement