Bewertung der metabolischen Wirkungen des isokalorischen 2:1 Intermittierendes Fasten bei Mäusen

Zusammenfassung

Der aktuelle Artikel beschreibt ein detailliertes Protokoll für isokalorisches 2:1 intermittierendes Fasten zum Schutz und zur Behandlung vor Fettleibigkeit und gestörtem Glukosestoffwechsel bei Wildtyp- und Ob-/Ob-Mäusen.

Zusammenfassung

Intermittierendes Fasten (IF), eine diätetische Intervention mit periodischer Energieeinschränkung, wurde als zahlreiche Vorteile und gegen metabolische Anomalien. Bisher wurden verschiedene Arten von IF-Modellen mit unterschiedlichen Fasten- und Fütterungszeiten dokumentiert. Die Interpretation der Ergebnisse ist jedoch eine Herausforderung, da viele dieser Modelle multifaktorielle Beiträge aus Zeit- und Kalorienrestriktionsstrategien beinhalten. Beispielsweise kann das alternative Tagesfastenmodell, das häufig als Nagetier-IF-Therapie verwendet wird, zu einer Unterfütterung führen, was darauf hindeutet, dass der nutzende Gesundheitsnutzen dieser Intervention wahrscheinlich sowohl über Kalorienrestriktions- als auch über Fasten-Refeeding-Zyklen vermittelt wird. Kürzlich wurde erfolgreich nachgewiesen, dass 2:1 IF, bestehend aus 1 Fastentag und 2 Tagen Fütterung, Schutz vor ernährungsbedingter Fettleibigkeit und metabolischen Verbesserungen bieten kann, ohne dass die Gesamtkalorienaufnahme reduziert wird. Hier wird ein Protokoll dieser isokalorischen 2:1 IF Intervention bei Mäusen vorgestellt. Ebenfalls beschrieben ist ein Paarfütterungsprotokoll (PF), das erforderlich ist, um ein Mausmodell mit verändertem Essverhalten, wie Hyperphagie, zu untersuchen. Mit dem 2:1 IF-Regime wird gezeigt, dass isokalorisches IF zu einer reduzierten Körpergewichtszunahme, einer verbesserten Glukosehomöostase und einem erhöhten Energieaufwand führt. Daher kann dieses Regime nützlich sein, um die gesundheitlichen Auswirkungen von IF auf verschiedene Krankheitszustände zu untersuchen.

Einleitung

Moderner Lebensstil ist mit längerer täglicher Nahrungsaufnahmezeit und kürzeren Fastenzeiten^{verbunden 1}. Dies trägt zur aktuellen globalen Fettleibigkeitsepidemie bei, mit metabolischen Nachteilen beim Menschen. Fasten wurde in der gesamten Geschichte der Menschheit praktiziert, und seine vielfältigen gesundheitlichen Vorteile umfassen längere Lebensdauer, reduzierte oxidative Schäden, und optimierte Energie Homöostase^2,3. Unter mehreren Möglichkeiten, Fasten zu praktizieren, periodische Energieentzug, als intermittierendes Fasten (IF) bezeichnet, ist eine beliebte Diätmethode, die von der allgemeinen Bevölkerung aufgrund seiner einfachen und einfachen Therapie weit verbreitet ist. Jüngste Studien in präklinischen und klinischen Modellen haben gezeigt, dass IF gesundheitliche Vorteile bieten kann, die mit verlängertem Fasten und Kalorienrestriktion vergleichbar sind, was darauf hindeutet, dass IF eine potenzielle therapeutische Strategie für Adipositas und Stoffwechselerkrankungen sein kann^2,3,4,5.

IF-Therapien variieren in Bezug auf Fastendauer und -häufigkeit. Alternatives Tagesfasten (d.h. 1 Tag Fütterung/1 Tag Fasten; 1:1 IF) war das am häufigsten verwendete IF-Regime bei Nagetieren, um seine positiven gesundheitlichen Auswirkungen auf Fettleibigkeit, Herz-Kreislauf-Erkrankungen, neurodegenerative Erkrankungen usw. zu untersuchen.^2,3. Wie jedoch in früheren Studien^6,7und weiter mechanistisch in unserer Energieaufnahmeanalyse bestätigt, ergibt^sich8 , 1:1 IF-Ergebnisse in unterfütterung (80 %) aufgrund fehlender ausreichender Fütterungszeit, um den Energieverlust auszugleichen. Dies macht es unklar, ob die gesundheitlichen Vorteile von 1:1 IF durch Kalorienrestriktion oder Veränderung der Essgewohnheiten vermittelt werden. Daher wurde ein neues IF-Regime entwickelt, das hier gezeigt wird, bestehend aus einem 2-tägigen Fütterungs-/1-Tages-Fastenmuster (2:1 IF), das Mäusen genügend Zeit gibt, um die Nahrungsaufnahme zu kompensieren (99 %) und Körpergewicht. Diese Mäuse werden dann mit einer Ad libitum (AL)-Gruppe verglichen. Dieses Regime ermöglicht die Untersuchung der Auswirkungen von isokalorischem IF in Ermangelung einer Kalorienreduktion bei Wildtypmäusen.

Im Gegensatz dazu ist die AL-Fütterung in einem Mausmodell, das ein verändertes Fütterungsverhalten aufweist, möglicherweise keine richtige Kontrollbedingung, um die Auswirkungen von 2:1 IF zu vergleichen und zu untersuchen. Da beispielsweise Ob-/Ob-Mäuse (ein häufig verwendetes genetisches Modell für Adipositas) eine Hyperphagie aufgrund des Mangels an Leptin regulierenden Appetit und Sättigung aufweisen, weisen diejenigen mit 2:1 IF eine um 20 % reduzierte Kalorienaufnahme im Vergleich zu Ob/Ob-Mäusen mit AL-Fütterung auf. Um die Auswirkungen von IF bei ob/ob-Mäusen richtig zu untersuchen und zu vergleichen, muss daher eine Paarfütterungsgruppe als geeignete Kontrolle eingesetzt werden.

Insgesamt wird ein umfassendes Protokoll zur Durchführung isokalorischer 2:1 IF bereitgestellt, einschließlich der Verwendung einer Paarzuführung. Es wird weiter gezeigt, dass isokalorische 2:1 IF schützt Mäuse vor fettbedingter Ernährung-induzierte Fettleibigkeit und/oder metabolische Dysfunktion bei Wildtyp und Ob/ob Mäuse. Dieses Protokoll kann verwendet werden, um die positiven gesundheitlichen Auswirkungen von 2:1 IF auf verschiedene pathologische Erkrankungen einschließlich neurologischer Erkrankungen, Herz-Kreislauf-Erkrankungen und Krebs zu untersuchen.

Protokoll

Alle Methoden und Protokolle hier wurden von Animal Care Committees in The Animal Care and Veterinary Service (ACVS) der University of Ottawa und dem Centre for Phenogenomics (TCP) genehmigt und entsprechen den Standards des Canadian Council on Animal Care. Es sei darauf hingewiesen, dass alle hier beschriebenen Verfahren unter institutioneller und staatlicher Genehmigung sowie von Mitarbeitern durchgeführt werden sollten, die technisch kompetent sind. Alle Mäuse wurden in standardbelüfteten Käfigen in temperatur- und feuchtigkeitskontrollierten Räumen mit 12 h/12 h Licht-/Dunkelzyklen (21–22 °C, 30 %–60 % Luftfeuchtigkeit für normales Gehäuse) und freiem Zugang zu Wasser untergebracht. Männliche C57BL/6J und Ob/Ob-Mäuse wurden aus dem Jackson Laboratory gewonnen.

1. 2:1 Isokalorisches IF-Regime

1. Für magere und diätinduzierte Adipositas-Maus-Modelle, bereiten Sie entweder eine normale Ernährung (17% Fett, ND) oder fettreiche Ernährung (45% Fett, HFD).
   HINWEIS: 60% HFD kann verwendet werden, um schwere Diät-induzierte Fettleibigkeit zu induzieren; Aufgrund der Weichheit des Lebensmittelpellets ist es jedoch relativ schwierig, die tägliche Nahrungsaufnahme genau zu messen. Ein automatisiertes kontinuierliches Messsystem kann die Vielseitigkeit für verschiedene Arten von Diäten verbessern.
2. Messen Sie das Grundgewicht und die Körperzusammensetzung jeder Maus im Alter von 7 Wochen mit einer Skala bzw. EchoMRI.
   HINWEIS: Siehe Abschnitt 3 für die Messung der Körperzusammensetzung.
3. Basierend auf den Ergebnissen des Körpergewichts und der Körperzusammensetzung teilen Sie 7 Wochen alte männliche C57BL/6J-Mäuse nach dem Zufallsprinzip und zu gleichen Gleichen in zwei Gruppen auf: ad libitum (AL) und intermittierende Fastengruppen (IF).
4. Platzieren Sie zwei bis drei Mäuse pro Käfig und sorgen Sie für freien Zugang zu Trinkwasser.
   HINWEIS: Die Anzahl der Mäuse pro Käfig kann das Verhalten der Nahrungsaufnahme beeinflussen. Es wird empfohlen, während der Studie in allen Gruppen eine gleiche Anzahl von Mäusen pro Käfig beizubehalten.
5. Geben Sie 1 Woche Der akklimatisieren für die neue Käfigumgebung und Ernährung, bevor Sie mit dem IF-Regime beginnen.
6. Fastenzeit: Um 12:00 Uhr Mäuse in einen sauberen Käfig mit frischer Bettwäsche bringen. Fügen Sie keine Lebensmittel für die IF-Gruppe hinzu, während Sie der AL-Gruppe eine gewogene Menge an Lebensmitteln zur Verfügung stellen.
   HINWEIS: Für jeden Fastenzyklus ist es wichtig, Käfige für AL- und IF-Gruppen zu ändern, um sicherzustellen, dass beide Gruppen der gleichen Bearbeitungszeit ausgesetzt sind.
7. Messen Sie nach 24 h die Gewichte von Mäusen in beiden Gruppen und die übrig gebliebenen Lebensmittel in AL-Käfigen.
   HINWEIS: Achten Sie darauf, das Gewicht der Lebensmittelkrümel auf dem Futtertrichter und boden des Käfigs, vor allem bei der Verwendung von HFD, wie Mäuse oft entfernen kleine Pellets oder Fragmente von Lebensmitteln aus dem Trichter und halten sie in der Nähe von Nsternanden. Die durchschnittliche Energieaufnahme pro Maus am Ende jedes 2:1-Zyklus (3 Tage) beträgt etwa 35 kcal, was 10 g für eine normale Ernährung (3,3 kcal/g) und 7 g für HFD (4,73 kcal/g) entspricht.
8. Fütterungszeit: Eine gewogene Menge an Nahrung um 12:00 Uhr für AL- und IF-Gruppen bereitstellen.
9. Nach 48 h der Bereitstellung der Nahrung, messen Sie das Gewicht der übrig gebliebenen Nahrung und Mäuse.
10. Wiederholen Sie die Schritte 1.6–1.10 für die Dauer der Studie (z.B. 16 Wochen).

2. Pair-Feeding (PF) Kontrollgruppe

HINWEIS: Für ein IF-Experiment, bei dem ein verändertes Fütterungsverhalten in einem Mausmodell beobachtet wird (z.B. Hyperphagie bei ob/ob-Mäusen), ist es notwendig, eine Paarfütterungsgruppe als Kontrolle für einen korrekten kalorienunabhängigen Vergleich mit IF zu haben.

1. Für die PF-Kontrollgruppe den Versuchszeitplan so staffeln, dass der PF-Gruppe die gleiche Menge an Lebensmitteln angeboten wird, die von der IF-Gruppe verbraucht wird (Abbildung 2).
2. Messen Sie die Menge der von der IF-Gruppe verbrauchten Lebensmittel über einen Zeitraum von 2 Tagen nach der Fütterung.
3. Teilen Sie diese Menge an konsumierten Lebensmitteln in der IF-Gruppe gleichmäßig in drei Proportionen auf und geben Sie sie täglich um 12:00 Uhr an die PF-Gruppe weiter.
   HINWEIS: Die tägliche Bereitstellung einer gleichen Menge an Nahrungsmitteln ist von entscheidender Bedeutung. Im Falle von Mäusen mit Hyperphagie, wenn die Paar gefüttert Mäuse mit einer Menge an Nahrung weniger als ihr freiwilliger Verzehr auf einmal zur Verfügung gestellt werden, werden sie wahrscheinlich alle bereitgestellten Nahrung konsumieren und effektiv fasten. Dies kann dann einen ordnungsgemäßen Vergleich mit IF-behandelten Mäusen verhindern und das Ergebnis verwirren.
4. Wiederholen Sie die Schritte 2.1–2.3 für die Dauer der Studie.

3. Körperzusammensetzungsanalyse

HINWEIS: Da langfristiges IF das Körpergewicht bei Mäusen beeinflusst, kann die Körperzusammensetzung in geeigneten Zyklen (z. B. alle 3 oder 4 Zyklen) mit einem Körperzusammensetzungsanalysator gemessen werden, um Fett und magere Masse in lebenden, nicht anästhesierten Mäusen zu quantifizieren.

1. Schalten Sie den Körperzusammensetzungsanalysator ein.
   HINWEIS: Bevor Sie das Programm starten, lassen Sie die Maschine für mindestens 2-3 h eingeschaltet, um sich aufzuwärmen.
2. Führen Sie einen Systemtest am Körperzusammensetzungsanalysator durch, um dessen Messgenauigkeit zu testen. Kalibrieren Sie das System bei Bedarf mit Rapsöl- und Wasserproben.
3. Messen Sie das Körpergewicht jeder Maus.
4. Legen Sie die Maus in einen kleinen tierischen zylindrischen Halter.
5. Setzen Sie ein Trennzeichen ein, um die physische Bewegung der Maus während der Messung einzuschränken, und legen Sie den Halter in den Körperzusammensetzungsanalysator.
6. Führen Sie das Scanprogramm aus.
   HINWEIS: Die Analyse dauert etwa 90 bis 120 s.
7. Entfernen Sie nach der Messung den Halter aus dem Gerät und bringen Sie die Maus zurück in den Käfig.
   HINWEIS: Ein detaillierteres Protokoll finden Sie in einer früheren Publikation⁹.

4. Glukose- und Insulintoleranztests

1. Für den Glukosetoleranztest (GTT) das Körpergewicht und die Körperzusammensetzung jeder Maus messen, bevor sie dem Fasten ausgesetzt werden, und markieren Sie den Schwanz mit einem permanenten Marker für eine einfache und schnelle Indizierung.
2. Legen Sie Mäuse um 19:00 Uhr in neue Käfige ohne Nahrung für das Fasten über Nacht.
   HINWEIS: Nachtfasten ist das Standardprotokoll, aber aufgrund der Mausphysiologie (z.B. erhöhte Glukoseauslastung nach längerem Fasten^10,11) kann ein kürzeres Fasten (ca. 6 h) wie für ITT beschrieben verwendet werden.
3. Nach dem Fasten 14-16 h (9:00 Uhr am nächsten Morgen), messen Körpergewicht und Körperzusammensetzung jeder Maus und berechnen die Menge der Glukose-Dosierung basierend auf dem Körpergewicht.
   HINWEIS: Um eine Überschätzung der Glukose-Intoleranz bei übergewichtigen Mäusen zu vermeiden, kann die aus der Körperzusammensetzungsanalyse gewonnene magere Masse zur Berechnung der Glukosedosis^12,13verwendet werden.
4. Schneiden Sie für jede Maus die Schwanzspitze (0,5–1,0 mm) mit einer sauberen chirurgischen Schere. Nachdem Sie den ersten Tropfen Blut abgewischt haben, ziehen Sie einen frischen Tropfen Blut aus dem Schwanz und messen Sie den Blutzuckerspiegel des Basistempos mit dem Glukometer.
   HINWEIS: Für jede Blutzuckermessung während GTT oder ITT ist kein zusätzliches Schwanzschneiden erforderlich. Die Wunde kann durch Abschleifen mit Gaze erfrischt werden, um einen Tropfen Blut zu ziehen.
5. Mäuse einer intraperitonealen (i.p.) Glukoseinjektion (1 mg/g Körpergewicht) unterziehen.
   HINWEIS: Basierend auf dem Ziel eines Experiments (z.B. bei der Untersuchung von Incretin-Effekten) kann die orale Verabreichung von Glukose durch orale Gavage durchgeführt werden. Das Protokoll für orale GTT (OGTT) kann in einer anderen Studie gefunden werden¹⁴.
6. Messen Sie den Blutzucker aus dem Schwanz bei 0, 5, 15, 30, 60 und 120 min nach der Glukoseinjektion.
7. Nach Abschluss des GTT, bieten eine ausreichende Menge an Nahrung.
8. Für den Insulintoleranztest (ITT) Lebensmittel um 9:00 Uhr entfernen.
   HINWEIS: Da sowohl GTT als auch ITT stressauslösende Erfahrungen für Mäuse sind, die den Blutzuckerspiegel erhöhen und die Physiologie verändern können, wird empfohlen, ITT durchzuführen, nachdem sie nach dem GTT-Experiment mindestens 2–3 Tage Erholung sanieren.
9. Messen Sie nach dem Fasten für 6 h (15:00 Uhr) den Ausgangsblutzucker aus dem Schwanz, wie in Schritt 4.4 beschrieben.
10. Mäusen eine i.p. Injektion von Insulin (0,65 mU/g Körpergewicht) unterziehen.
11. Messen Sie den Blutzucker aus dem Schwanz bei 0, 15, 30, 60, 90 und 120 min postinsulinierte Injektion.
12. Nach Abschluss von ITT, bieten Eine ausreichende Menge an Lebensmitteln.

5. Indirekte Kalorimmetrie

HINWEIS: Der Energiestoffwechsel von IF-behandelten Mäusen kann durch indirekte Kalorimetrie über einen einzigen IF-Zyklus weiter untersucht werden. Dabei wird der Sauerstoffverbrauch (VO₂), die Kohlendioxidproduktion (VCO₂), das Atemaustauschverhältnis (RER) und die Wärme (kcal/h) gemessen.

1. Schalten Sie die Leistung des indirekten Kalorimetersystems mindestens 2 h ein, bevor Sie das Experiment ausführen.
   HINWEIS: Dieses System-Warm-up ist wichtig für die genaue Messung.
2. Bereiten Sie Käfige mit sauberer Bettwäsche vor, füllen Sie Wasserflaschen und fügen Sie die vorgewogene Menge an Chow zu den Lebensmitteltrichtern hinzu.
3. Überprüfen Sie den Zustand der Drierite und Kalk Soda. Wenn ein Farbindikator des Drierites rosa erscheint, was darauf hinweist, dass die Drierite eine hohe Menge an Feuchtigkeit absorbiert hat, ist es notwendig, zu ersetzen oder oben mit frischem Drierite.
4. Kalibrieren Sie das System mit einem Gas mit der spezifischen Zusammensetzung (0,5%_CO2, 20,5% O₂).
5. Messen Sie das Körpergewicht und die Körperzusammensetzung jeder Maus, die verwendet wird, um VO_2- und VCO_2-Daten zu normalisieren.
6. Legen Sie vorsichtig eine Maus pro Käfig.
7. Montieren Sie Stoffwechselkäfige, legen Sie sie in die temperaturgeregelte Umgebungskammer und verbinden Sie sie mit Gasleitungen und Aktivitätssensorkabeln.
8. Nachdem Sie das Experimentprofil durch Hinzufügen geeigneter experimenteller Parameter mithilfe der Software eingerichtet haben, führen Sie das Programm zur Messung aus. Der Zweck der ersten Tagesmessung ist es, eine Phase der Akklimatisierung zu bieten und den Basisenergiestoffwechsel zu messen.
9. Um 12:00 Uhr am nächsten Tag, unterziehen Mäuse zu 24 h Fasten, indem Sie Nahrung und Krümel aus dem Trichter und Boden des Käfigs entfernen. Bei Bedarf durch saubere Bettwäsche ersetzen.
10. Nach 24 h die vorgewogene Menge an Chow in den Futtertrichter für die Nachfütterungszeit geben.
11. Messen Sie weiterhin für die nächsten 48 h. Überprüfen Sie regelmäßig, ob das System ohne Hardware- oder Softwareunterbrechung läuft.
12. Beenden Sie nach Abschluss der Messung das Programm und bringen Sie die Mäuse zurück in ihre ursprünglichen Käfige. Messen Sie die Menge der übrig gebliebenen Lebensmittel, um die Nahrungsaufnahme zu untersuchen.
13. Das detaillierte Protokoll für die indirekte Kalorimetrie finden Sie in einer früheren Studie⁹.

Ergebnisse

Abbildung 1 zeigt die Fütterungsanalysen nach 24 h Fasten und den Vergleich zwischen 1:1 und 2:1 intermittierendem Fasten. Eine 24-Stunden-Fastenzeit führte zu einer Verringerung des Körpergewichts um 10 %, die nach 2 Tagen Wiederfütterung vollständig wiederhergestellt wurde (Abbildung 1A). Eine 24 h Fastenzeit induzierte Hyperphagie während der folgenden 2 Tage der Nachfütterung (Abbildung 1B

Diskussion

Es ist gut dokumentiert, dass IF positive auswirkungen auf verschiedene Krankheiten bei Mensch und^Tier8^{,15,16,17,18,19}. Seine zugrunde liegenden Mechanismen, wie Autophagie und Darmmikrobiom, wurden vor kurzem aufgeklärt. Das vorgestellte Protokoll beschreibt ein isokalorisches 2:1 IF-Regime bei Mäusen zur Untersuchung kalo...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Comprehensive Lab Animal Monitoring System (CLAMS)	Columbus Instruments		Indirect calorimeter
D-(+)-Glucose solution	Sigma-Aldrich	G8769	For GTT
EchoMRI 3-in-1	EchoMRI	EchoMRI 3-in-1	Body composition analysis
Glucometer and strips	Bayer	Contour NEXT	These are for GTT and ITT experiments
High Fat Diet (45% Kcal% fat)	Research Diets Inc.	#D12451	3.3 Kcal/g
High Fat Diet (60% Kcal% fat)	Research Diets Inc.	#D12452	4.73 Kcal/g
Insulin	El Lilly	Humulin R	For ITT
Mouse Strain: B6.Cg-Lepob/J	The Jackson Laboratory	#000632	Ob/Ob mouse
Mouse Strain: C57BL/6J	The Jackson Laboratory	#000664
Normal chow (17% Kcal% fat)	Harlan	#2918
Scale	Mettler Toledo		Body weight and food intake measurement