Trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en un modelo porcino juvenil para LESP

Resumen

Este protocolo describe un modelo porcino juvenil de alotrasplante ortotópico de pulmón izquierdo diseñado para su uso en la investigación de ESLP. La atención se centra en las técnicas anestésicas y quirúrgicas, así como en los pasos críticos y la resolución de problemas.

Resumen

El trasplante de pulmón es el tratamiento de referencia para la enfermedad pulmonar terminal, con más de 4.600 trasplantes de pulmón realizados anualmente en todo el mundo. Sin embargo, el trasplante de pulmón se ve limitado por la escasez de órganos de donantes disponibles. Como tal, hay una alta mortalidad en lista de espera. La perfusión pulmonar ex situ (LESP) ha aumentado las tasas de utilización de pulmón de donantes en algunos centros entre un 15% y un 20%. La ESLP se ha aplicado como método para evaluar y reacondicionar los pulmones marginales de donantes y ha demostrado resultados aceptables a corto y largo plazo después del trasplante de pulmones de donantes con criterios extendidos (ECD). Se requieren modelos de trasplante de animales grandes (in vivo) para validar los resultados de la investigación in vitro en curso. Las diferencias anatómicas y fisiológicas entre los seres humanos y los cerdos plantean importantes desafíos técnicos y anestésicos. Un modelo de trasplante fácilmente reproducible permitiría la validación in vivo de las estrategias actuales de ESLP y la evaluación preclínica de diversas intervenciones diseñadas para mejorar la función pulmonar del donante. Este protocolo describe un modelo porcino de alotrasplante ortotópico de pulmón izquierdo. Esto incluye técnicas anestésicas y quirúrgicas, una lista de verificación quirúrgica personalizada, resolución de problemas, modificaciones y los beneficios y limitaciones del enfoque.

Introducción

El trasplante de pulmón es el tratamiento preeminente a largo plazo para la enfermedad pulmonar terminal. Cada año se realizan más de 4.600 trasplantes de pulmón en todo el mundo¹. Sin embargo, el trasplante pulmonar tiene actualmente limitaciones importantes. Por un lado, la necesidad de órganos sigue eclipsando a los donantes disponibles. A pesar de que las tasas de trasplante pulmonar aumentan cada año desde 2012 debido a los efectos combinados de la inclusión de más candidatos para trasplante, un aumento en el número de donantes y un mejor uso de los órganos recuperados, la mortalidad en la lista de espera de trasplante no ha disminuido significativamente². Los problemas de calidad de los órganos representan otra limitación importante, ya que las tasas de utilización de órganos reportadas son tan bajas como el 20%-30%^3,4,5. Por último, las tendencias en los resultados postoperatorios del trasplante pulmonar son menos que satisfactorias, y los resultados a largo plazo del injerto y del paciente siguen estando por detrás de los de otros trasplantes de órganos sólidos².

Una tecnología emergente, la perfusión pulmonar ex situ (ESLP, por sus siglas en inglés), tiene el potencial de mitigar estas limitaciones. La ESLP se ha aplicado cada vez más como un método para evaluar y reacondicionar los pulmones marginales de donantes y ha demostrado resultados aceptables a corto y largo plazo después del trasplante de pulmones de donantes de criterios extendidos (ECD) 6,7,8,9,10. En consecuencia, ESLP ha aumentado las tasas de utilización en algunos centros entre un 15% y un 20%6,7,8,9,10,11.

La investigación adecuada de ESLP requiere la validación in vivo de los hallazgos in vitro; sin embargo, existe una literatura limitada sobre los modelos de trasplante pulmonar porcino para ESLP^12,13,14,15. Además, la literatura disponible proporciona detalles inadecuados sobre el manejo anestésico de cerdos Yorkshire para trasplante pulmonar, que pueden ser altamente inestables hemodinámicamente^12,13,14,15. El establecimiento de un modelo fácilmente reproducible permitiría la validación in vivo de las estrategias actuales de LESP y la evaluación preclínica de diversas intervenciones para reducir la lesión por isquemia-reperfusión pulmonar. El objetivo del presente estudio es describir un modelo porcino de alotrasplante ortotópico de pulmón izquierdo para su uso con LESP. El protocolo incluye descripciones de las técnicas anestésicas y quirúrgicas, una lista de verificación quirúrgica personalizada y detalles sobre la experiencia de solución de problemas y las modificaciones del protocolo. En este trabajo también se han discutido las limitaciones y beneficios del modelo de trasplante pulmonar porcino izquierdo. Este manuscrito no describe el proceso de recuperación de pulmones porcinos en cerdos Yorkshire de 35-50 kg, ni cubre el establecimiento y la terminación de la ESLP. Este protocolo aborda exclusivamente la operación de trasplante de receptores.

Protocolo

Todos los procedimientos se realizaron cumpliendo con los lineamientos del Consejo Canadiense de Cuidado de Animales y la guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio. Los protocolos fueron aprobados por el comité institucional de cuidado animal de la Universidad de Alberta. Este protocolo se ha aplicado en cerdos Yorkshire juveniles hembras de entre 35-50 kg. Los cerdos son especímenes de grado alimenticio libres de patógenos. Se compran en el Centro de Investigación y Tecnología Porcina en Edmonton, AB, Canadá (https://srtc.ualberta.ca). Todas las personas involucradas en los procedimientos de ESLP habían recibido la capacitación adecuada en bioseguridad.

1. Preparaciones prequirúrgicas y anestesia

NOTA: Los cerdos se ayunan durante la noche antes de la cirugía durante una duración máxima de 12 h.

1. Administrar inyecciones intramusculares de ketamina (20 mg/kg) y atropina (0,05 mg/kg) como premedicación para el cerdo receptor en el quirófano.
2. Coloque el cerdo en decúbito supino sobre una mesa de operaciones calentada para mantener la normotermia y proceda con la inducción de la máscara.
3. Valorar el caudal de oxígeno según el peso del animal y el sistema anestésico.
   NOTA: El flujo de oxígeno debe ser de 20-40 mL/kg.
4. Administrar isoflurano al 4%-5% y reducir al 3% después de 1-2 min.
5. Evalúe la profundidad de la anestesia, asegúrese de que el cerdo no tenga reflejo de abstinencia en respuesta a un estímulo nocivo. Repita cada 5 minutos.
   NOTA: Si hay una respuesta de dolor, aumente el porcentaje de administración de isoflurano hasta lograr la profundidad adecuada de anestesia. Consulte el paso 10 de esta sección para obtener más detalles sobre la analgesia de mantenimiento con ketamina e hidromorfona. No se administran paralíticos. Esto permite evaluar un reflejo de abstinencia. Un pellizco en la nariz se utiliza como un estímulo nocivo.
6. Intubar al cerdo una vez que se confirme la profundidad correcta de la anestesia. Utilice un laringoscopio personalizado de hoja plana de 10 pulgadas y tubos endotraqueales de tamaño 9 o 10 para cerdos de 40-50 kg.
7. Coloque una sonda de oxímetro de pulso en la lengua (preferiblemente) o en el oído y apunte a una saturación de oxígeno superior al 90%.
   NOTA: La temperatura se controla a través de una sonda nasal. Se utiliza una almohadilla térmica para mantener la normotermia.
8. Para mantener la anestesia, ajuste el flujo de oxígeno (20-40 ml/kg) y la tasa de gas inhalante (1%-3%).
9. Mantenga la configuración del ventilador a una frecuencia respiratoria de 12-30 respiraciones/min, TV de 6-10 mL/kg, PEEP de 5 cm H 2 O y presiónmáxima de 20 cm H₂O.
   NOTA: Se utiliza un ventilador de presión positiva estándar estilo UCI para crear un sistema cerrado para anestesia y ventilación. Los signos vitales se monitorean continuamente y se registran a intervalos de 15 minutos. Los ABG se extraen cada 15-60 min, dependiendo de la estabilidad del animal. Aunque los televisores se dirigen a niveles tan altos como 10 mL/kg, se logran 6-8 mL/kg. La Figura 1 proporciona una descripción esquemática de la ventilación con presión negativa (VPN) (ESLP) para el protocolo de trasplante aplicado en el laboratorio.
10. Afeitarse, lavar y preparar asépticamente el sitio de la incisión con povidona yodada.
    NOTA: Después de la sedación con ketamina/atropina, el régimen analgésico consiste en administrar 3 mg/kg de ketamina IV cada 1 h (rango 1-3 mg/kg dependiendo de los parámetros del paciente) e hidromorfona 0,05 mg/kg IM cada 2 h a través de una vía intravenosa insertada periféricamente en una vena del oído. Cualquier duración más prolongada entre dosis da como resultado una respuesta de dolor irruptiva, como frecuencia cardíaca elevada y patrones de respiración / movimiento muscular abdominal anormales.

2. Inserción de vías venosas y arteriales centrales

1. Inserte una vía central para la administración de líquidos y heparina.
   NOTA: La administración total de líquidos por vía intravenosa se calcula en 1 mL/kg/h, y los bolos de líquidos se administran PRN para mantener una PAM >60 mmHg. La vía central también se utiliza para administrar esteroides, antibióticos, vasopresores e inotrópicos. Consulte la Figura 2A para ver el posicionamiento de la línea.
   1. Prepara la piel con una solución de povidona yodada y deja que se seque por completo. Use electrocauterio para hacer una incisión de 5-8 cm en la línea media centrada sobre la tráquea y extenderse cranealmente desde la escotadura esternal.
   2. Dividir la piel y la grasa subcutánea mediante cauterización.
   3. Divida el plano de la línea media entre los músculos de la correa y luego divida las capas de tejido conectivo para identificar el haz intravascular carotídeo izquierdo o derecho lateral a la tráquea.
   4. Obtener el control proximal y distal de la vena yugular utilizando lazos de seda (tamaño 2-0) como bucles vasculares.
   5. Ate la brida que rodea el cráneo y retraiga hacia arriba la atadura proximal para controlar el flujo sanguíneo.
   6. Haga una pequeña incisión en la vena con unas tijeras Metzenbaum (ver Tabla de materiales) para acomodar una vía central de dos puertos de 7 Fr (~1/3 de la circunferencia del vaso).
   7. Al mismo tiempo, libere la tensión en el asa del vaso proximal, canule la vena y luego átela para asegurar la cánula en la vena a una profundidad de 10 cm.
   8. Enjuague la vía con heparina, conéctela a una vía intravenosa de solución salina normal al 0,9% y administre líquido si el cerdo está agotado intravascularmente debido a la deshidratación.
      NOTA: La heparina bloquea los puertos no utilizados.
   9. Administrar 500 mg de metilprednisona y 1 g de cefazolina IV.
2. Siga las mismas técnicas para canular la arteria carótida común utilizando una vía arterial de 7 Fr para un control preciso de la presión arterial.

3. Obtención del pulmón izquierdo

1. Coloque al cerdo en una posición de decúbito lateral derecho.
2. Realizar una toracotomía anterolateral izquierda (Figura 2).
   1. Prepara la piel con una solución de povidona yodada y deja que se seque por completo. Marque la incisión de la toracotomía (20 cm) utilizando los siguientes puntos de referencia: use la palpación para identificar la punta de la escápula izquierda; Asimismo, identificar la apófisis xifoides inferior al esternón con la palpación. Conecte los dos como se muestra en la Figura 2B.
   2. Inyecte un total de 10 ml de bupivacaína al 0,25% en la línea incisional y en dos espacios de las costillas por encima y por debajo de la incisión.
   3. Use electrocauterio para diseccionar la piel, las capas subcutáneas y las capas musculares. El dorsal ancho debe dividirse. Identifique la costilla inmediatamente debajo de la incisión y cauterice en la parte superior de la costilla para exponer los músculos intercostales y evitar el haz neurovascular intercostal.
   4. Use un hemostático de mosquito para perforar los músculos intercostales inmediatamente por encima de la costilla, y luego palpe el interior del pecho en busca de adherencias con un dedo. Empuje el pulmón hacia afuera con una succión Yankauer o un dedo (consulte la Tabla de materiales) mientras cauteriza a lo largo del borde superior de la costilla para extender la toracotomía.
      1. Extienda la toracotomía anteriormente hasta 1 pulgada de distancia del esternón. Extender la toracotomía posteriormente a los músculos paraespinales.
   5. Inserte un retractor esternal Cooley (ver Tabla de Materiales) para abrir la toracotomía a lo ancho (10 cm) (Figura 2C). Retraer el pulmón para exponer la vena hemi-ácigota izquierda (Figura 2D).
   6. Diseccionar circunferencialmente la vena izquierda del hemiácigos con unas tijeras Metzenbaum y un Lauer fino. Rodea el vaso con lazos de seda, y luego lízalo y transéctalo (Figura 2E). Mantenga un lazo de seda en el muñón proximal para mayor control.
      NOTA: Lauer es una pinza de ángulo recto o una pinza celíaca que se utiliza para la disección de tejidos.
   7. Diseccionar la arteria pulmonar izquierda (PA) y las venas pulmonares izquierdas (VP). Rodee las venas con lazos de seda para controlarlas (Figura 2F).
      NOTA: Los VP superiores son muy pequeños y están ligados con sutura en sus puntos de ramificación o tronco común, dependiendo de la anatomía individual. El bronquio principal izquierdo es profundo hasta la PA y la LA (aurícula izquierda), por lo que, en ocasiones, no se puede diseccionar fácilmente hasta que la arteria y las venas hayan sido pinzadas y seccionadas (Figura 2G).
   8. Administrar 5000 unidades de heparina IV 5 min antes de pinzar la PA.
      NOTA: La heparina 5000 unidades IV también se administra 5 min antes de despinzar la PA. Por cada hora después de eso, se administran 1000 unidades de heparina intravenosa.
   9. Pinza el PA (pinza cruzada DeBakey), la vena pulmonar inferior izquierda (pinza Satinsky) y el bronquio izquierdo (pinza Spoon Potts) individualmente (ver Tabla de materiales). Disminuya los volúmenes corrientes a 5 ml/kg una vez pinzado el bronquio izquierdo.
   10. Seccionar la AP, la vena pulmonar inferior izquierda y el bronquio izquierdo. Deje al menos 0,5 cm de manguito de pañuelo para coser. Divida el ligamento pulmonar inferior izquierdo y extirpe el pulmón izquierdo.
       NOTA: El pulmón izquierdo puede ser descartado o conservado para la histología de control.

4. Terminación de ESLP, división del pulmón izquierdo y lavado con solución electrolítica

1. Sujete el tubo de ventilación a la máxima inspiración, termine la perfusión y la ventilación, y desconecte los pulmones del dispositivo ESLP.
2. Pesar los pulmones para determinar la cantidad de edema que se ha formado.
   NOTA: El edema es la hinchazón de los tejidos debido a la acumulación de exceso de líquido.
3. Tome una biopsia de tejido del lóbulo accesorio, divídalo en tres piezas iguales y coloque una pieza en cada una de las siguientes piezas: gel de temperatura óptima de corte (OCT), formol y congelación rápida en nitrógeno líquido.
   NOTA: Este paso se sigue normalmente en el laboratorio del autor. A continuación, las muestras se almacenan para su posterior análisis: las muestras OCT y ultracongeladas se guardan en un congelador a -80 °C, y las muestras almacenadas en formol se colocan en un recipiente debidamente sellado y se almacenan en frigoríficos a 4 °C. Los detalles del protocolo específico de ESLP y el análisis de tejidos se publican en otra parte¹⁶.
4. Divida el pulmón donante izquierdo del pulmón derecho. Deje 1 cm de PA donante, 1 cm de bronquio donante y manguito de LA donante adecuado (~0,5 cm circunferencialmente) para coser al LA receptor (Figura 2H). Dejar la VP inferior izquierda y la VP superior izquierda en continuidad con la pared de la AI donante para facilitar las anastomosis posteriores.
5. Pesa el pulmón izquierdo.
6. Cánula de la PA izquierda del donante utilizando un ventoso de gotas conectado a una vía intravenosa y enjuague 500 ml de solución de preservación de electrolitos extracelular, baja en potasio y a base de dextratrano anterógrada a través de la vasculatura pulmonar. Asegure la cánula en el PA con un lazo de seda durante la descarga y suéltela cuando se complete la descarga.
   NOTA: Los pasos mencionados se refieren al dispositivo ESLP específico utilizado para este trabajo y pueden no ser directamente aplicables a otros dispositivos.

5. Trasplante de pulmón izquierdo

1. Inserte el pulmón del donante en el tórax del receptor, comenzando por el lóbulo inferior. No fuerce el pulmón en su lugar.
   NOTA: Es posible que sea necesario levantar la caja torácica inferior hacia arriba para acomodar el pulmón del donante apretando el retractor esternal. Lo ideal es que el receptor sea unos kilogramos más grande que el donante para facilitar la coincidencia de tamaño.
2. Realizar primero la anastomosis bronquial con prolene 4-0 en aguja TF (Figura 2I).
   NOTA: Una anastomosis continua de extremo a extremo funciona bien. Recorte el exceso de longitud de los dos extremos anastomóticos antes de coser para evitar torceduras causadas por el tejido redundante.
3. Realice la anastomosis LA en segundo lugar con prolene 6-0 en agujas BV-1 utilizando una anastomosis continua de extremo a extremo. Nuevamente, recorte el exceso de tejido para evitar que se retuerza.
   NOTA: El LA es friable y se beneficia de la pequeña aguja BV-1. Es posible que se requieran mordidas horizontales en el donante para comprar el tejido adecuado y corregir el desajuste de tamaño causado por la costura de la IPV y la SPV del donante a la abertura de IPV/LA del receptor.
4. Incorporar los SPV del donante en la anastomosis de la VP inferior y la AI para permitir el drenaje venoso del lóbulo pulmonar superior izquierdo (Figura 2J).
   NOTA: Las ramas de las venas pulmonares superiores (SPV) miden menos de 0,5 cm de diámetro. El tronco común del SPV es variable en longitud y no está presente de forma rutinaria, lo que hace que la anastomosis directa entre el SPV donante y el receptor sea una mala opción.
5. Complete la anastomosis PA con prolene 6-0 en agujas BV-1 utilizando una anastomosis continua de extremo a extremo. Nuevamente, recorte el exceso de tejido para evitar que se retuerza.
6. Retire la pinza bronquial y aumente los televisores hasta el objetivo de 10 ml/kg.
7. Confirmar la heparinización, administrar un desplazamiento de potasio (40 mg de furosemida, 10 unidades de insulina, 100 mL de solución de dextrosa al 25%), abrir parcialmente la pinza de PA, desairear y atar la sutura de PA. Suelte completamente la pinza PA después de 10 minutos.
8. Mientras tanto, desairee el LA, ate las suturas y retire la pinza LA.
9. Tome una gasometría de reperfusión de la vía central y una biopsia de tejido de reperfusión del lóbulo medio izquierdo.
   NOTA: Para tomar una biopsia de tejido, use una corbata de seda de tamaño 0 para rodear una porción de 1 cm del ápice del lóbulo medio, átela para atrapar el tejido y luego corte la porción aislada con unas tijeras Metzenbaum. Divida la biopsia en tres partes iguales y manéjela como se describió anteriormente.
10. Realizar una broncoscopia pulmonar izquierda y derecha para valorar la anastomosis bronquial y aspirar secreciones. Inserte un broncoscopio en el tubo endotraqueal con una conexión adaptadora.
    1. Conecte el endoscopio a la succión. Avance el broncoscopio hacia el bronquio izquierdo. Inspeccionar la anastomosis bronquial (Figura 2N). Avance el endoscopio por los bronquiolos y succione cualquier líquido. Repita en el lado derecho.
       NOTA: No permita que la saturación de oxígeno caiga por debajo del 90%. Si las saturaciones caen por debajo de este nivel, retire el endoscopio y permita que el cerdo tenga unos minutos de ventilación ininterrumpida para recuperarse.
11. Insertar un tubo torácico maleable de 20 Fr (Figura 2L), cerrar la toracotomía en tres capas (Figura 2M) y proponer al cerdo tan pronto como la gasometría arterial (ABG) esté estable (Figura 2O).
12. Vigilar al cerdo durante más de 4 h en decúbito prono. Realice un análisis de ABG cada 30 min. Administrar 1000 unidades de heparina cada hora después de la reperfusión.
    1. Tomar una muestra de sangre de 10 ml cada hora para centrifugarla y analizarla con un ensayo de inmunoabsorción enzimática (ELISA) de marcadores inflamatorios¹⁶.
       NOTA: Los parámetros de centrifugación se detallan más adelante.

6. Evaluación del pulmón izquierdo aislado

1. Coloque el cerdo en decúbito supino y vuelva a preparar el esternón con una solución de preparación de povidona yodada. Realizar una esternotomía en la línea media para la valoración final del pulmón izquierdo aislado (Figura 2P).
2. Abra la pleura izquierda con unas tijeras de Metzenbaum y tome una biopsia de tejido del lóbulo inferior izquierdo como se describió anteriormente (NOTA al paso 5.9).
3. Abra el lóbulo accesorio de la pleura y diseccione la vena común con unas tijeras Metzenbaum.
   NOTA: Esto se sujetará más adelante.
4. Tomar una muestra de sangre de la anastomosis de la AI con una aguja de 21 G. Dirija la aguja hacia las venas pulmonares izquierdas y lejos de la aurícula izquierda común o del tronco del lóbulo accesorio.
5. Abra la pleura derecha para crear espacio para las pinzas hiliares derechas (consulte la tabla de materiales). Diseccionar el ligamento pulmonar inferior derecho hasta el hilio. Asegúrese de que se pueda colocar una pinza alrededor del hilio superior, inferior y anteriormente.
   NOTA: Esto asegura que el hilio esté ocluido y que toda la oxigenación dependa del pulmón izquierdo. El pulmón derecho no ventilará en este momento, lo que debería ser evidente por la falta de inflado/desinflado con las respiraciones del ventilador. El lóbulo inferior derecho se puede levantar fuera del pecho para lograr esto.
6. Pinza la vena del lóbulo accesorio con una pinza cruzada aórtica DeBakey (ver Tabla de materiales) para ocluir cualquier drenaje del lóbulo accesorio en la AI (Figura 2Q).
7. Pinzar el hilio derecho y tomar las siguientes muestras de sangre seriadas de la anastomosis PV izquierda con una aguja de 21 G dirigida hacia el pulmón izquierdo: 0 min, 1 min, 2 min, 5 min y 10 min después del pinzamiento.
   NOTA: Se toman cinco muestras para monitorear cualquier tendencia en la presión parcial de oxígeno (PaO₂) (Figura 2R). La PaO₂ debe permanecer relativamente estable para representar la función pulmonar izquierda adecuada. Cinco muestras también proporcionan la seguridad de una evaluación de calidad si hay un problema con la coagulación de cualquier muestra o surge un problema con el análisis de ABG.
8. Transecto de las anastomosis y extirpar el pulmón izquierdo. Transecto de la VCI para acelerar la eutanasia bajo anestesia a través de la exanguinación.
   NOTA: El tiempo total de anestesia para el cerdo receptor es de 8 h.
9. Pesar el pulmón del donante para evaluar la formación de edema e inspeccionarlo para ver su apariencia general. Inspeccionar la AP, los bronquios y el manguito de AI en busca de signos de coágulos u otra patología dentro del pulmón donante y el mediastino receptor.
10. Realice los análisis finales de gases, centrifugue las muestras de perfusión y almacene las biopsias de tejido como se describió anteriormente (NOTA al paso 4.3).
    NOTA: Los ajustes de centrifugación son: 112 x g, 9 aceleración, 9 desaceleración, 4 °C y 15 min de duración.

Resultados

Todos los resultados se encuentran en el contexto de 4 h de reperfusión después de 12 h de VPN-ESLP¹⁶. Durante el explante pulmonar, hay varios resultados clínicos que se pueden anticipar (Figura 3). Normalmente, el cerdo permanecerá hemodinámicamente estable después de una explantación exitosa del pulmón izquierdo, pero puede requerir una infusión de fenilefrina en dosis bajas (rango de dosis: 2-10 mg/h) debido a una respuesta vasodilatadora a la cirugía. L...

Discusión

Este protocolo implica varios pasos quirúrgicos críticos, y es necesario solucionar los problemas para garantizar el éxito del trasplante y la evaluación pulmonar. Los pulmones porcinos juveniles son increíblemente delicados en comparación con los pulmones humanos adultos, por lo que el cirujano operante debe tener cuidado al manipular los pulmones porcinos. Esto es especialmente cierto después de una ejecución de 12 horas de ESLP, ya que el órgano habrá adquirido volumen de líquido y será susceptible a lesio...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
ABL 800 FLEX Blood Gas Analyzer	Radiometer	989-963
Adult-Pediatric Electrostatic Filter HME - Small	Covidien	352/5877
Allison Lung Retractor	Pilling	341679
Arterial Filter	SORIN GROUP	01706/03
Backhaus Towel Clamp	Pilling	454300
Bovine Serum Albumin	MP biomedicals	218057791
Biomedicus Pump	Maquet	BPX-80
Bronchoscope
Cable Ties – White 12”	HUASU International	HS4830001
Calcium Chloride	Fisher Scientific	C69-500G
Cooley Sternal Retractor	Pilling	341162
CUSHING Gutschdressing Forceps	Pilling	466200
Debakey-Metzenbaum Dissecting	Pilling	342202
Scissors	Pilling	342202
DeBakey Peripheral Vascular Clamp	Pilling	353535
Debakey Straight Vascular Tissue Forceps	Pilling	351808
D-glucose	Sigma-Aldrich	G5767-500G
Drop sucker
Endotracheal Tube 9.0mm CUFD	Mallinckrodt	9590E
Flow Transducer	BIO-PROBE	TX 40
Infusion Pump	Baxter	AS50
Inspire 7 M Hollow Fiber Membrane Oxygenator	SORIN GROUP	K190690
Intercept Tubing Connector 3/8" x 1/2"	Medtronic	6013
Intercept Tubing 1/4" x 1/16" x 8'	Medtronic	3108
Intercept Tubing 3/8" x 3/32" x 6'	Medtronic	3506
Laryngoscope	N/A	N/A	Custom-made with 10-inch blade
Metzenbaum Dissecting Scissors	Pilling	460420
Medical Carbon Dioxide Tank	Praxair	5823115
Medical Oxygen Tank	Praxair	2014408
Medical Nitrogen Tank	Praxair	NI M-K
Mosquito Clamp	Pilling	181816
Harken Auricle Clamp
Organ Chamber	Tevosol
PlasmaLyte A	Baxter	TB2544
Poole Suction Tube	Pilling	162212
Potassium Phosphate	Fischer Scientific	P285-500G
PERFADEX Plus	XVIVO	19811
Satinsky Clamp	Pilling	354002
Scale	TANITA	KD4063611
Silicon Support Membrane	Tevosol
Sodium Bicarbonate	Sigma-Aldrich	792519-1KG
Sodium Chloride 0.9%	Baxter	JB1324
Sorin XTRA Cell Saver	SORIN GROUP	75221
Sternal Saw	Stryker	6207
Surgical Electrocautery Device	Kls Martin	ME411
TruWave Pressure Transducer	Edwards	VSYPX272
Two-Lumen Central Venous Catheter 7fr X2	Arrowg+ard	CS-12702-E
Vorse Tubing Clamp	Pilling	351377
Willauer-Deaver Retractor	Pilling	341720
Yankauer Suction Tube	Pilling	162300
0 ETHIBOND Green 1X36" Endo Loop 0	ETHICON	D8573
0 PDS II CP-1 2x27”	ETHICON	Z467H
1 VICRYL MO-4 1x18”	ETHICON	J702D
2-0 SILK Black 12" x 18" Strands	ETHICON	SA77G
4-0 PROLENE Blue TF 1x24”	ETHICON	8204H
6-0 PROLENE Blue BV 2x30”	ETHICON	M8776
21-Gauge Needle