Transplante ortotópico de pulmão esquerdo em modelo suíno juvenil para PESL

Resumo

Este protocolo descreve um modelo suíno juvenil de alotransplante ortotópico de pulmão esquerdo projetado para uso com pesquisa de PSLF. O foco é feito em técnicas anestésicas e cirúrgicas, bem como etapas críticas e solução de problemas.

Resumo

O transplante pulmonar é o tratamento padrão-ouro para doenças pulmonares em estágio terminal, com mais de 4.600 transplantes pulmonares realizados anualmente em todo o mundo. No entanto, o transplante pulmonar é limitado pela escassez de órgãos de doadores disponíveis. Como tal, há alta mortalidade na lista de espera. A perfusão pulmonar ex situ (PESS) aumentou as taxas de utilização de pulmões de doadores em alguns centros em 15%-20%. A ESLP tem sido aplicada como um método para avaliar e recondicionar pulmões de doadores marginais e tem demonstrado resultados aceitáveis a curto e longo prazo após o transplante de pulmões de doadores com critério estendido (DCE). Modelos de transplante de animais de grande porte (in vivo) são necessários para validar os resultados da pesquisa in vitro em andamento. As diferenças anatômicas e fisiológicas entre humanos e suínos representam desafios técnicos e anestésicos significativos. Um modelo de transplante facilmente reprodutível permitiria a validação in vivo das estratégias atuais de PELP e a avaliação pré-clínica de várias intervenções destinadas a melhorar a função pulmonar do doador. Este protocolo descreve um modelo porcino de alotransplante ortotópico de pulmão esquerdo. Isso inclui técnicas anestésicas e cirúrgicas, uma lista de verificação cirúrgica personalizada, solução de problemas, modificações e os benefícios e limitações da abordagem.

Introdução

O transplante pulmonar é o principal tratamento a longo prazo para a doença pulmonar terminal. Mais de 4.600 transplantes pulmonares são realizados anualmente^{no mundo 1}. No entanto, o transplante pulmonar atualmente apresenta limitações significativas. Por um lado, a necessidade de órgãos continua a ofuscar os doadores disponíveis. Apesar das taxas de transplante pulmonar aumentarem a cada ano desde 2012 devido aos efeitos combinados de mais candidatos sendo listados para transplante, um aumento no número de doadores e melhor uso de órgãos recuperados, a mortalidade na lista de espera para transplante não diminuiu significativamente². A preocupação com a qualidade dos órgãos representa outra grande limitação, com taxas relatadas de utilização de órgãos tão baixas quanto 20%-30%^3,4,5. Finalmente, as tendências nos resultados pós-operatórios do transplante pulmonar são menos do que satisfatórias, com os resultados a longo prazo do enxerto e do paciente ainda aquém dos de outros transplantes de órgãos^sólidos2.

Uma tecnologia emergente, a perfusão pulmonar ex situ (PESS), tem o potencial de atenuar essas limitações. A PSLP tem sido cada vez mais aplicada como método para avaliar e recondicionar pulmões de doadores marginais e tem demonstrado resultados aceitáveis a curto e longo prazo após o transplante de pulmões de doadores com critério estendido (DCE) 6,7,8,9,10. Consequentemente, a AESP aumentou as taxas de utilização em alguns centros em 15%-20%6,7,8,9,10,11.

A pesquisa adequada de ESLP requer a validação in vivo dos achados in vitro; no entanto, a literatura sobre modelos de transplante pulmonar suíno para PSLV^é limitada12,13,14,15. Além disso, a literatura disponível fornece detalhes inadequados sobre o manuseio anestésico de porcos Yorkshire para transplante pulmonar, que pode ser altamente instável hemodinamicamente^12,13,14,15. O estabelecimento de um modelo facilmente reprodutível permitiria a validação in vivo das estratégias atuais de PELP e a avaliação pré-clínica de várias intervenções para reduzir a lesão de isquemia-reperfusão pulmonar. O objetivo do presente estudo é descrever um modelo porcino de alotransplante ortotópico de pulmão esquerdo para uso com PESS. O protocolo inclui descrições das técnicas anestésica e cirúrgica, uma lista de verificação cirúrgica personalizada e detalhes sobre a experiência de solução de problemas e modificações no protocolo. As limitações e benefícios do modelo de transplante porcino de pulmão esquerdo também foram discutidos neste trabalho. Este manuscrito não descreve o processo de recuperação de pulmões suínos em porcos Yorkshire de 35-50 kg, nem cobre o estabelecimento e término da ESLP. Este protocolo aborda exclusivamente a operação de transplante do receptor.

Protocolo

Todos os procedimentos foram realizados de acordo com as diretrizes do Conselho Canadense de Cuidados com Animais e o guia para cuidados e uso de animais de laboratório. Os protocolos foram aprovados pelo comitê institucional de cuidados com animais da Universidade de Alberta. Este protocolo foi aplicado em fêmeas juvenis de porcos Yorkshire entre 35-50 kg. Os porcos são espécimes livres de patógenos e de grau alimentício. Eles são comprados do Centro de Pesquisa e Tecnologia de Suínos em Edmonton, AB, Canadá (https://srtc.ualberta.ca). Todos os indivíduos envolvidos nos procedimentos de ESLP receberam treinamento adequado em biossegurança.

1. Preparos pré-cirúrgicos e anestesia

NOTA: Os porcos são jejuados durante a noite antes da cirurgia por uma duração máxima de 12 h.

1. Administrar injeções intramusculares de cetamina (20 mg/kg) e atropina (0,05 mg/kg) como pré-medicação para o porco receptor na sala de cirurgia.
2. Coloque o porco em decúbito dorsal em uma mesa cirúrgica aquecida para manter a normotermia e prossiga com a indução da máscara.
3. Titular o fluxo de oxigênio de acordo com o peso do animal e o sistema anestésico.
   NOTA: O fluxo de oxigênio deve ser de 20-40 mL/kg.
4. Administrar isoflurano a 4%-5% e reduzir para 3% após 1-2 min.
5. Avalie a profundidade da anestesia, certifique-se de que o porco não tenha reflexo de retirada em resposta a um estímulo nocivo. Repita a cada 5 min.
   NOTA: Se houver resposta à dor, aumente a porcentagem de administração de isoflurano até que a profundidade adequada da anestesia seja alcançada. Consulte o passo 10 desta seção para obter mais detalhes sobre a analgesia de manutenção com cetamina e hidromorfona. Não são administrados paralíticos. Isso permite avaliar um reflexo de retirada. Uma pinça no nariz é usada como um estímulo nocivo.
6. Intubar o porco assim que a profundidade correta da anestesia for confirmada. Use um laringoscópio personalizado de lâmina plana de 10 polegadas e tubos endotraqueais tamanho 9 ou 10 para porcos de 40 a 50 kg.
7. Coloque uma sonda de oxímetro de pulso na língua (preferencialmente) ou no ouvido e direcione uma saturação de oxigênio acima de 90%.
   NOTA: A temperatura é monitorada através de uma sonda nasal. Uma almofada de aquecimento é usada para manter a normotermia.
8. Para manter a anestesia, ajustar o fluxo de oxigênio (20-40 mL/kg) e a taxa de gás inalatório (1%-3%).
9. Manter as configurações do ventilador em uma frequência respiratória de 12-30 ciclos/min, VC de 6-10 mL/kg, PEEP de 5 cm H 2 O epressão de pico de 20 cm H₂O.
   NOTA: Um ventilador de pressão positiva padrão estilo UTI é usado para criar um sistema fechado para anestesia e ventilação. Os sinais vitais são continuamente monitorados e registrados em intervalos de 15 minutos. Os ABG's são sorteados a cada 15-60 min, dependendo da estabilidade do animal. Embora os VCs sejam direcionados até 10 mL/kg, 6-8 mL/kg são alcançados. A Figura 1 fornece uma visão geral esquemática da ventilação com pressão negativa (VPN)-ESLP para o protocolo de transplante aplicado no laboratório.
10. Raspar, lavar e preparar assepticamente o local da incisão usando iodopovidona.
    NOTA: Após a sedação com cetamina/atropina, o regime analgésico envolve a administração de 3mg/kg de cetamina IV q 1 h (intervalo de 1-3 mg/kg dependendo dos parâmetros do paciente) e hidromorfona 0,05 mg/kg IM q 2 h através de uma linha IV inserida perifericamente em uma veia auricular. Qualquer duração mais longa entre as doses resulta em resposta de dor de ruptura, como frequência cardíaca elevada e padrões respiratórios anormais / movimento muscular abdominal.

2. Inserção de linhas venosas e arteriais centrais

1. Inserir uma linha central para administração de fluidos e heparina.
   NOTA: A administração total de fluidos IV é calculada para 1 mL/kg/h, e bolus de fluidos são administrados PRN para manter uma PAM >60 mmHg. A linha central também é usada para administrar esteroides, antibióticos, vasopressores e inotrópicos. Consulte a Figura 2A para obter o posicionamento da linha.
   1. Prepare a pele usando uma solução de preparação de iodo povidona e deixe secar completamente. Use o eletrocautério para fazer uma incisão mediana de 5-8 cm centrada sobre a traqueia e se estender cranialmente a partir da fúrcula esternal.
   2. Divida a pele e a gordura subcutânea usando cautério.
   3. Divida o plano da linha média entre os músculos da cinta e, em seguida, divida as camadas de tecido conjuntivo para identificar o feixe intravascular carotídeo esquerdo ou direito lateral à traqueia.
   4. Obter controle proximal e distal da veia jugular utilizando laços de seda (tamanho 2-0) como alças vasculares.
   5. Amarre o laço cranial e retraia para cima no laço proximal para controlar o fluxo sanguíneo.
   6. Faça uma pequena incisão na veia usando uma tesoura de Metzenbaum (ver Tabela de Materiais) para acomodar uma linha central de 7 Fr de duas portas (~1/3 da circunferência do navio).
   7. Simultaneamente, solte a tensão na alça proximal do vaso, canule a veia e, em seguida, amarre para fixar a cânula na veia a uma profundidade de 10 cm.
   8. Lave a linha com heparina, conecte-se a uma linha IV de soro fisiológico a 0,9% e administre líquido se o porco estiver esgotado intravascularmente devido à desidratação.
      NOTA: A heparina bloqueia todas as portas não utilizadas.
   9. Administrar 500 mg de metilprednisona e 1 g de cefazolina IV.
2. Siga as mesmas técnicas para canular a artéria carótida comum usando uma linha arterial de 7 Fr para controle preciso da pressão arterial.

3. Aquisição do pulmão esquerdo

1. Posicione o porco em decúbito lateral direito.
2. Realizar toracotomia ântero-lateral esquerda (Figura 2).
   1. Prepare a pele usando uma solução de preparação de iodo povidona e deixe secar completamente. Marque a incisão da toracotomia (20 cm) utilizando os seguintes pontos de referência: utilizar a palpação para identificar a ponta da escápula esquerda; da mesma forma, identificar o processo xifoide inferior ao esterno à palpação. Conecte os dois conforme mostrado na Figura 2B.
   2. Injetar um total de 10 mL de bupivacaína a 0,25% na linha incisional e em dois espaços costais acima e abaixo da incisão.
   3. Use o eletrocautério para dissecar a pele, as camadas subcutâneas e as camadas musculares. O grande dorsal deve ser dividido. Identificar a costela imediatamente abaixo da incisão e cauterizar em cima da costela para expor os músculos intercostais, evitando o feixe neurovascular intercostal.
   4. Use um hemostático de mosquito para puncionar os músculos intercostais imediatamente acima da costela e, em seguida, sinta dentro do peito para aderências usando um dedo. Empurre o pulmão para longe usando uma sucção Yankauer ou dedo (ver Tabela de Materiais) enquanto cauteriza ao longo da borda superior da costela para estender a toracotomia.
      1. Estender a toracotomia anteriormente até 1 centímetro de distância do esterno. Estender a toracotomia posteriormente aos músculos paravertebrais.
   5. Inserir um afastador esternal Cooley (ver Tabela de Materiais) para abrir a toracotomia de largura (10 cm) (Figura 2C). Retrair o pulmão para expor a veia hemi-ázigótica esquerda (Figura 2D).
   6. Dissecar circunferencialmente a veia hemiázigos esquerda com tesoura de Metzenbaum e Lauer fino. Circundar o vaso com laços de seda e, em seguida, ligá-lo e transeccioná-lo (Figura 2E). Mantenha uma gravata de seda no coto proximal para maior controle.
      NOTA: Lauer é uma pinça de ângulo reto ou uma pinça celíaca usada para dissecção de tecido.
   7. Dissecar a artéria pulmonar esquerda (AP) e as veias pulmonares esquerdas (VP). Circundar as veias em laços de seda para controle (Figura 2F).
      OBS: As VPs superiores são muito pequenas e são ligadas por sutura em seus pontos de ramo ou tronco comum, dependendo da anatomia individual. O brônquio principal esquerdo é profundo ao AP e ao AE (átrio esquerdo), de modo que, ocasionalmente, não pode ser dissecado facilmente até que a artéria e as veias tenham sido pinçadas e transeccionadas (Figura 2G).
   8. Administrar 5000 unidades de heparina IV 5 min antes de clampear o AP.
      NOTA: Heparina 5000 unidades IV também é administrada 5 minutos antes de desapertar o AP. Para cada hora após isso, 1000 unidades de heparina IV são administradas.
   9. Apertar o PA (pinça cruzada de DeBakey), a veia pulmonar inferior esquerda (pinça de Satinsky) e o brônquio esquerdo (pinça de Spoon Potts) individualmente (ver Tabela de Materiais). Diminuir o volume corrente para 5 mL/kg uma vez que o brônquio esquerdo é pinçado.
   10. Transeccionar AP, veia pulmonar inferior esquerda e brônquio esquerdo. Deixe pelo menos 0,5 cm de manguito de tecido para costurar. Divida o ligamento pulmonar inferior esquerdo e remova o pulmão esquerdo.
       NOTA: O pulmão esquerdo pode ser descartado ou mantido para histologia de controle.

4. Término da PESS, divisão do pulmão esquerdo e lavagem com solução eletrolítica

1. Aperte a tubulação de ventilação na inspiração máxima, termine a perfusão e a ventilação e desconecte os pulmões do dispositivo de ESLP.
2. Pesar os pulmões para determinar a quantidade de formação de edema.
   NOTA: Edema é o inchaço do tecido devido ao acúmulo de líquido em excesso.
3. Faça uma biópsia de tecido do lóbulo acessório, divida em três partes iguais e coloque uma peça em cada uma das seguintes opções: gel de temperatura de corte ideal (OCT), formalina e congelamento instantâneo em nitrogênio líquido.
   Observação : esta etapa é normalmente seguida no laboratório do autor. As amostras são então armazenadas para análises futuras: as amostras de OCT e de congelamento instantâneo são mantidas em um freezer de -80 °C, e as amostras armazenadas em formalina são colocadas em um recipiente devidamente selado e armazenadas em refrigeradores de 4 °C. Detalhes do protocolo específico de PSLP e análise tecidual são publicados em outra publicação¹⁶.
4. Divida o pulmão doador esquerdo do pulmão direito. Deixar 1 cm de AP do doador, 1 cm de brônquio do doador e manguito de AE do doador adequado (~0,5 cm circunferencialmente) para costurar no AE do receptor (Figura 2H). Deixar as VVPP inferiores esquerdas e as VVPPs superiores esquerdas em continuidade com a parede do AE doador para facilitar as anastomoses posteriores.
5. Pesar o pulmão esquerdo.
6. Cânular o PA esquerdo do doador com um sugador de gotas conectado a uma linha IV e lavar 500 mL de solução de preservação de eletrólitos extracelular, com baixo potássio, à base de dextrana anterógrada através da vasculatura pulmonar. Fixe a cânula no PA com uma gravata de seda durante a descarga e solte quando a descarga estiver completa.
   NOTA: As etapas mencionadas referem-se ao dispositivo ESLP específico utilizado para este trabalho e podem não ser diretamente aplicáveis a outros dispositivos.

5. Transplante de pulmão esquerdo

1. Insira o pulmão do doador no tórax do receptor, começando pelo lobo inferior. Não force o pulmão no lugar.
   NOTA: A caixa torácica inferior pode precisar ser levantada para cima para acomodar o pulmão doador torcendo o afastador esternal. O ideal é que o receptor seja alguns quilos maior que o doador para facilitar uma correspondência de tamanho.
2. Primeiramente realizar a anastomose brônquica com prolene 4-0 em agulha TF (Figura 2I).
   NOTA: Uma anastomose de ponta a ponta funciona bem. Aparar qualquer excesso de comprimento das duas extremidades anastomóticas antes de costurar para evitar o tormento causado por tecido redundante.
3. Realizar a segunda anastomose do AE com prolene 6-0 em agulhas BV-1 usando uma anastomose término-terminal em execução. Novamente, corte o excesso de tecido para evitar acotovelamento.
   NOTA: O LA é friável e se beneficia da pequena agulha BV-1. Mordidas horizontais no doador podem ser necessárias para comprar tecido adequado e corrigir o tamanho incompatível causado pela costura da VPI e VPP do doador à abertura da VPI/AE do receptor.
4. Incorporar os VPS do doador nas anastomoses das VVPP e AE inferiores para permitir a drenagem venosa do lobo pulmonar superior esquerdo (Figura 2J).
   NOTA: As veias pulmonares superiores do ramo (VPS) têm menos de 0,5 cm de diâmetro. O tronco comum da VPS tem comprimento variável e não está presente rotineiramente, tornando a anastomose direta entre as VPS doadora e receptora uma opção pobre.
5. Completar a anastomose AP com prolene 6-0 em agulhas BV-1 usando uma anastomose término-terminal em execução. Novamente, corte o excesso de tecido para evitar acotovelamento.
6. Remova a pinça brônquica e aumente os VCs para atingir 10 mL/kg.
7. Confirmar heparinização, administrar desvio de potássio (40 mg de furosemida, 10 unidades de insulina, 100 mL de solução de dextrose a 25%), abrir parcialmente a pinça de AP, retirar o ar e amarrar a sutura de PA. Solte completamente a pinça PA após 10 min.
8. Enquanto isso, retire o ar do AE, amarre as suturas e remova a pinça do AE.
9. Pegue uma gasometria de reperfusão da linha central e uma biópsia de tecido de reperfusão do lobo médio esquerdo.
   NOTA: Para fazer uma biópsia de tecido, use uma gravata de seda tamanho 0 para circundar uma porção de 1 cm do ápice do lobo médio, amarre para prender o tecido e, em seguida, corte a porção isolada com tesoura de Metzenbaum. Divida a biópsia em três porções iguais e maneje conforme descrito anteriormente.
10. Realizar broncoscopia pulmonar esquerda e direita para avaliar a anastomose brônquica e aspirar secreções. Insira um broncoscópio no tubo endotraqueal usando uma conexão adaptadora.
    1. Conecte o escopo à sucção. Avançar o broncoscópio para o brônquio esquerdo. Inspecionar a anastomose brônquica (Figura 2N). Avançar o escopo para baixo dos bronquíolos e sugar qualquer fluido. Repita no lado direito.
       NOTA: Não permita que a saturação de oxigênio caia abaixo de 90%. Se as saturações caírem abaixo desse nível, remova o escopo e permita que o porco alguns minutos de ventilação ininterrupta se recupere.
11. Inserir um dreno torácico maleável de 20 Fr (Figura 2L), fechar a toracotomia em três camadas (Figura 2M) e prover o porco assim que a gasometria arterial (gasometria) estiver estável (Figura 2O).
12. Monitorar o porco por mais de 4 h na posição prona. Realizar uma análise de gasometria a cada 30 min. Administrar 1000 unidades de heparina a cada hora após a reperfusão.
    1. Colher uma amostra de 10 mL de sangue a cada hora para centrifugação e análise de marcadores inflamatórios por ensaio imunoenzimático (ELISA)¹⁶.
       NOTA: Os parâmetros de centrifugação são detalhados posteriormente.

6. Avaliação do pulmão esquerdo isolado

1. Posicionar o porco em decúbito dorsal e repreparar o esterno usando solução de preparação de iodopovidona. Realizar esternotomia mediana para avaliação final isolada do pulmão esquerdo (Figura 2P).
2. Abra a pleura esquerda com uma tesoura de Metzenbaum e faça uma biópsia de tecido do lobo inferior esquerdo, conforme descrito anteriormente (NOTA para o passo 5.9).
3. Abra a pleura do lóbulo acessório e disseque a veia comum usando uma tesoura de Metzenbaum.
   NOTA: Isso será grampeado mais tarde.
4. Colher uma amostra de sangue da anastomose do AL usando uma agulha 21G. Direcione a agulha em direção às veias pulmonares esquerdas e para longe do átrio esquerdo comum ou tronco do lobo acessório.
5. Abra a pleura direita para criar espaço para as braçadeiras hilares certas (consulte Tabela de Materiais). Dissecar o ligamento pulmonar inferior direito até o hilo. Certifique-se de que uma pinça possa ser colocada ao redor do hilo superior, inferior e anteriormente.
   NOTA: Isso garante que o hilo seja ocluído, e toda a oxigenação seja dependente do pulmão esquerdo. O pulmão direito não ventilará neste momento, o que deve ser evidenciado pela falta de insuflação/deinsuflação com as respirações do ventilador. O lobo inferior direito pode ser levantado para fora do peito para conseguir isso.
6. Apertar a veia do lobo acessório usando uma pinça cruzada aórtica de DeBakey (ver Tabela de Materiais) para ocluir qualquer drenagem do lobo acessório para o AE (Figura 2Q).
7. Aperte o hilo direito e colete as seguintes amostras seriadas de sangue da anastomose PV esquerda com uma agulha 21G direcionada para o pulmão esquerdo: 0 min, 1 min, 2 min, 5 min e 10 min após o pinçamento.
   NOTA: Cinco amostras são colhidas para monitorar qualquer tendência na pressão parcial de oxigênio (PaO₂) (Figura 2R). A PaO₂ deve permanecer relativamente estável para representar função pulmonar esquerda adequada. Cinco amostras também fornecem seguro de uma avaliação de qualidade se houver um problema com a coagulação de quaisquer amostras ou um problema surgir com a análise de gasometria arterial.
8. Transeccionar as anastomoses e remover o pulmão esquerdo. Transeccionar a VCI para agilizar a eutanásia sob anestesia via exsanguinação.
   NOTA: O tempo total de anestesia para o porco receptor é de 8 h.
9. Pesar o pulmão doador para avaliar a formação de edema e inspecioná-lo quanto à aparência geral. Inspecione o PA, o brônquio e o manguito do AE em busca de sinais de coágulo ou outra patologia no pulmão do doador e no mediastino do receptor.
10. Executar as análises finais de gás, centrifugar as amostras de perfusato e armazenar as biópsias de tecido conforme descrito anteriormente (NOTA para o passo 4.3).
    NOTA: As configurações de centrifugação são: 112 x g, 9 aceleração, 9 desaceleração, 4 °C e 15 min de duração.

Resultados

Todos os resultados estão no contexto de 4 h de reperfusão após 12 h de VPN-ESLP¹⁶. Durante o explante pulmonar, há vários desfechos clínicos a serem antecipados (Figura 3). Normalmente, o porco permanecerá hemodinamicamente estável após um explante pulmonar esquerdo bem-sucedido, mas pode exigir uma infusão de baixa dose de fenilefrina (intervalo de dose: 2-10 mg/h) devido a uma resposta vasodilatadora à cirurgia. A frequência cardíaca deve atingir aprox...

Discussão

Várias etapas cirúrgicas críticas estão envolvidas neste protocolo, e a solução de problemas é necessária para garantir o sucesso do transplante e da avaliação pulmonar. Os pulmões suínos juvenis são incrivelmente delicados em comparação com os pulmões humanos adultos, por isso o cirurgião cirúrgico deve ser cauteloso ao manusear pulmões suínos. Isso é especialmente verdadeiro após uma corrida de 12 horas de ESLP, pois o órgão terá assumido volume de líquido e estará suscetível a lesões por m...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
ABL 800 FLEX Blood Gas Analyzer	Radiometer	989-963
Adult-Pediatric Electrostatic Filter HME - Small	Covidien	352/5877
Allison Lung Retractor	Pilling	341679
Arterial Filter	SORIN GROUP	01706/03
Backhaus Towel Clamp	Pilling	454300
Bovine Serum Albumin	MP biomedicals	218057791
Biomedicus Pump	Maquet	BPX-80
Bronchoscope
Cable Ties – White 12”	HUASU International	HS4830001
Calcium Chloride	Fisher Scientific	C69-500G
Cooley Sternal Retractor	Pilling	341162
CUSHING Gutschdressing Forceps	Pilling	466200
Debakey-Metzenbaum Dissecting	Pilling	342202
Scissors	Pilling	342202
DeBakey Peripheral Vascular Clamp	Pilling	353535
Debakey Straight Vascular Tissue Forceps	Pilling	351808
D-glucose	Sigma-Aldrich	G5767-500G
Drop sucker
Endotracheal Tube 9.0mm CUFD	Mallinckrodt	9590E
Flow Transducer	BIO-PROBE	TX 40
Infusion Pump	Baxter	AS50
Inspire 7 M Hollow Fiber Membrane Oxygenator	SORIN GROUP	K190690
Intercept Tubing Connector 3/8" x 1/2"	Medtronic	6013
Intercept Tubing 1/4" x 1/16" x 8'	Medtronic	3108
Intercept Tubing 3/8" x 3/32" x 6'	Medtronic	3506
Laryngoscope	N/A	N/A	Custom-made with 10-inch blade
Metzenbaum Dissecting Scissors	Pilling	460420
Medical Carbon Dioxide Tank	Praxair	5823115
Medical Oxygen Tank	Praxair	2014408
Medical Nitrogen Tank	Praxair	NI M-K
Mosquito Clamp	Pilling	181816
Harken Auricle Clamp
Organ Chamber	Tevosol
PlasmaLyte A	Baxter	TB2544
Poole Suction Tube	Pilling	162212
Potassium Phosphate	Fischer Scientific	P285-500G
PERFADEX Plus	XVIVO	19811
Satinsky Clamp	Pilling	354002
Scale	TANITA	KD4063611
Silicon Support Membrane	Tevosol
Sodium Bicarbonate	Sigma-Aldrich	792519-1KG
Sodium Chloride 0.9%	Baxter	JB1324
Sorin XTRA Cell Saver	SORIN GROUP	75221
Sternal Saw	Stryker	6207
Surgical Electrocautery Device	Kls Martin	ME411
TruWave Pressure Transducer	Edwards	VSYPX272
Two-Lumen Central Venous Catheter 7fr X2	Arrowg+ard	CS-12702-E
Vorse Tubing Clamp	Pilling	351377
Willauer-Deaver Retractor	Pilling	341720
Yankauer Suction Tube	Pilling	162300
0 ETHIBOND Green 1X36" Endo Loop 0	ETHICON	D8573
0 PDS II CP-1 2x27”	ETHICON	Z467H
1 VICRYL MO-4 1x18”	ETHICON	J702D
2-0 SILK Black 12" x 18" Strands	ETHICON	SA77G
4-0 PROLENE Blue TF 1x24”	ETHICON	8204H
6-0 PROLENE Blue BV 2x30”	ETHICON	M8776
21-Gauge Needle