Ортотопическая трансплантация левого легкого на ювенильной модели свиньи для ESLP

Резюме

В этом протоколе описывается модель ортотопической аллотрансплантации левого легкого у молодых свиней, предназначенная для использования в исследованиях ESLP. Основное внимание уделяется анестезиологическим и хирургическим методам, а также критическим шагам и устранению неполадок.

Аннотация

Трансплантация легких является золотым стандартом лечения терминальной стадии заболевания легких, ежегодно во всем мире проводится более 4600 трансплантаций легких. Однако трансплантация легких ограничена нехваткой доступных донорских органов. Таким образом, существует высокая смертность в листе ожидания. Перфузия легких ex situ (ESLP) увеличила показатели использования донорских легких в некоторых центрах на 15-20%. ESLP была применена в качестве метода для оценки и восстановления маргинальных донорских легких и продемонстрировала приемлемые краткосрочные и долгосрочные результаты после трансплантации донорских легких с расширенными критериями (ECD). Модели трансплантации крупных животных (in vivo) необходимы для подтверждения результатов текущих исследований in vitro . Анатомические и физиологические различия между людьми и свиньями создают значительные технические и анестезиологические проблемы. Легко воспроизводимая модель трансплантации позволит in vivo валидировать существующие стратегии ESLP и проводить доклиническую оценку различных вмешательств, направленных на улучшение функции донорских легких. Данный протокол описывает модель ортотопической аллотрансплантации левого легкого у свиньи. Это включает в себя анестезиологические и хирургические методы, индивидуальный хирургический контрольный список, устранение неполадок, модификации, а также преимущества и ограничения подхода.

Введение

Трансплантация легких является основным долгосрочным методом лечения терминальной стадии заболевания легких. Ежегодно во всем мире проводится более 4 600 трансплантаций легких¹. Однако трансплантация легких в настоящее время имеет существенные ограничения. Во-первых, потребность в органах продолжает затмевать доступных доноров. Несмотря на то, что с 2012 г. показатели трансплантации легких ежегодно увеличиваются из-за комбинированного эффекта, связанного с увеличением числа кандидатов на трансплантацию, увеличением числа доноров и улучшением использования восстановленных органов, смертность в листе ожидания трансплантации существенно не^{снизилась2.} Проблемы с качеством органов представляют собой еще одно серьезное ограничение, при этом уровень использования органов составляет всего 20%-30%^3,4,5. Наконец, тенденции в отношении послеоперационных исходов трансплантации легких неудовлетворительны, при этом отдаленные исходы трансплантации трансплантатов и пациентов по-прежнему отстают от других трансплантаций солидных органов².

Новая технология, перфузия легких ex situ (ESLP), может смягчить эти ограничения. ESLP все чаще применяется в качестве метода оценки и восстановления маргинальных донорских легких и продемонстрировал приемлемые краткосрочные и долгосрочные результаты после трансплантации донорских легких с расширенными критериями (ECD) 6,7,8,9,10. Следовательно, ESLP увеличила коэффициент использования в некоторых центрах на 15%-20%6,7,8,9,10,11.

Надлежащее исследование ESLP требует валидации in vivo результатов in vitro; тем не менее, существует ограниченная литература о моделях трансплантации легких свиней для ESLP^12,13,14,15. Кроме того, в имеющейся литературе содержится недостаточная информация об анестезиологическом лечении йоркширских свиней при трансплантации легких, которые могут быть крайне нестабильными гемодинамически^12,13,14,15. Создание легко воспроизводимой модели позволит in vivo валидировать текущие стратегии ESLP и проводить доклиническую оценку различных вмешательств для уменьшения ишемически-реперфузионного повреждения легких. Целью настоящего исследования является описание модели ортотопической аллотрансплантации левого легкого у свиней для использования с ESLP. Протокол включает в себя описание анестезиологических и хирургических методов, индивидуальный хирургический контрольный список, а также подробную информацию об опыте устранения неполадок и изменениях протокола. В данной работе также обсуждаются ограничения и преимущества модели трансплантации левого легкого свиньи. В этой рукописи не описывается процесс извлечения легких свиней йоркширской породы весом 35-50 кг, а также не рассматривается создание и прекращение ESLP. Этот протокол касается исключительно операции трансплантации реципиента.

протокол

Все процедуры были выполнены в соответствии с рекомендациями Канадского совета по уходу за животными и руководством по уходу и использованию лабораторных животных. Протоколы были одобрены институциональным комитетом по уходу за животными Университета Альберты. Этот протокол был применен к самкам молодых йоркширских свиней весом от 35 до 50 кг. Свиньи являются пищевыми особями, свободными от патогенов. Они приобретаются в Научно-исследовательском и технологическом центре свиноводства в Эдмонтоне, Канада (https://srtc.ualberta.ca). Все лица, участвующие в процедурах ESLP, прошли надлежащую подготовку по биобезопасности.

1. Предоперационная подготовка и анестезия

ПРИМЕЧАНИЕ: Свиньи голодают в течение ночи перед операцией в течение максимум 12 часов.

1. Вводят внутримышечно кетамин (20 мг/кг) и атропин (0,05 мг/кг) в качестве премедикации свинье-реципиенту в операционной.
2. Поместите свинью на нагретый операционный стол, чтобы поддерживать нормотермию, и приступайте к индукции маски.
3. Титруйте скорость потока кислорода в соответствии с весом животного и анестезирующей системой.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Расход кислорода должен составлять 20-40 мл/кг.
4. Вводят изофлуран в концентрации 4-5% и снижают до 3% через 1-2 мин.
5. Оцените глубину анестезии, убедитесь, что у свиньи нет рефлекса отведения в ответ на вредный раздражитель. Повторять каждые 5 минут.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Если присутствует болевой ответ, увеличивайте процент введения изофлурана до тех пор, пока не будет достигнута соответствующая глубина анестезии. Смотрите шаг 10 этого раздела для получения более подробной информации о поддерживающей анальгезии кетамином и гидроморфоном. Паралитики не принимаются. Это позволяет оценить рефлекс отмены. Ущипывание за нос используется в качестве вредного раздражителя.
6. Интубируйте свинью, как только будет подтверждена правильная глубина анестезии. Используйте изготовленный на заказ 10-дюймовый ларингоскоп с плоскими лезвиями и эндотрахеальные трубки размера 9 или 10 для свиней весом 40-50 кг.
7. Поместите датчик пульсоксиметра на язык (предпочтительно) или ухо и нацельтесь на насыщение кислородом выше 90%.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Температура контролируется с помощью назального зонда. Для поддержания нормотермии используется грелка.
8. Для поддержания анестезии регулируют поток кислорода (20-40 мл/кг) и расход газа в ингаляционном состоянии (1%-3%).
9. Поддерживайте частоту дыхания аппарата ИВЛ 12-30 вдохов/мин, ТВ 6-10 мл/кг, PEEP 5 см H 2 O и пиковое давление 20 см H₂O.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Стандартный аппарат искусственной вентиляции легких с положительным давлением в стиле ОИТ используется для создания закрытой системы анестезии и вентиляции. Жизненно важные показатели постоянно контролируются и регистрируются с интервалом в 15 минут. ABG вытягиваются каждые 15-60 минут, в зависимости от устойчивости животного. Несмотря на то, что для телевизоров целевая концентрация достигала 10 мл/кг, достигается 6-8 мл/кг. На рисунке 1 представлен схематический обзор вентиляции с отрицательным давлением (NPV)-ESLP для протокола трансплантации, применяемого в лаборатории.
10. Побрить, вымыть и асептически подготовить место разреза с использованием повидон-йода.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После седации кетамином/атропином обезболивающий режим включает введение 3 мг/кг кетамина в/в каждые 1 ч (диапазон 1-3 мг/кг в зависимости от параметров пациента) и гидроморфона 0,05 мг/кг в/м каждые 2 ч через периферически введенную внутривенную капельницу в ушную вену. Любой более длительный интервал между приемами приводит к прорывной болевой реакции, такой как повышенная частота сердечных сокращений и аномальные паттерны дыхания / движения мышц живота.

2. Установка центральных венозных и артериальных капель

1. Установите центральную капельницу для введения жидкости и гепарина.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Общее внутривенное введение жидкости составляет 1 мл/кг/ч, а болюсные жидкости вводятся PRN для поддержания MAP >60 мм рт. ст. Центральный катетер также используется для введения стероидов, антибиотиков, вазопрессоров и инотропов. На рисунке 2A показано позиционирование линии.
   1. Подготовьте кожу с помощью раствора для приготовления повидон-йода и дайте полностью высохнуть. С помощью электрокоагуляции сделайте разрез по средней линии 5-8 см по центру трахеи и продлите краниально от грудинной выемки.
   2. Разделите кожу и подкожно-жировую клетчатку с помощью прижигания.
   3. Разделите срединную плоскость между мышцами ремня, а затем разделите слои соединительной ткани, чтобы определить левый или правый сонный внутрисосудистый пучок латерально от трахеи.
   4. Добейтесь проксимального и дистального контроля яремной вены, используя шелковые завязки (размер 2-0) в качестве сосудистых петель.
   5. Завяжите обхватывающий череп галстук и втяните вверх проксимальную связку, чтобы контролировать кровоток.
   6. Сделайте небольшой разрез в вене ножницами Метценбаума (см. Таблицу материалов), чтобы разместить двухпортовую центральную линию 7 Fr (~1/3 окружности сосуда).
   7. Одновременно ослабьте натяжение петли проксимального сосуда, канюлируйте вену, а затем завяжите, чтобы закрепить канюлю в вене на глубине 10 см.
   8. Промойте катетер гепарином, подключите к капельнице с 0,9% физиологическим раствором и введите жидкость, если свинья внутрисосудисто истощена из-за обезвоживания.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Гепарин заблокирует все неиспользуемые порты.
   9. Вводят 500 мг метилпреднизолона и 1 г цефазолина внутривенно.
2. Следуйте тем же методам, чтобы канюлировать общую сонную артерию с помощью артериального катера 7 Fr для точного управления артериальным давлением.

3. Заготовка левого легкого

1. Расположите свинью в положении правого бокового пролежня.
2. Выполните левую переднебоковую торакотомию (рисунок 2).
   1. Подготовьте кожу с помощью раствора для приготовления повидон-йода и дайте полностью высохнуть. Отметьте разрез торакотомии (20 см), используя следующие ориентиры: используйте пальпацию для определения кончика левой лопатки; Точно так же выявляют мечевидный отросток, расположенный ниже грудины, с помощью пальпации. Соедините их, как показано на рисунке 2B.
   2. Введите в общей сложности 10 мл 0,25% бупивакаина в разрезную линию и два реберных пространства над и под разрезом.
   3. Используйте электрокоагуляцию для рассечения кожи, подкожных слоев и мышечных слоев. Широчайшая мышца спины должна быть разделена. Определите ребро непосредственно под разрезом и прижгите его сверху, чтобы обнажить межреберные мышцы, избегая межреберного сосудисто-нервного пучка.
   4. Используйте комарный гемостат, чтобы проколоть межреберные мышцы непосредственно над ребром, а затем нащупайте внутри грудной клетки на наличие спаек с помощью пальца. Оттолкните легкое с помощью отсоса Янкауэра или пальца (см. Таблицу материалов), прижигая по верхнему краю ребра, чтобы удлинить торакотомию.
      1. Растяните торакотомию кпереди на расстояние 1 дюйм от грудины. Распространите торакотомию кзади на параспинальные мышцы.
   5. Вставьте стернальный ретрактор Кули (см. Таблицу материалов), чтобы открыть торакотомию широко (10 см) (Рисунок 2C). Втяните легкое, чтобы обнажить левую полушарную вену (рис. 2D).
   6. Рассекают по окружности левую гемиазиготную вену с помощью ножниц Метценбаума и тонкого Лауэра. Оберните сосуд шелковыми завязками, а затем обвяжите и пересеките его (рис. 2Е). Держите шелковый галстук на проксимальной культе для дополнительного контроля.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Lauer - это зажим под прямым углом или чревный зажим, используемый для рассечения тканей.
   7. Рассечение левой легочной артерии (ПА) и левой легочной вены (ЛВ). Обведите вены шелковыми завязками для контроля (рис. 2F).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Верхние ВП очень малы и перевязаны швами в местах ветвления или общего ствола, в зависимости от индивидуальной анатомии. Левый главный бронх находится глубоко в ПА и ЛА (левое предсердие), поэтому иногда его нельзя легко рассекать до тех пор, пока артерия и вены не будут пережаты и пересечены (рис. 2G).
   8. Ввести 5000 ЕД гепарина в/в за 5 мин до пережатия ПА.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Гепарин 5000 единиц внутривенно также вводится за 5 мин до разжатия ПА. За каждый час после этого вводится 1000 единиц внутривенно гепарина.
   9. Пережмите ПА (перекрестный зажим Дебейки), левую нижнюю легочную вену (зажим Сатинского) и левый бронх (зажим Спун-Поттса) по отдельности (см. таблицу материалов). Уменьшите дыхательный объем до 5 мл/кг после пережатия левого бронха.
   10. Пересеките ПА, левую нижнюю легочную вену и левый бронх. Оставьте не менее 0,5 см тканевой манжеты для пришивания. Разделите левую нижнюю легочную связку и удалите левое легкое.
       ПРИМЕЧАНИЕ: Левое легкое может быть выброшено или сохранено для контрольной гистологии.

4. Прекращение ESLP, разделение левого легкого и промывание раствором электролита

1. Зажмите вентиляционную трубку на максимальном вдохе, прекратите перфузию и вентиляцию и отсоедините легкие от устройства ESLP.
2. Взвесьте легкие, чтобы определить степень образования отека.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Отек – это отек тканей из-за скопления лишней жидкости.
3. Возьмите биопсию ткани добавочной доли, разделите ее на три равные части и поместите по одному кусочку в каждый из следующих элементов: гель оптимальной температуры резки (OCT), формалин и мгновенное замораживание в жидком азоте.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг обычно выполняется в лаборатории автора. Затем образцы сохраняются для последующего анализа: образцы ОКТ и мгновенной заморозки хранятся в морозильной камере при температуре -80 °C, а образцы, хранящиеся с формалином, помещаются в надлежащим образом закрытый контейнер и хранятся в холодильниках с температурой 4 °C. Подробная информация о конкретном протоколе ESLP и анализе тканей опубликована в других источниках¹⁶.
4. Отделите левое донорское легкое от правого. Оставьте 1 см донорского ПА, 1 см донорского бронха и адекватную донорскую манжету LA (~0,5 см по окружности) для пришивания к реципиенту LA (Рисунок 2H). Левую нижнюю ФВ и левую верхнюю ФВ оставьте в непрерывности со стенкой донорской ЛП, чтобы облегчить последующий анастомоз.
5. Взвесьте левое легкое.
6. Канюлировать донора, покинувшего ПА, с помощью капельной присоски, подключенной к капельнице, и промыть 500 мл внеклеточного раствора для сохранения электролитов на основе декстрана антеградно через сосудистую сеть легких. Закрепите канюлю в PA шелковой стяжкой во время промывки и отпустите, когда промывка будет завершена.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Упомянутые шаги относятся к конкретному устройству ESLP, используемому для этой работы, и могут не быть непосредственно применимы к другим устройствам.

5. Трансплантация левого легкого

1. Вставьте донорское легкое в грудную клетку реципиента, начиная с нижней доли. Не заставляйте легкое встать на место.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Нижнюю часть грудной клетки, возможно, придется поднять вверх, чтобы вместить донорское легкое, потянув за стернальный ретрактор. В идеале реципиент должен быть на несколько килограммов больше, чем донор, чтобы облегчить совпадение размера.
2. Сначала выполняют бронхиальный анастомоз с помощью пролена 4-0 на игле ТФ (рис. 2I).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Работающий сквозной анастомоз работает хорошо. Перед сшиванием обрежьте лишнюю длину с двух концов анастомоза, чтобы избежать перегиба, вызванного лишней тканью.
3. Выполняйте LA-анастомоз вторым с проленом 6-0 на иглах BV-1 с использованием бегущего анастомоза конец в конец. Опять же, обрежьте лишнюю ткань, чтобы избежать перегиба.
   ПРИМЕЧАНИЕ: LA является рыхлым и выигрывает от маленькой иглы BV-1. Горизонтальные прикусы на доноре могут потребоваться для приобретения адекватной ткани и коррекции несоответствия размера, вызванного пришиванием донора ИПВ и СПВ к отверстию ИПВ/ЛД реципиента.
4. Включите донорские SPV в нижний анастомоз PV и LA, чтобы обеспечить венозный дренаж левой верхней доли легкого (рис. 2J).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Верхние легочные вены (SPV) менее 0,5 см в диаметре. Общий ствол SPV имеет различную длину и обычно не присутствует, что делает прямой анастомоз между донором и реципиентом SPV плохим вариантом.
5. Завершите ПА-анастомоз проленом 6-0 на иглах BV-1 с использованием бегущего анастомоза конец в конец. Опять же, обрежьте лишнюю ткань, чтобы избежать перегиба.
6. Снимите бронхиальный зажим и увеличьте количество телевизоров до целевых 10 мл/кг.
7. Подтвердите гепаринизацию, введите калиевый сдвиг (40 мг фуросемида, 10 ЕД инсулина, 100 мл 25% раствора декстрозы), частично раскройте зажим ПА, опорожните воздух и завяжите шов ПА. Полностью отпустите зажим PA через 10 минут.
8. Тем временем опорожните LA, завяжите швы и снимите зажим LA.
9. Возьмите реперфузионный газ крови из центрального катетера, а реперфузионную биопсию ткани из левой средней доли.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы взять биопсию ткани, используйте шелковую галстук размера 0, чтобы окружить 1-сантиметровую часть верхушки средней доли, завяжите ее, чтобы захватить ткань, а затем разрежьте изолированную часть ножницами Метценбаума. Разделите биопсию на три равные части и проведите процедуру, как описано выше.
10. Проведите бронхоскопию левого и правого легких для оценки бронхиального анастомоза и отсасывающего секрета. Вставьте бронхоскоп в эндотрахеальную трубку с помощью переходного соединения.
    1. Подключите эндоскоп к всасыванию. Переместите бронхоскоп в левый бронх. Осмотрите бронхиальный анастомоз (рис. 2N). Продвигайте эндоскоп вниз по бронхиолам и отсасывайте жидкость. Повторите то же самое с правой стороны.
       ПРИМЕЧАНИЕ: Не допускайте падения насыщения кислородом ниже 90%. Если насыщение упадет ниже этого уровня, снимите эндоскоп и дайте свинье несколько минут непрерывной вентиляции, чтобы восстановиться.
11. Вставьте податливую плевральную дренажную трубку 20 Fr (Рисунок 2L), закройте торакотомию в три слоя (Рисунок 2M) и положите свинью на спину, как только газы артериальной крови (ABG) станут стабильными (Рисунок 2O).
12. Наблюдайте за свиньей в течение 4 часов в положении лежа. Каждые 30 минут проводите анализ АБГ. Вводят по 1000 единиц гепарина каждый час после реперфузии.
    1. Каждый час отбирать образец крови объемом 10 мл для центрифугирования и иммуноферментного анализа (ИФА) на маркеры воспаления¹⁶.
       ПРИМЕЧАНИЕ: Параметры центрифугирования подробно описаны позже.

6. Изолированная оценка левого легкого

1. Расположите свинью на спине и повторно подготовьте грудину, используя раствор для приготовления повидон-йода. Выполните срединную стернотомию для окончательной изолированной оценки состояния левого легкого (рис. 2P).
2. Вскрыть левую плевру ножницами Метценбаума и взять биопсию ткани из левой нижней доли, как описано ранее (ПРИМЕЧАНИЕ к шагу 5.9).
3. Вскрыть добавочную плевру и рассечь общую вену ножницами Метценбаума.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Это будет исправлено позже.
4. Возьмите образец крови из анастомоза LA с помощью иглы 21 G. Направьте иглу к левым легочным венам и от общего левого предсердия или ствола добавочной доли.
5. Откройте правую плевру, чтобы освободить место для правых прикорневых зажимов (см. Таблицу материалов). Рассекают правую нижнюю легочную связку до подвздошной кости. Убедитесь, что зажим может быть размещен вокруг подвздошной кости сверху, снизу и спереди.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Это гарантирует, что подвздошная кость окклюзирована, и вся оксигенация зависит от левого легкого. Правое легкое в это время не будет вентиляционироваться, что должно проявляться по отсутствию надувания/сдувания при искусственном дыхании. Правая нижняя доля может быть поднята из грудной клетки, чтобы сделать это.
6. Зажмите добавочную вену с помощью аортального поперечного зажима Дебейки (см. Таблицу материалов), чтобы перекрыть дренаж из добавочной доли в ЛП (Рисунок 2Q).
7. Зажмите правую хилиум и возьмите следующие серийные образцы крови из левого ВВ-анастомоза иглой 21 G, направленной в левое легкое: через 0 мин, 1 мин, 2 мин, 5 мин и 10 мин после пережатия.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Пять проб отбираются для мониторинга любого тренда парциального давления кислорода (PaO₂) (Рисунок 2R). PaO₂ должен оставаться относительно стабильным, чтобы представлять правильную функцию левого легкого. Пять образцов также обеспечивают гарантию оценки качества, если возникнут проблемы со свертыванием каких-либо образцов или проблемы с анализом ABG.
8. Пересеките анастомозы и удалите левое легкое. Трансекта IVC для ускорения эвтаназии под наркозом путем обескровливания.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Общее время анестезии для свиньи-реципиента составляет 8 часов.
9. Взвесьте донорское легкое, чтобы оценить образование отека, и осмотрите его на предмет общего вида. Осмотрите ПА, бронхи и манжету LA на наличие признаков тромба или другой патологии в донорском легком и средостении реципиента.
10. Выполните окончательный анализ газов, центрифугируйте образцы перфузата и храните биопсии тканей, как описано ранее (ПРИМЕЧАНИЕ к шагу 4.3).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Настройки центрифугирования: 112 x g, 9 ускорение, 9 замедление, 4 °C и продолжительность 15 минут.

Результаты

Все результаты относятся к 4 ч реперфузии после 12 ч NPV-ESLP¹⁶. Во время эксплантации легкого следует ожидать нескольких клинических исходов (рис. 3). Как правило, свинья остается гемодинамически стабильной после успешной эксплантации левого легкого, но может пот...

Обсуждение

Этот протокол включает в себя несколько критически важных хирургических этапов, и для обеспечения успешной трансплантации и оценки легких необходимо устранить неполадки. Молодые легкие свиней невероятно нежные по сравнению с легкими взрослого человека, поэтому оперирующий хирург до...

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
ABL 800 FLEX Blood Gas Analyzer	Radiometer	989-963
Adult-Pediatric Electrostatic Filter HME - Small	Covidien	352/5877
Allison Lung Retractor	Pilling	341679
Arterial Filter	SORIN GROUP	01706/03
Backhaus Towel Clamp	Pilling	454300
Bovine Serum Albumin	MP biomedicals	218057791
Biomedicus Pump	Maquet	BPX-80
Bronchoscope
Cable Ties – White 12”	HUASU International	HS4830001
Calcium Chloride	Fisher Scientific	C69-500G
Cooley Sternal Retractor	Pilling	341162
CUSHING Gutschdressing Forceps	Pilling	466200
Debakey-Metzenbaum Dissecting	Pilling	342202
Scissors	Pilling	342202
DeBakey Peripheral Vascular Clamp	Pilling	353535
Debakey Straight Vascular Tissue Forceps	Pilling	351808
D-glucose	Sigma-Aldrich	G5767-500G
Drop sucker
Endotracheal Tube 9.0mm CUFD	Mallinckrodt	9590E
Flow Transducer	BIO-PROBE	TX 40
Infusion Pump	Baxter	AS50
Inspire 7 M Hollow Fiber Membrane Oxygenator	SORIN GROUP	K190690
Intercept Tubing Connector 3/8" x 1/2"	Medtronic	6013
Intercept Tubing 1/4" x 1/16" x 8'	Medtronic	3108
Intercept Tubing 3/8" x 3/32" x 6'	Medtronic	3506
Laryngoscope	N/A	N/A	Custom-made with 10-inch blade
Metzenbaum Dissecting Scissors	Pilling	460420
Medical Carbon Dioxide Tank	Praxair	5823115
Medical Oxygen Tank	Praxair	2014408
Medical Nitrogen Tank	Praxair	NI M-K
Mosquito Clamp	Pilling	181816
Harken Auricle Clamp
Organ Chamber	Tevosol
PlasmaLyte A	Baxter	TB2544
Poole Suction Tube	Pilling	162212
Potassium Phosphate	Fischer Scientific	P285-500G
PERFADEX Plus	XVIVO	19811
Satinsky Clamp	Pilling	354002
Scale	TANITA	KD4063611
Silicon Support Membrane	Tevosol
Sodium Bicarbonate	Sigma-Aldrich	792519-1KG
Sodium Chloride 0.9%	Baxter	JB1324
Sorin XTRA Cell Saver	SORIN GROUP	75221
Sternal Saw	Stryker	6207
Surgical Electrocautery Device	Kls Martin	ME411
TruWave Pressure Transducer	Edwards	VSYPX272
Two-Lumen Central Venous Catheter 7fr X2	Arrowg+ard	CS-12702-E
Vorse Tubing Clamp	Pilling	351377
Willauer-Deaver Retractor	Pilling	341720
Yankauer Suction Tube	Pilling	162300
0 ETHIBOND Green 1X36" Endo Loop 0	ETHICON	D8573
0 PDS II CP-1 2x27”	ETHICON	Z467H
1 VICRYL MO-4 1x18”	ETHICON	J702D
2-0 SILK Black 12" x 18" Strands	ETHICON	SA77G
4-0 PROLENE Blue TF 1x24”	ETHICON	8204H
6-0 PROLENE Blue BV 2x30”	ETHICON	M8776
21-Gauge Needle