Reemplazo de la válvula pulmonar transcatéter del pericardio autólogo con un stent de nitinol autoexpandible en un modelo de oveja adulta

Resumen

Este estudio demuestra la viabilidad y seguridad de desarrollar una válvula pulmonar autóloga para la implantación en la posición de la válvula pulmonar nativa mediante el uso de un stent de nitinol autoexpandible en un modelo de oveja adulta. Este es un paso hacia el desarrollo del reemplazo de la válvula pulmonar transcatéter para pacientes con disfunción del tracto de salida del ventrículo derecho.

Resumen

El reemplazo de la válvula pulmonar transcatéter se ha establecido como un enfoque alternativo viable para pacientes que sufren de disfunción del tracto de salida del ventrículo derecho o disfunción de la válvula bioprotésica, con excelentes resultados clínicos tempranos y tardíos. Sin embargo, los desafíos clínicos como el deterioro de la válvula cardíaca con stent, la oclusión coronaria, la endocarditis y otras complicaciones deben abordarse para la aplicación de por vida, particularmente en pacientes pediátricos. Para facilitar el desarrollo de una solución de por vida para los pacientes, se realizó un reemplazo autólogo de la válvula pulmonar transcatéter en un modelo de oveja adulta. El pericardio autólogo se cosechó de las ovejas mediante minitoracotomía anterolateral izquierda bajo anestesia general con ventilación. El pericardio se colocó en un modelo de válvula cardíaca con forma 3D para la reticulación no tóxica durante 2 días y 21 h. Se realizó ecocardiografía intracardíaca (ICE) y angiografía para evaluar la posición, morfología, función y dimensiones de la válvula pulmonar nativa (VAN). Después del recorte, el pericardio reticulado se cosió en un stent de nitinol autoexpandible y se engarzó en un sistema de administración de diseño propio. La válvula pulmonar autóloga (APV) se implantó en la posición de VAN a través de un cateterismo de la vena yugular izquierda. Se repitieron el ICE y la angiografía para evaluar la posición, morfología, función y dimensiones de la APV. Un APV fue implantado con éxito en ovejas J. En este trabajo, la oveja J fue seleccionada para obtener resultados representativos. Se implantó con precisión un APV de 30 mm con un stent de nitinol en la posición del VAN sin ningún cambio hemodinámico significativo. No hubo fuga paravalvular, ni nueva insuficiencia de la válvula pulmonar, ni migración de la válvula pulmonar con stent. Este estudio demostró la viabilidad y seguridad, en un seguimiento a largo plazo, de desarrollar una APV para la implantación en la posición de VAN con un stent de Nitinol autoexpandible a través de cateterismo de vena yugular en un modelo de oveja adulta.

Introducción

Bonhoeffer et ^al.1 marcaron el comienzo del reemplazo de la válvula pulmonar transcatéter (TPVR) en 2000 como una innovación rápida con un progreso significativo hacia la minimización de las complicaciones y la provisión de un enfoque terapéutico alternativo. Desde entonces, el uso de TPVR para tratar el tracto de salida del ventrículo derecho (RVOT) o la disfunción de la válvula bioprotésica ha aumentado rápidamente ^2,3. Hasta la fecha, los dispositivos TPVR actualmente disponibles en el mercado han proporcionado resultados satisfactorios a largo y corto plazo para pacientes con disfunción RVOT ^4,5,6. Además, se están desarrollando y evaluando varios tipos de válvulas TPVR, incluidas las válvulas cardíacas descelularizadas y las válvulas cardíacas impulsadas por células madre, y su viabilidad se ha demostrado en modelos preclínicos de animales grandes ^7,8. La reconstrucción de la válvula aórtica utilizando un pericardio autólogo fue reportada por primera vez por el Dr. Durán, para lo cual se utilizaron tres protuberancias consecutivas de diferentes tamaños como plantillas para guiar la conformación del pericardio de acuerdo con las dimensiones del anillo aórtico, con una tasa de supervivencia del 84,53% en el seguimiento de 60 meses⁹. El procedimiento de Ozaki, que se considera un procedimiento de reparación de válvulas en lugar de un procedimiento de reemplazo de válvulas, consiste en reemplazar las valvas de la válvula aórtica con el pericardio autólogo tratado con glutaraldehído; sin embargo, en comparación con el procedimiento del Dr. Durán, mejoró significativamente en la medición de la válvula enferma con una plantilla para cortar el pericardio fijo¹⁰ y no solo se lograron resultados satisfactorios de los casos adultos sino también de los casos pediátricos¹¹. Actualmente, solo el procedimiento de Ross puede proporcionar un sustituto de válvula viva para el paciente que tiene una válvula aórtica enferma con ventajas obvias en términos de evitar la anticoagulación a largo plazo, el potencial de crecimiento y el bajo riesgo de endocarditis¹². Pero es posible que se requieran reintervenciones para el autoinjerto pulmonar y el conducto del ventrículo derecho a la arteria pulmonar después de un procedimiento quirúrgico tan complejo.

Las válvulas bioprotésicas actuales que están disponibles para uso clínico inevitablemente se degradan con el tiempo debido a las reacciones de injerto contra huésped a los tejidos xenogénicos porcinos o bovinos¹³. La calcificación, degradación e insuficiencia relacionadas con las válvulas podrían requerir intervenciones repetidas después de varios años, especialmente en pacientes jóvenes que necesitarían someterse a múltiples reemplazos de válvulas pulmonares en su vida debido a la falta de crecimiento de las válvulas, una propiedad inherente a los materiales bioprotésicos actuales¹⁴. Además, las válvulas TPVR actualmente disponibles, esencialmente no regenerativas, tienen limitaciones importantes como complicaciones tromboembólicas y hemorrágicas, así como una durabilidad limitada debido a la remodelación adversa de los tejidos que podría conducir a la retracción de la valva y a la disfunción valvular universal^15,16.

Se plantea la hipótesis de que el desarrollo de una válvula pulmonar autóloga (APV) similar a la nativa montada en un stent de nitinol autoexpandible para TPVR con las características de autorreparación, regeneración y capacidad de crecimiento garantizaría el rendimiento fisiológico y la funcionalidad a largo plazo. Y el pericardio autólogo tratado con reticulador no tóxico puede despertar de los procedimientos de cosecha y fabricación. Con este fin, se realizó este ensayo preclínico para implantar una válvula pulmonar autóloga con stent en un modelo de oveja adulta con el objetivo de desarrollar sustitutos valvulares intervencionistas ideales y una metodología de procedimiento de bajo riesgo para mejorar la terapia transcatéter de la disfunción RVOT. En este artículo, la oveja J fue seleccionada para ilustrar el procedimiento integral de TPVR que incluye pericardiectomía e implantación de vena trans yugular de una válvula cardíaca autóloga.

Protocolo

Este estudio preclínico fue aprobado por el comité legal y ético de la Oficina Regional de Salud y Asuntos Sociales, Berlín (LAGeSo). Todos los animales (Ovis aries) recibieron atención humanitaria de conformidad con las directrices de las Sociedades Europeas y Alemanas de Ciencia de Animales de Laboratorio (FELASA, GV-SOLAS). El procedimiento se ilustra mediante la realización de un reemplazo autólogo de la válvula pulmonar en una oveja J de 3 años, 47 kg.

1. Manejo preoperatorio

1. Alojar a todas las ovejas experimentales en la misma habitación que contiene paja durante 1 semana desde el día de llegada hasta el día de la pericardiectomía para mantener la compañía social (Figura 1A).
2. Privar a las ovejas de comida pero no de agua durante 12 h antes de la pericardiectomía y la implantación.
3. Premedicar a las ovejas con una inyección intramuscular de midazolam (0,4 mg/kg), butorfanol (0,4 mg/kg) y glicopirrolato (0,011 mg/kg o 200 mcg) 20 min antes de la intubación.

2. Inducción de anestesia general

1. Coloque asépticamente un catéter intravenoso (IV) de seguridad de 18 G, un puerto de inyección y un puerto T en la vena cefálica (Figura 1B).
2. Inducir anestesia mediante inyección intravenosa de propofol (20 mg/ml, 1–2,5 mg/kg) y fentanilo (0,01 mg/kg) para que surta efecto.
3. Las indicaciones de un nivel adecuado de sedación incluyen relajación de la mandíbula, pérdida de la deglución y reflejo papilar. Después de la sedación, intubar a las ovejas con un tubo endotraqueal de tamaño adecuado (Figura 1C). Afeitar la oveja y luego transferirla a la sala de operaciones (OR).

3. Manejo de la anestesia intraoperatoria para la pericardiectomía y la implantación

1. Use un ventilador mecánico con ciclo de presión para iniciar la ventilación intermitente con presión positiva (IPPV) con oxígeno al 100% en el quirófano.
2. Conecte las ovejas a la plataforma del dispositivo anestésico y ventile a las ovejas durante toda la anestesia bajo modo de presión (volumen corriente (TV) = 8-12 ml / kg, frecuencia respiratoria (RF) = 12-14 respiraciones / min). Ajuste el televisor y la RF para mantener el dióxido de carbono de marea final (EtCO₂) entre 35-45 mmHg y la presión arterial parcial de CO₂ (PaCO₂) por debajo de 50 mmHg.
3. Mantener la anestesia combinada con isoflurano (a efecto, concentración de mantenimiento sugerida 1.5%-2.5%) en oxígeno con una tasa de flujo de 1 L/min (fracción inspirada de oxígeno (FiO₂) = 75%), combinada con una infusión de velocidad continua (CRI) de fentanilo (5-15 mcg/kg/h) y midazolam (0.2-0.5 mg/kg/h).
4. Coloque un catéter IV de seguridad de 18 G en la arteria auricular para la medición de la presión arterial invasiva (IBP).
5. Conecte las ovejas a la plataforma de anestesia multifunción para monitoreo hemodinámico, que muestra la medición directa de la presión arterial invasiva (IBP) en la arteria auricular (puesta a cero a nivel del corazón), la temperatura corporal con una sonda rectal, un electrocardiograma de plomo IV, la saturación pletismográfica de oxígeno (SpO₂), TV, RF, EtCO₂, frecuencia cardíaca (HR) y FiO₂.
6. Coloque una sonda gástrica para evacuar el exceso de gas y líquidos del reticulorumen en preparación para la pericardiectomía. Equipar la sonda gástrica con un hilo guía marcador como referencia para la implantación.
7. Coloque un catéter urinario foley a través de la uretra dentro de la vejiga conectado a una bolsa de orina. Distender el balón de foley con un mínimo de 5 ml de solución salina (NaCl al 0,9%).
8. Realizar una prueba de coagulación activada (ACT: 240-300 s) 30 min antes de la implantación para confirmar suficiente heparinización antes y antagonización después de la implantación. Realizar análisis de gases en sangre arterial (ABG) para analizar el ambiente interno 30 min antes de la pericardiectomía y la implantación y cada hora durante los dos procedimientos.
9. Administrar los siguientes antibióticos, a saber, sulbactam/ampicilina (20 mg/kg) 30 min por goteo intravenoso antes de la pericardiectomía y la implantación. Asegurar una infusión continua de cristaloides (5 mL/kg/h, solución isotónica equilibrada de electrolitos) e hidroxietilalmidón (HES, 30 mL/h) durante toda la pericardiectomía y la implantación.

4. Pericardiectomía

1. Preparación para la pericardiectomía
   1. Coloque a las ovejas en la mesa de operaciones en la posición reclinada lateral derecha con una elevación de 30 ° en el lado izquierdo, y luego asegure sus extremidades con arneses y correas.
   2. Esterilizar el sitio quirúrgico (pericardiectomía: superiormente a la clavícula izquierda, anterior al esternón, inferior al nivel del diafragma y posteriormente a la línea mediaclavicular izquierda) con clorhexidina-alcohol antes de realizar la minitoracotomía. Cubra las áreas restantes con drapeado estéril (Figura 2A).
   3. Haga una incisión cutánea de 5 cm en la cuarta posición paraesternal intercostal usando una cuchilla quirúrgica # 10 bajo anestesia general.
   4. Diseccionar el músculo pectoral mayor-pectoral menor-serrato-intercostal anterior a través de la minitoracotomía lateral izquierda (m-LLT) en incisiones de 5 cm de longitud consecutiva y por separado en el tercer y cuarto espacio intercostal para una exposición ideal (Figura 2B).
   5. Haga la incisión al menos 2 cm de desplazamiento del esternón para evitar lesiones en la arteria torácica interna izquierda y las venas. Suspenda el ventilador durante 10 s para prevenir lesiones pulmonares antes de abrir el tórax.
   6. Use varias gasas estériles para comprimir el pulmón izquierdo para una mejor exposición del campo quirúrgico después de colocar un esparcidor de costillas (Figura 2C). Visualizar el pericardio y el timo en el campo quirúrgico (Figura 2D).
2. Comience la pericardiectomía en el punto de unión del pericardio y el diafragma y recolecte el tejido pericárdico entre los dos nervios frénicos, hasta las venas innominadas, hasta el diafragma.
   1. Comprima el pulmón izquierdo como se menciona en el paso 4.1.5 para exponer la unión del diafragma-pericardio-pleura mediastínica. Abra la pleura mediastínica izquierda en la unión del diafragma-pericardio-pleura mediastínica haciendo una incisión de 1 cm de longitud usando una tijera quirúrgica. Extienda la incisión hacia arriba en las venas innominadas a lo largo de la línea que está a 1 cm de desplazamiento del nervio frénico izquierdo (Figura 2E).
   2. Repita el procedimiento para la parte derecha del pericardio elevando el ápice hacia la izquierda con los dedos. Diseccionar la grasa tímica y pericárdica del esternón.
   3. Conozca las dos incisiones del pericardio frente a la aorta. Pinza cruzada la intersección del pericardio y el timo de las dos incisiones pericárdicas frente a la aorta manteniéndolas firmemente en su lugar y atando seis nudos quirúrgicos manualmente utilizando una sutura no reabsorbible 4-0.
   4. Evite lesiones del nervio frénico y las estructuras vasculares subyacentes, al cosechar el pericardio. Diseccionar el tejido adiposo, incluido el timo, de la superficie del pericardio durante la pericardiectomía. Use una herramienta de cauterización (es decir, electrotomo, Bovie) para la hemostasia.
3. Coloque el pericardio cosechado en la placa estéril con una escala de un centímetro para eliminar el tejido adiposo adicional, y luego lávelo dos veces en NaCl al 0.9% (Figura 2F). Verifique dos veces todas las áreas quirúrgicas para detectar hemostasia.
4. Sutura la pleura mediastínica derecha abierta al borde pericárdico derecho residual con 3-0 polidioxanona en forma de carrera dos veces. Infle el pulmón derecho al volumen más grande manualmente usando una bolsa de respiración y manténgalo durante 10 s antes de cerrar el tórax derecho. Suturar la pleura mediastínica izquierda abierta al borde pericárdico izquierdo residual con 3-0 polidioxanona en forma de carrera dos veces.
5. Cierre las incisiones torácicas izquierdas en cuatro capas como se describe a continuación.
   1. Suturar los músculos intercostales y el serrato anterior con 2-0 polidioxanona de manera simple interrumpida o cruciada, pectoral mayor-pectoral menor con 3-0 polidioxanona en forma corriente, el subcutis con 3-0 polidioxanona de manera cruzada y la piel con nylon 3-0 de manera simple interrumpida. Coloque todas las suturas a intervalos de 1 cm.
   2. Infle el pulmón izquierdo al volumen más grande manualmente usando un balón de respiración y manténgalo durante 10 s antes de cerrar los músculos intercostales.
6. Cubra la incisión con una gasa estéril y comprimirla manualmente durante 5 minutos para evitar hemorragias después de la heparinización para la nueva implantación de la válvula cardíaca. Luego venda el sitio quirúrgico.
7. Detenga los anestésicos intravenosos y el isoflurano al realizar la sutura de la piel para reducir la profundidad de la sedación.
8. Retire la sonda gástrica y el catéter urinario después de que regrese la respiración espontánea. Luego transfiera las ovejas con oximetría de pulso a la sala de recuperación en la camilla.
9. Retire el tubo endotraqueal cuando el reflejo de deglución, el reflejo papilar y la respiración espontánea normal se recuperen. Administrar 0,5 mg/kg de meloxicam por vía subcutánea una vez al día antes de la implantación.
10. Una vez que la anestesia se invierte por completo (es decir, cuando las ovejas pueden pararse de forma independiente), las ovejas pueden tener acceso a alimentos y agua.

5. Preparación de la válvula cardíaca autóloga tridimensional

1. Recorte el pericardio eliminando el tejido adiposo (Figura 3A, B, C) y luego colóquelo en el molde de la válvula cardíaca con forma 3D. (Debido a una solicitud de patente pendiente, no se pueden proporcionar cifras en este paso).
2. Coloque el pericardio y el modelo de válvula cardíaca con modelado 3D en una incubadora con un reticulador no tóxico (30 ml) durante 2 días y 21 h (Figura 3D; debido a la solicitud de patente pendiente, no se pueden proporcionar cifras e información detallada del reticulador no tóxico en este paso).

6. Preparación del APV

1. Lave la válvula cardíaca reticulada en NaCl al 0,9% dos veces y sutura en un stent de nitinol (30 mm de diámetro, 29,4 mm de altura, 48 células rómbicas) de forma discontinua después de 2 días y 21 h. Use polipropileno 5-0 para suturar la válvula cardíaca en su lugar usando de seis a ocho nudos para alinear los puntos de unión entre la válvula cardíaca y el stent. (Debido a una solicitud de patente, no se pueden proporcionar cifras en este paso).
2. Corte los tres bordes libres de la válvula pulmonar autóloga abierta con una cuchilla quirúrgica no. 15 (Figura 4A, B). Sostenga la válvula pulmonar con stent con una pinza quirúrgica, levante y deje la APV en NaCl al 0,9% para probar su apertura y cierre y evaluar si las tres comisuras necesitan un corte adicional para lograr una mayor apertura del orificio.
3. Incubar la APV en una incubadora durante 30 min para su esterilización en 47,6 mL de PBS con anfotericina B al 0,8% (0,4 mL) y penicilina/estreptomicina al 4,0% (2 mL). Engarce la válvula cardíaca con stent en la cabeza de un sistema de administración (DS) utilizando una crimpadora comercial para pruebas dobles (Figura 4C-D) y colóquela en el sistema de administración (Figura 4E).

7. Implantación de válvula pulmonar autóloga transcatéter a través de la vena yugular izquierda

1. Anestesiar a las ovejas para la implantación de APV como se ilustra en los pasos 1 a 3.
2. Acceso a los vasos: Afeitar las ovejas y esterilizar el campo quirúrgico, que incluye superiormente al borde inferior de la mandíbula, anterior a la línea mediana anterior, inferior al borde superior de la clavícula izquierda y posteriormente a la línea mediana posterior utilizando un antiséptico povidona-yodo antes de realizar la implantación. Cubra las áreas restantes sin afeitar y sin esterilizar con drapeado estéril.
   1. Marque la vena yugular izquierda en el cuello y, utilizando la técnica de Seldinger, coloque el alambre guía en la vena yugular izquierda. Amplíe el punto de punción con una cuchilla número 10, coloque una vaina de 11 F en la vena yugular izquierda para la sonda ICE y el sistema de administración (Figura 5A, B). Coloque una sutura de cuerda de bolso alrededor del introductor de la vaina con una sutura no absorbible 4-0.
3. Ecocardiografía intracardíaca (ICE)¹⁷
   1. Realizar ICE antes e inmediatamente después de la implantación utilizando un catéter ecográfico de 10 Fr (Figura 5C). Evalúa los parámetros, incluidas las dimensiones y funciones del VAN, APV y válvula tricúspide mediante 2D, color, onda pulsada y Doppler continuo en el eje corto y largo.
   2. Evaluar el grado de regurgitación valvular en la vena contracta mediante evaluación semicuantitativa¹⁸ vía ICE (Figura 6).
4. Angiografía¹⁹: Realizar angiografía utilizando un brazo C portátil y un cribado funcional para guiar la implantación midiendo los diámetros de la RVOT, npV, bulbo pulmonar y arteria pulmonar supravalvular, así como para evaluar la APV después de la implantación (Figura 7A-D).
5. Hemodinámica²⁰: Mida y registre la presión de la arteria ventricular derecha y pulmonar antes y después de la implantación utilizando un catéter de coleta de 5,2 F 145°. Medir la presión arterial sistémica a través de la arteria auricular.
6. Implantación
   1. Establecimiento del tracto TPVR: Coloque un alambre guía en ángulo de 0.035 pulgadas a la arteria pulmonar derecha bajo la guía de fluoroscopia. Luego, coloque un catéter de coleta de 5.2 Fr en la vena yugular izquierda y avance hacia la arteria pulmonar derecha con la guía del alambre guía previamente colocado bajo fluoroscopia.
   2. Recupere el alambre guía en ángulo de la vena yugular izquierda. Coloque un catéter de balón angiográfico 5 Fr Berman en la vena yugular izquierda y avance hacia la arteria pulmonar derecha utilizando la guía del alambre guía.
   3. Pre-moldear el cable guía ultra rígido de 0.035 pulgadas en un círculo de aproximadamente 8-10 cm de longitud con un diámetro igual a la distancia desde el punto central de la válvula tricúspide hasta el punto central de la válvula pulmonar de acuerdo con la medición de fluoroscopia y avanzarlo hacia la arteria pulmonar derecha bajo la guía del catéter con balón (Figura 8A). Asegúrese de que el cable no interfiera con las cuerdas de la válvula tricúspide.
   4. Dilate la piel con una cuchilla nº 11 y dilata la vena yugular izquierda utilizando dilatadores comerciales de 16 Fr a 22 Fr secuencialmente (Figura 8B). Cierre la incisión con una sutura de hilo de polidioxanona 3-0 después de la dilatación (Figura 8C). Realizar angiografía para asegurar la posición deseada de la parte que lleva el stent del DS como se describe en¹⁹.
   5. Marque la unión sinotubular de la válvula pulmonar en las fases cardíaca sistólica final y diastólica final durante la angiografía pulmonar como el borde distal de la zona de aterrizaje y el plano basal de la válvula pulmonar como el borde proximal de la zona de aterrizaje.
   6. Vuelva a abrir e inspeccione la válvula autóloga con stent para detectar daños inducidos por engarzados. Vuelva a engarzar el APV y colóquelo en la cabeza del DS (Figura 8D). Avance el DS cargado a través del cable guía preformado a través del tracto de flujo ventricular derecho (RVIT) y el RVOT a la posición del VAN (Figura 8E, F y Figura 9A).
   7. Retraiga el tubo de cubierta del DS y despliegue el APV lenta y directamente sobre el VAN en la zona de aterrizaje al final de la fase diastólica bajo guía fluoroscópica (Figura 9A-C). Tenga cuidado cuando el DS cargado cruce la unión entre el RVIT y el RVOT para prevenir la lesión miocárdica y la fibrilación ventricular. La posición óptima para el APV es cuando la parte media del stent se coloca sobre el VAN.
   8. Retraiga la punta del DS con cuidado en el tubo de la cubierta después del despliegue y recupere el DS de las ovejas (Figura 9D). Repetir ICE (Figura 6D-F), angiografía (Figura 7C-D) y mediciones hemodinámicas para el postexamen de las dimensiones y funciones de la APV implantada. Cierre la incisión en el lado izquierdo del cuello con la sutura de cuerda de bolso precolocada y comprimirla manualmente.

8. Medicación periimplantacional

1. Antes de la implantación, administrar a las ovejas heparina a una dosis de 5000 UI para mantener un tiempo de coagulación activado (ACT) de 240-300 s. Use pruebas ACT durante todo el procedimiento. Repita las pruebas de ACT cada 30 minutos después del inicio del procedimiento para confirmar tanto la heparinización suficiente antes como la antagonización después de la implantación.
2. Antes de la implantación de APV, administrar magnesio al 10% a una dosis de 0,02 mol/L y amiodarona a una dosis de 3-5 mg/kg para prevenir arritmias cardíacas.
3. Administrar sulbactam/ampicilina (20 mg/kg) por vía intravenosa para prevenir la infección y la endocarditis al inicio del procedimiento de pericardiectomía e implantación.

9. Manejo postoperatorio

1. Realice un seguimiento postoperatorio diario durante 5 días, verificando el estado general de las ovejas en términos de frecuencia y ritmo cardíaco, profundidad respiratoria, ritmo respiratorio y sonido respiratorio (para verificar la neumonía postoperatoria), signos de dolor y otras anomalías. Revise la herida para detectar hinchazón postoperatoria, inflamación, enrojecimiento, sangrado y secreción.
2. Continuar la anticoagulación durante 5 días con dalteparina 5000 UI u otra heparina de bajo peso molecular administrada por vía subcutánea una vez al día. Administrar 1 mg/kg de meloxicam mediante inyección subcutánea para analgesia postoperatoria durante 5 días.
3. Realice un análisis de sangre de laboratorio, que incluye hematología, función hepática, función renal y química sérica para evaluar la condición física de las ovejas.

10. Seguimiento

1. Realice ICE, imágenes de resonancia magnética cardíaca (cMRI), angiografía y registre la hemodinámica cada 3-6 meses después de la implantación durante un máximo de 21 meses. Realice ICE y angiografía como se ilustra arriba.
2. Realice una RESONANCIA magnética funcional para evaluar la fracción de regurgitación (RF) en un escáner de resonancia magnética de 3.0 T utilizando un método estándar de cine-resonancia magnética dependiente de electrocardiograma²¹. Realizar tomografía computarizada (TC) cardíaca final para evaluar la posición del stent y la deformación del corazón derecho a lo largo de todo el ciclo cardíaco como se ilustra en nuestro estudio anterior²².

Resultados

En ovejas J, los APV (30 mm de diámetro) se implantaron con éxito en la "zona de aterrizaje" del RVOT.

En ovejas J, la hemodinámica se mantuvo estable a lo largo de toda la minitoracotomía anterolateral izquierda bajo anestesia general con ventilación, así como en la resonancia magnética de seguimiento y la ICE (Tabla 1, Tabla 2 y Tabla 3). El pericardio autólogo de 9 cm x 9 cm se recolectó y recortó mediante la extracción de tejido...

Discusión

Este estudio representa un importante paso adelante en el desarrollo de una válvula pulmonar viva para tpVR. En un modelo de oveja adulta, el método fue capaz de demostrar que una APV derivada del propio pericardio de la oveja se puede implantar con un stent de nitinol autoexpandible a través del cateterismo de la vena yugular. En ovejas J, la válvula pulmonar autóloga con stent se implantó con éxito en la posición pulmonar correcta utilizando un sistema de administración universal autodiseñado. Despu?...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
10 % Magnesium	Inresa Arzneimittel GmbH	PZN: 00091126	0.02 mol/ L, 10X10 ml
10 Fr Ultrasound catheter	Siemens Healthcare GmbH	SKU  10043342RH	ACUSON AcuNav™ ultrasound catheter
3D Slicer	Slicer	Slicer 4.13.0-2021-08-13	Software: 3D Slicer image computing platform
Adobe Illustrator	Adobe	Adobe Illustrator 2021	Software
Amiodarone	Sanofi-Aventis Deutschland GmbH	PZN: 4599382	3- 5 mg/ kg, 150 mg/ 3 ml
Amplatz ultra-stiff guidewire	COOK MEDICAL LLC, USA	Reference Part Number:THSF-35-145-AUS	0.035 inch, 145 cm
Anesthetic device platform	Drägerwerk AG & Co. KGaA	8621500	Dräger Atlan A350
ARROW Berman Angiographic Balloon Catheter	Teleflex Medical Europe Ltd	LOT: 16F16M0070	5Fr, 80cm (X)
Butorphanol	Richter Pharma AG	Vnr531943	0.4mg/kg
C-Arm	BV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, The Netherlands	CAN/CSA-C22.2 NO.601.1-M90	Medical electral wquipment
Crimping tool	Edwards Lifesciences, Irvine, CA, USA	9600CR	Crimper
CT	Siemens Healthcare GmbH	−	CT platform
Dilator	Edwards Lifesciences, Irvine, CA, USA	9100DKSA	14- 22 Fr
Ethicon Suture	Ethicon	LOT:MKH259	4- 0 smooth monophilic thread, non-resorbable
Ethicon Suture	Ethicon	LOT:DEE274	3-0, 45 cm
Fast cath hemostasis introducer	ST. JUDE MEDICAL Minnetonka MN	LOT Number: 3458297	11 Fr
Fentanyl	Janssen-Cilag Pharma GmbH	DE/H/1047/001-002	0.01mg/kg
Fragmin	Pfizer Pharma GmbH, Berlin, Germany	PZN: 5746520	Dalteparin 5000 IU/ d
Functional screen	BV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, The Netherlands	System ID: 44350921	Medical electral wquipment
Glycopyrroniumbromid	Accord Healthcare B.V	PZN11649123	0.011mg/kg
Guide Wire M	TERUMO COPORATION JAPAN	REF*GA35183M	0.89 mm, 180 cm
Hemochron Celite ACT	International Technidyne Corporation, Edison, USA	NJ 08820-2419	ACT
Heparin	Merckle GmbH	PZN: 3190573	Heparin-Natrium 5.000 I.E./0,2 ml
Hydroxyethyl starch (Haes-steril 10 %)	Fresenius Kabi Deutschland GmbH	ATC Code: B05A	500 ml, 30 ml/h
Imeron 400 MCT	Bracco Imaging	PZN00229978	2.0–2.5 ml/kg, Contrast agent
Isoflurane	CP-Pharma Handelsges. GmbH	ATCvet Code: QN01AB06	250 ml, MAC: 1 %
Jonosteril Infusionslösung	Fresenius Kabi Deutschland GmbH	PZN: 541612	1000 ml
Ketamine	Actavis Group PTC EHF	ART.-Nr. 799-762	2–5 mg/kg/h
Meloxicam	Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH	M21020A-09	20 mg/ mL, 50 ml
Midazolam	Hameln pharma plus GMBH	MIDAZ50100	0.4mg/kg
MRI	Philips Healthcare	−	Ingenia Elition X, 3.0T
Natriumchloride (NaCl)	B. Braun Melsungen AG	PZN /EAN:04499344 / 4030539077361	0.9 %, 500 ml
Pigtail catheter	Cordis, Miami Lakes, FL, USA	REF: 533-534A	5.2 Fr 145 °, 110 cm
Propofol	B. Braun Melsungen AG	PZN 11164495	20mg/ml, 1–2.5 mg/kg
Propofol	B. Braun Melsungen AG	PZN 11164443	10mg/ml, 2.5–8.0 mg/kg/h
Safety IV Catheter with Injection port	B. Braun Melsungen AG	LOT: 20D03G8346	18 G Catheter with Injection port
Sulbactam- ampicillin	Pfizer Pharma GmbH, Berlin, Germany	PZN: 4843132	3 g, 2.000 mg/ 1.000 mg
Sulbactam/ ampicillin	Instituto Biochimico Italiano G Lorenzini S.p.A. – Via Fossignano 2, Aprilia (LT) – Italien	ATC Code: J01CR01	20 mg/kg, 2 g/1 g
Surgical Blade	Brinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbH	PZN: 354844	15 #
Surgical Blade	Brinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbH	PZN: 354844	11 #
Suture	Johnson & Johnson	Hersteller Artikel Nr. EH7284H	5-0 polypropylene