Transkatheter-Pulmonalklappenersatz aus autologem Perikard mit einem selbstexpandierenden Nitinol-Stent in einem erwachsenen Schafmodell

Zusammenfassung

Diese Studie zeigt die Machbarkeit und Sicherheit der Entwicklung einer autologen Pulmonalklappe für die Implantation an der nativen Pulmonalklappenposition unter Verwendung eines selbstexpandierbaren Nitinol-Stents in einem erwachsenen Schafmodell. Dies ist ein Schritt zur Entwicklung eines Transkatheter-Pulmonalklappenersatzes für Patienten mit Dysfunktion des rechtsventrikulären Ausflusstraktes.

Zusammenfassung

Der Transkatheter-Pulmonalklappenersatz hat sich als praktikabler alternativer Ansatz für Patienten mit rechtsventrikulärem Ausflusstrakt oder bioprothetischer Klappenfunktionsstörung mit ausgezeichneten frühen und späten klinischen Ergebnissen etabliert. Klinische Herausforderungen wie Verschlechterung der Herzklappe mit Stented, Koronarverschluss, Endokarditis und andere Komplikationen müssen jedoch für die lebenslange Anwendung angegangen werden, insbesondere bei pädiatrischen Patienten. Um die Entwicklung einer lebenslangen Lösung für Patienten zu erleichtern, wurde der autologe Pulmonalklappenersatz des Transkatheters in einem erwachsenen Schafmodell durchgeführt. Das autologe Perikard wurde von den Schafen über die linksanterolaterale Minithorakotomie unter Vollnarkose mit Beatmung geerntet. Das Perikard wurde für 2 Tage und 21 Stunden auf ein 3D-formendes Herzklappenmodell zur ungiftigen Vernetzung gelegt. Intrakardiale Echokardiographie (ICE) und Angiographie wurden durchgeführt, um die Position, Morphologie, Funktion und Abmessungen der nativen Pulmonalklappe (NPV) zu beurteilen. Nach dem Trimmen wurde das vernetzte Perikard auf einen selbstexpandierbaren Nitinol-Stent genäht und in ein selbst entwickeltes Abgabesystem gecrimpt. Die autologe Pulmonalklappe (APV) wurde an der NPV-Position mittels Linksjugularvenenkatheterisierung implantiert. ICE und Angiographie wurden wiederholt, um die Position, Morphologie, Funktion und Abmessungen des APV zu bewerten. Ein APV wurde erfolgreich in Schaf J implantiert. In dieser Arbeit wurde Schaf J ausgewählt, um repräsentative Ergebnisse zu erzielen. Ein 30-mm-APV mit einem Nitinol-Stent wurde ohne signifikante hämodynamische Veränderung genau an der NPV-Position implantiert. Es gab kein paravalvuläres Leck, keine neue Pulmonalklappeninsuffizienz oder Stent-Pulmonalklappenmigration. Diese Studie zeigte die Machbarkeit und Sicherheit in einem langfristigen Follow-up der Entwicklung eines APV für die Implantation an der NPV-Position mit einem selbstexpandierbaren Nitinol-Stent über die Halsvenenkatheterisierung in einem erwachsenen Schafmodell.

Einleitung

Bonhoeffer et ^{al.1 markierten} den Beginn des Transkatheter-Pulmonalklappenersatzes (TPVR) im Jahr 2000 als eine schnelle Innovation mit signifikanten Fortschritten bei der Minimierung von Komplikationen und der Bereitstellung eines alternativen therapeutischen Ansatzes. Seitdem hat die Verwendung von TPVR zur Behandlung des rechtsventrikulären Ausflusstraktes (RVOT) oder der bioprothetischen Klappendysfunktion rapide zugenommen ^2,3. Bis heute haben die derzeit auf dem Markt erhältlichen TPVR-Geräte zufriedenstellende Langzeit- und Kurzzeitergebnisse für Patienten mit RVOT-Dysfunktion ^{geliefert 4,5,6}. Darüber hinaus werden verschiedene Arten von TPVR-Klappen, einschließlich dezellularisierter Herzklappen und stammzellgetriebener Herzklappen, entwickelt und bewertet, und ihre Machbarkeit wurde in präklinischen Großtiermodellen^{nachgewiesen 7,8}. Die Aortenklappenrekonstruktion mit einem autologen Perikard wurde zuerst von Dr. Duran berichtet, für die drei aufeinanderfolgende Ausbuchtungen unterschiedlicher Größe als Vorlagen verwendet wurden, um die Formgebung des Perikards entsprechend den Abmessungen des Aortenrings zu steuern, mit einer Überlebensrate von 84,53% bei der Nachbeobachtung von 60 Monaten⁹. Das Ozaki-Verfahren, das eher als Ventilreparaturverfahren als als Ventilersatzverfahren betrachtet wird, beinhaltet das Ersetzen von Aortenklappenblättern durch das mit Glutaraldehyd behandelte autologe Perikard; Im Vergleich zu Dr. Durans Verfahren verbesserte es sich jedoch signifikant bei der Messung des erkrankten Ventils mit einer Vorlage zum Schneiden von festem Perikard¹⁰ und zufriedenstellende Ergebnisse wurden nicht nur bei den erwachsenen, sondern auch bei pädiatrischen Fällen¹¹ erzielt. Derzeit kann nur das Ross-Verfahren einen lebenden Klappenersatz für den Patienten mit einer erkrankten Aortenklappe mit offensichtlichen Vorteilen in Bezug auf die Vermeidung einer langfristigen Antikoagulation, des Wachstumspotenzials und des geringen Risikos einer Endokarditis^{bieten 12}. Aber Re-Interventionen können für das pulmonale Autotransplantat und den rechten Ventrikel zu Lungenarterie-Conduit nach einem so komplexen chirurgischen Eingriff erforderlich sein.

Die derzeitigen bioprothetischen Klappen, die für den klinischen Einsatz zur Verfügung stehen, werden im Laufe der Zeit aufgrund von Graft-versus-Host-Reaktionen auf das xenogene Schweine- oder Rindergewebe unweigerlich abgebaut¹³. Klappenbedingte Verkalkung, Abbau und Insuffizienz könnten nach mehreren Jahren wiederholte Eingriffe erforderlich machen, insbesondere bei jungen Patienten, die sich in ihrem Leben aufgrund des mangelnden Wachstums der Klappen einem multiplen Pulmonalklappenersatz unterziehen müssten, eine Eigenschaft, die den derzeitigen bioprothetischen Materialien^{innewohnt 14}. Darüber hinaus weisen die derzeit verfügbaren, im Wesentlichen nicht regenerativen TPVR-Ventile große Einschränkungen wie thromboembolische und blutende Komplikationen sowie eine begrenzte Haltbarkeit aufgrund eines nachteiligen Gewebeumbaus auf, der zu einer Retraktion der Packungsbeilage und einer universellen Klappenfunktionsstörung führen könnte^15,16.

Es wird die Hypothese aufgestellt, dass die Entwicklung einer nativen autologen Pulmonalklappe (APV), die auf einem selbstexpandierenden Nitinol-Stent für TPVR mit den Eigenschaften Selbstreparatur, Regeneration und Wachstumskapazität montiert ist, die physiologische Leistung und langfristige Funktionalität sicherstellen würde. Und das mit dem ungiftigen Vernetzer behandelte autologe Perikard kann aus den Ernte- und Herstellungsverfahren erwachen. Zu diesem Zweck wurde diese präklinische Studie durchgeführt, um eine autologe Pulmonalklappe mit Stented in ein erwachsenes Schafmodell zu implantieren, mit dem Ziel, ideale interventionelle Klappenersatzstoffe und eine risikoarme Verfahrensmethodik zur Verbesserung der Transkathetertherapie von RVOT-Dysfunktion zu entwickeln. In dieser Arbeit wurde Schaf J ausgewählt, um das umfassende TPVR-Verfahren einschließlich Perikardiektomie und transjugulärer Venenimplantation einer autologen Herzklappe zu veranschaulichen.

Protokoll

Diese präklinische Studie wurde vom Rechts- und Ethikausschuss des Landesamtes für Gesundheit und Soziales, Berlin (LAGeSo), genehmigt. Alle Tiere (Eierstöcke) erhielten eine humane Pflege nach den Richtlinien der Europäischen und Deutschen Labortierwissenschaftlichen Gesellschaft (FELASA, GV-SOLAS). Das Verfahren wird veranschaulicht, indem ein autologer Pulmonalklappenersatz bei einem 3-jährigen, 47 kg schweren, weiblichen Schaf J durchgeführt wird.

1. Präoperative Geschäftsführung

1. Unterbringe alle Versuchsschafe im selben Raum mit Stroh für 1 Woche vom Tag der Ankunft bis zum Tag der Perikardiektomie, um die soziale Kameradschaft aufrechtzuerhalten (Abbildung 1A).
2. Entziehen Sie den Schafen vor der Perikardiektomie und Implantation 12 Stunden lang Nahrung, aber kein Wasser.
3. Die Schafe werden 20 Minuten vor der Intubation mit einer intramuskulären Injektion von Midazolam (0,4 mg/kg), Butorphanol (0,4 mg/kg) und Glykopyrrolat (0,011 mg/kg oder 200 mcg) vorbehandelt.

2. Einleitung der Vollnarkose

1. Aseptisch einen intravenösen (IV) Sicherheitskatheter, einen Injektionsport und einen T-Port in die Vena cephalica (Abbildung 1B) geben.
2. Induzieren Sie die Anästhesie durch intravenöse Injektion von Propofol (20 mg / ml, 1-2,5 mg / kg) und Fentanyl (0,01 mg / kg) zu bewirken.
3. Anzeichen für ein angemessenes Maß an Sedierung sind Kieferentspannung, Verlust des Schluckens und papillärer Reflex. Nach der Sedierung intubieren Sie das Schaf mit einem entsprechend großen Endotrachealtubus (Abbildung 1C). Rasieren Sie die Schafe und bringen Sie sie dann in den Operationssaal (OP).

3. Intraoperatives Anästhesiemanagement für Perikardiektomie und Implantation

1. Verwenden Sie ein druckzyklisches mechanisches Beatmungsgerät, um eine intermittierende Überdruckbeatmung (IPPV) mit 100% Sauerstoff im OP einzuleiten.
2. Schließen Sie das Schaf an die Plattform des Anästhesiegeräts an und belüften Sie das Schaf während der gesamten Anästhesie im Druckmodus (Tidalvolumen (TV) = 8-12 ml/kg, Atemfrequenz (RF) = 12-14 Atemzüge/min). Stellen Sie den Fernseher und die HF so ein, dass das Endgezeiten-Kohlendioxid (EtCO 2) zwischen 35-45 mmHg und der arterielle Partialdruck von CO 2 (PaCO₂) unter 50 mmHg gehalten werden.
3. Aufrechterhaltung der Anästhesie in Kombination mit Isofluran (zur Wirkung empfohlene Erhaltungskonzentration 1,5% -2,5%) in Sauerstoff mit einer Durchflussrate von 1 l / min (inspirierte Fraktion von Sauerstoff (FiO 2) = 75%), kombiniert mit einer kontinuierlichen Rateninfusion (CRI) von Fentanyl (5-15 mcg / kg / h) und Midazolam (0,2-0,5 mg / kg / h).
4. Legen Sie einen 18 G Sicherheits-IV-Katheter in die Ohrmuschelarterie zur Messung des invasiven Blutdrucks (IBP).
5. Verbinden Sie das Schaf mit der Multifunktionsanästhesieplattform für die hämodynamische Überwachung, die die direkte Messung des invasiven Blutdrucks (IBP) in der Ohrmuschelarterie (auf Höhe des Herzens nulliert), die Körpertemperatur mit einer Rektalsonde, ein Blei-IV-Elektrokardiogramm, plethysmographische Sauerstoffsättigung (SpO 2), TV, RF, EtCO 2, Herzfrequenz (HR) und FiO₂ anzeigt.
6. Positionieren Sie eine Magensonde, um überschüssiges Gas und Flüssigkeiten aus dem Retikulorumen in Vorbereitung auf die Perikardiektomie zu evakuieren. Statten Sie die Magensonde mit einem Markerführungsdraht als Referenz für die Implantation aus.
7. Legen Sie einen Foley-Harnkatheter über die Harnröhre in die Blase, die mit einem Urinbeutel verbunden ist. Den Foley-Ballon mit mindestens 5 ml Salzlösung (0,9% NaCl) austeilen.
8. Führen Sie 30 Minuten vor der Implantation einen aktivierten Gerinnungstest (ACT: 240-300 s) durch, um eine ausreichende Heparinisierung vor und Antagonisierung nach der Implantation zu bestätigen. Führen Sie eine arterielle Blutgasanalyse (ABGs) durch, um die innere Umgebung 30 Minuten vor der Perikardiektomie und Implantation und jede Stunde während der beiden Eingriffe zu analysieren.
9. Verabreichen Sie die folgenden Antibiotika, nämlich Sulbactam / Ampicillin (20 mg / kg) 30 Minuten über intravenösen Tropf vor der Perikardiektomie und Implantation. Stellen Sie eine kontinuierliche Infusion von Kristalloiden (5 ml/kg/h, isotonische ausgewogene Elektrolytlösung) und Hydroxyethylstärke (HES, 30 ml/h) während der gesamten Perikardiektomie und Implantation sicher.

4. Perikardiektomie

1. Vorbereitung zur Perikardiektomie
   1. Legen Sie das Schaf auf den Operationstisch in der rechten seitlichen Liegeposition mit 30° Höhe auf der linken Seite und sichern Sie dann ihre Gliedmaßen mit Gurten und Gurten.
   2. Sterilisieren Sie die Operationsstelle (Perikardiektomie: oberhalb des linken Schlüsselbeins, anterior zum Brustbein, unterlegen zum Niveau des Zwerchfells und posterior zur linken Mittelklavikellinie) mit Chlorhexidin-Alkohol, bevor Sie die Minithorakotomie durchführen. Decken Sie die verbleibenden Bereiche mit sterilen Drapierungen ab (Abbildung 2A).
   3. Machen Sie einen 5 cm Hautschnitt an der vierten Interkostalparasternalposition mit einer #10 chirurgischen Klinge unter Vollnarkose.
   4. Sezieren Sie den Musculus pectoralis major- pectoralis minor- anterior serratus-intercostalis über die linke laterale Minithorakotomie (m-LLT) in 5 cm lange Schnitte nacheinander und separat im dritten und vierten Interkostalraum für eine ideale Exposition (Abbildung 2B).
   5. Machen Sie den Schnitt mindestens 2 cm vom Brustbein versetzt, um eine Verletzung der linken inneren Brustarterie und der Venen zu vermeiden. Stoppen Sie das Beatmungsgerät für 10 s, um Lungenverletzungen zu vermeiden, bevor Sie den Thorax öffnen.
   6. Verwenden Sie mehrere sterile Gaze, um die linke Lunge zu komprimieren, um das Operationsfeld nach dem Einsetzen eines Rippenspreizers besser zu belichten (Abbildung 2C). Visualisieren Sie das Perikard und den Thymus im Operationsfeld (Abbildung 2D).
2. Beginnen Sie die Perikardiektomie am Befestigungspunkt von Perikard und Zwerchfell und entnehmen Sie das Perikardgewebe zwischen den beiden Phrenicusnerven, bis zu den Nominatvenen, bis hinunter zum Zwerchfell.
   1. Komprimieren Sie die linke Lunge, wie in Schritt 4.1.5 erwähnt, um die Anheftung der Zwerchfell-Perikard-Mediastinalpleura freizulegen. Schneiden Sie die linke mediastinale Pleura an der Befestigung der Zwerchfell-Perikard-Mediastinalpleura auf, indem Sie mit einer chirurgischen Schere einen 1 cm langen Schnitt machen. Verlängern Sie den Schnitt nach oben in die Nominatvenen entlang der Linie, die 1 cm vom linken Nervus phrenicus versetzt ist (Abbildung 2E).
   2. Wiederholen Sie den Vorgang für den rechten Teil des Perikards, indem Sie die Spitze mit den Fingern nach links anheben. Sezieren Sie das Thymus- und Perikardfett aus dem Brustbein.
   3. Treffen Sie die beiden Einschnitte des Perikards vor der Aorta. Kreuzklemmen Sie den Schnittpunkt von Perikard und Thymus aus den beiden Perikardeinschnitten vor der Aorta, indem Sie sie fest an Ort und Stelle halten und sechs chirurgische Knoten manuell mit einer 4-0 nicht resorbierbaren Naht binden.
   4. Vermeiden Sie Verletzungen des Nervus phrenica und der darunter liegenden Gefäßstrukturen, wenn Sie das Perikard ernten. Sezieren Sie Fettgewebe einschließlich des Thymus von der Oberfläche des Perikards während der Perikardiektomie. Verwenden Sie ein Kauterisationswerkzeug (z. B. Elektrotom, Bovie) für die Hämostase.
3. Legen Sie das geerntete Perikard mit einer Zentimeterskala auf die sterile Platte, um das zusätzliche Fettgewebe zu entfernen, und waschen Sie es dann zweimal in 0,9% NaCl (Abbildung 2F). Überprüfen Sie alle chirurgischen Bereiche auf Hämostase.
4. Nähen Sie die geöffnete rechte mediastinale Pleura zweimal mit 3-0 Polydioxanon an den verbleibenden rechten Perikardrand. Blähen Sie die rechte Lunge manuell mit einem Atembeutel auf das größte Volumen auf und halten Sie sie für 10 s, bevor Sie den rechten Thorax schließen. Vernähen Sie die geöffnete linke mediastinale Pleura zweimal mit 3-0 Polydioxanon an den verbleibenden linken Perikardrand.
5. Schließen Sie die linken Thoraxschnitte in vier Schichten, wie unten beschrieben.
   1. Vernähen Sie die Interkostalmuskulatur und den vorderen Serratus mit 2-0 Polydioxanon in einer einfachen unterbrochenen oder kreuzförmigen Weise, Pectoralis major-pectoralis minor mit 3-0 Polydioxanon in laufender Manier, die Subcutis mit 3-0 Polydioxanon in einer kreuzförmigen Art und Weise und die Haut mit 3-0 Nylon in einer einfachen unterbrochenen Weise. Legen Sie alle Nähte im Abstand von 1 cm.
   2. Blähen Sie die linke Lunge manuell mit einem Atemballon auf das größte Volumen auf und halten Sie sie für 10 s, bevor Sie die Interkostalmuskeln schließen.
6. Decken Sie den Schnitt mit steriler Gaze ab und komprimieren Sie ihn manuell für 5 Minuten, um Blutungen nach der Heparinisierung für die neue Herzklappenimplantation zu verhindern. Verbinden Sie dann die Operationsstelle.
7. Stoppen Sie die intravenösen Anästhetika und Isofluran, wenn Sie die Hautnaht durchführen, um die Tiefe der Sedierung zu reduzieren.
8. Entfernen Sie die Magensonde und den Harnkatheter, nachdem die spontane Atmung zurückgekehrt ist. Dann die Schafe mit Pulsoximetrie in den Aufwachraum auf der Trage bringen.
9. Entfernen Sie den Endotrachealtubus, wenn sich der Schluckreflex, der papilläre Reflex und die normale Spontanatmung erholen. 0,5 mg/kg Meloxicam einmal täglich vor der Implantation subkutan verabreichen.
10. Sobald die Narkose vollständig umgekehrt ist (d.h. wenn das Schaf in der Lage ist, unabhängig zu stehen), können die Schafe Zugang zu Nahrung und Wasser erhalten.

5. Vorbereitung der dreidimensionalen autologen Herzklappe

1. Schneiden Sie das Perikard ab, indem Sie das Fettgewebe entfernen (Abbildung 3A, B, C), und legen Sie es dann auf die 3D-formende Herzklappenform. (Aufgrund einer anhängigen Patentanmeldung können in diesem Schritt keine Zahlen angegeben werden.)
2. Legen Sie das Perikard und das 3D-formende Herzklappenmodell für 2 Tage und 21 Stunden in einen Inkubator mit einem ungiftigen Vernetzer (30 ml) (Abbildung 3D; aufgrund der anhängigen Patentanmeldung können in diesem Schritt keine Zahlen und detaillierten Informationen zu ungiftigen Vernetzern bereitgestellt werden).

6. Vorbereitung des APV

1. Waschen Sie die vernetzte Herzklappe zweimal in 0,9% NaCl und nähen Sie sie nach 2 Tagen und 21 h diskontinuierlich in einen Nitinol-Stent (30 mm Durchmesser, 29,4 mm Höhe, 48 rhombische Zellen) ein. Verwenden Sie 5-0 Polypropylen, um die Herzklappe an Ort und Stelle zu nähen, indem Sie sechs bis acht Knoten verwenden, um die Befestigungspunkte zwischen Herzklappe und Stent auszurichten. (Aufgrund einer Patentanmeldung können in diesem Schritt keine Zahlen angegeben werden.)
2. Schneiden Sie die drei freien Kanten der autologen Pulmonalklappe mit einer chirurgischen Klinge Nr. 15 auf (Abbildung 4A,B). Halten Sie die gesstente Pulmonalklappe mit einer chirurgischen Pinzette, heben Sie die APV an und lassen Sie sie in 0,9% NaCl stehen, um ihre Öffnung und Schließung zu testen und zu bewerten, ob die drei Kommissare weiter geschnitten werden müssen, um eine größere Öffnung der Öffnung der Öffnung zu erreichen.
3. Inkubieren Sie den APV in einem Inkubator für 30 min zur Sterilisation in 47,6 ml PBS mit 0,8% Amphotericin B (0,4 ml) und 4,0% Penicillin/Streptomycin (2 ml). Crimpen Sie die gesstente Herzklappe in den Kopf eines Abgabesystems (DS) mit einem handelsüblichen Crimper für zweifache Tests (Abbildung 4C-D) und fügen Sie sie in das Abgabesystem ein (Abbildung 4E).

7. Transkatheter-autologe Pulmonalklappenimplantation über die linke Jugularvene

1. Anästhesieren Sie die Schafe für die APV-Implantation, wie in den Schritten 1 bis 3 dargestellt.
2. Gefäßzugang: Rasieren Sie die Schafe und sterilisieren Sie das chirurgische Feld, das oberhalb der unteren Grenze des Unterkiefers, anterior zur vorderen Medianlinie, unterlegen zur oberen Grenze des linken Schlüsselbeins und posterior zur hinteren Medianlinie mit einem Povidon-Jod-Antiseptikum vor der Implantation gehört. Decken Sie die verbleibenden unrasierten und unsterilisierten Bereiche mit sterilen Drapierungen ab.
   1. Markieren Sie die linke Halsvene am Hals und setzen Sie den Führungsdraht mit der Seldinger-Technik in die linke Halsvene. Vergrößern Sie den Einstichpunkt mit einer Klinge Nr. 10, legen Sie eine 11-F-Hülle in die linke Halsvene für die ICE-Sonde und das Abgabesystem (Abbildung 5A, B). Legen Sie eine Handtuch-String-Naht um den Scheide-Introducer mit einer 4-0 nicht resorbierbaren Naht.
3. Intrakardiale Echokardiographie (ICE)¹⁷
   1. ICE vor und unmittelbar nach der Implantation mit einem 10 Fr Ultraschallkatheter durchführen (Abbildung 5C). Bewertet die Parameter einschließlich der Abmessungen und Funktionen von NPV, APV und Trikuspidalklappe durch 2D, Farbe, gepulste Welle und kontinuierlichen Doppler in der kurzen und langen Achse.
   2. Bewerten Sie den Grad der Herzklappeninsuffizienz in der Vena contracta durch semi-quantitative Bewertung¹⁸über ICE (Abbildung 6). 
4. Angiographie¹⁹: Führen Sie eine Angiographie mit einem tragbaren C-Bogen und einem funktionellen Bildschirm durch, um die Implantation durch Messung der Durchmesser des RVOT, NPV, der Lungenzwiebel und der supravalvulären Lungenarterie zu steuern und den APV nach der Implantation zu bewerten (Abbildung 7A-D).
5. Hämodynamik²⁰: Messen und erfassen Sie den rechtsventrikulären und pulmonalen Arteriendruck vor und nach der Implantation mit einem 5,2 F 145° Pigtail-Katheter. Messen Sie den systemischen arteriellen Druck über die Ohrmuschelarterie.
6. Implantat
   1. Einrichtung des TPVR-Trakts: Platzieren Sie einen 0,035-Zoll-Winkelführungsdraht unter der Leitung der Fluoroskopie an der rechten Lungenarterie. Legen Sie dann einen 5,2 Fr Pigtail-Katheter in die linke Halsvene und schieben Sie ihn unter Anleitung des zuvor platzierten Führungsdrahtes unter Durchleuchtung in die rechte Lungenarterie.
   2. Holen Sie den abgewinkelten Führungsdraht aus der linken Halsvene heraus. Legen Sie einen 5 Fr Berman angiographischen Ballonkatheter in die linke Halsvene und führen Sie ihn mit der Führung des Führungsdrahtes in die rechte Lungenarterie vor.
   3. Gestalten Sie den ultrasteifen 0,035-Zoll-Führungsdraht zu einem Kreis von etwa 8-10 cm Länge mit einem Durchmesser, der dem Abstand vom zentralen Punkt der Trikuspidalklappe zum zentralen Punkt der Pulmonalklappe gemäß der Durchleuchtungsmessung entspricht, vor und führen Sie ihn unter Führung des Ballonkatheters in die rechte Lungenarterie (Abbildung 8A). Stellen Sie sicher, dass der Draht die Trikuspidalklappenchordae nicht stört.
   4. Dilatieren Sie die Haut mit einer Klinge Nr. 11 und erweitern Sie die linke Halsvene mit kommerziellen Dilatatoren von 16 Fr bis 22 Fr sequenziell (Abbildung 8B). Schließen Sie den Schnitt nach der Dilatation mit einer 3-0 Polydioxanon-Ringfadennaht (Abbildung 8C). Führen Sie eine Angiographie durch, um die gewünschte Position des stenttragenden Teils des DS wie in¹⁹ beschrieben sicherzustellen.
   5. Markieren Sie den sinotubularen Übergang der Pulmonalklappe an der endsystolischen und enddiastolischen Herzphase während der pulmonalen Angiographie als distale Grenze der Landezone und die Basalebene der Pulmonalklappe als proximale Grenze der Landezone.
   6. Öffnen Sie das autologe Ventil mit Stented erneut und untersuchen Sie es auf crimpinduzierte Schäden. Crimpen Sie den APV neu und passen Sie ihn in den Kopf des DS an (Abbildung 8D). Führen Sie den geladenen DS über den vorgeformten Führungsdraht durch den rechtsventrikulären Zuflusstrakt (RVIT) und den RVOT in die NPV-Position (Abbildung 8E, F und Abbildung 9A).
   7. Ziehen Sie das Abdeckrohr des DS ein und legen Sie das APV langsam und direkt über dem NPV in der Landezone am Ende der diastolischen Phase unter fluoroskopischer Führung aus (Abbildung 9A-C). Seien Sie vorsichtig, wenn der geladene DS die Verbindung zwischen dem RVIT und dem RVOT kreuzt, um Myokardverletzungen und Kammerflimmern zu verhindern. Die optimale Position für den APV ist, wenn der mittlere Teil des Stents auf dem NPV platziert wird.
   8. Ziehen Sie die Spitze des DS nach dem Auslösen vorsichtig in das Abdeckrohr ein und holen Sie den DS von den Schafen zurück (Abbildung 9D). Wiederholen Sie ICE (Abbildung 6D-F), Angiographie (Abbildung 7C-D) und hämodynamische Messungen zur Nachuntersuchung der Abmessungen und Funktionen des implantierten APV. Schließen Sie den Schnitt auf der linken Seite des Halses mit der vorplatzierten Handtuchnaht und komprimieren Sie ihn manuell.

8. Periimplantationsmedikamente

1. Vor der Implantation den Schafen Heparin in einer Dosis von 5000 IE verabreichen, um eine aktivierte Gerinnungszeit (ACT) von 240-300 s aufrechtzuerhalten. Verwenden Sie ACT-Tests während des gesamten Verfahrens. Wiederholen Sie die ACT-Tests alle 30 Minuten nach Beginn des Eingriffs, um sowohl eine ausreichende Heparinisierung vor als auch eine Antagonisierung nach der Implantation zu bestätigen.
2. Vor der APV-Implantation 10% Magnesium in einer Dosis von 0,02 mol/l und Amiodaron in einer Dosis von 3-5 mg/kg verabreichen, um Herzrhythmusstörungen vorzubeugen.
3. Sulbactam/Ampicillin (20 mg/kg) intravenös verabreichen, um Infektionen und Endokarditis zu Beginn der Perikardiektomie und Implantation zu verhindern.

9. Postoperatives Management

1. Führen Sie eine tägliche postoperative Nachsorge für 5 Tage durch und überprüfen Sie den Allgemeinzustand der Schafe in Bezug auf Herzfrequenz und Rhythmus, Atemtiefe, Atemrhythmus und Atemgeräusch (zur Überprüfung der postoperativen Lungenentzündung), Anzeichen von Schmerzen und andere Anomalien. Überprüfen Sie die Wunde auf postoperative Schwellungen, Entzündungen, Rötungen, Blutungen und Sekretion.
2. Setzen Sie die Antikoagulation für 5 Tage mit Dalteparin 5000 IE oder einem anderen niedermolekularen Heparin fort, das einmal täglich subkutan verabreicht wird. Verabreichen Sie 1 mg/kg Meloxicam durch subkutane Injektion zur postoperativen Analgesie für 5 Tage.
3. Führen Sie einen Laborbluttest durch, einschließlich Hämatologie, Leberfunktion, Nierenfunktion und Serumchemie, um den körperlichen Zustand des Schafes zu beurteilen.

10. Nachbereitung

1. Führen Sie ICE, Herzmagnetresonanztomographie (cMRT), Angiographie durch und zeichnen Sie die Hämodynamik alle 3-6 Monate nach der Implantation für bis zu 21 Monate auf. Führen Sie ICE und Angiographie wie oben dargestellt durch.
2. Führen Sie eine cMRT durch, um die Regurgitationsfraktion (RF) auf einem 3,0-T-MRT-Scanner mit einer standardmäßigen Elektrokardiogramm-gesteuerten Cine-MRT-Methode²¹ zu bewerten. Führen Sie eine abschließende kardiale Computertomographie (CT) durch, um die Stentposition und die Verformung des rechten Herzens während des gesamten Herzzyklus zu bewerten, wie in unserer vorherigen Studie²² dargestellt.

Ergebnisse

Bei Schaf J wurden die APV (30 mm Durchmesser) erfolgreich in die "Landezone" des VVOT implantiert.

Bei Schaf J blieb die Hämodynamik während der gesamten linksanterolateralen Minithorakotomie unter Vollnarkose mit Beatmung sowie in der Nachuntersuchung und ICE stabil (Tabelle 1, Tabelle 2 und Tabelle 3). Autologes Perikard mit den Maßen 9 cm x 9 cm wurde geerntet und durch Entfernen von zusätzlichem Gewebe getrimmt (...

Diskussion

Diese Studie stellt einen wichtigen Schritt vorwärts bei der Entwicklung einer lebenden Pulmonalklappe für TPVR dar. In einem erwachsenen Schafmodell konnte die Methode zeigen, dass ein aus dem schafeigenen Perikard abgeleiteter APV mittels Jugularvenenkatheterisierung mit einem selbstexpandierbaren Nitinol-Stent implantiert werden kann. Bei Schaf J wurde die autologe Pulmonalklappe mit einem selbst entwickelten Universalabgabesystem erfolgreich in die richtige Lungenposition implantiert. Nach der Implantation...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
10 % Magnesium	Inresa Arzneimittel GmbH	PZN: 00091126	0.02 mol/ L, 10X10 ml
10 Fr Ultrasound catheter	Siemens Healthcare GmbH	SKU  10043342RH	ACUSON AcuNav™ ultrasound catheter
3D Slicer	Slicer	Slicer 4.13.0-2021-08-13	Software: 3D Slicer image computing platform
Adobe Illustrator	Adobe	Adobe Illustrator 2021	Software
Amiodarone	Sanofi-Aventis Deutschland GmbH	PZN: 4599382	3- 5 mg/ kg, 150 mg/ 3 ml
Amplatz ultra-stiff guidewire	COOK MEDICAL LLC, USA	Reference Part Number:THSF-35-145-AUS	0.035 inch, 145 cm
Anesthetic device platform	Drägerwerk AG & Co. KGaA	8621500	Dräger Atlan A350
ARROW Berman Angiographic Balloon Catheter	Teleflex Medical Europe Ltd	LOT: 16F16M0070	5Fr, 80cm (X)
Butorphanol	Richter Pharma AG	Vnr531943	0.4mg/kg
C-Arm	BV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, The Netherlands	CAN/CSA-C22.2 NO.601.1-M90	Medical electral wquipment
Crimping tool	Edwards Lifesciences, Irvine, CA, USA	9600CR	Crimper
CT	Siemens Healthcare GmbH	−	CT platform
Dilator	Edwards Lifesciences, Irvine, CA, USA	9100DKSA	14- 22 Fr
Ethicon Suture	Ethicon	LOT:MKH259	4- 0 smooth monophilic thread, non-resorbable
Ethicon Suture	Ethicon	LOT:DEE274	3-0, 45 cm
Fast cath hemostasis introducer	ST. JUDE MEDICAL Minnetonka MN	LOT Number: 3458297	11 Fr
Fentanyl	Janssen-Cilag Pharma GmbH	DE/H/1047/001-002	0.01mg/kg
Fragmin	Pfizer Pharma GmbH, Berlin, Germany	PZN: 5746520	Dalteparin 5000 IU/ d
Functional screen	BV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, The Netherlands	System ID: 44350921	Medical electral wquipment
Glycopyrroniumbromid	Accord Healthcare B.V	PZN11649123	0.011mg/kg
Guide Wire M	TERUMO COPORATION JAPAN	REF*GA35183M	0.89 mm, 180 cm
Hemochron Celite ACT	International Technidyne Corporation, Edison, USA	NJ 08820-2419	ACT
Heparin	Merckle GmbH	PZN: 3190573	Heparin-Natrium 5.000 I.E./0,2 ml
Hydroxyethyl starch (Haes-steril 10 %)	Fresenius Kabi Deutschland GmbH	ATC Code: B05A	500 ml, 30 ml/h
Imeron 400 MCT	Bracco Imaging	PZN00229978	2.0–2.5 ml/kg, Contrast agent
Isoflurane	CP-Pharma Handelsges. GmbH	ATCvet Code: QN01AB06	250 ml, MAC: 1 %
Jonosteril Infusionslösung	Fresenius Kabi Deutschland GmbH	PZN: 541612	1000 ml
Ketamine	Actavis Group PTC EHF	ART.-Nr. 799-762	2–5 mg/kg/h
Meloxicam	Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH	M21020A-09	20 mg/ mL, 50 ml
Midazolam	Hameln pharma plus GMBH	MIDAZ50100	0.4mg/kg
MRI	Philips Healthcare	−	Ingenia Elition X, 3.0T
Natriumchloride (NaCl)	B. Braun Melsungen AG	PZN /EAN:04499344 / 4030539077361	0.9 %, 500 ml
Pigtail catheter	Cordis, Miami Lakes, FL, USA	REF: 533-534A	5.2 Fr 145 °, 110 cm
Propofol	B. Braun Melsungen AG	PZN 11164495	20mg/ml, 1–2.5 mg/kg
Propofol	B. Braun Melsungen AG	PZN 11164443	10mg/ml, 2.5–8.0 mg/kg/h
Safety IV Catheter with Injection port	B. Braun Melsungen AG	LOT: 20D03G8346	18 G Catheter with Injection port
Sulbactam- ampicillin	Pfizer Pharma GmbH, Berlin, Germany	PZN: 4843132	3 g, 2.000 mg/ 1.000 mg
Sulbactam/ ampicillin	Instituto Biochimico Italiano G Lorenzini S.p.A. – Via Fossignano 2, Aprilia (LT) – Italien	ATC Code: J01CR01	20 mg/kg, 2 g/1 g
Surgical Blade	Brinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbH	PZN: 354844	15 #
Surgical Blade	Brinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbH	PZN: 354844	11 #
Suture	Johnson & Johnson	Hersteller Artikel Nr. EH7284H	5-0 polypropylene