1. Endoparasitos exame (Tabela 1) 1. Teste de fita perianal (ver também a secção 5, estes são normalmente realizados ao mesmo tempo) <ol><li> Retire um pedaço de clara, não fosco, fita de celofane de um distribuidor. A fita deve ser longa o suficiente para lidar por uma extremidade, sem tocar no meio (aproximadamente 5 cm). Pode ser mais fácil para dispensar vários comprimentos de uma só vez, anexando-os à beira de uma superfície de trabalho limpa e usar quando necessário. </li><li> Levante um rato de sua gaiola e coloque sobre a tampa da gaiola, segurando-o pelo rabo. Executar esta ação em uma câmara de fluxo laminar ou gabinete de biossegurança se o estado de saúde do animal exige. </li><li> Contenha o rato pela cauda, ​​levantando as patas traseiras da jaula. Segure a extremidade da fita entre o polegar eo indicador, em seguida, aplicar o meio da fita firmemente ao períneo o rato, incluindo a área perianal várias vezes. O cabelo deve ser visto para ser aderente a fita para o teste seja considerado bem sucedido. </li><li> Coloque a parte traseira do rato na gaiola. </li><li> Coloque uma gota de óleo mineral em uma lâmina de vidro escrito limpo, aplicar a fita para o slide, e depois outra gota de óleo mineral. Cubra com uma lamínula de vidro. </li><li> Leia a lâmina de microscópio com objetivas 10x e 40x em um microscópio de luz. O teste de fita perianal é melhor na detecção de ovos Syphacia, embora outros ovos do parasita são encontrados às vezes. </li></ol> 2. De flutuação fecal <ol><li> Montar solução de flutuação, um frasco de fundo chato (frasco de pílulas ou dispositivo de flutuação fecal como Ovatector), placa de Petri, lamínula, lâmina de microscópio e aplicador / sticks mexendo. Solução de flutuação, como Fecasol, deve ter um peso específico de 1,20-1,30 e pode ser feita a partir de vários sais de sódio, açúcar, sulfato de zinco, ou adquiridos comercialmente. (Tabela 2) </li><li> Coletar 2-5 pelotas fecais da gaiola ou fresco do animal (s) na câmara de flotação. Se as fezes estão extremamente seco, seja devido à idade ou espécies produzindo a matéria fecal, umedecendo as fezes com 500 mL de solução salina 0,9% pode ser benéfico. </li><li> Coloque o frasco na placa de Petri para proteger a superfície de trabalho do excesso de fezes dissolvidas. Adicionar um pequeno volume de meio de flutuação e mash e mexa bem. Sem grandes pedaços de material deve permanecer. Continuar a adicionar médio de flutuação até formar uma menisco acima da borda do frasco. </li><li> Coloque a lamínula sobre o menisco e incubar à temperatura ambiente por 15 minutos. Ovos do parasita e alguns oocistos protozoário vai subir até o topo e aderir à lamínula. </li><li> Após a incubação, elevador e inverter a lamínula. Coloque a lamínula sobre uma lâmina de vidro. </li><li> Examine o slide usando os objetivos de 10x e 40x em microscópio de luz. </li><li> Embora de baixa tecnologia e fácil de executar, em geral, esta técnica não é recomendada para camundongos ou ratos. Como regra, é mais adequado para animais que produzem um maior volume de fezes. </li></ol> 3. Concentração fecal e centrifugação <ol><li> Montar solução de flutuação, tubo de ensaio, lamínula, lâmina de microscópio e aplicador / sticks mexendo e tampas de tubo. Solução de flutuação deve ter um peso específico de 1,18-1,30 e pode ser feita a partir de vários sais de sódio, açúcar, sulfato de zinco, ou adquiridos comercialmente. (Tabela 2) </li><li> Coletar 10/02 pelotas fecais da gaiola ou fresco do animal (s) em um tubo de coleta. Se as fezes estão extremamente seco, seja devido à idade ou espécies produzindo a matéria fecal, umedecendo as fezes com 500 mL de solução salina 0,9% ou com a solução de flutuação que você está usando pode ser benéfica. </li><li> Mix de amostra em uma solução de flutuação apropriado dentro de um tubo de centrífuga de vidro. Agitação mecânica com um vortexer pode ser usado para misturar amostras. Se um vortexer é usado, snap caps devem ser colocadas nos topos do tubo para evitar derramamento e contaminação cruzada. Rotineiramente, as amostras são preparadas em 1,18 sulfato de zinco gravidade específica, no entanto outras soluções podem ser utilizadas em adição (em um tubo de preparação separada), ou em substituição. </li><li> Adicionar solução de flutuação adicional para cada tubo para formar um menisco ligeiramente positiva em cada tubo. Aplique uma lamínula de plástico a cada tubo, e assegurar que o contato pleno com lábio tubo é feita. Coloque o tubo (s) na centrífuga. </li><li> Centrifugar a aproximadamente 616-760 RCF por 10 minutos. Se lamínulas são perdidos ou quebrados durante o processo de centrifugação, uma lamínula novo pode ser colocado no tubo de amostra eo tubo pode ser levemente inclinada de modo que o menisco toca a lamínula novo. Sem centrifugação adicional é necessária. </li><li> Remova a tampa deslizar de tubo de centrífuga e coloque em uma lâmina de microscópio rotulada, limpar o vidro. Se as soluções centrifugação múltiplos foram utilizados para avaliar uma amostra fecal, duas lamínulas podem ser colocados no mesmo slide. </li><li> Mancha o slide com iodo. Isto permite uma eAsier identificação de cistos. </li><li> Examine o slide usando objetivas 10x e 40x em um microscópio de luz. </li></ol> 4. Exame direto do intestino por helmintos e protozoários <ol><li> Posicione o mouse sacrificados ou carcaça de rato em decúbito dorsal em uma placa de dissecação limpa ou superfície de trabalho similar. </li><li> Utilizando uma pinça, levante a parede abdominal na área genital. Com uma tesoura, cuidadosamente inciso parede abdominal ventral da área genital para a base da caixa torácica de remover a pele e músculo e expondo os intestinos. Remova os intestinos, começando no duodeno (segmento do intestino início na saída do estômago) e continuando até o cólon descendente (o segmento do intestino, que termina no ânus e, geralmente, contém fezes formadas). </li><li> Intestinos lugar em uma placa de Petri 100 ml. Coletar uma porção do duodeno e ceco do animal sacrificado e coloque em um tabuleiro de dissecação. Inciso cada segmento intestinal longitudinalmente para expor a mucosa. </li><li> Com uma tesoura, cortou os intestinos restante em pequenos troços. Adicionar água suficiente para tocar o prato para mal submergir o tecido coletado. </li><li> Incubar a mistura da amostra a 35-40 ° C em um forno de laboratório ou incubadora para um mínimo de 10 minutos. Isto irá liberar e expor helmintos luminal. Enquanto a amostra é incubada, executar os passos seguintes. </li><li> Coloque duas gotas de soro fisiológico 0,9% lado a lado em um único slide rotulados, para permitir a preparação de amostras a partir de dois segmentos intestinais (duodeno e ceco). </li><li> Calor e frio esterilizar um loop inoculação ou equivalente. </li><li> Raspar a mucosa do duodeno e coloque o raspado no lado esquerdo do slide (lado mais próximo da borda fosco). </li><li> Raspar a mucosa do ceco e coloque a raspa de no lado direito do slide. </li><li> Top da raspados com uma lamínula. Examine slides preparados usando a objetiva de 40x em um microscópio de contraste de fase); ampliação aumentar conforme necessário para a identificação. Se os parasitas sejam detectados, identificar com base na morfologia. </li><li> O conteúdo prato estará pronto para exame por este ponto. Examinar o conteúdo prato sob um microscópio de dissecação. Use uma sonda ou aplicador quanto necessário para mover o conteúdo dentro do prato para concluir uma análise aprofundada. Se pinworms estão presentes eles aparecerão como pequenas, brancas, cabelo-como worms. Se tapeworms estão presentes, eles aparecerão como segmentado, worms plana (maior do que o pinworms fio-like). </li><li> Se helmintos são detectados ou suspeitos, coletar a amostra com um pequeno par de fórceps. </li><li> Monte o espécime em uma lâmina de vidro rotulados, limpos em uma gota de óleo de parafina ou mineral e coloque uma lamínula sobre a amostra. Examine o slide usando objetivas 10x e 40x em um microscópio de luz. </li></ol> 2. Ectoparasita exame (Tabela 3) 5. Fur colher exame de ectoparasitas (teste de fita) <ol><li> Retire um pedaço de clara, não fosco, fita de celofane de um distribuidor. A fita deve ser longa o suficiente para lidar por uma extremidade, sem tocar no meio (aproximadamente 5 cm). Pode ser mais fácil para dispensar vários comprimentos de uma só vez, anexando-os à beira de uma superfície de trabalho limpa e usar quando necessário. </li><li> Levantar um mouse ou rato de sua gaiola e coloque sobre a tampa da gaiola, segurando-o pelo rabo. Executar esta ação em uma câmara de fluxo laminar ou gabinete de biossegurança se o estado de saúde do animal exige. </li><li> Contenha o rato ou o rato. Segure a pele com hemostats e gentilmente arrancar pêlo da região escapular do mouse, região cervical ventral, região axilar, região inguinal, e alcatra dorsal. Coloque o fur na fita. O cabelo deve ser visto para ser aderente a fita para o teste seja considerado bem sucedido. Posicione o mouse ou rato de volta em sua gaiola. </li><li> Coloque uma gota de óleo mineral em uma lâmina de vidro escrito limpo, aplicar a fita, em seguida, mais uma gota de óleo mineral. Cubra com uma lamínula de vidro. </li><li> Leia a lâmina de microscópio com objetivas 10x e 40x em microscópio de luz. </li><li> Este exame é melhor para detectar ácaros de pele, tais como Radfordia, Myobia e Myocoptes. </li></ol> 6. Raspar a pele <ol><li> Montar os seguintes materiais: animal a ser testado, óleo mineral, lâmina de microscópio, lamínulas, bisturi e tesoura. Se este teste deve ser realizado em animais vivos, devem ser anestesiado antes de começar. </li><li> Amostra do dorso perto da base da cauda e região temporal da cabeça. Alternativamente, lesões de pele e / ou outros sites podem ser raspados. </li><li> Profundamente raspar a pele com a lâmina de bisturi no sentido oposto do crescimento do cabelo, a corroer a epiderme. Aparando o pêlo antes da raspagem pode melhorar a sensibilidade de triagem, reduzindo a obstrução visual (excesso de pêlos) naslide. </li><li> Coloque uma gota de óleo no slide. Aplicar a amostra para a gota de óleo limpando a lâmina (com amostra em anexo) sobre a superfície da lâmina. Adicione o óleo adicional para o slide, se necessário, e cubra com uma lamínula. </li><li> Leia a lâmina de microscópio com objetivas 10x e 40x em microscópio de luz. </li><li> A raspagem da pele é geralmente usado para detectar Demodex (e fungos dermatófitos). </li></ol> 7. Exame direto da pelagem <ol><li> Posicione o mouse eutanásia ou o rato sobre o estágio de um microscópio de dissecação. </li><li> Examine os cabelos da pele em cerca de 10 vezes usando um aplicador ou instrumento similar a uma parte do cabelo e observar a base da haste capilar. </li><li> Examinar a região craniana, entre os olhos eo pinas, entre as orelhas, entre as escápulas, sob o queixo, e as áreas inguinal e axilar. Alternativamente, toda a carcaça pode ser examinada. </li><li> Recolher qualquer ectoparasitas ou material suspeito visto usando um pequeno par de fórceps. Ectoparasitas podem freqüentemente se parecem com caspa ou um acúmulo de cera amarela na base de um fio de cabelo ou diretamente sobre a pele. </li><li> Monte o espécime em uma lâmina de vidro limpa em uma gota de óleo de parafina ou mineral e coloque uma lamínula sobre a amostra. Examine o slide usando os objetivos de 10x e 40x em microscópio de luz. </li></ol> 3. Resultados representativos: Ver os arquivos anexados identificar os parasitas seguinte: (Nota: esses procedimentos irão detectar qualquer ovo, helmintos, ou apresentar cisto nas fezes ou no pêlo e da pele, apenas alguns destes estão listados abaixo) Endoparasitas: <table border="0"><tbody><tr><td> Syphacia Muris (ovo, worm) </td><td> Chilomastix bettencourti </td></tr><tr><td> Syphacia obvelata (ovo, worm) </td><td> Hexamastix Muris </td></tr><tr><td> Aspiculuris tetraptera (ovo, worm) </td><td> Retortamonas sp. </td></tr><tr><td> Rodentolepis nana (ovo, worm) </td><td> Giardia spp. </td></tr><tr><td> Tritrichomonas Muris </td><td> Spironucleus Muris </td></tr><tr><td> Entamoeba Muris </td><td></td></tr></tbody></table> Ectoparasitas: <table border="0"><tbody><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radfordia affinis </td></tr><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radforida Ensifera </td></tr><tr><td> Myobia musculi </td><td></td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td> Teste de fita </td><td> De flutuação fecal </td><td> FCC </td><td> Exame direto 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Protozoários </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 2 </td></tr><tr><td> Metazoários </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pinworm </td><td> + / - 3 </td><td> + / - 4 </td><td> + 4 </td><td> + + + </td><td> + + + </td></tr><tr><td> Tênia 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Lombrigas outros 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Este método requer a eutanásia do animal. 2. Não há métodos de detecção PCR atualmente disponível para todos os protozoários. 3. Este método é mais adequado para detectar Syphacia spp. 4. Este método será mais fácil detectar Aspiculuris, e menos provável para detectar Syphacia. 5. Tapeworms e lombrigas que não pinworms são muito raros em ratos de laboratório moderno e ratos. Classe tabela 1. Endoparasitos e de método de detecção adequado. Alguns métodos exigirá a eutanásia do animal. NA indica método não está actualmente disponível para estes parasitas + indica adequação do método para a detecção do parasita em questão, e -. Indica que o método não é recomendado para esse parasita. <table border="1"><tbody><tr><td> Solução </td><td> Peso específico </td><td> Ingredientes por 1L H 2 O </td></tr><tr><td> Cloreto de sódio </td><td> 1,20 </td><td> 311 g de cloreto de sódio </td></tr><tr><td> Nitrato de sódio </td><td> 1,20 </td><td> 338 g nitrato de sódio </td></tr><tr><td> Nitrato de sódio </td><td> 1,30 </td><td> 616 g nitrato de sódio </td></tr><tr><td> Açúcar </td><td> 1,20 </td><td> 1170 g de sacarose 1 </td></tr><tr><td> Açúcar é Sheather </td><td> 1,27-1,30 </td><td> 1563 g de sacarose 1 </td></tr><tr><td> Sulfato de zinco </td><td> 1,18 </td><td> 493 g de sulfato de zinco </td></tr></tbody></table> 1. Estas soluções necessitam de refrigeração ou adição de 9 ml de fenol como conservante. Tabela 2. Soluções de flutuação fecal (de Smith et al.) <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Fur colher (teste de fita) </td><td> Raspar a pele 1 </td><td> Exame direto 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Piolhos </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Ácaros </td><td> + </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 3 </td></tr><tr><td> 4 pulgas </td><td> - </td><td> - </td><td> + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Carrapatos 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Este método requer anestesia se for para ser executada em um animal vivo. 2. Este método requer a eutanásia do animal. 3. Não há métodos de detecção PCR atualmente disponível para cada espécie de ácaro. 4. Pulgas e carrapatos são extremamente raros em instalações animais moderno laboratório. Classe tabela 3. Da ectoparasita e método de detecção adequado. Alguns métodos exigirá a eutanásia do animal, e outros métodos que exigem anestesia para realizá-las em animais vivos. NA indica método não está actualmente disponível para estes parasitas. NA indica método não está actualmente disponível para estes parasitas + indica adequação do método para a detecção do parasita em questão, e -. Indica que o método não é recomendado para esse parasita.

<ol>
	<li>Baker, D. G., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+23.">Chapter 23.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Diseases Vol. 2, (2007).</li><li>Baker, D. G., Baker, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+11.">Chapter 11.</a> Flynn's Parasites of Laboratory Animals. , 303-398 (2007).</li><li>Owen, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Parasites of Laboratory Animals. 12, (1992).</li><li>Pritchett, K. R., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+22.">Chapter 22.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Diseases Vol. 2, (2007).</li><li>Smith, P. H., Wiles, S. E., Malone, J. B., Monahan, C. M., Baker, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> Flynn's Parasites of Laboratory Animals. , 1-13 (2007).</li><li>Wasson, K., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+21.">Chapter 21.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Vol. 2, 517-550 (2007).</li></ol>

Os autores são todos os funcionários da Charles River, um fornecedor de testes de diagnóstico e reagentes, incluindo os testes descritos acima.

Quando se trabalha em um laboratório, a segurança deve ser sempre uma preocupação. Lembre-se de usar equipamento de protecção adequado quando se trabalha com animais e para limpar sua estação de trabalho com desinfectante antes e depois. Estes métodos são projetados principalmente para encontrar qualquer parasitas de roedores de laboratório nos locais analisados, ou seja, eles podem detectar parasitas exóticos ou extremamente rara, bem como o pinworms mais comuns e ácaros de pele. Embora eles são igualmente aplicáveis ​​a outras espécies, roedores silvestres podem ter parasitas adicionais em locais como subcutâneo, fígado e cérebro, não avaliados pelos métodos acima.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> Tábua </td><td> Thermo Electron Corp </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Tesoura pequena </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Lâminas de 23 milímetros, 3,5 comprimento &quot;, em linha reta </td></tr><tr><td> Tesoura médio </td><td> ROBOZ </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Pinça-Curved </td><td> ROBOZ </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, serrilhada, curva ligeira </td></tr><tr><td> Pinça-Microdissecting </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (EWALD) </td></tr><tr><td> Pinça-Pinça </td><td> ROBOZ </td><td> RS-8160 </td><td> Dente de rato </td></tr><tr><td> Metal sonda </td><td> VWR </td><td> # Cat 25778-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hemostats </td><td> Vantagem </td><td> V97-48 </td><td></td></tr><tr><td> Varas aplicador </td><td> Puritano </td><td> Aplicadores 6in, Ref # 807 </td><td></td></tr><tr><td> Microscópio de dissecação </td><td> Olimpo </td><td> SZ51, Schott, ACE1 </td><td></td></tr><tr><td> Placa de Petri </td><td> VWR </td><td> Cat, 100mm # 3401PDNL </td><td></td></tr><tr><td> Lamínulas </td><td> VWR </td><td> Micro tampa de vidro, Cat # 48366-067 </td><td></td></tr><tr><td> Slides </td><td> VWR </td><td> Microscópio VistaVision Cat slides # 16004-368 </td><td></td></tr><tr><td> Inoculação de loop </td><td> VWR </td><td> # Cat 50815-040 </td><td></td></tr><tr><td> Microscópio de luz </td><td> Olimpo </td><td> Modelo # BX41TF </td><td></td></tr><tr><td> Forno de laboratório </td><td> Quincy Lab Inc. </td><td> Forno modelo Lab 10 </td><td></td></tr><tr><td> Centrifugador </td><td> Beckman Coulter </td><td> Allegra X-12R </td><td></td></tr><tr><td> Vortexer </td><td> VWR </td><td> Mini-Vortexer </td><td></td></tr><tr><td> Tubo de ensaio </td><td> Kimble-Chase </td><td> 15 tubo de centrifugação ml descartáveis, Cat # 73790-15 </td><td></td></tr><tr><td> Lamínulas </td><td> VWR </td><td> Desliza microscópio cobertura plástica, Cat, 22mm # 48376-049 </td><td></td></tr><tr><td> White Caps </td><td> VWR </td><td> # Cat 60869-089 </td><td></td></tr><tr><td> Iodo </td><td> Rowley instituto de bioquímica </td><td> Cat # SO-364 </td><td></td></tr><tr><td> Sulfato de zinco </td><td> Sigma Aldrich </td><td> Cat # 1000917519, Z4750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Sacarose </td><td> Mallinckrodt Chemicals </td><td> Cat # 8360-06 </td><td></td></tr><tr><td> Fenol </td><td> EMD </td><td> Cat # PX0510-1 </td><td></td></tr><tr><td> Fita adesiva </td><td> Staples </td><td> Fita invisível, Cat # 504712 </td><td></td></tr><tr><td> Óleo mineral </td><td> Mallickrodt </td><td> Cat # 6358 </td><td></td></tr></tbody></table>

diagnosis of ecto- and endoparasites in laboratory rats and mice

Parasitas internos e externos continuam a ser uma preocupação significativa em instalações de roedores de laboratório, e instalações de pesquisa muitas porto alguns animais parasitados. Antes de embarcar em um exame de animais para parasitas, duas coisas devem ser consideradas. Um: o uso será feito das informações coletadas, e dois: que teste é o mais adequado. Sabendo que os animais são parasitados pode ser algo que a instalação aceita, mas muitas vezes há a necessidade de tratar os animais e, em seguida, para determinar a eficácia do tratamento. Parasitas podem ser detectados em animais através de várias técnicas, incluindo amostras colhidas em animais vivos ou mortos. Historicamente, os testes com maior sensibilidade diagnóstica necessária a eutanásia do animal, apesar de PCR tem permitido testes de alta sensibilidade para vários tipos de parasita. Este artigo demonstra os procedimentos para a detecção de endo e ectoparasitas em camundongos e ratos. Os mesmos procedimentos são aplicáveis ​​a outros roedores, embora as espécies de parasitas encontrados serão diferentes.

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Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Este artigo descreve vários procedimentos para ratos e camundongos de triagem para detectar endo-ou ectoparasitism. Vários ensaios de diagnóstico será demonstrado, tanto os adequados para uso de animais vivos e aqueles usados ​​após a eutanásia do animal. Fotografias para auxiliar na identificação de parasitas ratos e camundongos serão incluídos.

Diagnóstico de Ecto e Endoparasitas em ratos de laboratório e Ratos

Internal and external parasites remain a significant concern in laboratory rodent facilities, and many research facilities harbor some parasitized ...

diagnosis-of-ecto-and-endoparasites-in-laboratory-rats-and-mice

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

41.0K visualizações.  Charles River. Este artigo descreve vários procedimentos para ratos e camundongos de triagem para detectar endo-ou ectoparasitism. Vários ensaios de diagnóstico será demonstrado, tanto os adequados para uso de animais vivos e aqueles usados ​​após a eutanásia do animal. Fotografias para auxiliar na identificação de parasitas ratos e camundongos serão incluídos.

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Orthotopic Hind-Limb Transplantation in Rats

Composite tissue allotransplantation (CTA) now represents a valid therapeutic option after the loss of a hand, forearm or digits and has become a novel therapeutic entity in reconstructive surgery. However, long term high-dose multi-drug immunosuppressive therapy is required to ensure graft survival, bearing the risk of serious side effects which halters broader application. Further progression in this field may depend on better understanding of basic immunology and ischemia reperfusion injury in composite tissue grafts.
To date, orthotopic hind limb transplantation in rats has been the preferred rodent model for reconstructive transplantation (RT), however, it is an extremely demanding procedure that requires extraordinary microsurgical skills for reattachment of vasculature, bones, muscles and nerves.
We have introduced the vascular cuff anastomosis technique to this model, providing a rapid and reliable approach to rat hind limb transplantation. This technique simplifies and shortens the surgical procedure and enables surgeons with basic microsurgical experience to successfully perform the operation with high survival and low complication rates. The technique seems to be well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury (IRI) studies.

Here we describe the orthotopic rat hind-limb transplantation procedure, which seems to be the gold standard in vivo model for composite tissue allotransplantation research.

Transplante Limb-Hind ortotópico em ratos

Composite tissue allotransplantation (CTA) now represents a valid therapeutic option after the loss of a hand, forearm or digits and has become a novel ...

Imunologia e Infecção

Genotypic Inference of HIV-1 Tropism Using Population-based Sequencing of V3

Background: Prior to receiving a drug from CCR5-antagonist class in HIV therapy, a patient must undergo an HIV tropism test to confirm that his or her viral population uses the CCR5 coreceptor for cellular entry, and not an alternative coreceptor. One approach to tropism testing is to examine the sequence of the V3 region of the HIV envelope, which interacts with the coreceptor.
Methods: Viral RNA is extracted from blood plasma. The V3 region is amplified in triplicate with nested reverse transcriptase-PCR. The amplifications are then sequenced and analyzed using the software, RE_Call. Sequences are then submitted to a bioinformatic algorithm such as geno2pheno to infer viral tropism from the V3 region. Sequences are inferred to be non-R5 if their geno2pheno false positive rate falls below 5.75%. If any one of the three sequences from a sample is inferred to be non-R5, the patient is unlikely to respond to a CCR5-antagonist.

HIV tropism can be inferred from the V3 region of the viral envelope. V3 is PCR amplified in triplicate using nested RT-PCR, sequenced, and interpreted using bioinformatic software. Samples with with 1 or more sequence(s) with low g2P scores are classified as non-R5 virus.

Inferência genotípica do HIV-1 Tropismo Usando de base populacional de Seqüenciamento V3

Background: Prior to receiving a drug from CCR5-antagonist class in HIV therapy, a patient must undergo an HIV tropism test to confirm that his or her ...

Basophil Activation Test for Investigation of IgE-Mediated Mechanisms in Drug Hypersensitivity

Hypersensitivity reactions against non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) like propyphenazone (PP) and diclofenac (DF) can manifest as Type I-like allergic reactions 1. In clinical practice, diagnosis of drug hypersensitivity is mainly performed by patient history, as skin testing is not reliable and oral provocation testing bears life-threatening risks for the patient 2. Hence, evidence for an underlying IgE-mediated pathomechanism is hard to obtain. 
Here, we present an in vitro method based on the use of human basophils derived from drug-hypersensitive patients that mimics the allergic effector reaction in vivo. As basophils of drug-allergic patients carry IgE molecules specific for the culprit drug, they become activated upon IgE receptor crosslinking and release allergic effector molecules. The activation of basophils can be monitored by the determination of the upregulation of CD63 surface expression using flow cytometry 3. 
In the case of low molecular weight drugs, conjugates are designed to enable IgE receptor crosslinking on basophils. As depicted in Figure 1, two representatives of NSAIDs, PP and DF, are covalently bound to human serum albumin (HSA) via a carboxyl group reacting with the primary amino group of lysine residues. DF carries an intrinsic carboxyl group and, thus, can be used directly 4, whereas a carboxyl group-containing derivative of PP had to be organochemically synthesized prior to the study 1.
The coupling degree of the low molecular weight compounds on the protein carrier molecule and their spatial distribution is important to guarantee crosslinking of two IgE receptor molecules. The here described protocol applies high performance-size exclusion chromatography (HPSEC) equipped with a sequential refractive index (RI) and ultra violet (UV) detection system for determination of the coupling degree.
As the described methodology may be applied for other drugs, the basophil activation test (BAT) bears the potential to be used for the determination of IgE-mediated mechanisms in drug hypersensitivity. Here, we determine PP hypersensitivity as IgE-mediated and DF hypersensitivity as non-IgE-mediated by BAT.

Basophil activation test is a potent tool for the detection of IgE-dependent allergies in vitro. Here, an optimized protocol for basophil activation test is used to investigate drug hypersensitivity. A method for the efficient production of covalent drug-protein conjugates and their physicochemical characterization is described.

Basófilos Teste de ativação de Investigação de IgE-mediada Mecanismos Hipersensibilidade a Drogas

Hypersensitivity reactions against non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) like propyphenazone (PP) and diclofenac (DF) can manifest as Type I-like ...

Imaging Mycobacterium tuberculosis in Mice with Reporter Enzyme Fluorescence

Reporter enzyme fluorescence (REF) utilizes substrates that are specific for enzymes present in target organisms of interest for imaging or detection by fluorescence or bioluminescence. We utilize BlaC, an enzyme expressed constitutively by all M. tuberculosis strains. REF allows rapid quantification of bacteria in lungs of infected mice. The same group of mice can be imaged at many time points, greatly reducing costs, enumerating bacteria more quickly, allowing novel observations in host-pathogen interactions, and increasing statistical power, since more animals per group are readily maintained. REF is extremely sensitive due to the catalytic nature of the BlaC enzymatic reporter and specific due to the custom flourescence resonance energy transfer (FRET) or fluorogenic substrates used. REF does not require recombinant strains, ensuring normal host-pathogen interactions. We describe the imaging of M. tuberculosis infection using a FRET substrate with maximal emission at 800 nm. The wavelength of the substrate allows sensitive deep tissue imaging in mammals. We will outline aerosol infection of mice with M. tuberculosis, anesthesia of mice, administration of the REF substrate, and optical imaging. This method has been successfully applied to evaluating host-pathogen interactions and efficacy of antibiotics targeting M. tuberculosis.

Imaging Mycobacterium tuberculosis in Mice with Reporter Enzyme Fluorescence

We describe the optical imaging of mice infected with Mycobacterium tuberculosis (M. tuberculosis) using reporter enzyme fluorescence (REF). This protocol facilitates the sensitive and specific detection of M. tuberculosis in pre-clinical animal models for pathogenesis, therapeutics and vaccine research.

Mycobacterium tuberculosis em camundongos com fluorescência de enzima do repórter de imagem

Reporter enzyme fluorescence (REF) utilizes substrates that are specific for enzymes present in target organisms of interest for imaging or detection by ...

Evaluation of Zika Virus-specific T-cell Responses in Immunoprivileged Organs of Infected Ifnar1-/- Mice

The Zika virus (ZIKV) can induce inflammation in immunoprivileged organs (e.g., the brain and testis), leading to the Guillain-Barr&#233; syndrome and damaging the testes. During an infection with the ZIKV, immune cells have been shown to infiltrate into the tissues. However, the cellular mechanisms that define the protection and/or immunopathogenesis of these immune cells during a ZIKV infection are still largely unknown. Herein, we describe methods to evaluate the virus-specific T-cell functionality in these immunoprivileged organs of ZIKV-infected mice. These methods include a) a ZIKV infection and vaccine inoculation in Ifnar1-/- mice; b) histopathology, immunofluorescence, and immunohistochemistry assays to detect the virus infection and inflammation in the brain, testes, and spleen; c) the preparation of a tetramer of ZIKV-derived T-cell epitopes; d) the detection of ZIKV-specific T cells in the monocytes isolated from the brain, testes, and spleen. Using these approaches, it is possible to detect the antigen-specific T cells that have infiltrated into the immunoprivileged organs and to evaluate the functions of these T cells during the infection: potential immune protection via virus clearance and/or immunopathogenesis to exacerbate the inflammation. These findings may also help to clarify the contribution of T cells induced by the immunization against ZIKV.

Evaluation of Zika Virus-specific T-cell Responses in Immunoprivileged Organs of Infected Ifnar1-/- Mice

A protocol to evaluate antigen-specific T-cell responses in the immunoprivileged organs of the Ifnar1-/- murine model for the Zika virus (ZIKV) infection is described. This method is pivotal for investigating the cellular mechanisms of the protection and immunopathogenesis of ZIKV vaccines and is also valuable for their efficacy evaluation.

Avaliação das respostas de células T Zika vírus específicos em órgãos Immunoprivileged de infectados Ifnar1- / - ratos

The Zika virus (ZIKV) can induce inflammation in immunoprivileged organs (e.g., the brain and testis), leading to the Guillain-Barr&#233; syndrome and ...

Lung microRNA Profiling Across the Estrous Cycle in Ozone-exposed Mice

MicroRNA (miRNA) profiling has become of interest to researchers working in various research areas of biology and medicine. Current studies show a promising future of using miRNAs in the diagnosis and care of lung diseases. Here, we define a protocol for miRNA profiling to measure the relative abundance of a group of miRNAs predicted to regulate inflammatory genes in the lung tissue from of an ozone-induced airway inflammation mouse model. Because it has been shown that circulating sex hormone levels can affect the regulation of lung innate immunity in females, the purpose of this method is to describe an inflammatory miRNA profiling protocol in female mice, taking into consideration the estrous cycle stage of each animal at the time of ozone exposure. We also address applicable bioinformatics approaches to miRNA discovery and target identification methods using limma, an R/Bioconductor software, and functional analysis software to understand the biological context and pathways associated with differential miRNA expression.

Here we describe a method to assess lung expression of miRNAs that are predicted to regulate inflammatory genes using mice exposed to ozone or filtered air at different stages of the estrous cycle.

Pulmão microRNA Profiling através do ciclo estral em camundongos expostos de ozônio

MicroRNA (miRNA) profiling has become of interest to researchers working in various research areas of biology and medicine. Current studies show a ...

Adoptive Immunotherapy of iNKT Cells in Glucose-6-Phosphate Isomerase (G6PI)-Induced RA Mice

Rheumatoid arthritis (RA) is a complex chronic inflammatory autoimmune disease. The pathogenesis of the disease is related to invariant natural killer T (iNKT) cells. Patients with active RA present fewer iNKT cells, defective cell function, and excessive polarization of Th1. In this study, an RA animal model was established using a mixture of hGPI325-339 and hGPI469-483 peptides. The iNKT cells were obtained by in vivo induction and in vitro purification, followed by infusion into RA mice for adoptive immunotherapy. The in vivo imaging system (IVIS) tracking revealed that iNKT cells were mainly distributed in the spleen and liver. On day 12 after cell therapy, the disease progression slowed down significantly, the clinical symptoms were alleviated, the abundance of iNKT cells in the thymus increased, the proportion of iNKT1 in the thymus decreased, and the levels of TNF-&#945;, IFN-&#947;, and IL-6 in the serum decreased. Adoptive immunotherapy of iNKT cells restored the balance of immune cells and corrected the excessive inflammation of the body.

Adoptive Immunotherapy of iNKT Cells in Glucose-6-Phosphate Isomerase G6PI-Induced RA Mice

This protocol uses G6PI mixed peptides to construct rheumatoid arthritis models that are closer to that of human rheumatoid arthritis in CD4+ T cells and cytokines. High purity invariant natural killer T cells (mainly iNKT2) with specific phenotypes and functions were obtained by in vivo induction and in vitro purification for adoptive immunotherapy.

Imunoterapia adotiva de células iNKT em Isomerase Isomerase Induzida de Glicose-6-Fosfato (G6PI)-Induzido RaMice

Rheumatoid arthritis (RA) is a complex chronic inflammatory autoimmune disease. The pathogenesis of the disease is related to invariant natural killer T ...

Evaluation of T Follicular Helper Cells and Germinal Center Response During Influenza A Virus Infection in Mice

T Follicular Helper (Tfh) cells are an independent CD4+&#160;T cell subset specialized in providing help for germinal center (GC) development and generation of high-affinity antibodies. In influenza virus infection, robust Tfh and GC B cell responses are induced to facilitate effective virus eradication, which confers a qualified mouse model for Tfh-associated study. In this paper, we described protocols in detection of basic Tfh-associated immune response during influenza virus infection in mice. These protocols include: intranasal inoculation of influenza virus; flow cytometry staining and analysis of polyclonal and antigen-specific Tfh cells, GC B cells and plasma cells; immunofluorescence detection of GCs; enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) of influenza virus-specific antibody in serum. These assays basically quantify the differentiation and function of Tfh cells in influenza virus infection, thus providing help for studies in elucidating differentiation mechanism and manipulation strategy.

This paper describes protocols of evaluating Tfh and GC B response in mouse model of influenza virus infection.

Avaliação de células auxiliares tolas e resposta do centro germinal durante a infecção pelo vírus da influenza A em camundongos

T Follicular Helper (Tfh) cells are an independent CD4+&#160;T cell subset specialized in providing help for germinal center (GC) development and ...

Conjunctival Commensal Isolation and Identification in Mice

The ocular surface was once considered immune privileged and abiotic, but recently it appears that there is a small, but persistent commensal presence. Identification and monitoring of bacterial species at the ocular mucosa have been challenging due to their low abundance and limited availability of appropriate methodology for commensal growth and identification. There are two standard approaches: culture based or DNA sequencing methods. The first method is problematic due to the limited recoverable bacteria and the second approach identifies both live and dead bacteria leading to an aberrant representation of the ocular space. We developed a robust and sensitive method for bacterial isolation by building upon standard microbiological culturing techniques. This is a swab-based technique, utilizing an &#8220;in-lab&#8221; made thin swab that targets the lower conjunctiva, followed by an amplification step for aerobic and facultative anaerobic genera. This protocol has allowed us to isolate and identify conjunctival species such as Corynebacterium spp., Coagulase Negative Staphylococcus spp., Streptococcus spp., etc. The approach is suitable to define commensal diversity in mice under different disease conditions.

Presented here is a protocol for the isolation and amplification of aerobic and facultative anaerobic mouse conjunctival commensal bacteria using a unique eye swab and culture-based enrichment step with subsequent identification by microbiological based methods and MALDI-TOF mass spectrometry.

Isolamento e Identificação Conjuntivival Commensal em Camundongos

The ocular surface was once considered immune privileged and abiotic, but recently it appears that there is a small, but persistent commensal presence. ...

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of UTI in male and female mice have illustrated the procedures for bacterial inoculation and enumeration in urine and tissues. During an initial bladder infection in C57BL/6 mice, UPEC establish latent reservoirs inside bladder epithelial cells that persist following clearance of UPEC bacteriuria. This model builds on these studies to examine rUTI caused by the emergence of UPEC from within latent bladder reservoirs. The urogenital bacterium Gardnerella vaginalis is used as the trigger of rUTI in this model because it is frequently present in the urogenital tracts of women, especially in the context of vaginal dysbiosis that has been associated with UTI. In addition, a method for in situ bladder fixation followed by scanning electron microscopy (SEM) analysis of bladder tissue is also described, with potential application to other studies involving the bladder.

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

A mouse model of uropathogenic E. coli (UPEC) transurethral inoculation to establish latent intracellular bladder reservoirs and subsequent bladder exposure to G. vaginalis to induce recurrent UPEC UTI is demonstrated. Also demonstrated are the enumeration of bacteria, urine cytology, and in situ bladder fixation and processing for scanning electron microscopy.

Infecção recorrente do trato urinário de Escherichia coli desencadeada por gardnerella vaginalis exposição bexiga em camundongos

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of ...