1. Endoparasit Untersuchung (Tabelle 1) 1. Perianale Tape-Test (siehe auch Abschnitt 5; diese sind in der Regel zur gleichen Zeit durchgeführt) <ol><li> Entfernen einer Länge von klaren, nicht mattiert, Klebeband aus einem Spender. Band sollte lang genug sein zu handhaben mit einem Ende ohne Berührung der Mitte (ca. 5 cm). Es kann einfacher sein, mehrere Längen auf einmal zu verzichten, die Befestigung an den Rand einer sauberen Arbeitsfläche und mit je nach Bedarf. </li><li> Heben Sie eine Maus aus dem Käfig und auf den Käfig Deckel, wobei sie an der Rute. Führen Sie diese Aktion in einer laminaren Strömung Schrank oder Biosicherheitswerkbank, wenn der Gesundheitszustand des Tieres dies erfordert. </li><li> Restrain die Maus am Schwanz, hob den Hinterbeinen aus dem Käfig. Fassen Sie das Ende des Bandes zwischen Daumen und Zeigefinger, dann die Mitte des Bandes fest mit der Maus Perineum, einschließlich der perianalen Bereich mehrmals. Die Haare sollten zu sehen sein Anhänger der Band für den Test als erfolgreich sein werden. </li><li> Platzieren Sie die Maus zurück in den Käfig. </li><li> Geben Sie einen Tropfen Mineralöl auf ein markiertes sauberen Glasobjektträger, gelten die Band auf die Folie, dann eine andere Tropfen Mineralöl. Abdeckung mit einem Deckglas. </li><li> Lesen Sie die Objektträger mit den 10x und 40x-Objektive auf einem Lichtmikroskop. Die perianale Tape-Test am besten bei der Erkennung Syphacia Eier, aber auch andere Parasiten Eier manchmal zu finden sind. </li></ol> 2. Kot-Flotation <ol><li> Montieren Flotation Lösung, ein flaches Gefäß (Pille Fläschchen oder Kot-Flotation Gerät wie Ovatector), Petrischale, Deckglas, Objektträger und Applikator / Rührstäbchen. Floating-Lösung, wie Fecasol, sollte eine spezifische Dichte von 1,20 bis 1,30 und können aus verschiedenen Natrium-Salze, Zucker, Zinksulfat oder im Handel erworben werden. (Tabelle 2) </li><li> Sammeln Sie 2-5 fäkalen Pellets aus dem Käfig oder frisch aus dem Tier (en) in die Flotation Kammer. Wenn Kot extrem trocken, entweder aufgrund von Alter oder Art der Herstellung der Fäkalien sind, Befeuchtung der Kot mit 500 ul 0,9% iger Kochsalzlösung kann vorteilhaft sein. </li><li> Legen Sie die Flasche in der Petrischale auf die Arbeitsfläche von Überlauf des gelösten Kot zu schützen. Fügen Sie eine kleine Menge Auftrieb mittel-und Maische und gut durchrühren. Keine große Teile des Materials bleiben sollte. Weiter zum Börsengang mittelfristig, bis ein Meniskus bildet sich über dem Rand der Durchstechflasche hinzuzufügen. </li><li> Legen Sie das Deckglas auf den Meniskus und Inkubieren bei Raumtemperatur für 15 Minuten. Parasite Eier und einige Protozoen Oozysten wird nach oben steigen und sich an das Deckglas. </li><li> Nach der Inkubation heben und drehen das Deckglas. Legen Sie das Deckglas auf einem Objektträger. </li><li> Untersuchen Sie die Folie mit dem 10x und 40x-Objektive unter einem Lichtmikroskop. </li><li> Obwohl low-tech und einfach durchzuführen, in der Regel ist diese Technik nicht für Mäuse oder Ratten zu empfehlen. In der Regel ist es besser geeignet für Tiere, die ein größeres Volumen an Kot produzieren. </li></ol> 3. Fecal Konzentration und Zentrifugieren <ol><li> Montieren Flotation Lösung, Zentrifugenröhrchen, Deckglas, Objektträger und Applikator / Rührstäbchen und Röhrchenabdeckungen. Flotation Lösung sollte ein spezifisches Gewicht von 1,18 bis 1,30 und können aus verschiedenen Natrium-Salze, Zucker, Zinksulfat oder im Handel erworben werden. (Tabelle 2) </li><li> Sammeln 2-10 fäkalen Pellets aus dem Käfig oder frisch aus dem Tier (en) in ein Sammelrohr. Wenn Kot extrem trocken, entweder aufgrund von Alter oder Art der Herstellung der Fäkalien sind, Befeuchtung der Kot mit 500 ul 0,9% iger Kochsalzlösung oder mit dem Börsengang Lösung, die Sie verwenden kann vorteilhaft sein. </li><li> Mischen Sie die Probe in einem geeigneten Flotation Lösung innerhalb eines Glas-Zentrifugenröhrchen. Mechanische Bewegung mit einem Vortexer verwendet werden, um Proben zu mischen. Wenn ein Vortexer verwendet wird, sollte Schnappdeckel auf den Gipfeln des Rohres platziert werden, um Verschütten und Kreuzkontaminationen zu vermeiden. Routinemäßig werden Proben in 1.18 spezifisches Gewicht Zinksulfat vorbereitet, aber auch andere Lösungen zusätzlich verwendet werden können (in einer separaten Präparate Rohr) oder in Substitution. </li><li> Fügen Sie zusätzliche Flotation Lösung in jedes Röhrchen eine leichte positive Meniskus auf jedes Rohr zu bilden. Tragen Sie einen Kunststoff-Deckglas in jedes Röhrchen, und sicherzustellen, dass vollem Kontakt mit Rohr Lippe gemacht wird. Das Röhrchen (s) in die Zentrifuge. </li><li> Zentrifugation bei ca. 616-760 RCF für 10 Minuten. Wenn Deckgläser verloren oder defekt sind während der Zentrifugation, kann ein neues Deckglas auf das Probenröhrchen gegeben werden und das Rohr vorsichtig gekippt werden, so dass der Meniskus der neuen Deckglas berührt. Keine zusätzlichen Zentrifugation notwendig ist. </li><li> Entfernen Deckglas aus Zentrifugenröhrchen und Platz auf einer markierten, saubere Objektträger. Wenn mehrere Zentrifugation Lösungen wurden verwendet, um eine Stuhlprobe zu bewerten, können zwei Deckgläser auf derselben Folie platziert werden. </li><li> Stain die Folie mit Jod. Dies ermöglicht eAsier Identifizierung von Zysten. </li><li> Untersuchen Sie die Folie mit dem 10x und 40x-Objektive auf einem Lichtmikroskop. </li></ol> 4. Direkte Untersuchung der Därme für Helminthen und Protozoen <ol><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Mit einer Pinzette, heben Sie die Bauchdecke in den Genitalbereich. Mit einer Schere vorsichtig incise der ventralen Bauchwand aus dem Genitalbereich auf die Basis des Brustkorbs Entfernen beider Haut und Muskeln und Freilegen der Darm. Entfernen Sie die Eingeweide, beginnend bei den Zwölffingerdarm (der Darmabschnitt Anfang an der Ausfahrt des Magens) und weiterhin die Colon descendens (das Segment des Darms, die am After endet und enthält in der Regel gebildet Kot). </li><li> Legen Darm in einem 100 ml Petrischale. Sammeln Sie einen Teil des Blinddarms und Zwölffingerdarm aus dem eingeschläfert Tier-und Platz auf dem Seziertisch Bord. Incise jeder Darm-Segment der Länge nach auf die Schleimhaut freizulegen. </li><li> Mit einer Schere, schneiden Sie die verbleibenden Eingeweide in kleine Abschnitte. Fügen Sie genug Wasser, um die Schüssel auf knapp tauchen die gesammelten Gewebe. </li><li> Inkubieren Sie die Probe Mischung bei 35-40 ° C in einem Trockenschrank oder Brutschrank für mindestens 10 Minuten. Dies wird zu befreien und setzen luminalen Helminthen. Während der Probe inkubiert, führen Sie die folgenden Schritte aus. </li><li> Legen Sie zwei Tropfen 0,9% iger Kochsalzlösung nebeneinander auf einem einzigen markierten Folie, um zur Vorbereitung von Proben aus zwei Darmabschnitten (Duodenum und Caecum) zu ermöglichen. </li><li> Hitze sterilisieren und kühl einer Impföse oder gleichwertig. </li><li> Kratzen Sie die Schleimhaut des Duodenums und Ort der scrapings auf der linken Seite des Schiebers (Seite, die dem Mattrand). </li><li> Kratzen Sie die Schleimhaut des Blinddarms und Ort der Proben aus auf der rechten Seite des Schlittens. </li><li> Top der scrapings mit einem Deckglas. Untersuchen vorbereitet Objektträger unter dem 40fach Objektiv unter einem Phasenkontrastmikroskop); die Vergrößerung zu erhöhen als für die Identifikation benötigt. Wenn Parasiten festgestellt werden, basierend auf der Morphologie zu erkennen. </li><li> Das Gericht Inhalte bereit sein wird für die Prüfung durch diesen Punkt. Untersuchen Sie die Schüssel Inhalte unter einem Binokular. Verwenden Sie eine Sonde oder Applikator-Stick als notwendig, um Inhalte innerhalb der Schale zu bewegen, um eine gründliche Prüfung abzuschließen. Wenn pinworms anwesend sind, werden sie als kleine, weiße, Haar-ähnliche Würmer erscheinen. Wenn Bandwürmer vorhanden sind, werden sie als segmentiert, flache Würmer (größer als die fadenförmigen pinworms) erscheinen. </li><li> Wenn Helminthen nachgewiesen oder vermutet werden, sammeln die Probe mit einer kleinen Zange. </li><li> Montieren Sie die Probe auf einen gekennzeichneten, sauberen Glasobjektträger in einen Tropfen Paraffin-oder Mineralöl und setzen Sie ein Deckglas auf der Probe. Untersuchen Sie die Folie mit dem 10x und 40x-Objektive auf einem Lichtmikroskop. </li></ol> 2. Ektoparasit Untersuchung (Tabelle 3) 5. Fur zupfen Prüfung für Ektoparasiten (Tape-Test) <ol><li> Entfernen einer Länge von klaren, nicht mattiert, Klebeband aus einem Spender. Band sollte lang genug sein zu handhaben mit einem Ende ohne Berührung der Mitte (ca. 5 cm). Es kann einfacher sein, mehrere Längen auf einmal zu verzichten, die Befestigung an den Rand einer sauberen Arbeitsfläche und mit je nach Bedarf. </li><li> Heben Sie eine Maus oder Ratte aus dem Käfig und auf den Käfig Deckel, wobei sie an der Rute. Führen Sie diese Aktion in einer laminaren Strömung Schrank oder Biosicherheitswerkbank, wenn der Gesundheitszustand des Tieres dies erfordert. </li><li> Restrain der Maus oder Ratte. Fassen Sie das Fell mit Hämostatika und zupfen Sie sanft das Fell auf dem Maus Skapulier Bereich ventralen zervikalen Bereich, Achselbereich, Leistengegend und dorsalen Rumpf. Legen Sie das Fell auf dem Band. Die Haare sollten zu sehen sein Anhänger der Band für den Test als erfolgreich sein werden. Legen Sie die Maus oder Ratte zurück in seinen Käfig. </li><li> Geben Sie einen Tropfen Mineralöl auf ein markiertes sauberen Glasobjektträger, gelten die Band, dann noch einen Tropfen Mineralöl. Abdeckung mit einem Deckglas. </li><li> Lesen Sie die Objektträger mit den 10x und 40x-Objektive unter einem Lichtmikroskop. </li><li> Diese Prüfung ist am besten zum Nachweis von Pelz Milben wie Radfordia, Myobia und Myocoptes. </li></ol> 6. Haut abkratzen <ol><li> Montieren Sie die folgenden Materialien: Tier getestet werden, Mineralöl, Objektträger, Deckglas, Skalpell und Schere. Ist dieser Test auf lebende Tiere durchgeführt werden, sollten sie vor Beginn der Narkose. </li><li> Probieren Sie die Handrücken in der Nähe der Basis des Schwanzes und der zeitlichen Bereich des Kopfes. Alternativ können Hautveränderungen und / oder anderen Websites abgekratzt werden. </li><li> Tief kratzen die Haut mit dem Skalpell in die entgegengesetzte Richtung des Haarwuchses, um die Epidermis zu erodieren. Das Trimmen des Haarkleides vor Schaben können Screening-Empfindlichkeit durch die Reduzierung Sichtbehinderung (vermehrte Behaarung) an der Verbesserunggleiten. </li><li> Geben Sie einen Tropfen Öl auf die Folie. Übernehmen Sie die Probe auf die Öltropfen durch Abwischen der Klinge (mit Probe angebracht) auf der Oberfläche der Folie. Fügen Sie zusätzliche Öl auf die Folie, wenn nötig, und oben mit einem Deckglas. </li><li> Lesen Sie die Objektträger mit den 10x und 40x-Objektive unter einem Lichtmikroskop. </li><li> Die Haut kratzen ist in der Regel verwendet, um Demodex (und Dermatophyten Pilze) zu erkennen. </li></ol> 7. Direkte Untersuchung der pelage <ol><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte auf der Bühne einem Binokular. </li><li> Untersuchen Sie die Haare auf dem Fell auf ca. 10x mit einem Applikator-Stick oder ähnliches Instrument, an den Haaren und beobachten die Basis des Haares. </li><li> Untersuchen Sie den Oberkopf, zwischen den Augen und der Ohrmuschel, zwischen den Ohrmuscheln, zwischen den Schulterblättern, unterhalb des Kiefers und der Leistengegend und axillären Bereichen. Alternativ kann der gesamte Korpus untersucht werden. </li><li> Sammeln Sie alle Ektoparasiten oder verdächtiges Material zu sehen mit einer kleinen Zange. Ektoparasiten oft wie Schuppen oder einem gelben wachsartigen Ablagerungen auf der Basis eines Haares oder direkt auf der Haut zu achten. </li><li> Montieren Sie die Probe auf einen sauberen Glasobjektträger in einen Tropfen Paraffin-oder Mineralöl und setzen Sie ein Deckglas auf der Probe. Untersuchen Sie die Folie mit dem 10x und 40x-Objektive unter einem Lichtmikroskop. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse: Siehe beigefügte Dateien identifizieren folgende Parasiten: (Hinweis: diese Verfahren werden alle Ei, Würmern oder Zyste im Kot oder auf der Haut und Fell zu erkennen, nur ein paar von ihnen sind unten aufgeführt) Endoparasiten: <table border="0"><tbody><tr><td> Syphacia muris (Ei, Wurm) </td><td> Chilomastix bettencourti </td></tr><tr><td> Syphacia obvelata (Ei, Wurm) </td><td> Hexamastix muris </td></tr><tr><td> Aspiculuris tetraptera (Ei, Wurm) </td><td> Retortamonas sp. </td></tr><tr><td> Rodentolepis nana (Ei, Wurm) </td><td> Giardia spp. </td></tr><tr><td> Tritrichomonas muris </td><td> Spironucleus muris </td></tr><tr><td> Entamoeba muris </td><td></td></tr></tbody></table> Ektoparasiten: <table border="0"><tbody><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radfordia affinis </td></tr><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radforida Ensifera </td></tr><tr><td> Myobia musculi </td><td></td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td> Tape-Test </td><td> Kot-Flotation </td><td> FCC </td><td> Direkte Prüfung 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Protozoen </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 2 </td></tr><tr><td> Metazoa </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pinworm </td><td> + / - 3 </td><td> + / - 4 </td><td> + 4 </td><td> + + + </td><td> + + + </td></tr><tr><td> Tapeworm 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Andere Rundwürmer 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Diese Methode erfordert Euthanasie des Tieres. 2. Es gibt keine PCR-Nachweis derzeit verfügbaren Methoden für jeden Protozoen. 3. Diese Methode ist am besten geeignet, um Syphacia spp erkennen. 4. Diese Methode wird eher Aspiculuris erkennen, und weniger wahrscheinlich zu Syphacia erkennen. 5. Bandwürmer und Spulwürmer andere als pinworms sind sehr selten in modernen Labor-Mäuse und Ratten. Tabelle 1. Class of Endoparasit und geeignete Nachweismethode. Einige Methoden erfordern Euthanasie des Tieres. NA zeigt Methode ist derzeit nicht verfügbar für diese Parasiten + zeigt Eignung der Methode für den Nachweis des Parasiten in Frage, und -. Zeigt an, dass die Methode nicht für die Parasiten empfohlen. <table border="1"><tbody><tr><td> Lösung </td><td> Spezifisches Gewicht </td><td> Zutaten pro 1L H 2 O </td></tr><tr><td> Kochsalz </td><td> 1,20 </td><td> 311 g Natriumchlorid </td></tr><tr><td> Natriumnitrat </td><td> 1,20 </td><td> 338 g Natriumnitrat </td></tr><tr><td> Natriumnitrat </td><td> 1,30 </td><td> 616 g Natriumnitrat </td></tr><tr><td> Zucker </td><td> 1,20 </td><td> 1170 g Saccharose 1 </td></tr><tr><td> Sheather Zucker- </td><td> 1,27-1,30 </td><td> 1563 g Saccharose 1 </td></tr><tr><td> Zinksulfat </td><td> 1,18 </td><td> 493 g Zinksulfat </td></tr></tbody></table> 1. Diese Lösungen erfordern Kühlung oder die Zugabe von 9 ml Phenol als Konservierungsmittel. Tabelle 2. Fecal Flotation Lösungen (von Smith et al.) <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Fur zupfen (Tape-Test) </td><td> Haut abkratzen 1 </td><td> Direkte Prüfung 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Läuse </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Milben </td><td> + </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 3 </td></tr><tr><td> Flöhe 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Ticks 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Diese Methode erfordert Anästhesie, wenn sie auf ein lebendes Tier durchgeführt werden soll. 2. Diese Methode erfordert Euthanasie des Tieres. 3. Es gibt keine PCR-Nachweis derzeit verfügbaren Methoden für jede Art von Milben. 4. Flöhe und Zecken sind äußerst selten in modernen Labors Tierhaltung. Tabelle 3. Class of Ektoparasit und geeignete Nachweismethode. Einige Methoden erfordern Euthanasie der Tiere und andere Methoden erfordert Anästhesie, um sie in lebenden Tieren durchzuführen. NA zeigt Methode ist derzeit nicht verfügbar für diese Parasiten. NA zeigt Methode ist derzeit nicht verfügbar für diese Parasiten + zeigt Eignung der Methode für den Nachweis des Parasiten in Frage, und -. Zeigt an, dass die Methode nicht für die Parasiten empfohlen.

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	<li>Baker, D. G., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+23.">Chapter 23.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Diseases Vol. 2, (2007).</li><li>Baker, D. G., Baker, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+11.">Chapter 11.</a> Flynn's Parasites of Laboratory Animals. , 303-398 (2007).</li><li>Owen, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Parasites of Laboratory Animals. 12, (1992).</li><li>Pritchett, K. R., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+22.">Chapter 22.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Diseases Vol. 2, (2007).</li><li>Smith, P. H., Wiles, S. E., Malone, J. B., Monahan, C. M., Baker, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> Flynn's Parasites of Laboratory Animals. , 1-13 (2007).</li><li>Wasson, K., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+21.">Chapter 21.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Vol. 2, 517-550 (2007).</li></ol>

Die Autoren sind alle Mitarbeiter von Charles River, einem Anbieter von diagnostischen Tests und Reagenzien, einschließlich der oben beschriebenen Prüfungen.

Bei der Arbeit in einem Labor, sollte Sicherheit immer ein Anliegen sein. Denken Sie daran, angemessene Schutzkleidung zu tragen, wenn die Arbeit mit Tieren und Ihren Arbeitsplatz mit Desinfektionsmittel sauber vor und nach. Diese Methoden sind in erster Linie entwickelt, um Parasiten von Labornagern in den Orten finden geprüft, dh, sie können erkennen, exotische oder sehr selten Parasiten sowie die häufiger pinworms und Fell Milben. Obwohl sie gleichermaßen für andere Arten sind, können wilden Nagetieren zusätzliche Parasiten in Orten wie Leber, Unterhaut und Gehirn haben, nicht durch die oben genannten Methoden ausgewertet.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reagent Name </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Schneidbrett </td><td> Thermo Electron Corp </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Kleine Schere </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> 23mm Klingen, 3,5 &quot;Länge, gerade </td></tr><tr><td> Medium Schere </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Pinzetten-Curved </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4,5 &quot;, gezahnt, leichten Kurve </td></tr><tr><td> Pinzetten-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson-(Ewald) </td></tr><tr><td> Pinzetten-Tissue Zange </td><td> Roboz </td><td> RS-8160 </td><td> Rat Zahn </td></tr><tr><td> Metall-Sonde </td><td> VWR </td><td> Cat # 25778-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hemostats </td><td> Vorteil </td><td> V97-48 </td><td></td></tr><tr><td> Applikator-Sticks </td><td> Puritaner </td><td> 6in Applikatoren, Ref. Nr. 807 </td><td></td></tr><tr><td> Präpariermikroskop </td><td> Olymp </td><td> SZ51, Schott, ACE1 </td><td></td></tr><tr><td> Petrischale </td><td> VWR </td><td> 100mm, Cat # 3401PDNL </td><td></td></tr><tr><td> Deckgläser </td><td> VWR </td><td> Micro Deckglas, Kat. Nr. 48366-067 </td><td></td></tr><tr><td> Slides </td><td> VWR </td><td> VistaVision Objektträger Cat # 16004-368 </td><td></td></tr><tr><td> Impföse </td><td> VWR </td><td> Cat # 50815-040 </td><td></td></tr><tr><td> Lichtmikroskop </td><td> Olymp </td><td> Model # BX41TF </td><td></td></tr><tr><td> Laborofen </td><td> Quincy Lab Inc. </td><td> Model 10 Lab Oven </td><td></td></tr><tr><td> Zentrifuge </td><td> Beckman Coulter </td><td> Allegra X-12R </td><td></td></tr><tr><td> Vortexer </td><td> VWR </td><td> Mini-Vortexer </td><td></td></tr><tr><td> Röhrchen </td><td> Kimble Chase- </td><td> 15 ml Einweg-Zentrifugenröhrchen, Kat. Nr. 73790-15 </td><td></td></tr><tr><td> Deckgläser </td><td> VWR </td><td> Plastic Mikroskop-Deckgläser, 22mm, Kat. Nr. 48376-049 </td><td></td></tr><tr><td> Weiße Kappen </td><td> VWR </td><td> Cat # 60869-089 </td><td></td></tr><tr><td> Jod </td><td> Rowley biochemischen Instituts </td><td> Cat # SO-364 </td><td></td></tr><tr><td> Zinksulfat </td><td> Sigma Aldrich </td><td> Cat # 1000917519, Z4750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Sucrose </td><td> Mallinckrodt Chemicals </td><td> Cat # 8360-06 </td><td></td></tr><tr><td> Phenol </td><td> EMD </td><td> Cat # PX0510-1 </td><td></td></tr><tr><td> Zellophanband </td><td> Staples </td><td> Invisible Band, Cat # 504712 </td><td></td></tr><tr><td> Mineralöl </td><td> Mallickrodt </td><td> Cat # 6358 </td><td></td></tr></tbody></table>

diagnosis of ecto- and endoparasites in laboratory rats and mice

Interne und externe Parasiten bleiben ein wesentliches Anliegen in Labor Nagetier Einrichtungen, und viele Forschungseinrichtungen Hafen einige parasitierten Tiere. Bevor auf einer Untersuchung der Tiere auf Parasiten, sollten zwei Dinge berücksichtigt werden. One: welchen Gebrauch die gesammelten Informationen getroffen werden, und zwei: die Prüfung ist die am besten geeignete. Wissend, dass Tiere parasitiert sind vielleicht etwas, dass die Anlage akzeptiert werden, aber es ist oft ein Bedürfnis, Tiere zu behandeln und dann auf die Wirksamkeit der Behandlung zu bestimmen. Parasiten können Tiere durch verschiedene Techniken, einschließlich Proben von lebenden oder eingeschläfert Tieren entnommen erkannt werden. Historisch gesehen, werden die Tests mit dem größten diagnostische Sensitivität Euthanasie der Tiere, obwohl PCR hat eine hohe Empfindlichkeit Tests für verschiedene Arten von Parasiten erlaubt. Dieser Artikel zeigt, Verfahren für den Nachweis von Endo-und Ektoparasiten bei Mäusen und Ratten. Das gleiche Verfahren sind bei anderen Nagetieren, obwohl die Arten von Parasiten gefunden werden, abweichen.

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Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Dieser Artikel beschreibt verschiedene Verfahren für das Screening von Ratten und Mäusen zu Endo-oder ectoparasitism erkennen. Mehrere diagnostische Assays gezeigt werden, sowohl die für den Einsatz von lebenden Tieren und denen, die nach Euthanasie der Tiere verwendet. Fotos zur Identitätsfeststellung von Ratte und Maus Parasiten Hilfe einbezogen werden.

Diagnose von Ekto-und Endoparasiten in Laborratten und Labormäusen

Internal and external parasites remain a significant concern in laboratory rodent facilities, and many research facilities harbor some parasitized ...

diagnosis-of-ecto-and-endoparasites-in-laboratory-rats-and-mice

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

41.1K Aufrufe.  Charles River. Dieser Artikel beschreibt verschiedene Verfahren für das Screening von Ratten und Mäusen zu Endo-oder ectoparasitism erkennen. Mehrere diagnostische Assays gezeigt werden, sowohl die für den Einsatz von lebenden Tieren und denen, die nach Euthanasie der Tiere verwendet. Fotos zur Identitätsfeststellung von Ratte und Maus Parasiten Hilfe einbezogen werden.

Serie: Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Orthotopic Hind-Limb Transplantation in Rats

Composite tissue allotransplantation (CTA) now represents a valid therapeutic option after the loss of a hand, forearm or digits and has become a novel therapeutic entity in reconstructive surgery. However, long term high-dose multi-drug immunosuppressive therapy is required to ensure graft survival, bearing the risk of serious side effects which halters broader application. Further progression in this field may depend on better understanding of basic immunology and ischemia reperfusion injury in composite tissue grafts.
To date, orthotopic hind limb transplantation in rats has been the preferred rodent model for reconstructive transplantation (RT), however, it is an extremely demanding procedure that requires extraordinary microsurgical skills for reattachment of vasculature, bones, muscles and nerves.
We have introduced the vascular cuff anastomosis technique to this model, providing a rapid and reliable approach to rat hind limb transplantation. This technique simplifies and shortens the surgical procedure and enables surgeons with basic microsurgical experience to successfully perform the operation with high survival and low complication rates. The technique seems to be well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury (IRI) studies.

Here we describe the orthotopic rat hind-limb transplantation procedure, which seems to be the gold standard in vivo model for composite tissue allotransplantation research.

Orthotopen Hind-Limb Transplantation in Ratten

Composite tissue allotransplantation (CTA) now represents a valid therapeutic option after the loss of a hand, forearm or digits and has become a novel ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Genotypic Inference of HIV-1 Tropism Using Population-based Sequencing of V3

Background: Prior to receiving a drug from CCR5-antagonist class in HIV therapy, a patient must undergo an HIV tropism test to confirm that his or her viral population uses the CCR5 coreceptor for cellular entry, and not an alternative coreceptor. One approach to tropism testing is to examine the sequence of the V3 region of the HIV envelope, which interacts with the coreceptor.
Methods: Viral RNA is extracted from blood plasma. The V3 region is amplified in triplicate with nested reverse transcriptase-PCR. The amplifications are then sequenced and analyzed using the software, RE_Call. Sequences are then submitted to a bioinformatic algorithm such as geno2pheno to infer viral tropism from the V3 region. Sequences are inferred to be non-R5 if their geno2pheno false positive rate falls below 5.75%. If any one of the three sequences from a sample is inferred to be non-R5, the patient is unlikely to respond to a CCR5-antagonist.

HIV tropism can be inferred from the V3 region of the viral envelope. V3 is PCR amplified in triplicate using nested RT-PCR, sequenced, and interpreted using bioinformatic software. Samples with with 1 or more sequence(s) with low g2P scores are classified as non-R5 virus.

Genotypische Inference von HIV-1 Tropismus mit Populations-basierte Sequenzierung von V3

Background: Prior to receiving a drug from CCR5-antagonist class in HIV therapy, a patient must undergo an HIV tropism test to confirm that his or her ...

Basophil Activation Test for Investigation of IgE-Mediated Mechanisms in Drug Hypersensitivity

Hypersensitivity reactions against non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) like propyphenazone (PP) and diclofenac (DF) can manifest as Type I-like allergic reactions 1. In clinical practice, diagnosis of drug hypersensitivity is mainly performed by patient history, as skin testing is not reliable and oral provocation testing bears life-threatening risks for the patient 2. Hence, evidence for an underlying IgE-mediated pathomechanism is hard to obtain. 
Here, we present an in vitro method based on the use of human basophils derived from drug-hypersensitive patients that mimics the allergic effector reaction in vivo. As basophils of drug-allergic patients carry IgE molecules specific for the culprit drug, they become activated upon IgE receptor crosslinking and release allergic effector molecules. The activation of basophils can be monitored by the determination of the upregulation of CD63 surface expression using flow cytometry 3. 
In the case of low molecular weight drugs, conjugates are designed to enable IgE receptor crosslinking on basophils. As depicted in Figure 1, two representatives of NSAIDs, PP and DF, are covalently bound to human serum albumin (HSA) via a carboxyl group reacting with the primary amino group of lysine residues. DF carries an intrinsic carboxyl group and, thus, can be used directly 4, whereas a carboxyl group-containing derivative of PP had to be organochemically synthesized prior to the study 1.
The coupling degree of the low molecular weight compounds on the protein carrier molecule and their spatial distribution is important to guarantee crosslinking of two IgE receptor molecules. The here described protocol applies high performance-size exclusion chromatography (HPSEC) equipped with a sequential refractive index (RI) and ultra violet (UV) detection system for determination of the coupling degree.
As the described methodology may be applied for other drugs, the basophil activation test (BAT) bears the potential to be used for the determination of IgE-mediated mechanisms in drug hypersensitivity. Here, we determine PP hypersensitivity as IgE-mediated and DF hypersensitivity as non-IgE-mediated by BAT.

Basophil activation test is a potent tool for the detection of IgE-dependent allergies in vitro. Here, an optimized protocol for basophil activation test is used to investigate drug hypersensitivity. A method for the efficient production of covalent drug-protein conjugates and their physicochemical characterization is described.

Basophilenaktivierungstest für die Untersuchung von IgE-vermittelten Mechanismen in Drug Überempfindlichkeit

Hypersensitivity reactions against non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) like propyphenazone (PP) and diclofenac (DF) can manifest as Type I-like ...

Evaluation of Zika Virus-specific T-cell Responses in Immunoprivileged Organs of Infected Ifnar1-/- Mice

The Zika virus (ZIKV) can induce inflammation in immunoprivileged organs (e.g., the brain and testis), leading to the Guillain-Barr&#233; syndrome and damaging the testes. During an infection with the ZIKV, immune cells have been shown to infiltrate into the tissues. However, the cellular mechanisms that define the protection and/or immunopathogenesis of these immune cells during a ZIKV infection are still largely unknown. Herein, we describe methods to evaluate the virus-specific T-cell functionality in these immunoprivileged organs of ZIKV-infected mice. These methods include a) a ZIKV infection and vaccine inoculation in Ifnar1-/- mice; b) histopathology, immunofluorescence, and immunohistochemistry assays to detect the virus infection and inflammation in the brain, testes, and spleen; c) the preparation of a tetramer of ZIKV-derived T-cell epitopes; d) the detection of ZIKV-specific T cells in the monocytes isolated from the brain, testes, and spleen. Using these approaches, it is possible to detect the antigen-specific T cells that have infiltrated into the immunoprivileged organs and to evaluate the functions of these T cells during the infection: potential immune protection via virus clearance and/or immunopathogenesis to exacerbate the inflammation. These findings may also help to clarify the contribution of T cells induced by the immunization against ZIKV.

Evaluation of Zika Virus-specific T-cell Responses in Immunoprivileged Organs of Infected Ifnar1-/- Mice

A protocol to evaluate antigen-specific T-cell responses in the immunoprivileged organs of the Ifnar1-/- murine model for the Zika virus (ZIKV) infection is described. This method is pivotal for investigating the cellular mechanisms of the protection and immunopathogenesis of ZIKV vaccines and is also valuable for their efficacy evaluation.

Bewertung der Zika-Virus-spezifischen T-Zell-Reaktionen in Organe der Immunabwehr von infizierten Ifnar1- / - Mäusen

The Zika virus (ZIKV) can induce inflammation in immunoprivileged organs (e.g., the brain and testis), leading to the Guillain-Barr&#233; syndrome and ...

Quantification of Atherosclerosis in Mice

Cardiovascular disease is the main cause of death in the world. The underlying cause in most cases is atherosclerosis, which is in part a chronic inflammatory disease. Experimental atherosclerosis studies have elucidated the role of cholesterol and inflammation in the disease process. This has led to successful clinical trials with pharmaceutical agents that reduce clinical manifestations of atherosclerosis. Careful and well-controlled experiments in mouse models of the disease could further elucidate the pathogenesis of the disease, which is not fully understood. Standardized lesion analysis is important to reduce experimental variability and increase reproducibility. Determining lesion size in aortic root, aortic arch, and brachiocephalic artery are common endpoints in experimental atherosclerosis. This protocol provides a technical description for evaluation of atherosclerosis at all these sites in a single mouse. The protocol is particularly useful when material is limited, as is frequently the case when genetically modified animals are being characterized.

Murine models of atherosclerosis are useful tools to investigate pathogenic pathways on a molecular level, but require standardized quantification of lesion development. This protocol describes an optimized method to determine lesion size in the major arterial vessels including the aortic root, aortic arch, and brachiocephalic artery.

Quantifizierung von Atherosklerose bei Mäusen

Cardiovascular disease is the main cause of death in the world. The underlying cause in most cases is atherosclerosis, which is in part a chronic ...

Adoptive Immunotherapy of iNKT Cells in Glucose-6-Phosphate Isomerase (G6PI)-Induced RA Mice

Rheumatoid arthritis (RA) is a complex chronic inflammatory autoimmune disease. The pathogenesis of the disease is related to invariant natural killer T (iNKT) cells. Patients with active RA present fewer iNKT cells, defective cell function, and excessive polarization of Th1. In this study, an RA animal model was established using a mixture of hGPI325-339 and hGPI469-483 peptides. The iNKT cells were obtained by in vivo induction and in vitro purification, followed by infusion into RA mice for adoptive immunotherapy. The in vivo imaging system (IVIS) tracking revealed that iNKT cells were mainly distributed in the spleen and liver. On day 12 after cell therapy, the disease progression slowed down significantly, the clinical symptoms were alleviated, the abundance of iNKT cells in the thymus increased, the proportion of iNKT1 in the thymus decreased, and the levels of TNF-&#945;, IFN-&#947;, and IL-6 in the serum decreased. Adoptive immunotherapy of iNKT cells restored the balance of immune cells and corrected the excessive inflammation of the body.

Adoptive Immunotherapy of iNKT Cells in Glucose-6-Phosphate Isomerase G6PI-Induced RA Mice

This protocol uses G6PI mixed peptides to construct rheumatoid arthritis models that are closer to that of human rheumatoid arthritis in CD4+ T cells and cytokines. High purity invariant natural killer T cells (mainly iNKT2) with specific phenotypes and functions were obtained by in vivo induction and in vitro purification for adoptive immunotherapy.

Adoptive Immuntherapie von iNKT-Zellen in Glucose-6-Phosphat-Isomerase (G6PI)-Induzierte RA-Mäuse

Rheumatoid arthritis (RA) is a complex chronic inflammatory autoimmune disease. The pathogenesis of the disease is related to invariant natural killer T ...

Evaluation of T Follicular Helper Cells and Germinal Center Response During Influenza A Virus Infection in Mice

T Follicular Helper (Tfh) cells are an independent CD4+&#160;T cell subset specialized in providing help for germinal center (GC) development and generation of high-affinity antibodies. In influenza virus infection, robust Tfh and GC B cell responses are induced to facilitate effective virus eradication, which confers a qualified mouse model for Tfh-associated study. In this paper, we described protocols in detection of basic Tfh-associated immune response during influenza virus infection in mice. These protocols include: intranasal inoculation of influenza virus; flow cytometry staining and analysis of polyclonal and antigen-specific Tfh cells, GC B cells and plasma cells; immunofluorescence detection of GCs; enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) of influenza virus-specific antibody in serum. These assays basically quantify the differentiation and function of Tfh cells in influenza virus infection, thus providing help for studies in elucidating differentiation mechanism and manipulation strategy.

This paper describes protocols of evaluating Tfh and GC B response in mouse model of influenza virus infection.

Bewertung von T Follicular Helper Cells und Germinal Center Response During Influenza A Virus Infection in Mice

T Follicular Helper (Tfh) cells are an independent CD4+&#160;T cell subset specialized in providing help for germinal center (GC) development and ...

Conjunctival Commensal Isolation and Identification in Mice

The ocular surface was once considered immune privileged and abiotic, but recently it appears that there is a small, but persistent commensal presence. Identification and monitoring of bacterial species at the ocular mucosa have been challenging due to their low abundance and limited availability of appropriate methodology for commensal growth and identification. There are two standard approaches: culture based or DNA sequencing methods. The first method is problematic due to the limited recoverable bacteria and the second approach identifies both live and dead bacteria leading to an aberrant representation of the ocular space. We developed a robust and sensitive method for bacterial isolation by building upon standard microbiological culturing techniques. This is a swab-based technique, utilizing an &#8220;in-lab&#8221; made thin swab that targets the lower conjunctiva, followed by an amplification step for aerobic and facultative anaerobic genera. This protocol has allowed us to isolate and identify conjunctival species such as Corynebacterium spp., Coagulase Negative Staphylococcus spp., Streptococcus spp., etc. The approach is suitable to define commensal diversity in mice under different disease conditions.

Presented here is a protocol for the isolation and amplification of aerobic and facultative anaerobic mouse conjunctival commensal bacteria using a unique eye swab and culture-based enrichment step with subsequent identification by microbiological based methods and MALDI-TOF mass spectrometry.

Bindehautkommusale Isolierung und Identifizierung bei Mäusen

The ocular surface was once considered immune privileged and abiotic, but recently it appears that there is a small, but persistent commensal presence. ...

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of UTI in male and female mice have illustrated the procedures for bacterial inoculation and enumeration in urine and tissues. During an initial bladder infection in C57BL/6 mice, UPEC establish latent reservoirs inside bladder epithelial cells that persist following clearance of UPEC bacteriuria. This model builds on these studies to examine rUTI caused by the emergence of UPEC from within latent bladder reservoirs. The urogenital bacterium Gardnerella vaginalis is used as the trigger of rUTI in this model because it is frequently present in the urogenital tracts of women, especially in the context of vaginal dysbiosis that has been associated with UTI. In addition, a method for in situ bladder fixation followed by scanning electron microscopy (SEM) analysis of bladder tissue is also described, with potential application to other studies involving the bladder.

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

A mouse model of uropathogenic E. coli (UPEC) transurethral inoculation to establish latent intracellular bladder reservoirs and subsequent bladder exposure to G. vaginalis to induce recurrent UPEC UTI is demonstrated. Also demonstrated are the enumeration of bacteria, urine cytology, and in situ bladder fixation and processing for scanning electron microscopy.

Rezidivierende Escherichia coli Harnwegsinfektion, ausgelöst durch Gardnerella vaginalis Blasenexposition bei Mäusen

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of ...

Partial Heterotopic Hindlimb Transplantation Model in Rats

Vascularized composite allotransplantations (VCA) represent the most advanced reconstruction option for patients without autologous surgical possibilities after a complex tissue defect. Face and hand transplantations have changed disfigured patients' lives, giving them a new aesthetic and functional social organ. Despite promising outcomes, VCA is still underperformed due to life-long immunosuppression comorbidities and infectious complications. The rat is an ideal animal model for in vivo studies investigating immunological pathways and graft rejection mechanisms. Rats are also widely used in novel composite tissue graft preservation techniques, including perfusion and cryopreservation studies. Models used for VCA in rats must be reproducible, reliable, and efficient with low postoperative morbidity and mortality. Heterotopic limb transplantation procedures fulfill these criteria and are easier to perform than orthotopic limb transplants. Mastering rodent microsurgical models requires solid experience in microsurgery and animal care. Herein is reported a reliable and reproducible model of partial heterotopic osteomyocutaneous flap transplantation in rats, the postoperative outcomes, and the means of prevention of potential complications.

This paper presents a partial heterotopic osteomyocutaneous flap transplantation protocol in rats and its potential outcomes in the mid-term follow-up.

Partielles heterotopes Hinterbeinein Transplantationsmodell bei Ratten

Vascularized composite allotransplantations (VCA) represent the most advanced reconstruction option for patients without autologous surgical possibilities ...