Este trabajo fue apoyado por becas de Ciencias Naturales e Ingeniería de Investigación de Canadá (NSERC) y la Fundación Canadiense para la Innovación (CFI) para DWA.

1. Preparación y disección <ol><li> Preparar el plato forrado con disección Sylgard. Cámaras de grabación de WPI (Sarasota, Florida, EE.UU.; proveedores están listados en la Tabla 2) se utilizan como la disección de los platos (Figura 1). Las cámaras están diseñados para dar cabida a portaobjetos de vidrio y pequeñas arandelas de plástico se utilizan como moldes para la Sylgard. Las arandelas se fijan primero a la diapositiva con grasa y Sylgard líquido se añade al centro de la arandela. El Sylgard curará durante la noche y mientras lo hace, se forma una pequeña cama, circular en el portaobjetos de vidrio, que se convierte en la base del plato de disección. El portaobjetos se coloca en la cámara de registro y sirve como la base de la cámara a la que está fijada la preparación (Figura 1). </li><li> Preparar las soluciones que se indican en la Tabla 3. Soluciones extracelulares deben dejarse a temperatura ambiente mientras que las soluciones intracelulares deben mantenerse estériles. También se puede añadir Lucifer de color amarillo (0,1%) a la solución intracelular de manera que la visualización de la morfología de las células M puede ser realizado al final del experimento. Esto sirve para confirmar la identidad celular (Figura 2). </li><li> Levante salvajes embriones de pez cebra de tipo en el agua de huevo a 28,5 ° C, así como recopilar y etapas según Kimmel et al. 10. Para las disecciones, transferir los embriones al plato de disección que también sirve como la cámara de grabación. Anestesie de 7-10 minutos en una solución anestesiar sal (0,02% tricaína; solución 1, Tabla 3) que se aproxima estrechamente solución salina fisiológica. Uno puede determinar si están adecuadamente anestesiados mediante el examen de la respuesta a una pizca de cola suave. </li><li> Pin de los embriones a través de la notocorda y sobre el plato Sylgard forradas con 0.001 &quot;alambre de tungsteno (Scientific Instrument Services. Inc., Ringoes, NJ, EE.UU.), utilizando magnificación 25X en un microscopio de disección (Figura 1). El alambre de tungsteno se corta fácilmente ena pequeños segmentos con tijeras de disección finas. </li><li> Ajuste el aumento en el microscopio de disección a 40-50X para llevar a cabo la disección. Una vez que el embrión se fija en el plato, la mandíbula, los ojos y el cerebro anterior se eliminan usando un buen par de pinzas (Dumont # 5). </li><li> El cerebro posterior se pela suavemente lejos de la notocorda subyacente al trabajar cuidadosamente las pinzas entre la notocorda y el cerebro. La parte posterior del cerebro es convertido suavemente de manera que la superficie ventral hacia arriba. Esta posición ofrece un buen acceso a las células M, que son por lo general dentro de 5 a 10 micras de la superficie ventral de embriones jóvenes y ~ 20-50 micras de larvas de mayor edad (Figura 2A). </li><li> Cuidadosamente mueva la preparación a la configuración de la grabación donde se puede realizar el experimento de patch clamp. Las células M se visualizan con Nomarski contraste de interferencia diferencial (DIC), aunque otros modos de formación de imágenes (es decir, de contraste de modulación de Hoffman o de contraste de imagen de Dodt GradienteLuigs y Neumann, Alemania) también se pueden utilizar. </li></ol> 2. Patch Clamp de grabación (modo de célula entera) <ol><li> Todas las grabaciones se llevan a cabo en todo el modo de pinzamiento zonal de célula 11. Cámaras de grabación se colocan sobre una platina de microscopio en una configuración de electrofisiología. Nuestros estadios son fijos y el microscopio de patch clamp en posición vertical se atornilla a una plataforma de microscopio móvil o un traductor de microscopio. </li><li> Pipetas de patch clamp se tiran en un extractor horizontal (P-97; Sutter Instruments Co.) de vidrio de paredes delgadas borosilicato obtenida de WPI. Diámetros de punta de pipeta son del orden de 0,2 a 0,4 micras después del pulido fuego a un borde liso, y la puesta a punto del vástago es de ~ 4 mm de longitud. </li><li> Coloque la pipeta para la etapa de la cabeza del amplificador en la configuración de la electrofisiología. Es importante mantener la etapa de la cabeza en más o menos 45 ° ángulo con el eje horizontal ya que esto asegura un ángulo de entrada de la pipeta que es adecuado para la formación de sello de alta resistencias sobre la célula de Mauthner. </li><li> Justo antes de entrar en la solución del baño, aplique una pequeña cantidad de presión positiva a la pipeta para reducir el riesgo de ensuciar la punta. Al grabar mEPSCs, soluciones de baño incluyen 1 M TTX para bloquear los potenciales de acción, 5 M estricnina para bloquear los receptores de glicina y 10 bicuculina M o 100 picrotoxina M para bloquear los receptores de GABA A. Cuando se graba mIPSCs, soluciones de baño incluyen 1 TTX M, ácido quinurénico y, o bien bicuculina o estricnina dependiendo de la actividad del receptor de interés. </li><li> El enfoque de la célula-M con una pequeña cantidad de presión positiva en la pipeta. La presión positiva empuja suavemente la célula de lado a lado y cuando se coloca inmediatamente sobre la celda, forma un pequeño hoyuelo en la membrana celular. Agregar la pipeta en el lugar durante unos pocos segundos para limpiar suavemente la superficie de la célula de manera que se puede formar un sellado fuerte entre la pipeta y la membrana. Liberar la presión positiva en la pipetapermite que el sello para ser iniciado y una pequeña cantidad de presión negativa junto con los potenciales de pipeta negativos resulta en juntas que forman GigaΩ dentro de unos pocos segundos. </li><li> Cambie el potencial de explotación en el amplificador a -60 mV. Ruptura de la membrana celular con una serie de pulsos cortos de succión. Inmediatamente registrar los potenciales de membrana y minimizar los artefactos de capacitancia. Compensar capacitancia celular (C m) y el acceso (serie) de la resistencia (R a) por 70 a 85%. Ra deben monitorizarse de forma rutinaria, cada 30 segundos a un minuto, y si hay un cambio de 20% o más, abortar el experimento. </li><li> Una vez que el experimento ha terminado y suficiente de datos se ha adquirido, la preparación se sacrificó mediante la eliminación de la parte posterior del cerebro con un par de pinzas. En este punto, el análisis de datos puede comenzar. </li></ol>

<ol>
	<li>Korn, H., Faber, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Mauthner+cell+half+a+century+later:+a+neurobiological+model+for+decision-making.">The Mauthner cell half a century later: a neurobiological model for decision-making.</a> Neuron. 47, 13-28 (2005).</li><li>Ali, D. W., Buss, R. R., Drapeau, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+miniature+glutamatergic+EPSCs+in+neurons+of+the+locomotor+regions+of+the+developing+zebrafish.">Properties of miniature glutamatergic EPSCs in neurons of the locomotor regions of the developing zebrafish.</a> J. Neurophysiol. 83, 181-191 (2000).</li><li>Ali, D. W., Drapeau, P., Legendre, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+spontaneous+glycinergic+currents+in+the+Mauthner+neuron+of+the+zebrafish+embryo.">Development of spontaneous glycinergic currents in the Mauthner neuron of the zebrafish embryo.</a> J. Neurophysiol. 84, 1726-1736 (2000).</li><li>Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+recording+from+identifiable+neurons+of+the+locomotor+network+in+the+developing+zebrafish.">In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish.</a> J. Neurosci. Methods. 88, 1-13 (1999).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AMPA+receptors+associated+with+zebrafish+Mauthner+cells+switch+subunits+during+development.">AMPA receptors associated with zebrafish Mauthner cells switch subunits during development.</a> J. Physiol. 581, 1043-1056 (2007).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PKCgamma-induced+trafficking+of+AMPA+receptors+in+embryonic+zebrafish+depends+on+NSF+and+PICK1.">PKCgamma-induced trafficking of AMPA receptors in embryonic zebrafish depends on NSF and PICK1.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S .A. 106, 6796-6801 (2009).</li><li>Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphants:+a+new+systematic+vertebrate+functional+genomics+approach.">Morphants: a new systematic vertebrate functional genomics approach.</a> Yeast. 17, 302-306 (2000).</li><li>Nasevicius, A., Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+targeted+gene+'knockdown'+in+zebrafish.">Effective targeted gene 'knockdown' in zebrafish.</a> Nat. Genet. 26, 216-220 (2000).</li><li>Tallafuss, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Turning+gene+function+ON+and+OFF+using+sense+and+antisense+photo-morpholinos+in+zebrafish.">Turning gene function ON and OFF using sense and antisense photo-morpholinos in zebrafish.</a> Development. 139, 1691-1699 (2012).</li><li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish.">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).</li><li>Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+patch-clamp+techniques+for+high-resolution+current+recording+from+cells+and+cell-free+membrane+patches.">Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches.</a> Pflugers Archiv : European Journal of Physiology. 391, 85-100 (1981).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AMPA+receptors+associated+with+zebrafish+Mauthner+cells+switch+subunits+during+development.">AMPA receptors associated with zebrafish Mauthner cells switch subunits during development.</a> J. Physiol. 581, 1043-1056 (2007).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Zebrafish Book: A Guide for the Laboratory use of Zebrafish (Danio rerio). 1, (2007).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PKCgamma-induced+trafficking+of+AMPA+receptors+in+embryonic+zebrafish+depends+on+NSF+and+PICK1.">PKCgamma-induced trafficking of AMPA receptors in embryonic zebrafish depends on NSF and PICK1.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 6796-6801 (2009).</li><li>Patten, S. A., Roy, B., Cunningham, M. E., Stafford, J. L., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+kinase+Cgamma+is+a+signaling+molecule+required+for+the+developmental+speeding+of+alpha-amino-3-hydroxyl-5-methyl-4-isoxazole-propionate+receptor+kinetics.">Protein kinase Cgamma is a signaling molecule required for the developmental speeding of alpha-amino-3-hydroxyl-5-methyl-4-isoxazole-propionate receptor kinetics.</a> The European Journal of Neuroscience. 31, 1561-1573 (2010).</li><li>Kinkhabwala, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+structural+and+functional+ground+plan+for+neurons+in+the+hindbrain+of+zebrafish.">A structural and functional ground plan for neurons in the hindbrain of zebrafish.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 1164-1169 (2011).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

El protocolo descrito anteriormente permite al parche de registro de sujeción de las células M y sus homólogos. La técnica es difícil y se debe tener cuidado en varias áreas clave durante todo el procedimiento. Ahora vamos a discutir algunas de estas áreas y ofrecerá consejos útiles para asegurar el éxito. La construcción de la cámara de disección / grabación es un aspecto crítico del experimento. Las células M son difíciles de ver a menos que se utiliza contraste de interferencia diferencial. DIC Nomarski funciona mejor con cubreobjetos de vidrio limpio, pero hemos encontrado que una capa muy delgada de Sylgard (~ 1-2 mm) no distorsionar la CID en una medida tal que interfiere con la identificación de las células M. Por lo tanto, usamos una cámara de grabación que tiene un cubreobjetos de vidrio delgada en la parte inferior sobre la que se coloca una pequeña arandela de plástico (~ 5 mm de diámetro). Mezclamos Sylgard 184 en una placa de Petri y añadimos con cuidado el Sylgard líquido al interior de la lavadora con una pipeta Pasteur. El Sylgard se puede curar a temperatura ambiente durante un par de días o puede ser calentada por un curado rápido. La arandela puede ser retirado después de la Sylgard ha curado, aunque esto no es necesario. Una vez que la cámara de disección / grabación ha sido hecha, que puede ser utilizado por varias semanas antes de que se necesitaba un portaobjetos de vidrio Sylgard forrado fresco. El siguiente paso en el procedimiento es para compensar todas las soluciones pertinentes en el día del experimento (Tabla 3). Soluciones intracelulares que contienen todo menos ATP y GTP se hacen por adelantado y se almacenan en 5 ml alícuotas a -20 ° C. En el día de la grabación de una parte alícuota se descongela a temperatura ambiente y ATP fresco y se añade GTP. La solución se ajusta a 280 mOsm y pH 7,4. En nuestras manos, nos encontramos con que la adición de ATP fresco y GTP en un diario los resultados básicos en buenas grabaciones. Todas las soluciones deben mantenerse estériles para tener mejores posibilidades de éxito. Soluciones intracelulares deben filtrarse througja 0,22 micras filtro (Sigma) para eliminar las pequeñas partículas y desechos que puedan afectar a la grabación. Para ello, primero elaboramos la solución intracelular en una jeringa de 1 ml, colocar el filtro en el extremo de la jeringa y añadimos una punta de pipeta de plástico que se calentó y sacó a punta fina, en el extremo del filtro. Esto nos permite aplicar la solución intracelular filtrada directamente al interior de las pipetas de parche de cristal. Una vez que las soluciones se preparan, el embrión puede ser anestesiado y se diseca. Antes de la disección, se debe tener cuidado para evaluar adecuadamente la edad del organismo. Cada embrión dentro de las edades de embrague a un ritmo ligeramente diferente. Por lo tanto, cuando la evaluación de la edad del organismo es importante hacerlo de acuerdo con los procedimientos establecidos 10,13, mediante el uso de señales fenotípicas tales como el número de somitas, la forma general del cuerpo y el momento de la fertilización del óvulo. Todas las disecciones se llevan a cabo con un Dumont # 5 fino par defórceps. Estos necesitan ser afiladas y en buenas condiciones de trabajo de lo contrario será muy difícil de quitar la piel que recubre la parte posterior del cerebro y cualquier tejido conectivo en la superficie ventral del cerebro posterior. A menudo tenemos que afilar las pinzas después de unas semanas de uso, y hacer esto a nosotros mismos con una piedra de afilar. Para fijar el pescado a la fina capa de Sylgard, utilizamos los pins formadas de alambre de tungsteno fino 0.001 pulgadas de diámetro. Las clavijas se cortan con un viejo, tijeras micro-disección bajo un microscopio de disección, y son lo suficientemente pequeños para caber a la derecha a través de la notocorda. Fijación de los embriones en cualquier otro punto no inmoviliza ellos y hace disecciones casi imposible de realizar. Cuando primero aprender a realizar las grabaciones, puede ser difícil para la identidad de las células M de sus homólogos (particularmente MID2 cm que se encuentra en el rombómero vecina - rombómero 5). En algunos embriones estos dos pares de células parecen similares en tamaño. El pro otolitoscionar un hito conveniente para ayudar en la identificación de células-M. A las 48 HPF las células M se encuentran justo al lado de los otolitos, ya pesar de que los otolitos se quitan durante la disección, se van detrás de una región lateral ligeramente dañada del cerebro posterior, que sirve como marcador de su posición original. Los peces transgénicos que expresan la GFP o algún otro marcador fluorescente en la célula M, proporcionan excelentes preparativos para nuevos experimentadores. En nuestras manos las células M tienen una capacitancia de la membrana de aproximadamente 18 a 24 pF a las 48 HPF, mientras que los homólogos más pequeños están más cerca de 12 a 14 pF. Las células con una mayor área de superficie tienen mayores valores de capacitancia de membrana (medidos en picofaradios (pF)) en comparación con las células más pequeñas. Por lo tanto, capacitancia de la membrana se puede utilizar como un indicador aproximado del tamaño de la célula, donde las células más grandes tienen valores de capacidad más grandes. Esta característica electrofisiológico sirve como otra propiedad por la que la célula M puede ser identificado a partir de sus homólogos. Por último, a menudo utilizamos Lucifer amarillo en nuestra grabación de soluciones (intracelulares), que nos permite realizar una identificación de la empresa del tipo de células bajo investigación el uso de imágenes de fluorescencia una vez que las grabaciones estén completas. Resistencias punta de la pipeta en el rango de 3.5 a 4.5 MΩ son el mejor compromiso entre el tamaño de la punta y la resistencia a la baja de acceso, que suele oscilar entre 8 y 15 MΩ. Esto es particularmente importante para los eventos con cinética rápida; ~ 0,1 mseg (20-80%) tiempos de subida y ~ 0.5 exponencial mseg decae 12,14,15 (Figuras 3A y 3B). Los datos se adquieren a una tasa de digitalización de 50 a 100 kHz y se filtra con una frecuencia de paso bajo de 5 a 10 KHz. Con respecto a las pipetas de parche, hemos encontrado que no necesitan ser para obtener una grabación pulida al fuego, pero anecdóticamente, que parece ofrecer ligeramente mejor oportunidad de obtener buenas juntas en comparación con pipetas sin pulir. Dado que las puntas de las pipetas son relativamente grandes, no añadimos versióny presión mucho más positiva a la pipeta antes de entrar en la solución. Se necesita práctica decidir sobre la cantidad apropiada de presión positiva a aplicar como un exceso de presión se moverá la celda demasiado, y prevenir la formación de sello. También puede dañar los contactos sinápticos que la celda se desplaza suavemente desde su posición original. Por otro lado, muy pocos resultados de la presión en puntas sucias y no limpia la superficie de la célula lo suficientemente bien como para formar buenos sellos. Un término medio sólo se logra mediante la práctica y la experiencia significativa. La formación del sello puede ser mejorado con aplicaciones de voltajes negativos a la pipeta. Normalmente tenemos sellos de 1.2-2 GΩ, que son excelentes para los avances en todo el modo de célula. Cuando los agentes farmacológicos necesitan ser aplicados a la citoplasma de la célula, los incluimos en la solución intracelular antes de llenar la pipeta. Se debe tener cuidado cuando se preparan las soluciones de pipeta para evitar la pérdida de los agentespor tener que se unen al filtro de 0,22 micras. Por lo tanto, vamos a filtrar el medio intracelular primero, y luego añadimos con cuidado el agente farmacológico para la solución filtrada. Aplicación de compuestos para el compartimento intracelular tiene su propio conjunto único de desafíos. Por ejemplo, la adición de medicamentos para el medio intracelular generalmente reduce las posibilidades de formación de un sello GΩ, pero no hasta el punto en que es un obstáculo importante para el experimento. Uno debe darse cuenta de que la aplicación de agentes farmacológicos de esta manera no permite el experimentador para grabar el control más apropiado, ya que el agente tiene acceso inmediato a la célula desde el inicio de la configuración de células enteras. Por lo tanto, mientras grabamos los datos a través de este tipo de experimento, uno debe ser consciente de que el siguiente mejor control es la aplicación intracelular de una forma inactiva del agente. En muchos casos esto toma la forma de un compuesto inactivado por calor, un péptido o revueltosr un isómero inactivo obtenido del proveedor. Adquirimos datos en la forma de las corrientes sinápticas (mPSCs), las corrientes de voltaje y los potenciales de acción. Corrientes en miniatura se pueden analizar por unos excelentes programas (pCLAMP, AxoGraph, etc), aunque preferimos utilizar AxoGraph X (John Clements). AxoGraph X se ejecuta en las plataformas Windows y Macintosh y se puede utilizar tanto para la adquisición y análisis de datos electrofisiológicos. mEPCs se adquieren con la ayuda de una plantilla de elección del experimentador, obtenido a partir de la grabación en sí. Las pruebas individuales se pueden analizar para propiedades tales como tiempo de subida, la amplitud, la mitad de la anchura y la decadencia del tiempo, etc Exportamos la hoja de cálculo de datos para Kaleidagraf (Synergy Software), donde podemos producir figuras, incluyendo copias de los seguimientos de sucesos de AxoGraph X. Uno de los aspectos más difíciles de la experimento es determinar si la grabación se llevó a cabo lo suficientemente bien como para proporcionar limpio,datos fiables. Por ejemplo, los problemas de espacio de sujeción pueden surgir cuando se graba mPSCs de células M que tienen grandes axones y extensos procesos dendríticas. Cuando fijación de tensión, generalmente se puede controlar el voltaje en la punta de la pipeta razonablemente bien (especialmente si la resistencia de acceso (Ra) es baja), pero pueden no tener un control adecuado del potencial de membrana en procesos dendríticos o axones que están lejos lejos de la punta de la pipeta. Un método para determinar si la célula estaba debidamente sujeta espacio es para producir un gráfico de dispersión del tiempo de subida vs la amplitud de las mPSCs que se grabaron. Una correlación entre los datos es sugerente de insuficiente espacio de sujeción. En otras palabras, si la abrazadera de espacio es pobre, entonces mPSCs que se producen cerca de la pipeta se tienen tiempos de subida más rápido y amplitudes mayores que los eventos que ocurren a cierta distancia de la pipeta. Si no existe una correlación, entonces los datos es problemático y no se puede utilizar. Otro aspectode registros electrofisiológicos que es necesario abordar es el de las corrientes de fuga. Esto es especialmente cierto cuando el voltaje de una célula de sujeción con el fin de registrar las corrientes de voltaje tales como Na + o K + corrientes. Cuando el potencial de membrana se desvió del resto, las corrientes de fuga se pueden grabar junto con la actividad dependiente de voltaje. Corrientes de fuga (I L), una combinación de potasio (I K), sodio (I Na) y cloruro de (I Cl) corriente a través de los canales que no son dependientes de voltaje se oscurecer la actividad de interés y deben restarse de la grabación. El amplificador es capaz de realizar esta función en línea durante la grabación mediante la ejecución de lo que se suele llamar un protocolo P / N. Durante un protocolo P / N del amplificador se ejecutará varias despolarizaciones pequeños (o hyperpolarizations) desde el reposo y registrará la corriente de fuga resultante que se produce. Es importante la utilización de pequeños impulsos suficientes que no activan los canales dependientes de voltaje. El actuals que se producen durante estos impulsos se registran y se promedia para que estas corrientes de fuga pueden ser sustraídos de la actividad de los canales dependientes de voltaje. Por último, hay que tener en cuenta el potencial de unión, que se produce en la punta del electrodo entre el intracelular y soluciones extracelulares. Soluciones intracelulares y extracelulares se componen típicamente de diferentes iones, con diferentes actividades y movilidades. Iones más grandes con movilidades inferiores ofrecerá una mayor resistividad al movimiento de iones que los más pequeños y esto puede resultar en una pequeña pero significativa diferencia de potencial en la unión de las soluciones. Este potencial de unión debe tenerse en cuenta al determinar los voltajes apropiados experimentado por la célula. La técnica presentada aquí es uno utilizado por nuestro laboratorio durante muchos años. Sin embargo, hay métodos alternativos para la grabación de la célula M. Más notablemente, Joseph Fletcho y sus colegas han desarrollared una excelente preparación en la que se puede grabar desde las células M de las larvas mayores (4-5 días) de una manera menos invasiva que se presenta aquí, donde la célula M se aborda desde la superficie dorsal 16. Se ha intentado una técnica similar pero encontrado que es más fácil para acercarse a la de las células M de la parte ventral del cerebro posterior, donde la célula está más cerca de la superficie del cerebro, en particular en los peces jóvenes (es decir, 24 a 72 HPF HPF). Además, un enfoque de la superficie dorsal por lo general requiere el uso de una línea transgénica que expresa una etiqueta fluorescente en la célula M, que tiene el potencial de introducir variables adicionales en la grabación. Este problema no está presente cuando se utiliza el tipo de pescado salvaje. Sin embargo, con la técnica que aquí se presenta, estamos limitados a estudiar los animales más jóvenes (24 a 72 HPF HPF). Así, cada método tiene sus ventajas y limitaciones. Prueba t de Student se puede usar para comparar dos grupos de datos, mientras que un análisis de VarianCe (ANOVA) se puede utilizar para comparar varios grupos. Se debe tener cuidado al elegir el test post-hoc apropiado para paramétrica vs datos no paramétricos.

Una de las cuestiones pendientes en la neurobiología del desarrollo se refiere al papel de los fenómenos de plasticidad sináptica durante la maduración sináptica. Nuestra investigación se centra en la comprensión de los mecanismos de plasticidad sináptica que subyacen en el desarrollo con un objetivo general de la comprensión del comportamiento de los animales en el contexto del desarrollo sináptico. Para ello, hemos desarrollado una preparación en gran parte intacto en un organismo (el pez cebra, Danio rerio), que ha alcanzado mucha tracción para estudios de desarrollo a finales de 1990. El pez cebra ofrece varias ventajas para los estudios del desarrollo neurológico. Por ejemplo, su genoma es secuenciado y se puede llevar a cabo derribos morfolino y knockouts nucleasa dedo de zinc para silenciar la actividad de genes y expresión de proteínas. También se pueden realizar estudios de sobreexpresión y líneas transgénicas se pueden construir 7-9. Los embriones son relativamente fácil y abundante para adquirir yla naturaleza transparente del embrión se presta bien a la formación de imágenes y estudios opto-genética. Además, el análisis del comportamiento puede llevar a cabo, y los experimentos electrofisiológicos se puede realizar en las fibras musculares, las neuronas de la médula espinal y las neuronas del cerebro posterior en los organismos en gran parte intactas, permitiendo uno para examinar la función celular in vivo. Es importante destacar que estamos en condiciones de examinar la actividad sináptica en no sólo el mismo tipo de célula, pero en el mismo par de neuronas, desde la preparación hasta la preparación. En otras palabras, esta es una de las preparaciones de vertebrados raros en los que se puede volver a la misma neurona, in situ, para estudiar su desarrollo. A fin de mantener los circuitos neuronales tan viable como sea posible, hemos desarrollado una preparación en la que la parte posterior del cerebro y la médula espinal se dejaron intactos, mientras que el parche de sujeción de las células-M. En esta preparación, los ojos, la mandíbula y la piel que recubre la cerebro se eliminan con suavidad y la parte posterior del cerebro es peeled lejos de la notocorda, permitiendo el acceso a la superficie ventral del cerebro posterior. Las neuronas reticulospinal se encuentran unos pocos micrómetros de profundidad y son relativamente de fácil acceso. En 48 h después de la fecundación (HPF; algunas abreviaturas se listan en la Tabla 1) las células son eléctricamente compacto y una fidelidad puede registrar la actividad sináptica (tanto excitatorios e inhibitorios corrientes), las corrientes de voltaje y los potenciales de acción de los mismos. Nuestros hallazgos sugieren que se producen muchos aspectos del desarrollo y la maduración sináptica en el 24 horas antes de la eclosión, y por lo tanto gran parte de nuestra atención se centra en los organismos de edades comprendidas entre 24 a 72 HPF HPF. Sin embargo, por 72 HPF, células M son menos compacto eléctricamente y son difíciles de abrazadera adecuadamente espacio. La técnica se puede utilizar para grabar no sólo de las células M, sino también de sus homólogos, MID2 cm y MiD3 cm. En teoría, también se puede realizar grabaciones dobles, de un spneurona espinal inal como una neurona motora primaria y de la de las células M, pero esto es difícil y se podría argumentar que los beneficios que se obtienen a partir de una técnica tan difícil puede no valer la pena el esfuerzo extraordinario que se requiere.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="always">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Equipment Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue Number</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dissecting Dish</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0291</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>0.001" Tungsten Wire</td>
			<td>Scientific Instruments Services Inc.</td>
			<td>W406</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>MZ9.5</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Pipette Puller</td>
			<td>Sutter Instruments Co.</td>
			<td>P-97</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microforge</td>
			<td>Narishige Group</td>
			<td>MF-900</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Upright Patch clamp microscope</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>DMLFSA</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Siskiyou Inc.</td>
			<td>MX7500</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Digidata</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>1322A</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Amplifier</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>200B</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Acquisition software</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>pClamp9</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Axograph X</td>
			<td>Axograph</td>
			<td>Axograph X</td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

patch clamp recordings from embryonic zebrafish mauthner cells

Células de Mauthner (células M) son grandes neuronas reticulospinal ubicados en la parte posterior del cerebro de los peces teleósteos. Son neuronas clave que participan en un comportamiento característico conocido como la respuesta C-iniciar o escapar que se produce cuando el organismo percibe una amenaza. La célula M ha sido ampliamente estudiado en peces de colores adulto donde se ha demostrado para recibir una amplia gama de excitador, señales inhibitorias y neuromoduladores 1. Hemos estado examinando la actividad de las células M en embriones de pez cebra para el estudio de los aspectos del desarrollo sináptico en una preparación de los vertebrados. A finales de 1990, Ali y sus colegas desarrollaron una preparación para patch clamp grabación desde M-células en embriones de pez cebra, en el que el SNC era 2,3,4 gran parte intacto. El objetivo en ese momento era para registrar la actividad sináptica de las neuronas del cerebro posterior, las neuronas de la médula espinal y el músculo esquelético del tronco, manteniendo las conexiones sinápticas funcionales dentro de una preparación espinal cerebral espinal intacta.Esta preparación se sigue utilizando en nuestro laboratorio hoy. Para examinar los mecanismos subyacentes a la plasticidad sináptica en el desarrollo, registramos excitatorio (mediada por NMDA y AMPA) 5,6 e inhibitorios (GABA y glicina) corrientes sinápticas de desarrollo de células-M. Es importante destacar que esta preparación única nos permite volver a la misma célula (células M) a partir de una preparación a examinar cuidadosamente la plasticidad sináptica y la neuro-desarrollo en un organismo embrionario. Los beneficios proporcionados por esta preparación incluyen 1) intacta, conexiones sinápticas funcionales en la célula M, 2) las preparaciones relativamente baratos, 3) una gran cantidad de embriones fácilmente disponibles 4) la capacidad para volver a la mismo tipo de célula (es decir, M- de células) en cada preparación, por lo que el desarrollo sináptica en el nivel de una célula individual puede ser examinado a partir de pescado para los peces, y 5) de formación de imágenes de las preparaciones de enteros debido a la naturaleza transparente de los embriones.

En este manuscrito se presenta un método para la grabación de patch-clamp en el modo de células enteras de neuronas reticulospinal en el pez cebra, centrándose especialmente en el de las células M. Por supuesto, también es posible grabar en otros modos de patch clamp de células tales como conectado, de dentro a fuera y fuera a cabo. El tipo de datos que se puede obtener no se limita a lo que hemos presentado aquí, pero tratamos de dar un ejemplo tanto de la actividad sináptica (excitatorios e inhibitorios) en el modo de fijación de voltaje, así como los potenciales de acción en la pinza de corriente. Como las edades del organismo y las células M desarrollan dendritas más extensos y elaborados, la capacidad de tensión adecuadamente la abrazadera y el espacio sujetar la célula se ve comprometida y el modo de abrazadera de corriente se convierte en la grabación de elección. La Figura 3 muestra grabaciones representativas de las corrientes excitadoras de los receptores AMPA y NMDA obtenidos a partir de embriones de 48 hpf en presencia de TTX (1 M) y agentes farmacológicos abloquear los receptores de GABA y de glicina. Cuando las células M son tensión sujeta a -60 mV, las corrientes sinápticas son debido a la activación de los receptores de AMPA (Figura 3A). Adquisición y análisis de estos eventos permite grabar parámetros tales como tiempo de subida, tiempo de caída, la amplitud y la frecuencia. Eventos AMPA suelen tener un rápido tiempo de subida (20-80% tiempo de subida de ~ 0,1 ms) y el tiempo de caída (~ 0,5 ms), y presentan una amplitud promedio de aproximadamente 25 pA. Cuando las células M se sujetan a 40 mV, las corrientes hacia el exterior resultantes se deben a AMPA y NMDA actividad del receptor (Figuras 3C y 3D). Corrientes del receptor NMDA presentan cursos de tiempo más largos que los receptores de las corrientes AMPA, y necesitan ser registrados a potenciales positivos o en solución Mg libre para quitar el bloqueo de Mg del NMDA receptores 2,6. El mEPSC media se muestra en la figura 3D representa las corrientes AMPA y NMDA mixtos registrados a 40 mV. Figura 4 muestra los resultados representativos al grabar mIPSCs a partir de células de Mauthner. Estos acontecimientos se produjeron en presencia de TTX (1 M) y ácido quinurénico (1 mM) para bloquear los receptores AMPA y NMDA. Estos eventos presentan aumento razonablemente rápida y cinética de descomposición por 48 HPF y son lo suficientemente frecuentes para adquirir muchas de ellas a través de una grabación 3 min 2-3. Figura 5 muestra los potenciales de acción registrados como resultado de la inyección de corriente de despolarización en la célula. Células M de 48 HPF embriones usualmente disparan un solo potencial de acción (figura 5B), aunque a veces disparan múltiples puntos de acceso cuando se inyecta con estímulos suprathreshold (Figura 5A). <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td> Abreviatura </td><td> Nombre Completo </td></tr><tr><td> 1. </td><td> CBPD </td><td> Corriente postsináptica miniatura </td></tr><tr><td> 2. </td><td> mEPSC </td><td> Corriente postsináptica excitatoria miniatura </td></tr><tr><td> 2 </td><td> mIPSC </td><td> Corriente postsináptica inhibidora miniatura </td></tr><tr><td> 3. </td><td> MΩ </td><td> Mega Ohm (unidad de resistencia; 10 6 Ohm) </td></tr><tr><td> 4. </td><td> GΩ </td><td> Giga Ohm (unidad de resistencia; 10 9 Ohm) </td></tr><tr><td> 4. </td><td> MOsm </td><td> Milli osmolar (unidad de osmolaridad; 10 -3 osmoles) </td></tr><tr><td> 4. </td><td> TTX </td><td> tetrodotoxina </td></tr><tr><td> 5. </td><td> ATP </td><td> trifosfato de adenosina </td></tr><tr><td> 6. </td><td> GTP </td><td> trifosfato de guanosina </td></tr><tr><td> 7. </td><td> GFP </td><td> Proteína fluorescente verde </td></tr></tbody></table> Tabla 1. <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td><strong&gt; Nombre del equipo </td><td> Empresa </td><td> Número del catálogo </td></tr><tr><td> 1. </td><td> La disección de Dish </td><td> Warner Instrumentos </td><td> 64-0291 </td></tr><tr><td> 2. </td><td> 0.001 &quot;alambre de tungsteno </td><td> Scientific Instruments Services Inc. </td><td> W406 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> Microscopio de disección </td><td> Leica Microsystems </td><td> MZ9.5 </td></tr><tr><td> 3. </td><td> Pipetear Puller </td><td> Sutter Instruments Co. </td><td> P-97 </td></tr><tr><td> 4. </td><td> Microforge </td><td> Narishige Grupo </td><td> MF-900 </td></tr><tr><td> 5. </td><td> Vertical microscopio patch clamp </td><td> Leica Microsystems </td><td> DMLFSA </td></tr><tr><td> 6. </td><td> Micromanipulador </td><td> Siskiyou Inc. </td><td> MX7500 </td></tr><tr><td> 7. </td><td> Digidata </td><td> Molecular Devices </td><td> 1322A </td&gt; </tr><tr><td> 8. </td><td> Amplificador </td><td> Molecular Devices </td><td> 200B </td></tr><tr><td> 9. </td><td> Adquisición de software </td><td> Molecular Devices </td><td> pClamp9 </td></tr><tr><td> 10. </td><td> AxoGraph X </td><td> AxoGraph </td><td> AxoGraph X </td></tr></tbody></table> Tabla 2. <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td> Nombre de la solución </td><td> Reactivo y concentración (mM) </td></tr><tr><td> 1. </td><td> La disección de la solución </td><td> 134 NaCl, 2,9 KCl, 2,1 de CaCl 2, 1,2 de MgCl 2, 10 HEPES, 10 glucosa y 0,02% tricaína </td></tr><tr><td> 2. </td><td> solución CBPD extracelular </td><td> 134 NaCl, 2,9 KCl, 2,1 de CaCl 2, 1,2 de MgCl 2, 10 HEPES, 10 glucosa y 0,001 TTX </td></tr><tr><td> 3. </td><td> CBPD intracelular soluciónción </td><td> 134 CsCl, 2 MgCl2, 10 de HEPES, 10 EGTA, 4 Na 2-ATP, 0,4 Li-GTP </td></tr><tr><td> 4. </td><td> Acción potencial solución extracelular </td><td> 137 NaCl, 2,9 KCl, 2,1 CaCl 2, 1,2 MgCl 2, 10 HEPES y 10 Glucosa (con 10 mM D-tubocurarina) </td></tr><tr><td> 5. </td><td> Acción potencial solución intracelular </td><td> 130 KCl, NaCl 2, 10 EGTA, 10 HEPES, 4mg-ATP y 0,4 Li-GTP. </td></tr></tbody></table> Tabla 3. Todas las soluciones extracelulares se ajustan a 290 mOsm y pH 7,8. Todas las soluciones intracelulares se ajustan a 280 mOsm y pH 7,4. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig1.jpg" /> Figura 1. La disección de plato y la preparación de cordón posterior del cerebro espinal intacta. (A) La disección y registrando plato obtenida de WPI. Una arandela delgada se sella con cuidado sobre Tque portaobjetos de vidrio en la parte inferior del plato y Sylgard se aplica al pozo. (B) 48 HPF rombencéfalo-médula espinal preparación. La superficie ventral del cerebro posterior quede hacia arriba y la de las células M se encuentra justo debajo de la superficie del tejido en el nivel de la punta de flecha. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig2.jpg" /> Figura 2. (A) Imagen de contraste de interferencia diferencial de Nomarski de una célula M obtenido a partir de un embrión de 2 dpf poco después de la eclosión. La imagen fue tomada después de la grabación espontánea actividad sináptica excitatoria de la célula-M. (B) La célula se llenó con Lucifer amarillo durante el experimento. Adaptado de 12 con autorización. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig3.jpg" /> Figura 3. (A) mEPSCs AMPA espontáneas registraron a partir de una célula M<html> en una explotación potencial de -60 mV. (B) Promedio de mEPSCs obtenidos a partir de la grabación en (A). (C) espontánea AMPA y NMDA (puntas de flecha) mEPSCs registrada a partir de una de las células M a un potencial de mantenimiento de 40 mV. (D) Promedio de mEPSCs obtenidos a partir de la grabación en (C). MEPSCs de glutamato se registraron en presencia de TTX (1 M) para bloquear los potenciales de acción, estricnina (5 M) y picrotoxina (100 M) para bloquear las corrientes de glicina y GABA. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig4.jpg" /> Figura 4. (A) mIPSCs espontáneas grabadas desde una célula M a un potencial de mantenimiento de -60 mV. (B) Promedio de mEPSCs obtenidos a partir de la grabación en (A). mIPSCs se registraron en presencia de TTX (1 M) para bloquear los potenciales de acción, ácido quinurénico (1 mM) para bloquear la actividad del receptor de glutamato y bicuculina (10 M) para bloquear las corrientes de GABA. nt &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="La figura 5" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig5.jpg" /> Figura 5. Los potenciales de acción registraron a partir de una célula M. En esta célula particular un estímulo por encima del umbral (0,48 nA) provocó varios potenciales de acción (A), pero un estímulo a umbral sólo resulta en la producción de un único potencial de acción (B). (C) Los protocolos actuales para las trazas mostradas en A y B.

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Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells

Hemos desarrollado una preparación espinal cerebral espinal intacta para registrar y monitorear la actividad eléctrica a través de la grabación de patch clamp de las neuronas y otras células de Mauthner reticulospinal en embriones de pez cebra. Por lo tanto, somos capaces de registrar las corrientes sinápticas excitatorias e inhibitorias, la actividad del canal dependiente de voltaje y los potenciales de acción de las neuronas clave en un embrión en desarrollo.

Patch Clamp Las grabaciones de las células embrionarias de pez cebra Mauthner

Mauthner cells (M-cells) are large  reticulospinal neurons located in the hindbrain of teleost fish. They are key  neurons involved in a characteristic ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

15.8K vistas.  University of Alberta.  Hemos desarrollado una preparación espinal cerebral espinal intacta para registrar y monitorear la actividad eléctrica a través de la grabación de patch clamp de las neuronas y otras células de Mauthner reticulospinal en embriones de pez cebra. Por lo tanto, somos capaces de registrar las corrientes sinápticas excitatorias e inhibitorias, la actividad del canal dependiente de voltaje y los potenciales de acción de las neuronas clave en un embrión en desarrollo. 

Video: Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of intracellular events that lead to closure of cyclic-nucleotide-gated channels in the cell membrane. The resulting change in membrane potential leads in turn to reductions in the amount of neurotransmitter release from both rod and cone synaptic terminals. To measure how the light-evoked change in photoreceptor membrane potential leads to downstream activity in the retina, scientists have made electrophysiological recordings from retinal slice preparations for decades1,2. In the past these slices have been cut manually with a razor blade on retinal tissue that is attached to filter paper; in recent years another method of slicing has been developed whereby retinal tissue is embedded in low gelling temperature agar and sliced in cool solution with a vibrating microtome3,4. This preparation produces retinal slices with less surface damage and very robust light-evoked responses. Here we document how this procedure can be done under infrared light to avoid bleaching the visual pigment.

Here we describe a procedure for generating dark-adapted slices of the mouse retina for electrophysiological recordings.

Grabaciones de patch clamp de neuronas de ratón de retina en una rebanada preparación adaptada a la oscuridad

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of ...

Investigación

Neurociencias

Paired Patch Clamp Recordings from Motor-neuron and Target Skeletal Muscle in Zebrafish

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target muscle. This is a direct consequence of the accessibility to both cell types and ability to visually distinguish the single segmental CaP motor-neuron on the basis of morphology and location. This video demonstrates the microscopic methods used to identify a CaP motor-neuron and target muscle cells as well as the methodologies for recording from each cell type. Identification of the CaP motor-neuron type is confirmed by either dye filling or by the biophysical features such as action potential waveform and cell input resistance. Motor-neuron recordings routinely last for one hour permitting long-term recordings from multiple different target muscle cells. Control over the motor-neuron firing pattern enables measurements of the frequency-dependence of synaptic transmission at the neuromuscular junction. Owing to a large quantal size and the low noise provided by whole cell voltage clamp, all of the unitary events can be resolved in muscle. This feature permits study of basic synaptic properties such as release properties, vesicle recycling, as well as synaptic depression and facilitation. The advantages offered by this in vivo preparation eclipse previous neuromuscular model systems studied wherein the motor-neurons are usually stimulated by extracellular electrodes and the muscles are too large for whole cell patch clamp. The zebrafish preparation is amenable to combining electrophysiological analysis with a wide range of approaches including transgenic lines, morpholino knockdown, pharmacological intervention and in vivo imaging. These approaches, coupled with the growing number of neuromuscular disease models provided by mutant lines of zebrafish, open the door for new understanding of human neuromuscular disorders.

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target skeletal muscle. This video demonstrates the microscopic methods used to identify a segmental CaP motor-neuron and target muscle cells as well as the methodologies for recording from each cell type.

Emparejados grabaciones patch clamp de neurona motora y el músculo esquelético de destino en el pez cebra

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target muscle.  ...

Culturing and Electrophysiology of Cells on NRCC Patch-clamp Chips

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard of electrophysiology applied to disease models and pharmaceutical screens alike 1. The method traditionally involves gently contacting a cell with a glass pipette filled by a physiological solution in order to isolate a patch of the membrane under its apex 2. An electrode inserted in the pipette captures ion-channel activity within the membrane patch or, when ruptured, for the whole cell. In the last decade, patch-clamp chips have been proposed as an alternative 3, 4: a suspended film separates the physiological medium from the culture medium, and an aperture microfabricated in the film replaces the apex of the pipette. Patch-clamp chips have been integrated in automated systems and commercialized for high-throughput screening 5. To increase throughput, they include the fluidic delivery of cells from suspension, their positioning on the aperture by suction, and automated routines to detect cell-to-probe seals and enter into whole cell mode. We have reported on the fabrication of a silicon patch-clamp chip with optimized impedance and orifice shape that permits the high-quality recording of action potentials in cultured snail neurons 6; recently, we have also reported progress towards interrogating mammalian neurons 7. Our patch-clamp chips are fabricated at the Canadian Photonics Fabrication Centre 8, a commercial foundry, and are available in large series. We are eager to engage in collaborations with electrophysiologists to validate the use of the NRCC technology in different models. The chips are used according to the general scheme represented in Figure 1: the silicon chip is at the bottom of a Plexiglas culture vial and the back of the aperture is connected to a subterranean channel fitted with tubes at either end of the package. Cells are cultured in the vial and the cell on top of the probe is monitored by a measuring electrode inserted in the channel.The two outside fluidic ports facilitate solution exchange with minimal disturbance to the cell; this is an advantage compared to glass pipettes for intracellular perfusion.
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3288/3288fig1.jpg" />
Figure 1. Principle of measurement using the NRCC patch-clamp chip
We detail here the protocols to sterilize and prime the chips, load them with medium, plate them with cells, and finally use them for electrophysiological recordings.

We show how planar patch-clamp chips fabricated at the National Research Council of Canada are sterilized, primed, loaded with medium, plated with cells, and used for electrophysiological recordings.

El cultivo y la electrofisiología de las células en NRCC de patch-clamp chips

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard ...

Patch Clamp Recordings in Inner Ear Hair Cells Isolated from Zebrafish

Patch clamp analyses of the voltage-gated channels in sensory hair cells isolated from a variety of species have been described previously1-4 but this video represents the first application of those techniques to hair cells from zebrafish. Here we demonstrate a method to isolate healthy, intact hair cells from all of the inner ear end-organs: saccule, lagena, utricle and semicircular canals. Further, we demonstrate the diversity in hair cell size and morphology and give an example of the kinds of patch clamp recordings that can be obtained. The advantage of the use of this zebrafish model system over others stems from the availability of zebrafish mutants that affect both hearing and balance. In combination with the use of transgenic lines and other techniques that utilize genetic analysis and manipulation, the cell isolation and electrophysiological methods introduced here should facilitate greater insight into the roles hair cells play in mediating these sensory modalities.

The purpose of this video is to demonstrate procedures for obtaining healthy, intact hair cells from the inner ear organs of adult zebrafish and then using them for patch clamp studies aimed at characterizing the biophysical properties of their voltage-gated channels.

Grabaciones de patch clamp en Inner células del oído pelo Aislado de pez cebra

Patch  clamp analyses of the voltage-gated channels in sensory hair cells isolated  from a variety of species have been described previously1-4 but this  ...

F1FO ATPase Vesicle Preparation and Technique for Performing Patch Clamp Recordings of Submitochondrial Vesicle Membranes

Mitochondria are involved in many important cellular functions including metabolism, survival1, development and, calcium signaling2. Two of the most important mitochondrial functions are related to the efficient production of ATP, the energy currency of the cell, by oxidative phosphorylation, and the mediation of signals for programmed cell death3.
The enzyme primarily responsible for the production of ATP is the F1FO-ATP synthase, also called ATP synthase4-5. In recent years, the role of mitochondria in apoptotic and necrotic cell death has received considerable attention. In apoptotic cell death, BCL-2 family proteins such as Bax enter the mitochondrial outer membrane, oligomerize and permeabilize the outer membrane, releasing pro-apoptotic factors into the cytosol6. In classic necrotic cell death, such as that produced by ischemia or excitotoxicity in neurons, a large, poorly regulated increase in matrix calcium contributes to the opening of an inner membrane pore, the mitochondrial permeability transition pore or mPTP. This depolarizes the inner membrane and causes osmotic shifts, contributing to outer membrane rupture, release of pro-apoptotic factors, and metabolic dysfunction. Many proteins including Bcl-xL7 interact with F1FO ATP synthase, modulating its function. Bcl-xL interacts directly with the beta subunit of F1FO ATP synthase, and this interaction decreases a leak conductance within the F1FOATPasecomplex, increasing the net transport of H+ by F1FO during F1FO ATPase activity8 and thereby increasing mitochondrial efficiency. To study the activity and modulation of the ATP synthase, we isolated from rodent brain submitochondrial vesicles (SMVs) containing F1FO ATPase. The SMVs retain the structural and functional integrity of the F1FO ATPase as shown in Alavian et al. Here, we describe a method that we have used successfully for the isolation of SMVs from rat brain and we delineate the patch clamp technique to analyze channel activity (ion leak conductance) of the SMVs.

F1FO ATPase Vesicle Preparation and Technique for Performing Patch Clamp Recordings of Submitochondrial Vesicle Membranes

A method to isolate submitochondrial vesicles enriched in F1FO ATP synthase complexes from rat brain is described. These vesicles allow the study of the activity of F1FO ATPase complex and its modulation using the technique of patch clamp recording.

<sub&gt; 1</sub&gt; F<sub&gt; O</sub&gt; ATPasa preparación de vesículas y técnica para realizar Patch clamp grabaciones de membranas de la vesícula submitocondriales

Mitochondria are involved in many important cellular  functions including metabolism, survival1, development and, calcium signaling2. Two of the most ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

El aislamiento de las neuronas sensoriales de<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Se Patch clamp grabaciones de Corrientes glutamatérgicos

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

Plenario de células patch-clamp grabaciones de Morphologically- e identificados-neuroquímicamente interneuronas del hipocampo

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with simultaneous intracellular biocytin filling allows a correlated analysis of their structural and functional properties. With this method it is possible to identify and characterize both pre- and postsynaptic neurons by their morphology and electrophysiological response pattern. Paired recordings allow studying the connectivity patterns between these neurons as well as the properties of both chemical and electrical synaptic transmission. Here, we give a step-by-step description of the procedures required to obtain reliable paired recordings together with an optimal recovery of the neuron morphology. We will describe how pairs of neurons connected via chemical synapses or gap junctions are identified in brain slice preparations. We will outline how neurons are reconstructed to obtain their 3D morphology of the dendritic and axonal domain and how synaptic contacts are identified and localized. We will also discuss the caveats and limitations of the paired recording technique, in particular those associated with dendritic and axonal truncations during the preparation of brain slices because these strongly affect connectivity estimates. However, because of the versatility of the paired recording approach it will remain a valuable tool in characterizing different aspects of synaptic transmission at identified neuronal microcircuits in the brain.

Patch-clamp recordings and simultaneous intracellular biocytin filling of synaptically coupled neurons in acute brain slices allow a correlated analysis of their structural and functional properties. The aim of this protocol is to describe the essential technical steps of electrophysiological recording from neuronal microcircuits and their subsequent morphological analysis.

Electrofisiológico y Caracterización Morfológica de microcircuitos neuronales en el infarto agudo rodajas de cerebro Usando Emparejados patch-clamp grabaciones

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

Las grabaciones de células enteras Patch-clamp en rodajas de cerebro

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

Subcellular Patch-clamp Recordings from the Somatodendritic Domain of Nigral Dopamine Neurons

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding these fundamental functions will shed light on the information transfer in these neurons. Dendritic patch-clamp recordings provide the possibility to directly examine the electrical properties of dendrites and underlying voltage-gated ion channels. However, these fine structures are not easily accessible to patch pipettes because of their small diameter. This report describes a step-by-step procedure to collect stable and reliable recordings from the dendrites of dopaminergic neurons in acute slices. Electrophysiological measurements are combined with post hoc recovery of cell morphology. Successful experiments rely on improved preparation of slices, solutions and pipettes, adequate adjustment of the optics and stability of the pipette in contact with the recorded structure. Standard principles of somatic patch-clamp recording are applied to dendrites but with a gentler approach of the pipette. These versatile techniques can be implemented to address various questions concerning the excitable properties of dendrites.

Subcellular patch-clamp recordings offer the possibility to investigate the functional properties of dendrites. However these fine structures are not easily accessible due to their small diameter. The protocol described here aims to facilitate the collection of stable and reliable recordings from the dendrites of dopamine neurons in slices in vitro.

Subcelulares patch-clamp grabaciones desde el dominio somatodendrítica de la sustancia nigra dopamina Neuronas

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding ...