Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni dal scienze naturali e ingegneria Research Council del Canada (NSERC) e la Fondazione canadese per l&#39;innovazione (CFI) per DWA.

1. Preparazione e dissezione <ol><li> Preparare il piatto dissezione allineato con Sylgard. Registrazione camere da WPI (Sarasota, Florida, USA; fornitori sono elencati nella Tabella 2) sono utilizzati come dissezione piatti (Figura 1). Le camere sono progettate per vetrini e piccole rondelle di plastica vengono usati come stampi per la Sylgard. Le rondelle vengono dapprima fissato alla slitta con grasso e Sylgard liquido viene aggiunto al centro della rondella. Il Sylgard curerà notte e come lo fa, si forma un piccolo, letto circolare sul vetrino, che diventa la base del piatto dissezione. La slitta è posto nella camera di registrazione e serve come base della camera per cui la preparazione è apposto (Figura 1). </li><li> Preparare le soluzioni elencate nella Tabella 3. Soluzioni extracellulari devono essere lasciati a temperatura ambiente mentre soluzioni intracellulari devono essere mantenuti sterili. Si può anche aggiungere Lucifer giallo (0,1%) alla soluzione intracellulare in modo che la visualizzazione della morfologia M-cella può essere eseguita alla fine dell&#39;esperimento. Questo serve per confermare l&#39;identità delle cellule (Figura 2). </li><li> Sollevare wild type embrioni di zebrafish in acqua uovo a 28,5 ° C, e raccogliere e stadio secondo Kimmel et al. 10. Per dissezioni, trasferire embrioni al piatto dissezione che funge anche da camera di registrazione. Anestetizzare per 7-10 minuti in una soluzione anestetizzante sale (0,02% tricaine, soluzione 1, tabella 3), che si avvicina molto fisiologica. Si può determinare se è adeguatamente anestetizzati esaminando la risposta ad una presa coda delicato. </li><li> Pin gli embrioni attraverso la notocorda e sul piatto Sylgard alberato con 0.001 &quot;filo di tungsteno (Scientific Instrument Services. Inc., Ringoes, NJ, USA) utilizzando 25X di ingrandimento su un microscopio da dissezione (Figura 1). Il filo di tungsteno è facilmente tagliato ina piccoli segmenti con belle forbici dissezione. </li><li> Regolare l&#39;ingrandimento sulla portata dissezione a 40-50X effettuare la dissezione. Una volta che l&#39;embrione è appuntato al piatto, la mascella, gli occhi e prosencefalo vengono rimossi con un bel paio di pinze (Dumont # 5). </li><li> Il hindbrain viene delicatamente staccato dalla notocorda sottostante lavorando attentamente le pinze tra la notocorda e il cervello. Hindbrain viene poi delicatamente capovolta in modo che la superficie ventrale rivolto verso l&#39;alto. Questa posizione offre un buon accesso alla M-cellule, che sono di solito entro 5-10 micron di superficie ventrale nei giovani embrioni e ~ 20-50 micron di larve di età superiore (Figura 2A). </li><li> Spostare con cautela la preparazione al setup di registrazione dove l&#39;esperimento patch clamp può essere eseguita. L&#39;M-cellule sono visualizzate con Nomarski interferenza differenziale contrasto (DIC), anche se altri modi di rappresentazione (cioè di contrasto modulazione Hoffman o Dodt Gradiente Contrast Imaging daLuigs e Neumann, Germania) possono anche essere utilizzati. </li></ol> 2. Patch Clamp Recording (modalità a cellula intera) <ol><li> Tutte le registrazioni sono eseguite in tutto modalità patch clamp cella 11. Registrazione camere sono poste su un palco microscopio in un setup di elettrofisiologia. I nostri stadi sono fissi e il microscopio patch clamp in posizione verticale è imbullonato al microscopio di una piattaforma mobile o di un traduttore microscopio. </li><li> Pipette di patch clamp sono tirato su un estrattore orizzontale (P-97; Sutter Instruments Co.) da pareti sottili, vetro borosilicato ottenuto da WPI. Diametri punta della pipetta sono dell&#39;ordine di 0,2-0,4 micron dopo fuoco lucidatura di un bordo liscio, e il codolo conico è ~ 4 mm di lunghezza. </li><li> Fissare la pipetta alla testa-stadio amplificatore nel setup elettrofisiologia. È importante mantenere la testa stadio a circa 45 ° rispetto all&#39;asse orizzontale in quanto ciò garantisce un angolo di entrata per la pipetta che è adatto per la formazione di elevata tenuta resistenzas sulla cella Mauthner. </li><li> Appena prima di entrare nella soluzione del bagno, applicare una piccola quantità di pressione positiva alla pipetta per ridurre il rischio di sporcare la punta. Durante la registrazione mEPSCs, soluzioni da bagno includono 1 micron TTX per bloccare potenziali d&#39;azione, 5 micron stricnina per bloccare i recettori della glicina e 10 micron bicucullina o 100 micron picrotossina di bloccare i recettori GABA A. Durante la registrazione mIPSCs, soluzioni da bagno includono 1 micron TTX, acido kynurenic e sia bicucullina o stricnina a seconda dell&#39;attività del recettore di interesse. </li><li> Avvicinarsi alla cellula M con una piccola quantità di pressione positiva nella pipetta. La pressione positiva spinge delicatamente la cella da un lato all&#39;altro e quando posizionato immediatamente sopra la cella, forma una piccola fossetta sulla membrana cellulare. Lasciare la pipetta in posizione per alcuni secondi per pulire la superficie cellulare in modo che una forte tenuta tra la pipetta e la membrana può essere formata. Rilasciando la pressione positiva nella pipettaconsente la guarnizione deve essere iniziato e una piccola quantità di pressione negativa accoppiata con potenzialità pipetta negativi provoca guarnizioni GigaΩ formando in pochi secondi. </li><li> Cambiare la potenziale partecipazione sull&#39;amplificatore a -60 mV. Rottura della membrana cellulare con una serie di brevi impulsi di aspirazione. Registrare immediatamente il potenziale di membrana e ridurre al minimo gli artefatti di capacità. Compensare capacità della cella (C m) e l&#39;accesso (serie) resistenza (R a) dal 70-85%. R A dovrebbe essere regolarmente verificato, ogni 30 secondi ad un minuto, e se vi è un cambiamento di 20% o più, termina l&#39;esperimento. </li><li> Una volta che l&#39;esperimento è finito e abbastanza dati è stato acquisito, il preparato viene sacrificato rimuovendo hindbrain con un paio di pinze. A questo punto, l&#39;analisi dei dati può iniziare. </li></ol>

<ol>
	<li>Korn, H., Faber, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Mauthner+cell+half+a+century+later:+a+neurobiological+model+for+decision-making.">The Mauthner cell half a century later: a neurobiological model for decision-making.</a> Neuron. 47, 13-28 (2005).</li><li>Ali, D. W., Buss, R. R., Drapeau, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+miniature+glutamatergic+EPSCs+in+neurons+of+the+locomotor+regions+of+the+developing+zebrafish.">Properties of miniature glutamatergic EPSCs in neurons of the locomotor regions of the developing zebrafish.</a> J. Neurophysiol. 83, 181-191 (2000).</li><li>Ali, D. W., Drapeau, P., Legendre, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+spontaneous+glycinergic+currents+in+the+Mauthner+neuron+of+the+zebrafish+embryo.">Development of spontaneous glycinergic currents in the Mauthner neuron of the zebrafish embryo.</a> J. Neurophysiol. 84, 1726-1736 (2000).</li><li>Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+recording+from+identifiable+neurons+of+the+locomotor+network+in+the+developing+zebrafish.">In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish.</a> J. Neurosci. Methods. 88, 1-13 (1999).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AMPA+receptors+associated+with+zebrafish+Mauthner+cells+switch+subunits+during+development.">AMPA receptors associated with zebrafish Mauthner cells switch subunits during development.</a> J. Physiol. 581, 1043-1056 (2007).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PKCgamma-induced+trafficking+of+AMPA+receptors+in+embryonic+zebrafish+depends+on+NSF+and+PICK1.">PKCgamma-induced trafficking of AMPA receptors in embryonic zebrafish depends on NSF and PICK1.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S .A. 106, 6796-6801 (2009).</li><li>Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphants:+a+new+systematic+vertebrate+functional+genomics+approach.">Morphants: a new systematic vertebrate functional genomics approach.</a> Yeast. 17, 302-306 (2000).</li><li>Nasevicius, A., Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+targeted+gene+'knockdown'+in+zebrafish.">Effective targeted gene 'knockdown' in zebrafish.</a> Nat. Genet. 26, 216-220 (2000).</li><li>Tallafuss, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Turning+gene+function+ON+and+OFF+using+sense+and+antisense+photo-morpholinos+in+zebrafish.">Turning gene function ON and OFF using sense and antisense photo-morpholinos in zebrafish.</a> Development. 139, 1691-1699 (2012).</li><li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish.">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).</li><li>Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+patch-clamp+techniques+for+high-resolution+current+recording+from+cells+and+cell-free+membrane+patches.">Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches.</a> Pflugers Archiv : European Journal of Physiology. 391, 85-100 (1981).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AMPA+receptors+associated+with+zebrafish+Mauthner+cells+switch+subunits+during+development.">AMPA receptors associated with zebrafish Mauthner cells switch subunits during development.</a> J. Physiol. 581, 1043-1056 (2007).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Zebrafish Book: A Guide for the Laboratory use of Zebrafish (Danio rerio). 1, (2007).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PKCgamma-induced+trafficking+of+AMPA+receptors+in+embryonic+zebrafish+depends+on+NSF+and+PICK1.">PKCgamma-induced trafficking of AMPA receptors in embryonic zebrafish depends on NSF and PICK1.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 6796-6801 (2009).</li><li>Patten, S. A., Roy, B., Cunningham, M. E., Stafford, J. L., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+kinase+Cgamma+is+a+signaling+molecule+required+for+the+developmental+speeding+of+alpha-amino-3-hydroxyl-5-methyl-4-isoxazole-propionate+receptor+kinetics.">Protein kinase Cgamma is a signaling molecule required for the developmental speeding of alpha-amino-3-hydroxyl-5-methyl-4-isoxazole-propionate receptor kinetics.</a> The European Journal of Neuroscience. 31, 1561-1573 (2010).</li><li>Kinkhabwala, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+structural+and+functional+ground+plan+for+neurons+in+the+hindbrain+of+zebrafish.">A structural and functional ground plan for neurons in the hindbrain of zebrafish.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 1164-1169 (2011).</li></ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Il protocollo sopra descritto permette di patch del record morsetto da M-cellule e suoi omologhi. La tecnica è impegnativo e la cura dovrebbe essere presa in diversi settori chiave durante tutta la procedura. Ora discuteremo alcune di queste aree e offrire suggerimenti utili per garantire il successo. Costruzione della camera di dissezione / registrazione è un aspetto critico dell&#39;esperimento. L&#39;M-cellule sono difficili da vedere se non viene utilizzato il contrasto di interferenza differenziale. Nomarski DIC funziona meglio con vetrini pulito, ma abbiamo trovato che uno strato molto sottile di Sylgard (~ 1-2 mm) non distorcere il DIC a tal punto che interferisce con l&#39;identificazione delle M-cellule. Pertanto, si usa una camera di registrazione che ha un vetrino di vetro sottile sul fondo su cui viene applicato un piccolo rondella di plastica (~ 5 mm di diametro). Mescoliamo Sylgard 184 in una capsula di Petri e aggiungere cautamente Sylgard liquido all&#39;interno della rondella con una pipetta Pasteur. La Sylgard può essere curata a temperatura ambiente per un paio di giorni o può essere riscaldato per la rapida polimerizzazione. La rondella può essere rimosso dopo l&#39;Sylgard è indurita, anche se questo non è necessario. Una volta effettuata la camera di dissezione / registrazione, può essere utilizzato per diverse settimane prima che sia necessario un nuovo Sylgard rivestita di vetro scorrevole. Il passo successivo della procedura è di recuperare tutte le soluzioni pertinenti sul giorno dell&#39;esperimento (Tabella 3). Soluzioni intracellulari contenenti tutto ma ATP e GTP sono anticipati e conservati in 5 ml aliquote a -20 ° C. Il giorno di registrazione un&#39;aliquota è scongelata a temperatura ambiente e ATP fresco e viene aggiunto GTP. La soluzione viene regolato a 280 mOsm e pH 7,4. Nelle nostre mani, troviamo che l&#39;aggiunta di ATP fresco e GTP su un quotidiano risultati di base in buone registrazioni. Tutte le soluzioni devono essere conservati sterile per la migliore possibilità di successo. Le soluzioni intracellulari devono essere filtrati througah 0,22 micron filtro (Sigma) per rimuovere piccole particelle e detriti che potrebbero influenzare la registrazione. Per fare questo, dobbiamo prima disegnare la soluzione intracellulare in una siringa da 1 ml, applicare il filtro alla fine della siringa e aggiungere una punta della pipetta di plastica che era riscaldata e tirato a punta fine, fino alla fine del filtro. Ciò ci permette di applicare la soluzione intracellulare filtrata direttamente all&#39;interno delle pipette patch di vetro. Una volta che le soluzioni sono preparate, l&#39;embrione può essere anestetizzato e sezionato. Prima della dissezione, occorre prestare attenzione per valutare adeguatamente l&#39;età dell&#39;organismo. Ogni embrione all&#39;interno di un età frizione ad un tasso leggermente diversa. Pertanto nel valutare l&#39;età dell&#39;organismo è importante farlo secondo procedure stabilite 10,13, utilizzando i riferimenti fenotipici quali il numero di somiti, la forma complessiva del corpo e il tempo di fecondazione dell&#39;uovo. Tutte le dissezioni sono eseguite con una Dumont # 5 bel paio dipinze. Questi devono essere forte e in buone condizioni altrimenti sarà molto difficile da rimuovere la pelle sovrapponendo hindbrain e qualsiasi tessuto connettivo sulla superficie ventrale del cervello posteriore. Spesso dobbiamo affinare le pinze dopo poche settimane di utilizzo, e farlo noi stessi con una pietra affilatura. Per bloccare il pesce per il sottile strato di sylgard, usiamo spilli modellati dalla sottile filo di tungsteno 0,001 pollici di diametro. I perni sono tagliate con un vecchio, forbici micro-dissezione sotto un microscopio da dissezione, e sono abbastanza piccolo da stare a destra attraverso la notocorda. Pinning gli embrioni in qualsiasi altro punto non immobilizzare le dissezioni e rende quasi impossibile da eseguire. Quando prima imparare effettuare le registrazioni, può essere difficile all&#39;identità M-cella da suoi omologhi (particolarmente MiD2 cm, che si trova nella rhombomere vicina - rhombomere 5). In alcuni embrioni queste due coppie di celle appaiono di dimensioni simili. Il otoliti pronire un punto di riferimento comodo per facilitare l&#39;identificazione delle cellule M. Al 48 HPF le cellule M sono situati direttamente ai otoliti, e anche se i otoliti vengono rimossi durante la dissezione, essi lasciano una zona laterale leggermente danneggiato del hindbrain, che serve come un marcatore per la loro posizione originale. Pesci transgenici che esprimono GFP o qualche altro marcatore fluorescente in cellule M, offrono eccellenti preparativi per i nuovi sperimentatori. Nelle nostre mani le cellule M hanno una capacità di membrana di circa 18-24 pF a 48 HPF, mentre gli omologhi più piccoli sono più vicini al 12-14 pF. Celle con maggiore superficie hanno grandi valori di capacità di membrana (misurato in Farad Pico (PF)) rispetto alle celle più piccole. Così, capacità di membrana può essere utilizzato come un indicatore approssimativo della dimensione cellulare, in cui le cellule più grandi hanno valori di capacità più grandi. Questa caratteristica elettrofisiologica serve come un&#39;altra proprietà per cui la cellula M può essere identificato dai suoi omologhi. Infine, usiamo spesso LuCifer giallo nella nostra soluzioni (intracellulari), che ci permette di condurre una ditta di individuazione del tipo di cellula in esame con imaging di fluorescenza una volta le registrazioni sono complete di registrazione. Resistenze punta della pipetta nel range di 3,5-4,5 mW sono il miglior compromesso tra dimensioni della punta e bassa resistenza di accesso, che varia tipicamente tra 8 e 15 mW. Ciò è particolarmente importante per gli eventi con cinetica veloce; ~ 0,1 msec (20-80%) aumentano volte e ~ 0,5 msec decadimenti esponenziali 12,14,15 (Figure 3A e 3B). Dati sono acquisiti a un tasso digitalizzazione di 50-100 kHz e filtrato con una bassa frequenza di passaggio di 5-10 KHz. Per quanto riguarda le pipette di patch, abbiamo trovato che non hanno bisogno di essere lucidati a fuoco per ottenere una registrazione, ma anecdotally, sembra offrire leggermente migliore possibilità di ottenere buone guarnizioni rispetto pipette non lucidate. Dal momento che i puntali delle pipette sono relativamente grandi, noi non aggiungiamo very pressione molto positiva alla pipetta prima di entrare nella soluzione. Ci vuole pratica decidere la giusta quantità di pressione positiva di applicare come un eccesso di pressione si sposta la cella troppo, e impedirà la formazione di sigillo. Essa può anche danneggiare contatti sinaptici come la cella viene delicatamente spostato dalla sua posizione originale. D&#39;altra parte, troppo poco risultati pressione in consigli sporchi e non pulisce la superficie della cellula abbastanza bene per formare buone guarnizioni. Una via di mezzo si ottiene solo con la pratica e l&#39;esperienza significativa. Formazione sigillo può essere migliorata con applicazioni di tensioni negative alla pipetta. Noi di solito abbiamo sigilli di 1,2-2 GΩ, che sono eccellenti per le innovazioni nella modalità a cellula intera. Quando agenti farmacologici devono essere applicati al citoplasma cellulare, li includiamo nella soluzione intracellulare prima del riempimento della pipetta. Si deve prestare attenzione durante la preparazione delle soluzioni pipetta per evitare la perdita degli agentifacendolo legano al filtro di 0,22 micron. Pertanto, filtriamo il mezzo intracellulare prima, e poi aggiungere con cautela l&#39;agente farmacologico alla soluzione filtrata. Applicazione di composti al compartimento intracellulare ha una propria serie unica di sfide. Per esempio, aggiunta di farmaci al mezzo intracellulare solito riduce le probabilità di formare un sigillo GΩ, ma non al punto dove è un notevole ostacolo per l&#39;esperimento. Si dovrebbe comprendere che l&#39;applicazione di agenti farmacologici in questo modo non permette lo sperimentatore per registrare il controllo più adeguato in quanto l&#39;agente ha accesso immediato alla cella dall&#39;inizio della configurazione di cellula intera. Pertanto, mentre registriamo i dati in questo tipo di esperimento, si deve essere consapevoli che il prossimo controllo migliore è l&#39;applicazione intracellulare di una forma inattiva dell&#39;agente. In molti casi questa assume la forma di un composto inattivato al calore, un peptide o criptator un isomero attivo ottenuto dal fornitore. Noi acquistiamo i dati in forma di correnti sinaptiche (MPSCS), correnti voltaggio-dipendenti e potenziali d&#39;azione. Correnti in miniatura possono essere analizzati da un paio di ottimi programmi (PClamp, Axograph, ecc), anche se noi preferiamo usare Axograph X (John Clements). Axograph X gira su entrambe le piattaforme Windows e Macintosh e può essere utilizzato sia per l&#39;acquisizione e l&#39;analisi dei dati elettrofisiologici. mEPCs vengono acquisiti con l&#39;ausilio di un modello di scelta dello sperimentatore, ottenuto dalla registrazione stessa. Singoli eventi possono essere analizzati per le proprietà come tempo di salita, l&#39;ampiezza, la metà di larghezza e degrado del tempo, ecc Esportiamo il foglio di dati Kaleidagraph (Synergy Software) dove possiamo produrre figure, tra cui copie di tracce di eventi da Axograph X. Uno degli aspetti più difficili della dell&#39;esperimento è determinare se la registrazione è stata eseguita abbastanza bene per fornire pulito,dati affidabili. Ad esempio, possono sorgere problemi di spazio bloccaggio durante la registrazione di MPSCS dalla M-cellule che hanno grandi assoni e ampi processi dendritiche. Quando la tensione di bloccaggio, si può generalmente controllare la tensione sulla punta della pipetta ragionevolmente bene (soprattutto se la resistenza di accesso (R a) è bassa), ma non può avere un adeguato controllo del potenziale di membrana in processi dendritici o assoni che sono molto lontano dalla punta della pipetta. Un metodo per determinare se la cella è stata adeguatamente spazio serrato è di produrre un diagramma a dispersione del tempo di salita vs l&#39;ampiezza delle MPSCS che sono stati registrati. Una correlazione tra i dati è indicativa di spazio insufficiente serraggio. In altre parole, se il morsetto spazio è scarso allora MPSCS che si verificano in prossimità della pipetta avranno volte più veloce e maggiori ampiezze di eventi che si verificano una certa distanza dalla pipetta fanno. Se una correlazione esiste, allora i dati è problematico e non può essere utilizzato. Un altro aspettodi registrazioni elettrofisiologiche che deve essere affrontato è quello delle correnti di fuga. Ciò è particolarmente vero quando la tensione di serraggio una cella per registrare correnti voltaggio-dipendenti quali Na + o K + correnti. Quando il potenziale di membrana viene deviato dal resto, correnti di fuga possono essere registrati con attività voltaggio-dipendenti. Correnti di fuga (I L), una combinazione di potassio (K I), sodio (I Na) e cloruro (I Cl) corrente attraverso i canali non-voltaggio-dipendenti potranno oscurare l&#39;attività di interesse e devono essere sottratti dalla registrazione. L&#39;amplificatore è in grado di svolgere questa funzione in linea durante la registrazione eseguendo quello che viene tipicamente chiamato un protocollo P / N. Durante un protocollo P / N l&#39;amplificatore verrà eseguito diversi piccoli depolarizzazioni (o hyperpolarizations) da fermo e registrerà l&#39;attuale perdita risultante che si verifica. E &#39;importante utilizzare piccoli abbastanza impulsi che non attivano canali voltaggio-dipendenti. L&#39;attuales che si verificano durante questi impulsi vengono registrati e una media in modo che queste correnti di fuga possono essere sottratti dalla attività dei canali voltaggio-dipendenti. Infine, bisogna tener conto del potenziale di giunzione, che si verifica sulla punta dell&#39;elettrodo tra intracellulari ed extracellulari soluzioni. Le soluzioni intracellulari ed extracellulari sono in genere composti da diversi ioni, con attività diverse e mobilità. Ioni più grandi con mobilità inferiore offrirà una maggiore resistività al movimento di ioni di quelli piccoli e questo può portare a una piccola ma significativa differenza di potenziale a livello della giunzione delle soluzioni. Questo potenziale di giunzione deve essere preso in considerazione per determinare le tensioni appropriate incontrate dalla cella. La tecnica qui presentata è quello usato dal nostro laboratorio per molti anni. Tuttavia, ci sono metodi alternativi per la registrazione della cellula M. Più in particolare, Joseph Fetcho e colleghi hanno sviluppareed una preparazione eccellente in cui si può registrare dagli M-cellule di larve di età superiore (4-5 giorni) in maniera meno invasiva rispetto a quella presentata qui, dove la cellula M viene avvicinato dalla superficie dorsale 16. Avevamo cercato una tecnica simile ma trovato più facile avvicinarsi al-cellula M dal lato ventrale del cervello posteriore, in cui la cellula è più vicino alla superficie del cervello, in particolare novellame (cioè 24 HPF a 72 HPF). Inoltre, un approccio dalla superficie dorsale solitamente necessario l&#39;utilizzo di una linea transgenica che esprime un tag fluorescente in cellule M, che ha il potenziale di introdurre ulteriori variabili nella registrazione. Questo problema non è presente quando si utilizza tipo di pesce selvatico. Tuttavia, con la tecnica qui presentata, ci siamo limitati a studiare gli animali più giovani (24 HPF a 72 HPF). Così, ogni approccio ha i suoi vantaggi e limitazioni. T-test di Student può essere utilizzata per confrontare due gruppi di dati, mentre una analisi di Variance (ANOVA) può essere utilizzata per confrontare più gruppi. Bisogna fare attenzione a scegliere il test post-hoc appropriato per parametrica vs dati non parametrici.

Una delle questioni in sospeso in neurobiologia dello sviluppo riguarda il ruolo dei fenomeni di plasticità sinaptica durante la maturazione sinaptica. La nostra ricerca si concentra sulla comprensione dei meccanismi di plasticità sinaptica che sono alla base dello sviluppo, con l&#39;obiettivo globale di comprensione del comportamento degli animali nel contesto dello sviluppo sinaptico. Per fare questo, abbiamo sviluppato una preparazione in gran parte intatto in un organismo (zebrafish, Danio rerio), che ha acquisito una notevole trazione per studi sullo sviluppo alla fine del 1990. Il pesce zebra offre diversi vantaggi per gli studi dello sviluppo neurologico. Ad esempio, il suo genoma è sequenziato e si può eseguire abbattimenti morpholino e ko zinc-finger nucleasi mettere a tacere l&#39;attività genica e proteica. Si può anche eseguire studi di sovraespressione e linee transgeniche possono essere costruiti 7-9. Gli embrioni sono relativamente facili e abbondanti per acquisire ela natura trasparente dell&#39;embrione si presta bene per imaging e studi opto-genetica. Inoltre, l&#39;analisi comportamentale può essere eseguita, e gli esperimenti di elettrofisiologia può essere intrapresa su fibre muscolari, neuroni del midollo spinale e dei neuroni romboencefalo negli organismi in gran parte intatte, permettendo di esaminare la funzione cellulare in vivo. Importante, siamo in grado di esaminare l&#39;attività sinaptica in non solo la stessa classe di cellule, ma nella stessa coppia di neuroni, dalla preparazione alla preparazione. In altre parole, questa è una delle preparazioni vertebrati rare in cui si può tornare nello stesso neurone, in situ, per studiare il suo sviluppo. Per mantenere circuiteria neuronale come vitale possibile, abbiamo sviluppato un preparato in cui hindbrain e del midollo spinale sono stati lasciati intatti, mentre cerotto di serraggio da M-cellule. In questa preparazione, gli occhi, la mascella e la pelle sovrapponendo il cervello vengono delicatamente rimossi e hindbrain è peeled distanti notocorda, consentendo l&#39;accesso alla superficie ventrale del cervello posteriore. I neuroni reticulospinal si trovano a pochi micrometri profondo e sono relativamente facilmente accessibili. A 48 ore dopo la fecondazione (HPF, alcune abbreviazioni sono elencate nella Tabella 1) le cellule sono elettricamente compatte e si può fedelmente registrare l&#39;attività sinaptica (sia eccitatori e le correnti inibitorie), le correnti voltaggio-dipendenti e potenziali d&#39;azione da loro. I nostri risultati hanno suggerito che molti aspetti dello sviluppo sinaptica e la maturazione avvengono in 24 ore prima della schiusa, e quindi gran parte della nostra attenzione è focalizzata sugli organismi di età compresa tra 24 hpf a 72 HPF. Tuttavia, da 72 HPF, M-cellule sono meno compatto elettricamente e sono difficili da correttamente morsetto spazio. La tecnica può essere utilizzata per registrare non solo dalle cellule M, ma anche dai suoi omologhi, MiD2 cm e MID3 cm. Teoricamente, si può anche effettuare doppie registrazioni, da una spneurone spinale inale come un neurone motore primario e dal-cellule M, ma questo è difficile e si potrebbe sostenere che i benefici ottenuti da una tecnica così difficile non può valere lo sforzo straordinario che è richiesto.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="always">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Equipment Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue Number</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dissecting Dish</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0291</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>0.001" Tungsten Wire</td>
			<td>Scientific Instruments Services Inc.</td>
			<td>W406</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>MZ9.5</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Pipette Puller</td>
			<td>Sutter Instruments Co.</td>
			<td>P-97</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microforge</td>
			<td>Narishige Group</td>
			<td>MF-900</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Upright Patch clamp microscope</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>DMLFSA</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Siskiyou Inc.</td>
			<td>MX7500</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Digidata</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>1322A</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Amplifier</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>200B</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Acquisition software</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>pClamp9</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Axograph X</td>
			<td>Axograph</td>
			<td>Axograph X</td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

patch clamp recordings from embryonic zebrafish mauthner cells

Cellule Mauthner (M-cellule) sono grandi neuroni reticulospinal situati nel hindbrain di pesci teleostei. Sono neuroni chiave coinvolti in un comportamento caratteristico noto come la risposta C-avviare o fuga che si verifica quando l&#39;organismo percepisce una minaccia. La cellula-M è stata ampiamente studiata in pesci rossi adulto dove è stato dimostrato per ricevere una vasta gamma di eccitatori, segnali inibitori e neuromodulatori 1. Abbiamo esaminato l&#39;attività M-cella in zebrafish embrionali per studiare gli aspetti dello sviluppo sinaptico in un preparato vertebrato. Alla fine del 1990 Ali e colleghi hanno sviluppato una preparazione di patch clamp registrazione da M-cellule in embrioni di zebrafish, in cui il CNS era 2,3,4 sostanzialmente intatto. L&#39;obiettivo in quel momento era quello di registrare l&#39;attività sinaptica dai neuroni romboencefalo, i neuroni del midollo spinale e del tronco muscoli scheletrici, pur mantenendo connessioni sinaptiche funzionali all&#39;interno di una preparazione midollo cerebrale-spinale intatta.Questa preparazione è ancora usato nel nostro laboratorio di oggi. Per esaminare i meccanismi alla base dello sviluppo della plasticità sinaptica, registriamo eccitatorio (AMPA e NMDA-mediata) 5,6 e inibitori (GABA e glicina) correnti sinaptiche di sviluppo di M-cellule. È importante sottolineare che questa preparazione unica ci permette di tornare alla stessa cella (M-cell), dalla preparazione alla preparazione di esaminare attentamente plasticità sinaptica e nella neuro-sviluppo in un organismo embrionale. I vantaggi forniti da questa preparazione includono 1) intatto, connessioni sinaptiche funzionali sulle cellule M, 2) preparazioni relativamente poco costosi, 3) una grande quantità di embrioni prontamente disponibili 4) la capacità di ritornare allo stesso tipo di cellula (cioè M- cella) in ogni preparazione, in modo che lo sviluppo sinaptico a livello di una singola cella può essere esaminato dal pesce a pesce, e 5) l&#39;imaging di preparati interi a causa della natura trasparente degli embrioni.

In questo manoscritto presentiamo un metodo per la registrazione patch-clamp in modalità whole-cell da neuroni reticulospinal in zebrafish, con particolare attenzione alla cellula M. Naturalmente, è anche possibile registrare in altri modi patch clamp come cella-attached, dentro-fuori e fuori fuori. Il tipo di dati che si possono ottenere non è limitato a quello che abbiamo qui presentato, ma cerchiamo di fornire un esempio di entrambi sinaptica (eccitatoria e inibitoria) in modalità voltage-clamp e potenziali di azione in current clamp. Con l&#39;invecchiamento dell&#39;organismo e le cellule M sviluppare più ampi ed elaborati dendriti, la capacità di tensione adeguatamente morsetto e spazio bloccare la cella viene compromessa e il modo pinza corrente diventa la registrazione di scelta. Figura 3 mostra registrazioni rappresentativi delle correnti recettori eccitatori AMPA e NMDA ottenuti da 48 embrioni HPF in presenza di TTX (1 mM) e agenti farmacologicibloccare i recettori GABA e glicina. Quando le cellule M sono tensione serrato a -60 mV, le correnti sinaptiche sono dovute all&#39;attivazione dei recettori AMPA (Figura 3A). Acquisizione e l&#39;analisi di questi eventi permette di registrare parametri come tempo di salita, tempo di decadimento, ampiezza e frequenza. Eventi AMPA in genere hanno un tempo di salita veloce (20-80% tempo di salita di circa 0,1 msec) e tempo di decadimento (~ 0.5 msec), e mostrano una ampiezza media di circa 25 pA. Quando gli M-cellule sono bloccati a +40 mV, le conseguenti correnti esteriori sono dovuti a AMPA e NMDA attività del recettore (Figure 3C e 3D). Correnti del recettore NMDA presentano andamenti temporali più lunghi rispetto correnti del recettore AMPA, e devono essere registrate potenzialità positive o in soluzione Mg-libera per rimuovere il blocco di Mg del NMDA recettori 2,6. Il mEPSC medio mostrato in Figura 3D rappresenta AMPA e NMDA correnti miste registrate a +40 mV. Figura 4 mostra i risultati rappresentativi durante la registrazione mIPSCs dalle cellule Mauthner. Questi eventi si sono verificati in presenza di TTX (1 mM) e acido kynurenic (1 mM) per bloccare i recettori AMPA e NMDA. Questi eventi mostrano aumento ragionevolmente veloce e cinetica di decadimento per 48 HPF e sono abbastanza frequenti per acquisire molti di loro su una registrazione 3 min 2-3. Figura 5 mostra i potenziali di azione registrate per effetto di iniettare corrente depolarizzante nella cellula. M-cellule del 48 HPF embrioni di solito sparano un singolo potenziale d&#39;azione (Figura 5B), anche se a volte sparano più punti di accesso quando iniettato con stimoli suprathreshold (Figura 5A). <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td> Abbreviazione </td><td> Nome e cognome </td></tr><tr><td> 1. </td><td> MPSC </td><td> Corrente postsinaptica Miniature </td></tr><tr><td> 2. </td><td> mEPSC </td><td> Miniature corrente postsinaptico eccitatorio </td></tr><tr><td> 2 </td><td> mIPSC </td><td> Miniature corrente postsinaptico inibitorio </td></tr><tr><td> 3. </td><td> MW </td><td> Mega Ohm (unità di resistenza: 10 6 Ohm) </td></tr><tr><td> 4. </td><td> GΩ </td><td> Giga Ohm (unità di resistenza; 10 9 Ohm) </td></tr><tr><td> 4. </td><td> MOsm </td><td> Milli osmolar (unità di osmolarità, 10 -3 osmoles) </td></tr><tr><td> 4. </td><td> TTX </td><td> tetrodotossina </td></tr><tr><td> 5. </td><td> ATP </td><td> adenosina trifosfato </td></tr><tr><td> 6. </td><td> GTP </td><td> guanosina trifosfato </td></tr><tr><td> 7. </td><td> GFP </td><td> Proteina fluorescente verde </td></tr></tbody></table> Tabella 1. <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td><strong&gt; Attrezzature Nome </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td></tr><tr><td> 1. </td><td> Dissezione Dish </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0291 </td></tr><tr><td> 2. </td><td> 0.001 &quot;Tungsten Wire </td><td> Scientific Instruments Services Inc. </td><td> W406 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> Microscopio da dissezione </td><td> Leica Microsystems </td><td> MZ9.5 </td></tr><tr><td> 3. </td><td> Pipetta Puller </td><td> Sutter Instruments Co. </td><td> P-97 </td></tr><tr><td> 4. </td><td> Microforge </td><td> Narishige Group </td><td> MF-900 </td></tr><tr><td> 5. </td><td> Montante microscopio morsetto Patch </td><td> Leica Microsystems </td><td> DMLFSA </td></tr><tr><td> 6. </td><td> Micromanipolatore </td><td> Siskiyou Inc. </td><td> MX7500 </td></tr><tr><td> 7. </td><td> Digidata </td><td> Molecular Devices </td><td> 1322A </td&gt; </tr><tr><td> 8. </td><td> Amplificatore </td><td> Molecular Devices </td><td> 200B </td></tr><tr><td> 9. </td><td> Software di acquisizione </td><td> Molecular Devices </td><td> pClamp9 </td></tr><tr><td> 10. </td><td> Axograph X </td><td> Axograph </td><td> Axograph X </td></tr></tbody></table> Tabella 2. <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td> Soluzione Nome </td><td> Reagente e concentrazione (mm) </td></tr><tr><td> 1. </td><td> Dissezione soluzione </td><td> 134 NaCl, 2.9 KCl, CaCl 2 2.1, 1.2 MgCl 2, 10, 10 HEPES glucosio e 0,02% Tricaine </td></tr><tr><td> 2. </td><td> Soluzione MPSC extracellulare </td><td> 134 NaCl, 2.9 KCl, CaCl 2 2.1, 1.2 MgCl 2, 10 HEPES, 10 glucosio e 0.001 TTX </td></tr><tr><td> 3. </td><td> MPSC intracellulare soluzionezione </td><td> 134 CsCl, 2 MgCl 2, 10 HEPES, 10 EGTA, 4 Na 2 ATP, 0,4 Li-GTP </td></tr><tr><td> 4. </td><td> Azione potenziale soluzione extracellulare </td><td> 137 NaCl, 2.9 KCl, CaCl 2 2.1, 1.2 MgCl 2, 10 e 10 HEPES glucosio (con 10 mM D-tubocurarina) </td></tr><tr><td> 5. </td><td> Azione potenziale soluzione intracellulare </td><td> 130 KCl, 2 NaCl, 10 EGTA, 10 HEPES, 4mg-ATP e 0,4 Li-GTP. </td></tr></tbody></table> Tabella 3. Tutte le soluzioni extracellulari vengono regolate a 290 mOsm e pH 7,8. Tutte le soluzioni intracellulari vengono regolate a 280 mOsm e pH 7,4. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig1.jpg" /> Figura 1. Dissezione piatto e intatto preparazione midollo hindbrain-spinale. (A) dissezione e registrazione piatto ottenuto da WPI. Una rondella sottile è accuratamente sigillata su tegli vetrino sul fondo del piatto e Sylgard viene applicato al bene. (B) 48 HPF hindbrain-midollo spinale preparazione. La superficie ventrale del cervello posteriore rivolto verso l&#39;alto e la cellula M si trova appena sotto la superficie del tessuto a livello della punta della freccia. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig2.jpg" /> Figura 2. (A) immagine di contrasto di interferenza differenziale Nomarski di una cellula M ottenute da un embrione 2 dpf poco dopo la schiusa. L&#39;immagine è stata scattata dopo la registrazione spontanea attività sinaptica eccitatoria da cellule M. (B) La cella è stata riempita con Lucifero giallo durante la l&#39;esperimento. Adattato da 12 con permesso. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig3.jpg" /> Figura 3. (A) mEPSCs AMPA spontanee registrate da una cellula M<html> ad un potenziale di -60 mV. (B) mEPSCs medi ottenuti dalla registrazione in (A). (C) spontanea AMPA e NMDA (frecce) mEPSCs registrati da una cellula M ad un potenziale di +40 mV. (D) mEPSCs medi ottenuti dalla registrazione in (C). MEPSCs glutammato sono stati registrati in presenza di TTX (1 micron) per bloccare potenziali di azione, stricnina (5 micron) e picrotossina (100 micron) per bloccare glicina e GABA correnti. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig4.jpg" /> Figura 4. (A) mIPSCs spontanee registrati da una cellula M ad un potenziale di -60 mV. (B) mEPSCs medi ottenuti dalla registrazione in (A). mIPSCs stati registrati in presenza di TTX (1 mM) per bloccare potenziali d&#39;azione, acido kynurenic (1 mM) per bloccare l&#39;attività del recettore glutammato e bicucullina (10 pM) per bloccare le correnti GABA. nt &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig5.jpg" /> Figura 5. Potenziali d&#39;azione registrati da una cellula-M. In questa cella particolare uno stimolo suprathreshold (0.48 nA) ha indicato diversi potenziali d&#39;azione (A), ma uno stimolo alla soglia risultati soltanto alla produzione di un singolo potenziale d&#39;azione (B). (C) i protocolli attuali per le tracce indicate in A e B.

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Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells

Abbiamo sviluppato una preparazione intatto midollo cerebrale-spinale per registrare e monitorare l&#39;attività elettrica tramite registrazione patch clamp da neuroni e altre cellule Mauthner reticulospinal in embrioni di zebrafish. Quindi, siamo in grado di registrare le correnti sinaptiche eccitatorie e inibitorie, attività del canale voltaggio-dipendente e potenziali d&#39;azione dai neuroni chiave in un embrione in via di sviluppo.

Bloccare Registrazioni patch da cellule embrionali Zebrafish Mauthner

Mauthner cells (M-cells) are large  reticulospinal neurons located in the hindbrain of teleost fish. They are key  neurons involved in a characteristic ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

15.9K Views.  University of Alberta.  Abbiamo sviluppato una preparazione intatto midollo cerebrale-spinale per registrare e monitorare l'attività elettrica tramite registrazione patch clamp da neuroni e altre cellule Mauthner reticulospinal in embrioni di zebrafish. Quindi, siamo in grado di registrare le correnti sinaptiche eccitatorie e inibitorie, attività del canale voltaggio-dipendente e potenziali d'azione dai neuroni chiave in un embrione in via di sviluppo. 

Video: Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of intracellular events that lead to closure of cyclic-nucleotide-gated channels in the cell membrane. The resulting change in membrane potential leads in turn to reductions in the amount of neurotransmitter release from both rod and cone synaptic terminals. To measure how the light-evoked change in photoreceptor membrane potential leads to downstream activity in the retina, scientists have made electrophysiological recordings from retinal slice preparations for decades1,2. In the past these slices have been cut manually with a razor blade on retinal tissue that is attached to filter paper; in recent years another method of slicing has been developed whereby retinal tissue is embedded in low gelling temperature agar and sliced in cool solution with a vibrating microtome3,4. This preparation produces retinal slices with less surface damage and very robust light-evoked responses. Here we document how this procedure can be done under infrared light to avoid bleaching the visual pigment.

Here we describe a procedure for generating dark-adapted slices of the mouse retina for electrophysiological recordings.

Bloccare Registrazioni patch da neuroni della retina del mouse in un Dark-adattato Preparazione Slice

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of ...

Ricerca

Neuroscienze

Paired Patch Clamp Recordings from Motor-neuron and Target Skeletal Muscle in Zebrafish

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target muscle. This is a direct consequence of the accessibility to both cell types and ability to visually distinguish the single segmental CaP motor-neuron on the basis of morphology and location. This video demonstrates the microscopic methods used to identify a CaP motor-neuron and target muscle cells as well as the methodologies for recording from each cell type. Identification of the CaP motor-neuron type is confirmed by either dye filling or by the biophysical features such as action potential waveform and cell input resistance. Motor-neuron recordings routinely last for one hour permitting long-term recordings from multiple different target muscle cells. Control over the motor-neuron firing pattern enables measurements of the frequency-dependence of synaptic transmission at the neuromuscular junction. Owing to a large quantal size and the low noise provided by whole cell voltage clamp, all of the unitary events can be resolved in muscle. This feature permits study of basic synaptic properties such as release properties, vesicle recycling, as well as synaptic depression and facilitation. The advantages offered by this in vivo preparation eclipse previous neuromuscular model systems studied wherein the motor-neurons are usually stimulated by extracellular electrodes and the muscles are too large for whole cell patch clamp. The zebrafish preparation is amenable to combining electrophysiological analysis with a wide range of approaches including transgenic lines, morpholino knockdown, pharmacological intervention and in vivo imaging. These approaches, coupled with the growing number of neuromuscular disease models provided by mutant lines of zebrafish, open the door for new understanding of human neuromuscular disorders.

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target skeletal muscle. This video demonstrates the microscopic methods used to identify a segmental CaP motor-neuron and target muscle cells as well as the methodologies for recording from each cell type.

Accoppiato a pinza registrazioni patch da Motor-neurone e muscolo scheletrico bersaglio in Zebrafish

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target muscle.  ...

Culturing and Electrophysiology of Cells on NRCC Patch-clamp Chips

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard of electrophysiology applied to disease models and pharmaceutical screens alike 1. The method traditionally involves gently contacting a cell with a glass pipette filled by a physiological solution in order to isolate a patch of the membrane under its apex 2. An electrode inserted in the pipette captures ion-channel activity within the membrane patch or, when ruptured, for the whole cell. In the last decade, patch-clamp chips have been proposed as an alternative 3, 4: a suspended film separates the physiological medium from the culture medium, and an aperture microfabricated in the film replaces the apex of the pipette. Patch-clamp chips have been integrated in automated systems and commercialized for high-throughput screening 5. To increase throughput, they include the fluidic delivery of cells from suspension, their positioning on the aperture by suction, and automated routines to detect cell-to-probe seals and enter into whole cell mode. We have reported on the fabrication of a silicon patch-clamp chip with optimized impedance and orifice shape that permits the high-quality recording of action potentials in cultured snail neurons 6; recently, we have also reported progress towards interrogating mammalian neurons 7. Our patch-clamp chips are fabricated at the Canadian Photonics Fabrication Centre 8, a commercial foundry, and are available in large series. We are eager to engage in collaborations with electrophysiologists to validate the use of the NRCC technology in different models. The chips are used according to the general scheme represented in Figure 1: the silicon chip is at the bottom of a Plexiglas culture vial and the back of the aperture is connected to a subterranean channel fitted with tubes at either end of the package. Cells are cultured in the vial and the cell on top of the probe is monitored by a measuring electrode inserted in the channel.The two outside fluidic ports facilitate solution exchange with minimal disturbance to the cell; this is an advantage compared to glass pipettes for intracellular perfusion.
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3288/3288fig1.jpg" />
Figure 1. Principle of measurement using the NRCC patch-clamp chip
We detail here the protocols to sterilize and prime the chips, load them with medium, plate them with cells, and finally use them for electrophysiological recordings.

We show how planar patch-clamp chips fabricated at the National Research Council of Canada are sterilized, primed, loaded with medium, plated with cells, and used for electrophysiological recordings.

Coltura ed Elettrofisiologia di Celle NRCC patch-clamp Chips

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard ...

Patch Clamp Recordings in Inner Ear Hair Cells Isolated from Zebrafish

Patch clamp analyses of the voltage-gated channels in sensory hair cells isolated from a variety of species have been described previously1-4 but this video represents the first application of those techniques to hair cells from zebrafish. Here we demonstrate a method to isolate healthy, intact hair cells from all of the inner ear end-organs: saccule, lagena, utricle and semicircular canals. Further, we demonstrate the diversity in hair cell size and morphology and give an example of the kinds of patch clamp recordings that can be obtained. The advantage of the use of this zebrafish model system over others stems from the availability of zebrafish mutants that affect both hearing and balance. In combination with the use of transgenic lines and other techniques that utilize genetic analysis and manipulation, the cell isolation and electrophysiological methods introduced here should facilitate greater insight into the roles hair cells play in mediating these sensory modalities.

The purpose of this video is to demonstrate procedures for obtaining healthy, intact hair cells from the inner ear organs of adult zebrafish and then using them for patch clamp studies aimed at characterizing the biophysical properties of their voltage-gated channels.

Registrazioni patch clamp in cellule interne dell&#39;orecchio Capelli Isolato da Zebrafish

Patch  clamp analyses of the voltage-gated channels in sensory hair cells isolated  from a variety of species have been described previously1-4 but this  ...

F1FO ATPase Vesicle Preparation and Technique for Performing Patch Clamp Recordings of Submitochondrial Vesicle Membranes

Mitochondria are involved in many important cellular functions including metabolism, survival1, development and, calcium signaling2. Two of the most important mitochondrial functions are related to the efficient production of ATP, the energy currency of the cell, by oxidative phosphorylation, and the mediation of signals for programmed cell death3.
The enzyme primarily responsible for the production of ATP is the F1FO-ATP synthase, also called ATP synthase4-5. In recent years, the role of mitochondria in apoptotic and necrotic cell death has received considerable attention. In apoptotic cell death, BCL-2 family proteins such as Bax enter the mitochondrial outer membrane, oligomerize and permeabilize the outer membrane, releasing pro-apoptotic factors into the cytosol6. In classic necrotic cell death, such as that produced by ischemia or excitotoxicity in neurons, a large, poorly regulated increase in matrix calcium contributes to the opening of an inner membrane pore, the mitochondrial permeability transition pore or mPTP. This depolarizes the inner membrane and causes osmotic shifts, contributing to outer membrane rupture, release of pro-apoptotic factors, and metabolic dysfunction. Many proteins including Bcl-xL7 interact with F1FO ATP synthase, modulating its function. Bcl-xL interacts directly with the beta subunit of F1FO ATP synthase, and this interaction decreases a leak conductance within the F1FOATPasecomplex, increasing the net transport of H+ by F1FO during F1FO ATPase activity8 and thereby increasing mitochondrial efficiency. To study the activity and modulation of the ATP synthase, we isolated from rodent brain submitochondrial vesicles (SMVs) containing F1FO ATPase. The SMVs retain the structural and functional integrity of the F1FO ATPase as shown in Alavian et al. Here, we describe a method that we have used successfully for the isolation of SMVs from rat brain and we delineate the patch clamp technique to analyze channel activity (ion leak conductance) of the SMVs.

F1FO ATPase Vesicle Preparation and Technique for Performing Patch Clamp Recordings of Submitochondrial Vesicle Membranes

A method to isolate submitochondrial vesicles enriched in F1FO ATP synthase complexes from rat brain is described. These vesicles allow the study of the activity of F1FO ATPase complex and its modulation using the technique of patch clamp recording.

<sub&gt; 1</sub&gt; F<sub&gt; O</sub&gt; ATPasi Vesicle Preparazione e tecnica per permettere Bloccare Registrazioni patch di membrane delle vescicole submitocondriali

Mitochondria are involved in many important cellular  functions including metabolism, survival1, development and, calcium signaling2. Two of the most ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

Isolamento dei neuroni sensoriali<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Per Bloccare Registrazioni patch di correnti glutamatergico

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

Whole-cell patch-clamp registrazioni da Morphologically- e neurochimico-identificati interneuroni dell&#39;ippocampo

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

Registrazioni Whole-cell patch-clamp nel cervello fette

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

Subcellular Patch-clamp Recordings from the Somatodendritic Domain of Nigral Dopamine Neurons

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding these fundamental functions will shed light on the information transfer in these neurons. Dendritic patch-clamp recordings provide the possibility to directly examine the electrical properties of dendrites and underlying voltage-gated ion channels. However, these fine structures are not easily accessible to patch pipettes because of their small diameter. This report describes a step-by-step procedure to collect stable and reliable recordings from the dendrites of dopaminergic neurons in acute slices. Electrophysiological measurements are combined with post hoc recovery of cell morphology. Successful experiments rely on improved preparation of slices, solutions and pipettes, adequate adjustment of the optics and stability of the pipette in contact with the recorded structure. Standard principles of somatic patch-clamp recording are applied to dendrites but with a gentler approach of the pipette. These versatile techniques can be implemented to address various questions concerning the excitable properties of dendrites.

Subcellular patch-clamp recordings offer the possibility to investigate the functional properties of dendrites. However these fine structures are not easily accessible due to their small diameter. The protocol described here aims to facilitate the collection of stable and reliable recordings from the dendrites of dopamine neurons in slices in vitro.

Subcellulari patch-clamp dal dominio Somatodendritic di nigral dopamina neuroni

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.