Este trabalho foi apoiado por subsídios da Ciências Naturais e Engenharia do Conselho de Pesquisa do Canadá (NSERC) e da Fundação Canadense para Inovação (TPI) para DWA.

1. Preparação e Dissection <ol><li> Prepare o prato de dissecação forrado com Sylgard. Gravando câmaras de WPI (Sarasota, Florida, EUA; Fornecedores estão listados na Tabela 2) são usados ​​como dissecando pratos (Figura 1). As câmaras são concebidos para acomodar lâminas de vidro e pequenos anilhas de plástico são utilizados como moldes para a Sylgard. As anilhas são primeiro fixados à corrediça com lubrificante e Sylgard líquido é adicionado ao centro da anilha. O Sylgard irá curar durante a noite e quando isso acontece, forma-se uma pequena, leito circular sobre a lâmina de vidro, que se torna a base do prato de dissecação. A lâmina é colocada na câmara de gravação e serve como a base da câmara para a qual a preparação é afixada (Figura 1). </li><li> Preparar as soluções listadas na Tabela 3. As soluções extracelulares devem ser deixados à temperatura ambiente enquanto que as soluções intracelulares devem ser mantidos estéreis. Pode-se também adicionar Lucifer amarelo (0,1%) para a solução intracelular de modo que a visualização da morfologia das células M pode ser realizado no final da experiência. Isto serve para confirmar a identidade da célula (Figura 2). </li><li> Levante tipo embriões de peixe zebra selvagem na água ovo em 28,5 ° C, e coletar e estágio de acordo com Kimmel et al. 10. Para dissecações, transferir os embriões para o prato de dissecação, que também serve como câmara de gravação. Anestesiar por 7-10 minutos em uma solução de anestesiar sal (0,02% tricaina; solução 1, Tabela 3) que se aproxima de solução salina fisiológica. Pode-se determinar se ele está devidamente anestesiados, examinando a resposta a uma pitada cauda suave. </li><li> Pin os embriões através da notocorda e para o prato Sylgard revestidas com 0,001 &quot;do fio de tungsténio (Scientific Instrument Serviços. Inc., Ringoes, NJ, EUA), utilizando a ampliação de 25X de um microscópio de dissecação (Figura 1). O fio de tungsténio é facilmente cortado ema pequenos segmentos com tesouras de dissecação finas. </li><li> Ajuste a ampliação no escopo de dissecação de 40-50X, para realizar o esvaziamento. Uma vez que o embrião é preso ao prato, o queixo, olhos e cérebro anterior são removidos com um belo par de fórceps (Dumont # 5). </li><li> A parte posterior do cérebro é delicadamente descolado da notocorda subjacente por trabalhar cuidadosamente a pinça entre o notocórdio e o cérebro. O cérebro posterior é, então, virou-se suavemente de forma que a superfície ventral voltado para cima. Este posicionamento oferece um bom acesso às células-M, que são geralmente dentro de 5-10 mM da superfície ventral em embriões jovens e ~ 20-50 mM de larvas mais velhas (Figura 2A). </li><li> Mova cuidadosamente a preparação para a configuração de gravação onde o experimento patch clamp pode ser realizada. As células-M são visualizados com Nomarski interferência diferencial Contrast (DIC), embora outros modos de imagem (ou seja, Hoffman contraste modulação ou Dodt Gradiente contraste de imagem deLuigs e Neumann, Alemanha) também pode ser usado. </li></ol> 2. Grampo patch de gravação (Modo de células inteiras) <ol><li> Todas as gravações são realizadas em todo o modo de fixação de membranas de células 11. Câmaras de gravação são colocados em um estágio do microscópio em uma configuração de eletrofisiologia. Nossos estádios são fixos e os retos microscópio patch clamp é aparafusado a uma plataforma de microscópio móvel ou um tradutor microscópio. </li><li> Pipetas patch clamp são puxados em um puxador horizontal (P-97; Sutter Instruments Co.) de vidro de borosilicato de parede fina obtida de WPI. Diâmetro da ponteira são da ordem de 0,2-0,4 mM após o polimento a fogo uma borda lisa, e a conicidade da haste é ~ 4 mm de comprimento. </li><li> Prenda a pipeta na cabeça em estágio amplificador na configuração de eletrofisiologia. É importante manter o estágio cabeça em aproximadamente 45 ° de ângulo em relação ao eixo horizontal, tal como esta assegura um ângulo de entrada para a pipeta, que é adequado para a formação de selo de resistência elevadas para a célula Mauthner. </li><li> Um pouco antes de entrar na solução do banho, aplicar uma pequena quantidade de pressão positiva para a pipeta para reduzir a probabilidade de sujar a ponta. Ao gravar mEPSCs, soluções de banho incluem uma mM TTX bloquear potenciais de ação, 5 mM estricnina para bloquear receptores de glicina e 10 mM bicuculina ou 100 picrotoxin mM para bloquear os receptores GABA. Ao gravar mIPSCs, soluções de banho incluem uma TTX mM, ácido kynurenic e quer bicuculina ou estricnina, dependendo da atividade do receptor de interesse. </li><li> Abordagem a-célula M com uma pequena quantidade de pressão positiva na pipeta. A pressão positiva empurra suavemente as células a partir de um lado ao outro e, quando posicionado imediatamente por cima da célula, forma uma covinha na membrana celular. Deixar a pipeta no lugar durante alguns segundos para limpar suavemente a superfície da célula de modo a que uma forte vedação entre a pipeta e a membrana pode ser formada. Liberar a pressão positiva na pipetapermite que a vedação deve ser iniciada e uma pequena quantidade de pressão negativa acoplada com potenciais pipeta negativos resulta em vedações GigaΩ formam dentro de poucos segundos. </li><li> Altere o potencial de retenção no amplificador para -60 mV. A ruptura da membrana celular, com uma série de impulsos curtos de sucção. Gravar imediatamente potenciais de membrana e minimizar artefatos de capacitância. Compensar capacitância celular (C m) e de acesso (série) resistência (R a) por 70-85%. Ra devem ser monitorizados rotineiramente, a cada 30 segundos a um minuto, e, se houver uma alteração de 20% ou mais, abortar o experimento. </li><li> Uma vez que a experiência terminou e dados suficiente tiver sido adquirida, a preparação é sacrificada pela remoção da parte posterior do cérebro, com um par de pinças. Neste ponto, a análise dos dados pode ser iniciada. </li></ol>

<ol>
	<li>Korn, H., Faber, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Mauthner+cell+half+a+century+later:+a+neurobiological+model+for+decision-making.">The Mauthner cell half a century later: a neurobiological model for decision-making.</a> Neuron. 47, 13-28 (2005).</li><li>Ali, D. W., Buss, R. R., Drapeau, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+miniature+glutamatergic+EPSCs+in+neurons+of+the+locomotor+regions+of+the+developing+zebrafish.">Properties of miniature glutamatergic EPSCs in neurons of the locomotor regions of the developing zebrafish.</a> J. Neurophysiol. 83, 181-191 (2000).</li><li>Ali, D. W., Drapeau, P., Legendre, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+spontaneous+glycinergic+currents+in+the+Mauthner+neuron+of+the+zebrafish+embryo.">Development of spontaneous glycinergic currents in the Mauthner neuron of the zebrafish embryo.</a> J. Neurophysiol. 84, 1726-1736 (2000).</li><li>Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+recording+from+identifiable+neurons+of+the+locomotor+network+in+the+developing+zebrafish.">In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish.</a> J. Neurosci. Methods. 88, 1-13 (1999).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AMPA+receptors+associated+with+zebrafish+Mauthner+cells+switch+subunits+during+development.">AMPA receptors associated with zebrafish Mauthner cells switch subunits during development.</a> J. Physiol. 581, 1043-1056 (2007).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PKCgamma-induced+trafficking+of+AMPA+receptors+in+embryonic+zebrafish+depends+on+NSF+and+PICK1.">PKCgamma-induced trafficking of AMPA receptors in embryonic zebrafish depends on NSF and PICK1.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S .A. 106, 6796-6801 (2009).</li><li>Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphants:+a+new+systematic+vertebrate+functional+genomics+approach.">Morphants: a new systematic vertebrate functional genomics approach.</a> Yeast. 17, 302-306 (2000).</li><li>Nasevicius, A., Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+targeted+gene+'knockdown'+in+zebrafish.">Effective targeted gene 'knockdown' in zebrafish.</a> Nat. Genet. 26, 216-220 (2000).</li><li>Tallafuss, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Turning+gene+function+ON+and+OFF+using+sense+and+antisense+photo-morpholinos+in+zebrafish.">Turning gene function ON and OFF using sense and antisense photo-morpholinos in zebrafish.</a> Development. 139, 1691-1699 (2012).</li><li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish.">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).</li><li>Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+patch-clamp+techniques+for+high-resolution+current+recording+from+cells+and+cell-free+membrane+patches.">Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches.</a> Pflugers Archiv : European Journal of Physiology. 391, 85-100 (1981).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AMPA+receptors+associated+with+zebrafish+Mauthner+cells+switch+subunits+during+development.">AMPA receptors associated with zebrafish Mauthner cells switch subunits during development.</a> J. Physiol. 581, 1043-1056 (2007).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Zebrafish Book: A Guide for the Laboratory use of Zebrafish (Danio rerio). 1, (2007).</li><li>Patten, S. A., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PKCgamma-induced+trafficking+of+AMPA+receptors+in+embryonic+zebrafish+depends+on+NSF+and+PICK1.">PKCgamma-induced trafficking of AMPA receptors in embryonic zebrafish depends on NSF and PICK1.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 6796-6801 (2009).</li><li>Patten, S. A., Roy, B., Cunningham, M. E., Stafford, J. L., Ali, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+kinase+Cgamma+is+a+signaling+molecule+required+for+the+developmental+speeding+of+alpha-amino-3-hydroxyl-5-methyl-4-isoxazole-propionate+receptor+kinetics.">Protein kinase Cgamma is a signaling molecule required for the developmental speeding of alpha-amino-3-hydroxyl-5-methyl-4-isoxazole-propionate receptor kinetics.</a> The European Journal of Neuroscience. 31, 1561-1573 (2010).</li><li>Kinkhabwala, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+structural+and+functional+ground+plan+for+neurons+in+the+hindbrain+of+zebrafish.">A structural and functional ground plan for neurons in the hindbrain of zebrafish.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 1164-1169 (2011).</li></ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

O protocolo descrito acima permite corrigir ficha de fixação das células M e os seus homólogos. A técnica é um desafio e deve ser tomado cuidado em várias áreas-chave em todo o processo. Vamos agora discutir algumas dessas áreas e vai oferecer dicas úteis para garantir o sucesso. A construção da câmara de dissecação / gravação é um aspecto crítico da experiência. As células M são difíceis de ver, a menos que de contraste de interferência diferencial é usado. Nomarski DIC funciona melhor com lamelas de vidro limpo, mas verificou-se que uma camada muito fina de Sylgard (~ 1-2 mm), não irá falsear o DIC, de tal forma que ela interfere com a identificação das células-M. Por isso, usamos uma câmara de gravação que tem uma lamela de vidro fina no fundo sobre o qual é colocada uma pequena arruela de plástico (~ 5 mm de diâmetro). Misturamos Sylgard 184 em uma placa de Petri e adicionar cuidadosamente o Sylgard líquido para o interior da máquina de lavar com uma pipeta de Pasteur. A Sylgard pode ser curada a temperatura ambiente ao longo de um par de dias ou podem ser aquecidos para a cura rápida. A anilha pode ser removido após a Sylgard tenha curado, embora isso não seja necessário. Uma vez que a câmara de dissecção / gravação foi feita, ele pode ser usado por várias semanas antes de ser necessária uma forrada de Sylgard fresco slide. O próximo passo no processo é fazer-se todas as soluções relevantes sobre o dia do experimento (Tabela 3). As soluções intracelulares contendo tudo excepto o ATP e GTP são feitas com antecedência e guardadas em 5 mL de alíquotas a -20 ° C. No dia da gravação de uma alíquota é descongelado à temperatura ambiente e o ATP e GTP fresco é adicionado. A solução é ajustada a 280 mOsm e pH de 7,4. Em nossas mãos, nós achamos que a adição de ATP e GTP fresco em uma base diária resulta em boas gravações. Todas as soluções precisam ser mantidos estéril para a melhor chance de sucesso. Soluções intracelulares deve ser filtrada througha 0,22 filtro mM (Sigma) para remover pequenas partículas e detritos que possam afetar a gravação. Para fazer isso, em primeiro lugar introduzir a solução intracelular para uma seringa de 1 ml, apor o filtro para a extremidade da seringa e adicionar uma ponta de pipeta de plástico que foi aquecida e puxada para ponta fina, para a extremidade do filtro. Isto permite aplicar a solução intracelular filtrada directamente para o interior das pipetas remendo vidro. Uma vez que as soluções são preparados, o embrião pode ser anestesiados e dissecados. Antes do esvaziamento, deve ser tomado cuidado para avaliar adequadamente a idade do organismo. Cada embrião dentro de idades de embreagem a uma taxa ligeiramente diferente. Portanto, quando se avalia a idade do organismo, é importante fazê-lo de acordo com procedimentos estabelecidos 10,13, utilizando pistas fenotípicas, tais como o número de somitos, a forma geral do corpo e o tempo de fertilização do ovo. Todas as dissecções são realizadas com uma Dumont # 5 belo par defórceps. Estes precisam ser nítidas e em bom estado de funcionamento caso contrário, será muito difícil de remover a pele que cobre a parte posterior do cérebro e todo o tecido conjuntivo na superfície ventral do cérebro posterior. Muitas vezes temos de aguçar a pinça depois de algumas semanas de uso, e fazer isso nós mesmos com uma pedra de amolar. Para fixar o peixe para a fina camada de Sylgard, usamos pinos formado a partir de fio de tungstênio fino 0,001 polegadas de diâmetro. Os pinos são cortados com uma velha tesoura micro-dissecção sob um microscópio de dissecação, e são pequenos o suficiente para caber a direita através da notocorda. Fixando os embriões em qualquer outro ponto não imobilizá-los e faz dissecções quase impossível de executar. Quando primeiro aprender a efectuar as gravações, pode ser difícil para a identidade da célula H a partir dos seus homólogos (particularmente Mid2 cm, que está localizado na rhombomere vizinha - rhombomere 5). Em alguns embriões esses dois pares de células parecem semelhantes em tamanho. O pró otólitosvide um marco conveniente para ajudar na identificação de células-M. Aos 48 anos de HPF as células-M estão localizados ao lado dos otólitos, e mesmo que os otólitos são removidos durante a dissecção, eles deixam para trás uma região lateral ligeiramente danificada do cérebro posterior, que serve como um marcador para a sua posição original. Peixes transgénicos que expressam GFP ou algum outro marcador fluorescente na célula M, proporcionam excelentes preparativos para novos pesquisadores. Nas nossas mãos, as células M tem uma capacitância de membrana de cerca de 18-24 a 48 pF hpf, enquanto que os seus homólogos mais pequenos estão mais próximos 12-14 pF. As células com maior área de superfície têm maiores valores de capacitância de membrana (medidos em Farads pico (PF)) em comparação com células menores. Assim, a capacitância de membrana pode ser utilizado como um indicador aproximado de tamanho da célula, onde as células maiores têm valores de capacitância de maiores dimensões. Esta característica electrofisiológico serve como uma outra propriedade através da qual a célula-M podem ser identificados a partir dos seus homólogos. Finalmente, muitas vezes usamos Lucifer amarelo em nossa gravação soluções (intracelulares), o que nos permite realizar uma identificação firme do tipo de célula sob investigação usando imagens de fluorescência, uma vez gravações estão completos. Resistências ponta da pipeta na faixa de 3,5-4,5 mohms são o melhor compromisso entre o tamanho da ponta e de baixa resistência de acesso, a qual geralmente varia de 8 a 15 mohms. Isto é particularmente importante para os eventos com cinética rápida; ~ 0,1 mseg (20-80%) dos tempos de subida e de ~ 0,5 mseg exponencial decai 12,14,15 (Figuras 3A e 3B). Os dados são adquiridos a uma taxa de digitalização de 50-100 kHz e filtrado com uma frequência de passagem baixa de 5-10 KHz. Com relação às pipetas de patch, descobrimos que eles não precisam de ser para obter uma gravação de fogo-polido, mas informalmente, parece oferecer um pouco melhor chance de obter bons selos comparação com pipetas sem polimento. Desde a ponta da pipeta são relativamente grandes, não adicione very pressão muito positiva para a pipeta antes de entrar na solução. Leva prática decidir sobre a quantidade apropriada de pressão positiva a aplicar como um excesso de pressão irá mover a célula demais, e irá impedir a formação de selo. Também pode danificar os contactos sinápticos que a célula é suavemente deslocado da sua posição original. Por outro lado, muito pouco pressão resulta em pontas sujas e não limpa a superfície da célula bem o suficiente para formar bons vedantes. Um meio termo só é alcançado pela prática e experiência significativa. Formação de selo pode ser reforçada com aplicações de tensões negativas para a pipeta. Nós normalmente têm selos de 1.2-2 GÊ, que são excelentes para avanços no modo de células inteiras. Quando os agentes farmacológicos precisa ser aplicada para o citoplasma da célula, que incluí-los na solução intracelular antes de encher a pipeta. Cuidados devem ser tomados na preparação das soluções de pipeta para evitar a perda dos agentespor ter que se ligar ao filtro de 0,22 um. Portanto, nós filtrar o meio intracelular primeiro, e depois adicionar cuidadosamente o agente farmacológico para a solução filtrada. Aplicação de compostos para o compartimento intracelular tem seu próprio conjunto de desafios. Por exemplo, a adição de drogas ao meio intracelular geralmente reduz a possibilidade de formação de uma vedação GÊ, mas não a tal ponto que é um obstáculo importante para a experiência. Deve-se perceber que a aplicação de agentes farmacológicos desta maneira não permite que o experimentador para gravar o controle mais adequado uma vez que o agente tem acesso imediato à célula a partir do início da configuração da célula inteira. Portanto, enquanto gravamos dados em todo este tipo de experiência, é preciso estar ciente de que a próxima melhor controle é a aplicação intracelular de uma forma inativa do agente. Em muitos casos, esta assume a forma de um composto inactivado pelo calor, um péptido o mexidosr um ​​isómero inactivo obtida a partir do fornecedor. Adquirimos dados na forma de correntes sinápticas (mPSCs), correntes dependentes da voltagem e potenciais de ação. Diminutas correntes podem ser analisados ​​por alguns excelentes programas (PClamp, Axograph, etc), apesar de preferirmos usar Axograph X (John Clements). Axograph X roda em plataformas Windows e Macintosh e pode ser utilizado tanto para a aquisição e análise de dados eletrofisiológicos. mEPCs são adquiridos com o auxílio de um modelo de escolha do experimentador, obtido a partir da gravação propriamente dita. Eventos individuais podem ser analisadas para propriedades como tempo de subida, amplitude, largura a meia altura e deterioração do tempo, etc Nós exportamos a planilha de dados para Kaleidagraph (Synergy Software), onde nós podemos produzir figuras, incluindo cópias de traços de eventos de Axograph X. Um dos aspectos mais difíceis do experimento é determinar se a gravação foi realizada bem o suficiente para fornecer limpo,dados confiáveis. Por exemplo, as questões de fixação de espaço podem surgir durante a gravação mPSCs da M-células que têm grandes axônios e extensos processos dendríticos. Quando fixação de tensão, pode-se geralmente controlar a tensão na ponta da pipeta razoavelmente bem (especialmente se a resistência de acesso (Ra) é baixo), mas podem não ter um controlo adequado do potencial de membrana em processos dendríticos ou axónios que estão longe distância a partir da ponta da pipeta. Um método para determinar se a célula foi devidamente apertado espaço é para produzir uma dispersão no tempo de subida contra a amplitude dos mPSCs que foram gravados. A correlação entre os dados são sugestivos de aperto espaço inadequado. Em outras palavras, se o grampo do espaço é fraca então mPSCs que ocorrem perto da pipeta terá mais rápida dos tempos de subida e amplitudes maiores do que os eventos que ocorrem a alguma distância a partir da pipeta. Se a correlação existe, então os dados são problemáticos e não pode ser utilizado. Outro aspectode registros eletrofisiológicos que precisa ser abordado é o de correntes de fuga. Isto é especialmente verdadeiro quando a tensão de aperto de uma célula a fim de gravar correntes dependentes da voltagem, tais como Na + ou K + correntes. Quando o potencial de membrana é desviada de resto, as correntes de fuga podem ser gravados, juntamente com atividade voltagem-dependentes. A corrente de fuga (I L), uma combinação de potássio (I K), sódio (Na) e eu cloreto (Cl I) Corrente através de canais não-dependentes de voltagem vai obscurecer a actividade de interesse e deve ser subtraído da gravação. O amplificador é capaz de realizar essa função on-line durante a gravação, executando o que é normalmente chamado de um protocolo P / N. Durante um protocolo P / N do amplificador será executado várias pequenas despolarizações (ou hiperpolarizações) de descanso e vai gravar o atual vazamento resultante que ocorre. É importante a utilização de pequenos pulsos suficientes que não activam canais dependentes da voltagem. O actuals que ocorrem durante estes impulsos são registados com uma média de modo a que estas correntes de vazamento pode ser subtraída da actividade de canal de acesso por voltagem. Finalmente, é preciso ter em conta o potencial de junção, que ocorre na ponta do eléctrodo entre o intracelular e soluções extracelulares. Soluções intracelulares e extracelulares são tipicamente compostos de íons diferentes, com diferentes atividades e mobilidades. Íons maiores, com mobilidades inferiores irá oferecer uma maior resistividade para movimento de iões do que as partículas menores, pode resultar numa diferença de potencial pequeno mas significativo, na junção das soluções. Este potencial de junção deve ser levado em conta ao determinar as tensões apropriadas experimentadas pelo celular. A técnica aqui apresentada é utilizada por nosso laboratório há muitos anos. No entanto, existem métodos alternativos de gravação da célula-M. Mais notavelmente, Joseph Fetcho e colegas desenvolvered uma excelente preparação em que se pode gravar a partir das células-M de larvas mais velhas (4-5 dias de idade) de uma forma menos invasiva do que aqui, onde a célula-M é abordado a partir da superfície dorsal 16 apresentaram. Nós tínhamos tentado uma técnica semelhante, mas achei mais fácil de se aproximar da de células M do lado ventral do cérebro posterior, onde a célula é mais perto da superfície do cérebro, particularmente em peixes jovens (ou seja, 24 a 72 hpf hpf). Por outro lado, uma aproximação a partir da superfície dorsal geralmente requer o uso de uma linha transgénica que expressa um marcador fluorescente na célula-M, que tem o potencial para introduzir variáveis ​​adicionais no registo. Esta questão não está presente ao usar o tipo de peixe selvagem. No entanto, com a técnica aqui apresentada, que se limitam a estudar os animais mais jovens (24 a 72 hpf HPF). Assim, cada abordagem tem suas vantagens e limitações. Teste t de Student, pode ser utilizado para comparar dois grupos de dados, enquanto a análise da Variance (ANOVA) pode ser usado para comparar os vários grupos. Cuidados devem ser tomados para escolher o teste post-hoc apropriado para paramétrico vs dados não paramétricos.

Uma das questões pendentes na neurobiologia do desenvolvimento diz respeito ao papel dos fenômenos de plasticidade sináptica durante a maturação sináptica. Nossa pesquisa se concentra na compreensão dos mecanismos de plasticidade sináptica que fundamentam o desenvolvimento com um objectivo global de compreensão do comportamento animal no contexto do desenvolvimento sináptico. A fim de fazer isso, desenvolvemos uma preparação praticamente intacto em um organismo (peixe-zebra, Danio rerio), que ganhou força considerável para estudos de desenvolvimento na década de 1990. O peixe-zebra oferece diversas vantagens para os estudos do desenvolvimento neurológico. Por exemplo, seu genoma é sequenciada e pode-se realizar knockdowns morpholino e nocautes zinc-finger nuclease para silenciar a atividade do gene e expressão da proteína. Pode-se também realizar estudos de superexpressão e linhagens transgênicas podem ser construídos 7-9. Os embriões são relativamente fáceis e abundantes para adquirir ea natureza transparente do embrião se presta bem a imagem e estudos opto-genética. Além disso, a análise comportamental pode ser realizada, e experimentos eletrofisiológicos pode ser realizada em fibras musculares, neurônios da medula espinhal e neurônios rombencéfalo em organismos em grande parte intactos, permitindo que se possa examinar a função celular in vivo. É importante ressaltar que somos capazes de examinar a atividade sináptica em não apenas a mesma classe de celular, mas no mesmo par de neurônios, de preparação para a preparação. Em outras palavras, esta é uma das preparações de vertebrados raros em que se pode voltar para o mesmo neurónio, in situ, para estudar o seu desenvolvimento. A fim de manter o circuito neuronal tão viáveis ​​quanto possível, nós desenvolvemos uma preparação na qual a parte posterior do cérebro e da medula espinhal foram deixadas intactas, enquanto o adesivo de fixação das células-M. Nesta preparação, dos olhos, do maxilar e da pele que cobre o cérebro são cuidadosamente removidos e a parte posterior do cérebro é peeled longe da notocorda, permitindo o acesso à superfície ventral do cérebro posterior. Os neurônios reticulospinais estão localizados a poucos micrômetros de profundidade e são relativamente de fácil acesso. Às 48 horas pós fecundação (hpf, algumas abreviaturas estão listadas na Tabela 1) as células são compactos eletricamente e pode-se registrar fielmente atividade sináptica (ambos excitatórios e inibitórios correntes), as correntes dependentes da voltagem e potenciais de ação a partir deles. Nossos resultados sugerem que muitos aspectos do desenvolvimento e maturação sináptica ocorrer no 24 horas antes da eclosão, e, portanto, grande parte da nossa atenção está focada em organismos com idade variando de 24 a 72 hpf hpf. No entanto, por 72 hpf, células M são menos electricamente compacta e são difíceis de serem adequadamente braçadeira espaço. A técnica pode ser utilizada para gravar não apenas a partir das células M, mas também a partir dos seus homólogos, Mid2 cm e MiD3 cm. Teoricamente, pode-se também efectuar gravações dupla, a partir de um spneurônio cabo inal como um neurônio motor primário e pela célula-M, mas isso é difícil e pode-se argumentar que os benefícios obtidos com uma técnica tão difícil pode não valer a pena o esforço extraordinário que é necessário.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="always">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Equipment Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue Number</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dissecting Dish</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0291</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>0.001" Tungsten Wire</td>
			<td>Scientific Instruments Services Inc.</td>
			<td>W406</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>MZ9.5</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Pipette Puller</td>
			<td>Sutter Instruments Co.</td>
			<td>P-97</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Microforge</td>
			<td>Narishige Group</td>
			<td>MF-900</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Upright Patch clamp microscope</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td>DMLFSA</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Siskiyou Inc.</td>
			<td>MX7500</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Digidata</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>1322A</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Amplifier</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>200B</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Acquisition software</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>pClamp9</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Axograph X</td>
			<td>Axograph</td>
			<td>Axograph X</td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

patch clamp recordings from embryonic zebrafish mauthner cells

Células Mauthner (células-M) são grandes neurônios reticulospinais localizados na parte posterior do cérebro de peixes teleósteos. Eles são neurónios chave envolvidas em um comportamento característico conhecido como a resposta C-iniciar ou escapar que ocorre quando o organismo percebe uma ameaça. A células M tem sido extensivamente estudada em peixinho adulto, onde foi demonstrado para receber uma vasta gama de excitatório, sinais inibitórios e neuromoduladores 1. Temos vindo a analisar a atividade das células M no peixe-zebra embrionário, a fim de estudar os aspectos do desenvolvimento sináptica em uma preparação de vertebrados. No final de 1990 Ali e seus colegas desenvolveram uma preparação para patch clamp gravação de M-células em embriões de peixe-zebra, em que o CNS era 2,3,4 grande parte intactos. O objetivo na época era para gravar a atividade sináptica dos neurônios rombencéfalo, neurônios da medula espinhal e do tronco do músculo esquelético, mantendo conexões sinápticas funcionais dentro de uma preparação intacto cabo-cérebro espinhal.Esta preparação é usada ainda hoje em nosso laboratório. Para examinar os mecanismos subjacentes a plasticidade sináptica de desenvolvimento, nós gravamos excitatório (AMPA e NMDA mediada) 5,6 e inibitórios (GABA) e glicina correntes sinápticas de desenvolvimento de células-M. Mais importante, esta preparação única permite voltar à mesma célula (células M) de preparação para preparação para examinar cuidadosamente plasticidade sináptica e neuro-desenvolvimento de um organismo embrionário. Os benefícios proporcionados por esta preparação incluem 1) intacto, as conexões sinápticas funcionais para as células M, 2) preparações relativamente baratas, 3) um grande fornecimento de embriões prontamente disponíveis 4) a capacidade de retornar para o mesmo tipo de células (isto é, M- de células) em toda a preparação, de modo que o desenvolvimento sináptica ao nível de uma célula individual pode ser analisada a partir de peixe de peixes, e 5) de imagens das preparações inteiros, devido à natureza transparente dos embriões.

Neste artigo apresentamos um método para a gravação de patch-clamp no modo de células inteiras de neurônios reticulospinais em peixe-zebra, especialmente focando a célula M. Claro, também é possível gravar, em outros modos de fixação de membranas, tais como ligado de células, de dentro para fora e de fora para fora. O tipo de dados que se pode obter não se limita ao que apresentamos aqui, mas nós tentamos dar um exemplo de ambos atividade sináptica (excitatórios e inibitórios) no modo de tensão-clamp, bem como potenciais de ação em pinça de corrente. Como as idades de organismos e as células desenvolver-M dendritos mais extensas e complexas, a capacidade de tensão de forma adequada braçadeira e espaço prender a célula é comprometida e o modo de grampo actual se torna a gravação de escolha. A Figura 3 mostra registos representativos de correntes excitatórios do receptor de AMPA e NMDA, obtidos a partir de 48 embriões hpf na presença de TTX (1 uM) e de agentes farmacológicos parabloquear os receptores de GABA e de glicina. Quando as células-M são tensão fixada em -60 mV, as correntes sinápticas são devido à ativação de receptores AMPA (Figura 3A). Aquisição e análise destes eventos permite registar os parâmetros, tais como tempo de subida, tempo de decaimento, amplitude e frequência. Eventos AMPA normalmente têm um tempo de subida rápido (20-80% de tempo de subida de ~ 0,1 ms) e tempo de decaimento (~ 0,5 ms), e exibem uma amplitude média de cerca de 25 pA. Quando as células M são fixadas em 40 mV, as correntes exteriores resultantes são devido à actividade do receptor de AMPA e NMDA (Figuras 3C e 3D). Correntes dos receptores NMDA apresentam cursos de tempo mais longos do que as correntes do receptor AMPA, e precisam ser registrados em potenciais positivos ou em solução Mg-livre para remover o bloco do Mg receptores NMDA 2,6. O mEPSC média mostrada na Figura 3D representa correntes mistas AMPA e NMDA gravadas em 40 mV. Figura 4 mostra resultados representativos durante a gravação mIPSCs de células Mauthner. Estes eventos ocorreram na presença de TTX (1 uM) e ácido cinurênico (1 mM) para bloquear os receptores AMPA e NMDA. Esses eventos apresentam aumento razoavelmente rápido e cinética de degradação de 48 hpf e são freqüentes o suficiente para adquirir muitos deles ao longo de um 2-3 min gravação 3. Figura 5 mostra os potenciais de ação registrados como resultado da injeção de corrente despolarizante na célula. M-células de 48 hpf embriões normalmente disparar um único potencial de ação (Figura 5B), embora às vezes disparar vários APs quando injetado com estímulos suprathreshold (Figura 5A). <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td> Abreviatura </td><td> Nome completo </td></tr><tr><td> 1. </td><td> MPSC </td><td> Corrente pós-sináptica em miniatura </td></tr><tr><td> 2. </td><td> mEPSC </td><td> Corrente pós-sináptica excitatória miniatura </td></tr><tr><td> 2 </td><td> mIPSC </td><td> Atual pós-sináptico inibitório miniatura </td></tr><tr><td> 3. </td><td> Mohms </td><td> Mega Ohm (unidade de resistência; 10 6 Ohm) </td></tr><tr><td> 4. </td><td> GÊ </td><td> Giga Ohm (unidade de resistência; 10 9 Ohm) </td></tr><tr><td> 4. </td><td> MOsM </td><td> Milli osmolar (unidade de osmolaridade; 10 -3 osmoles) </td></tr><tr><td> 4. </td><td> TTX </td><td> tetrodotoxina </td></tr><tr><td> 5. </td><td> ATP </td><td> adenosina trifosfato </td></tr><tr><td> 6. </td><td> GTP </td><td> guanosina trifosfato </td></tr><tr><td> 7. </td><td> GFP </td><td> A proteína fluorescente verde </td></tr></tbody></table> Tabela 1. <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td><strong&gt; Nome do Equipamento </td><td> Companhia </td><td> Número Catálogo </td></tr><tr><td> 1. </td><td> Dissecando Dish </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0291 </td></tr><tr><td> 2. </td><td> 0.001 &quot;fio de tungstênio </td><td> Scientific Instruments Services Inc. </td><td> W406 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> Dissecando microscópio </td><td> Leica Microsystems </td><td> MZ9.5 </td></tr><tr><td> 3. </td><td> Pipeta Extrator </td><td> Sutter Instruments Co. </td><td> P-97 </td></tr><tr><td> 4. </td><td> Microforge </td><td> Narishige Grupo </td><td> MF-900 </td></tr><tr><td> 5. </td><td> Vertical microscópio patch clamp </td><td> Leica Microsystems </td><td> DMLFSA </td></tr><tr><td> 6. </td><td> Micromanipulador </td><td> Siskiyou Inc. </td><td> MX7500 </td></tr><tr><td> 7. </td><td> Digidata </td><td> Molecular Devices </td><td> 1322A </td&gt; </tr><tr><td> 8. </td><td> Amplificador </td><td> Molecular Devices </td><td> 200B </td></tr><tr><td> 9. </td><td> Aquisição de software </td><td> Molecular Devices </td><td> pClamp9 </td></tr><tr><td> 10. </td><td> Axograph X </td><td> Axograph </td><td> Axograph X </td></tr></tbody></table> Tabela 2. <table border="1" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td> Nome da solução </td><td> Reagente e concentração (mM) </td></tr><tr><td> 1. </td><td> Solução Dissecando </td><td> 134 NaCl, 2,9 KCl, 2,1 de CaCl2, 1,2 de MgCl2, 10 HEPES, 10 glucose e 0,02% tricaina </td></tr><tr><td> 2. </td><td> solução MPSC Extracelular </td><td> 134 NaCl, 2,9 KCl, 2,1 de CaCl2, 1,2 de MgCl2, 10 HEPES, 10 glucose e 0,001 TTX </td></tr><tr><td> 3. </td><td> MPSC intracelular soluçãoção </td><td> 134 CsCl, 2 de MgCl2, 10 HEPES, 10 EGTA, 4-Na 2 ATP, 0,4 Li-GTP </td></tr><tr><td> 4. </td><td> Ação potencial solução extracelular </td><td> 137 NaCl, 2,9 KCl, 2,1 de CaCl2, 1,2 de MgCl2, 10 HEPES e 10 de glucose (com 10 mM de D-tubocurarina) </td></tr><tr><td> 5. </td><td> Ação potencial solução intracelular </td><td> 130 KCl, NaCl 2, EGTA 10, HEPES 10, 4Mg-ATP e 0,4 Li-GTP. </td></tr></tbody></table> Tabela 3. Todas as soluções extracelulares são ajustadas a 290 mOsm e pH de 7,8. Todas as soluções intracelulares são ajustadas a 280 mOsm e pH de 7,4. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig1.jpg" /> Figura 1. Dissecando prato e preparação intacto cabo hindbrain-espinhal. (A) Dissecando e gravar prato obtido de WPI. Uma máquina de lavar fina é cuidadosamente selado tele lâmina de vidro, na parte inferior do prato e Sylgard é aplicada ao poço. (B) 48 hpf rombencéfalo-espinal medula preparação. A superfície ventral do cérebro posterior está voltado para cima e a-célula M está localizado logo abaixo da superfície do tecido para o nível de ponta de seta. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig2.jpg" /> Figura 2. (A) imagem de contraste de interferência diferencial Nomarski de uma célula M obtida a partir de um embrião de 2 dpf logo após a eclosão. A imagem foi feita após a gravação actividade sináptica excitatória espontânea pela célula-M. (B) A célula foi cheia com Lúcifer amarela durante o experimento. Adaptado a partir de 12, com permissão. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig3.jpg" /> Figura 3. (A) mEPSCs AMPA espontâneas gravado a partir de uma célula-M<html> em um potencial de realização de -60 mV. (B) mEPSCs médios obtidos a partir da gravação em (A). (C) espontânea AMPA e NMDA (pontas de seta) mEPSCs gravados a partir de uma célula-M a um potencial de manutenção de -40 mV. (D) mEPSCs médios obtidos a partir da gravação em (C). MEPSCs glutamato foi registada na presença de TTX (1 uM) para bloquear os potenciais de acção, estricnina (5 uM) e picrotoxina (100 uM) para bloquear as correntes de glicina e GABA. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig4.jpg" /> Figura 4. (A) mIPSCs espontâneos registrados a partir de uma célula-M em um potencial de realização de -60 mV. (B) mEPSCs médios obtidos a partir da gravação em (A). mIPSCs foram registados na presença de TTX (1 uM) para bloquear os potenciais de acção, o ácido cinurênico (1 mM) para bloquear a actividade do receptor de glutamato e bicuculina (10 uM) para bloquear as correntes do GABA. nt &quot;fo: manter-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/50551/50551fig5.jpg" /> Figura 5. Potenciais de ação gravado a partir de uma célula-M. Neste célula em particular um estímulo suprathreshold (0,48 nA) provocou vários potenciais de ação (A), mas um estímulo para o limiar só resulta na produção de um único potencial de ação (B). (C) Os protocolos atuais para os traços mostrados em A e B.

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Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells

Nós desenvolvemos uma preparação cordão intacto cérebro espinhal para gravar e monitorar a atividade elétrica através de patches gravação braçadeira dos neurônios e outras células Mauthner reticulospinais em embriões de peixe-zebra. Assim, somos capazes de gravar correntes sinápticas excitatórias e inibitórias, a atividade do canal voltagem-dependentes e potenciais de ação dos neurônios-chave em um embrião em desenvolvimento.

Grampo patch Gravações de Embryonic Cells Zebrafish Mauthner

Mauthner cells (M-cells) are large  reticulospinal neurons located in the hindbrain of teleost fish. They are key  neurons involved in a characteristic ...

patch-clamp-recordings-from-embryonic-zebrafish-mauthner-cells

Research

JoVE Journal

Neuroscience

15.8K visualizações.  University of Alberta.  Nós desenvolvemos uma preparação cordão intacto cérebro espinhal para gravar e monitorar a atividade elétrica através de patches gravação braçadeira dos neurônios e outras células Mauthner reticulospinais em embriões de peixe-zebra. Assim, somos capazes de gravar correntes sinápticas excitatórias e inibitórias, a atividade do canal voltagem-dependentes e potenciais de ação dos neurônios-chave em um embrião em desenvolvimento. 

Vídeo: Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of intracellular events that lead to closure of cyclic-nucleotide-gated channels in the cell membrane. The resulting change in membrane potential leads in turn to reductions in the amount of neurotransmitter release from both rod and cone synaptic terminals. To measure how the light-evoked change in photoreceptor membrane potential leads to downstream activity in the retina, scientists have made electrophysiological recordings from retinal slice preparations for decades1,2. In the past these slices have been cut manually with a razor blade on retinal tissue that is attached to filter paper; in recent years another method of slicing has been developed whereby retinal tissue is embedded in low gelling temperature agar and sliced in cool solution with a vibrating microtome3,4. This preparation produces retinal slices with less surface damage and very robust light-evoked responses. Here we document how this procedure can be done under infrared light to avoid bleaching the visual pigment.

Here we describe a procedure for generating dark-adapted slices of the mouse retina for electrophysiological recordings.

Remendo Recordings Grampo de neurônios da retina do rato em um Preparação Slice Dark-adaptados

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of ...

Neurociência

Paired Patch Clamp Recordings from Motor-neuron and Target Skeletal Muscle in Zebrafish

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target muscle. This is a direct consequence of the accessibility to both cell types and ability to visually distinguish the single segmental CaP motor-neuron on the basis of morphology and location. This video demonstrates the microscopic methods used to identify a CaP motor-neuron and target muscle cells as well as the methodologies for recording from each cell type. Identification of the CaP motor-neuron type is confirmed by either dye filling or by the biophysical features such as action potential waveform and cell input resistance. Motor-neuron recordings routinely last for one hour permitting long-term recordings from multiple different target muscle cells. Control over the motor-neuron firing pattern enables measurements of the frequency-dependence of synaptic transmission at the neuromuscular junction. Owing to a large quantal size and the low noise provided by whole cell voltage clamp, all of the unitary events can be resolved in muscle. This feature permits study of basic synaptic properties such as release properties, vesicle recycling, as well as synaptic depression and facilitation. The advantages offered by this in vivo preparation eclipse previous neuromuscular model systems studied wherein the motor-neurons are usually stimulated by extracellular electrodes and the muscles are too large for whole cell patch clamp. The zebrafish preparation is amenable to combining electrophysiological analysis with a wide range of approaches including transgenic lines, morpholino knockdown, pharmacological intervention and in vivo imaging. These approaches, coupled with the growing number of neuromuscular disease models provided by mutant lines of zebrafish, open the door for new understanding of human neuromuscular disorders.

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target skeletal muscle. This video demonstrates the microscopic methods used to identify a segmental CaP motor-neuron and target muscle cells as well as the methodologies for recording from each cell type.

Gravações patch emparelhado Grampo da Motor-neurônio e músculo alvo ósseas em Zebrafish

Larval zebrafish represent the first vertebrate model system to allow simultaneous patch clamp recording from a spinal motor-neuron and target muscle.  ...

Culturing and Electrophysiology of Cells on NRCC Patch-clamp Chips

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard of electrophysiology applied to disease models and pharmaceutical screens alike 1. The method traditionally involves gently contacting a cell with a glass pipette filled by a physiological solution in order to isolate a patch of the membrane under its apex 2. An electrode inserted in the pipette captures ion-channel activity within the membrane patch or, when ruptured, for the whole cell. In the last decade, patch-clamp chips have been proposed as an alternative 3, 4: a suspended film separates the physiological medium from the culture medium, and an aperture microfabricated in the film replaces the apex of the pipette. Patch-clamp chips have been integrated in automated systems and commercialized for high-throughput screening 5. To increase throughput, they include the fluidic delivery of cells from suspension, their positioning on the aperture by suction, and automated routines to detect cell-to-probe seals and enter into whole cell mode. We have reported on the fabrication of a silicon patch-clamp chip with optimized impedance and orifice shape that permits the high-quality recording of action potentials in cultured snail neurons 6; recently, we have also reported progress towards interrogating mammalian neurons 7. Our patch-clamp chips are fabricated at the Canadian Photonics Fabrication Centre 8, a commercial foundry, and are available in large series. We are eager to engage in collaborations with electrophysiologists to validate the use of the NRCC technology in different models. The chips are used according to the general scheme represented in Figure 1: the silicon chip is at the bottom of a Plexiglas culture vial and the back of the aperture is connected to a subterranean channel fitted with tubes at either end of the package. Cells are cultured in the vial and the cell on top of the probe is monitored by a measuring electrode inserted in the channel.The two outside fluidic ports facilitate solution exchange with minimal disturbance to the cell; this is an advantage compared to glass pipettes for intracellular perfusion.
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3288/3288fig1.jpg" />
Figure 1. Principle of measurement using the NRCC patch-clamp chip
We detail here the protocols to sterilize and prime the chips, load them with medium, plate them with cells, and finally use them for electrophysiological recordings.

We show how planar patch-clamp chips fabricated at the National Research Council of Canada are sterilized, primed, loaded with medium, plated with cells, and used for electrophysiological recordings.

Cultura e Eletrofisiologia de células em NRCC patch-clamp-Chips

Due to its exquisite sensitivity and the ability to monitor and control individual cells at the level of ion channels, patch-clamping is the gold standard ...

Patch Clamp Recordings in Inner Ear Hair Cells Isolated from Zebrafish

Patch clamp analyses of the voltage-gated channels in sensory hair cells isolated from a variety of species have been described previously1-4 but this video represents the first application of those techniques to hair cells from zebrafish. Here we demonstrate a method to isolate healthy, intact hair cells from all of the inner ear end-organs: saccule, lagena, utricle and semicircular canals. Further, we demonstrate the diversity in hair cell size and morphology and give an example of the kinds of patch clamp recordings that can be obtained. The advantage of the use of this zebrafish model system over others stems from the availability of zebrafish mutants that affect both hearing and balance. In combination with the use of transgenic lines and other techniques that utilize genetic analysis and manipulation, the cell isolation and electrophysiological methods introduced here should facilitate greater insight into the roles hair cells play in mediating these sensory modalities.

The purpose of this video is to demonstrate procedures for obtaining healthy, intact hair cells from the inner ear organs of adult zebrafish and then using them for patch clamp studies aimed at characterizing the biophysical properties of their voltage-gated channels.

Gravações patch clamp em células ciliadas da orelha interna Isolado de Zebrafish

Patch  clamp analyses of the voltage-gated channels in sensory hair cells isolated  from a variety of species have been described previously1-4 but this  ...

F1FO ATPase Vesicle Preparation and Technique for Performing Patch Clamp Recordings of Submitochondrial Vesicle Membranes

Mitochondria are involved in many important cellular functions including metabolism, survival1, development and, calcium signaling2. Two of the most important mitochondrial functions are related to the efficient production of ATP, the energy currency of the cell, by oxidative phosphorylation, and the mediation of signals for programmed cell death3.
The enzyme primarily responsible for the production of ATP is the F1FO-ATP synthase, also called ATP synthase4-5. In recent years, the role of mitochondria in apoptotic and necrotic cell death has received considerable attention. In apoptotic cell death, BCL-2 family proteins such as Bax enter the mitochondrial outer membrane, oligomerize and permeabilize the outer membrane, releasing pro-apoptotic factors into the cytosol6. In classic necrotic cell death, such as that produced by ischemia or excitotoxicity in neurons, a large, poorly regulated increase in matrix calcium contributes to the opening of an inner membrane pore, the mitochondrial permeability transition pore or mPTP. This depolarizes the inner membrane and causes osmotic shifts, contributing to outer membrane rupture, release of pro-apoptotic factors, and metabolic dysfunction. Many proteins including Bcl-xL7 interact with F1FO ATP synthase, modulating its function. Bcl-xL interacts directly with the beta subunit of F1FO ATP synthase, and this interaction decreases a leak conductance within the F1FOATPasecomplex, increasing the net transport of H+ by F1FO during F1FO ATPase activity8 and thereby increasing mitochondrial efficiency. To study the activity and modulation of the ATP synthase, we isolated from rodent brain submitochondrial vesicles (SMVs) containing F1FO ATPase. The SMVs retain the structural and functional integrity of the F1FO ATPase as shown in Alavian et al. Here, we describe a method that we have used successfully for the isolation of SMVs from rat brain and we delineate the patch clamp technique to analyze channel activity (ion leak conductance) of the SMVs.

F1FO ATPase Vesicle Preparation and Technique for Performing Patch Clamp Recordings of Submitochondrial Vesicle Membranes

A method to isolate submitochondrial vesicles enriched in F1FO ATP synthase complexes from rat brain is described. These vesicles allow the study of the activity of F1FO ATPase complex and its modulation using the technique of patch clamp recording.

<sub&gt; 1</sub&gt; F<sub&gt; Ó</sub&gt; ATPase Vesicle Preparação e Técnica para Execução de Remendo Recordings Grampo de membranas de vesículas submitocondriais

Mitochondria are involved in many important cellular  functions including metabolism, survival1, development and, calcium signaling2. Two of the most ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

Isolamento de neurônios sensoriais de<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Para Remendo Recordings Grampo de Correntes glutamatérgicos

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

Whole-cell Recordings patch-clamp de Morphologically- e identificados Neuroquimicamente hipocampo Interneurônios

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Electrophysiological and Morphological Characterization of Neuronal Microcircuits in Acute Brain Slices Using Paired Patch-Clamp Recordings

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with simultaneous intracellular biocytin filling allows a correlated analysis of their structural and functional properties. With this method it is possible to identify and characterize both pre- and postsynaptic neurons by their morphology and electrophysiological response pattern. Paired recordings allow studying the connectivity patterns between these neurons as well as the properties of both chemical and electrical synaptic transmission. Here, we give a step-by-step description of the procedures required to obtain reliable paired recordings together with an optimal recovery of the neuron morphology. We will describe how pairs of neurons connected via chemical synapses or gap junctions are identified in brain slice preparations. We will outline how neurons are reconstructed to obtain their 3D morphology of the dendritic and axonal domain and how synaptic contacts are identified and localized. We will also discuss the caveats and limitations of the paired recording technique, in particular those associated with dendritic and axonal truncations during the preparation of brain slices because these strongly affect connectivity estimates. However, because of the versatility of the paired recording approach it will remain a valuable tool in characterizing different aspects of synaptic transmission at identified neuronal microcircuits in the brain.

Patch-clamp recordings and simultaneous intracellular biocytin filling of synaptically coupled neurons in acute brain slices allow a correlated analysis of their structural and functional properties. The aim of this protocol is to describe the essential technical steps of electrophysiological recording from neuronal microcircuits and their subsequent morphological analysis.

Eletrofisiológica e Caracterização Morfológica de Neuronal Microcircuits em aguda fatias do cérebro do Usando Emparelhados patch-clamp Recordings

The combination of patch clamp recordings from two (or more) synaptically coupled neurons (paired recordings) in acute brain slice preparations with ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

Gravações de células inteiras de patch-clamp em Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

Subcellular Patch-clamp Recordings from the Somatodendritic Domain of Nigral Dopamine Neurons

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding these fundamental functions will shed light on the information transfer in these neurons. Dendritic patch-clamp recordings provide the possibility to directly examine the electrical properties of dendrites and underlying voltage-gated ion channels. However, these fine structures are not easily accessible to patch pipettes because of their small diameter. This report describes a step-by-step procedure to collect stable and reliable recordings from the dendrites of dopaminergic neurons in acute slices. Electrophysiological measurements are combined with post hoc recovery of cell morphology. Successful experiments rely on improved preparation of slices, solutions and pipettes, adequate adjustment of the optics and stability of the pipette in contact with the recorded structure. Standard principles of somatic patch-clamp recording are applied to dendrites but with a gentler approach of the pipette. These versatile techniques can be implemented to address various questions concerning the excitable properties of dendrites.

Subcellular patch-clamp recordings offer the possibility to investigate the functional properties of dendrites. However these fine structures are not easily accessible due to their small diameter. The protocol described here aims to facilitate the collection of stable and reliable recordings from the dendrites of dopamine neurons in slices in vitro.

Subcelulares Gravações patch-clamp do domínio somatodendrítico da substância negra dopamina Neurônios

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding ...