Esta investigación ha sido apoyada por las subvenciones del NIH (PN2EY016525 y P41GM103832). SHS fue apoyado por una beca del Programa de Postgrado de Formación Nanobiología Interdisciplinario del Centro WM Keck Interdisciplinarias Bioscience Formación de la Costa del Golfo de Consorcios (NIH Grant N º T32EB009379). SHS disecado, creció y DRG y las células del hipocampo vitrificada; recolectó datos crio-ET de DRG y axones del hipocampo crio-EM y, reconstruido y color anotado la serie de inclinación. MRG disecada y proporcionó las células del hipocampo en el laboratorio del MNR. SC asistido en la anotación serie inclinación. SHS fue entrenado por CW sobre la forma de diseccionar y crecer neuronas. SHS, WCM y WC concibieron los experimentos. SHS preparado el manuscrito con el aporte de otros autores. Este video fue filmado en el Centro de la Imagen y Celular NanoAnalytics (C-CINA) del Biozentrum de tque la Universidad de Basilea. C-CINA se integra en el Departamento de Ciencia e Ingeniería de Biosistemas (D-BSSE) de la ETH Zürich, ubicado en Basilea, Suiza.

1. La preparación de platos con EM Grids for Plating neuronas primarias <ol><li> Examine la integridad de carbono perforado en las redes de EM oro utilizando un microscopio óptico con un aumento de por lo menos 25 veces. Haga agujeros de carbono estén&gt; 98% intacto. </li><li> Para chapado neuronas primarias, use un mechero Bunsen a la llama-esterilizar las redes de EM y al mismo tiempo hacerlas hidrófilas. Utilice pinzas para recoger la red EM por los bordes, no en la zona cuadriculada central. PRECAUCIÓN: Nunca deje un mechero Bunsen encendida sin supervisión, y no use guantes o pinzas con componentes de plástico, mientras que la realización de estos pasos: <ol><li> Antes de encender el mechero Bunsen, fijar los ajustes de aire y gas a una posición mínimamente abierta. </li><li> Encender el quemador Bunsen usando un pedernal delantero o butano. </li><li> Modificar los ajustes de aire y de gas para lograr una pequeña llama interior, azul dentro de un encendedor de llama azul / violeta más alto. La punta de la llama interior es la parte más caliente de la llama. La manzana debajoNeath el quemador ajusta la cantidad de gas que entra en el tubo del quemador, mientras que el barril del quemador se puede girar para ajustar la cantidad de aire que entra en el quemador. Al girar el ajuste de aire en sentido horario disminuye el aire (lo que resulta en una llama púrpura) y sentido antihorario, aumentará el aire (lo que resulta en una llama amarilla). </li><li> Con unas pinzas de metal (no hay piezas de plástico) para sujetar la rejilla EM, pasar rápidamente a través de la llama dos veces, con el lado de carbón. El lado de carbono aparecerá más mate (menos brillante) y con más de un tinte de color grisáceo que el otro lado. </li><li> Transferir inmediatamente la rejilla (del lado de carbono hacia arriba) en el centro del plato con fondo de vidrio colocado dentro de los 10 cm del mechero Bunsen. Utilice una rejilla EM por placa (Figura 1). Sólo use platos con fondo de cristal que se Preesterilizadas, es decir, a través de irradiación gamma. </li></ol></li><li> Utilice un microscopio de luz para comprobar la integridad de red (agujeros de carbono intacta), mientras que todavía mantiene la rejilla EM dentro del cristal-bottplato om (para evitar la contaminación). Cuando la aplicación de cualquier sustancia en la parrilla o cualquier cosa que entre en contacto con las neuronas, utilice el procedimiento estéril y puntas de pipeta estériles. </li><li> En una campana de cultivo de tejido utilizando el procedimiento estéril, aplicar 250 l de la sustancia de recubrimiento apropiado lentamente y con cuidado a la zona central de cristal de la placa de Petri. Asegúrese de que la sustancia de recubrimiento adecuado cubre toda la red de EM. <ol><li> Para las neuronas del hipocampo, usar poli-L-lisina (PLL, 1 mg / ml) como la sustancia de recubrimiento, preparado como se ha descrito previamente 19. Tenga en cuenta que se necesitan 250 l por rejilla EM, por plato, así que la escala del lote correspondiente. Para ganglio de la raíz dorsal (DRG), las neuronas, utilizar una mezcla de proteína gelatinosa secretada por Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) células de sarcoma de ratón (véase la Tabla de Materiales y Reactivos) como la sustancia de recubrimiento, preparar como sigue. Tenga en cuenta que se necesitan 250 l por rejilla EM, por plato, así que la escala del lote correspondiente. <ol><li> Descongele una botella stockde la mezcla de proteína gelatinosa secretada por Engelbreth-Holm-Swarm células de sarcoma de ratón (EHS) la noche a 4 ° C. </li><li> Mantener frío la mezcla de proteína gelatinosa secretada por Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) células de sarcoma de ratón, y todos los componentes utilizados para hacer la solución, es decir, manteniéndolos en hielo. </li><li> Mientras que en el hielo, se diluye esta mezcla proteína gelatinosa en medio Neurobasal para producir una dilución 1:20 (es decir, diluir 500 l de la mezcla de proteína gelatinosa en 10 ml de Neurobasal). </li><li> Divide diluye mezcla de proteína gelatinosa en alícuotas de 1 ml y almacenar inmediatamente cualquier alícuotas adicionales a -20 ° C. </li><li> Aplicar 250 l por rejilla EM, por plato, como se describe en la Sección 1.4. </li></ol></li></ol></li><li> Cubrir la placa de Petri con su parte superior e incubar (ya sea con PLL para las muestras de hipocampo, OR con la mezcla de proteína gelatinosa para los especímenes DRG) durante 1 hora a temperatura ambiente en la campana de cultivo de tejido. </li><li> Aspievaluar todas PLL (para los especímenes de hipocampo) o la mezcla de proteína gelatinosa (para los especímenes DRG) de los platos. Para ello, utilice el sistema de vacío en la campana de cultivo de tejidos. Utilice una punta de pipeta estéril conectada al tubo de vacío. Evite el contacto directo con la red de EM. </li><li> Usar una pipeta de desplazamiento de aire ajustable para aplicar cuidadosamente 250 l de PBS estéril (solución salina tamponada con fosfato) a la red de EM en el área de vidrio central de cada placa de Petri, de tal manera que la rejilla EM está totalmente cubierto por PBS. Luego, aspirar el PBS de cada plato. Repita 3 veces. </li><li> Permitir a los platos con redes de EM se sequen bajo la campana de cultivo de tejido durante 15 min. Asegúrese de que estén completamente secos marcando bajo el microscopio de luz en la sala de cultivo de tejidos. Asegúrese de que no haya burbujas de la humedad en la cuadrícula. Si es así, cuidadosamente aspirado al lado de la rejilla EM para eliminar esta humedad adicional. La rejilla recubierta debe utilizarse inmediatamente para el recubrimiento de las neuronas. </li></ol> 2. Preparación y PlCIONES neuronas primarias en EM Grids <ol><li> Para la placa neuronas primarias, primera disección, trypsinize (utilizando tripsina al 2,5%) y se tritura para disociar los hipocampos (o dorsal ganglio de la raíz de 18 días de edad embriones de rata) en células individuales, como se ha descrito anteriormente 19. <ol><li> Se tritura es un término común usado por neurobiólogos para describir disociación grupos de células en células individuales, en particular mediante el uso de una pipeta de vidrio con una punta pulida al fuego. El resultado se consigue mediante la cuidadosa y lentamente dibujo y la liberación de las células, arriba y abajo, varias veces (~ 30) a través de la pipeta. </li></ol></li><li> Siga los procedimientos descritos anteriormente para la disección DRG y el aislamiento celular 24, tomando nota de usar 0,25% de tripsina (en HBSS) para aislar las neuronas DRG de rata, en lugar de utilizar las enzimas sugeridos (papaína, colagenasa / dispasa) que son más adecuados para el ratón DRG neuronas. </li><li> Calcular el número de neuronas aisladas (es decir, utilizando un hemocitómetro)y usar este valor para calcular el volumen apropiado de células para aplicar a cada plato para conseguir una concentración de 50.000 células / ml por placa. El volumen máximo a aplicar es de 250 l. Tenga en cuenta que esto sólo llena el área central de cristal, no todo el plato. </li><li> Incubar los platos durante 30 minutos en una incubadora de CO 2 a 37 ° C. Permiten a las células se recuperen y se adhieren. </li><li> Poco a poco agregue 1.5 ml de medio calentado a cada plato, con cuidado de no molestar a la red EM. El tipo de medios de comunicación depende del tipo de célula (hipocampo o DRG). <ol><li> Prepare el soporte de impresión adecuado, ya sea para las neuronas del hipocampo dorsal 19 o neuronas del ganglio de la raíz 24, lo que es para ser calentado en un baño de agua a 37 ° C antes de su uso. Incubar los platos durante la noche en la incubadora de CO 2. </li><li> Para las neuronas del hipocampo, cambiar los medios de comunicación al día siguiente. Cambiar medio de los medios de comunicación cada dos días durante 14 días en adelante. Calentar los medios de comunicación en un 37 ° C baño de agua antes de su uso. </li&gt; <li> Para las neuronas DRG, el día después de la disección / placas, preparar un material fresco de los medios de comunicación con un agente anti-mitótico (uridina y 5&#39;-fluoro-2&#39;-desoxiuridina) preparar una solución madre 10 mM de cada uno, por separado, el uso de una final concentración de 10 mM para cada uno. Retire medio de los medios de comunicación DRG (875 l) y añadir 875 l de medio fresco con el agente anti-mitótico. <ol><li> Para DRG neuronas, cada dos días durante la primera semana, se alternan entre el cambio de los medios de comunicación anti-mitótico y medios DRG estándar. Para la segunda semana, cambiar el medio de GRD estándar cada dos días. </li></ol></li></ol></li></ol> 3. Vitrificar neuronas en EM Grids <ol><li> Prepare el equipo y todos los materiales para la congelación y el almacenamiento de las redes de EM oro a temperatura criogénica: un dispositivo de vitrificación con una cámara de humedad 17, pinzas especializadas de punta fina para la máquina de la vitrificación, pinzas de punto larga y plana, Dewar (s) de nitrógeno líquido (LN 2), Ccontenedor oolant, caja de almacenamiento de red EM, papel de filtro libre de calcio. </li><li> Inicie el dispositivo de vitrificación. Ajuste la humedad al 100% y la temperatura a 32 ° C. En la sección &quot;Consola&quot;, ajuste el tiempo de transferencia de cero segundos. Esto permite manual de secante a través de la ventana lateral de cámara de humedad de la máquina de la vitrificación. </li><li> Maneje el papel de filtro libre de calcio con guantes, capas ellos de tal manera que tres documentos se apilan. Corte la pila en 0,5 cm de ancho tiras que son ~ 2 cm de largo. Doblar en un ángulo de 90 ° de tal manera que un lado de el papel tiene una 0,5 cm x 0,5 cm de la cara (Figura 2). Con unas pinzas, retire el papel central y colocarlo en otro papel de filtro libre de calcio hasta su uso. </li><li> Ponga el botón de almacenamiento de red en el soporte de botón dentro de la cámara de la vitrificación. Llenar la cámara interior del envase del líquido refrigerante con nitrógeno líquido y esperar hasta la evaporación completa. Llenar la cámara exterior de the envase del líquido refrigerante con nitrógeno líquido hasta que se alcanza una temperatura estable para proceder al siguiente paso. Llenar la cámara interior con alta pureza etano gaseoso que se condensa a un estado líquido dentro de la cámara de enfriado. </li><li> Mueva el plato (s) de la incubadora a un gran plato de 100 mm de poliestireno para el transporte a la sala de vitrificación, si no dentro de la vecindad inmediata. Utilice las pinzas especializadas de vitrificación para escoger con cuidado la rejilla EM de la antena. Nota que lado las neuronas están creciendo en la parrilla de EM, la posición importará para el siguiente paso. Utilice el bloqueo deslizante negro de las pinzas para bloquear de forma segura las pinzas en la parrilla de EM. </li><li> Inserte las pinzas en la máquina de vitrificación de tal manera que el lado de la red de EM en el que las neuronas se adhieren caras a la izquierda, lejos del agujero de apertura lateral de la máquina de la vitrificación. Repliegue las pinzas especializadas en la máquina de vitrificación. </li><li> Coloque el envase del líquido refrigerante en el soporte apropiadode la máquina de la vitrificación. Debe estar lleno de LN adecuada 2 y etano líquido. Usando el comando de pantalla apropiado de la máquina de la vitrificación, elevar la cámara de refrigerante hacia arriba hasta que se inundó con la parte inferior de la cámara de humedad. </li><li> Con las pinzas de punto plana, sujete un borde del papel de filtro de tal manera que el lado más corto (los 0,5 cm x 0,5 cm de la cara) es perpendicular a las pinzas. Esta cara se encuentran en contacto directo con la red de EM para Blot (Figura 2B). Introduzca con cuidado el papel de filtro en el orificio lateral de la cámara de humedad de la máquina de la vitrificación (Figura 2A). De forma estable sostener el papel contra la rejilla EM (el lado alejado de la muestra) durante 10 s. Deseche el papel después e inmediatamente sumergirse a congelar la muestra en el etano líquido mediante la automatización de la máquina de la vitrificación. </li><li> Transferir con cuidado la rejilla EM-hidratado congelado a una de las ranuras en uno de losBotones de almacenamiento de red. Repita el proceso para redes de EM adicionales en los platos. Los botones de EM de almacenamiento de red utilizados en estos experimentos pueden almacenar múltiples redes de EM-congelados hidratado. </li></ol> 4. La colección de imágenes, producción y anotación <ol><li> Proceda a recoger micrografías electrónicas en 2-D y / o 3-D serie de inclinación 5 de las neuritas utilizando un microscopio crioelectrónica bajo una condición de baja dosis. Las imágenes 2-D estaban destinadas a evaluar la calidad de la red en términos de espesor de hielo y las áreas posibles para ser útil para 3-D serie de inclinación. <ol><li> En este caso, todas las imágenes fueron recolectados a través de una cámara 4k x 4k CCD conectada a un microscopio de 200 kV de electrones equipado con un soporte para la transferencia de nitrógeno criogénico líquido de inclinación única, en 20k microscopio óptico a un blanco underfocus de 7 micras y muestreo de 4,4 Å / píxel. </li><li> Para obtener una tomografía 3D de la muestra, tomar una serie de imágenes de proyección, mientras que de forma incremental al inclinar la muestraOng un eje del microscopio electrónico de transmisión (TEM). Teniendo en cuenta los ángulos de inclinación y otros parámetros experimentales, hay varios programas diferentes disponibles para recopilar automáticamente la serie de inclinación 5. La serie de inclinación 3-D que se muestra aquí se recogieron en el mismo microscopio utilizando el software semi-automáticos de adquisición serie de inclinación 26 en un rango de -60 ° a 60 ° en incrementos de 5 ° con una dosis acumulada de ~ 60 E / A 2. </li></ol></li><li> Reconstruir la serie de la inclinación de las neuritas utilizando el software de procesamiento de imágenes 21 como se describió anteriormente para otras muestras de 5,29. </li><li> Color-anotar las características 3-D de las neuritas por primera segmentación de la tomografía y la creación de un modelo de superficie usando un software de procesamiento de imagen 3-D como se describe anteriormente 5. </li></ol>

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	<li>Al-Amoudi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryo-electron+microscopy+of+vitreous+sections.">Cryo-electron microscopy of vitreous sections.</a> EMBO J. 23, 3583-3588 (2004).</li><li>Benzing, W. C., Mufson, E. J., Armstrong, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alzheimer's+disease-like+dystrophic+neurites+characteristically+associated+with+senile+plaques+are+not+found+within+other+neurodegenerative+diseases+unless+amyloid+beta-protein+deposition+is+present.">Alzheimer's disease-like dystrophic neurites characteristically associated with senile plaques are not found within other neurodegenerative diseases unless amyloid beta-protein deposition is present.</a> Brain Res. 606, 10-18 (1993).</li><li>Binks, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Modern characterization methods of surfactant systems. , (1999).</li><li>Briggman, K. L., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Towards+neural+circuit+reconstruction+with+volume+electron+microscopy+techniques.">Towards neural circuit reconstruction with volume electron microscopy techniques.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 16, 562-570 (2006).</li><li>Chen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+cryotomography+of+bacterial+cells.">Electron cryotomography of bacterial cells.</a> J. Vis. Exp. (39), e1943 (2010).</li><li>DiFiglia, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aggregation+of+huntingtin+in+neuronal+intranuclear+inclusions+and+dystrophic+neurites+in+brain.">Aggregation of huntingtin in neuronal intranuclear inclusions and dystrophic neurites in brain.</a> Science. 277, 1990-1993 (1997).</li><li>Dubochet, J., Chang, J. J., Freeman, R., Lepault, J., McDowall, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Frozen+aqueous+suspensions.">Frozen aqueous suspensions.</a> Ultramicroscopy. 10, 55-61 (1982).</li><li>Fern&#225;ndez-Busnadiego, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insights+into+the+molecular+organization+of+the+neuron+by+cryo-electron+tomography.">Insights into the molecular organization of the neuron by cryo-electron tomography.</a> J. Electron Microsc. 60, 137-148 (2011).</li><li>Frey, T. G., Perkins, G. A., Ellisman, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+tomography+of+membrane-bound+cellular+organelles.">Electron tomography of membrane-bound cellular organelles.</a> Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 35, 199-224 (2006).</li><li>Garvalov, B. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Luminal+particles+within+cellular+microtubules.">Luminal particles within cellular microtubules.</a> J. Cell. Biol. 174, 759-765 (2006).</li><li>Gr&#252;newald, K., Cyrklaff, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+of+complex+viruses+and+virus-infected+cells+by+electron+cryo+tomography.">Structure of complex viruses and virus-infected cells by electron cryo tomography.</a> Curr. Opin. Microbiol. 9, 437-442 (2006).</li><li>Gu, J., Bourne, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Structural bioinformatics. , (2009).</li><li>De Hoop, M. J., Meyn, L., Dotti, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culturing+hippocampal+neurons+and+astrocytes+from+fetal+rodent+brain.">Culturing hippocampal neurons and astrocytes from fetal rodent brain.</a> Cell Biology: A Laboratory Handbook. 1, (1998).</li><li>Denk, W., Horstmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serial+Block-Face+Scanning+Electron+Microscopy+to+Reconstruct+Three-Dimensional+Tissue+Nanostructure.">Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy to Reconstruct Three-Dimensional Tissue Nanostructure.</a> PLoS Biol. 2, e329 (2004).</li><li>Fink, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+regulation+of+neurite+extension+and+synapse+formation+by+the+beta+but+not+the+alpha+isoform+of+CaMKII.">Selective regulation of neurite extension and synapse formation by the beta but not the alpha isoform of CaMKII.</a> Neuron. 39, 283-297 (2003).</li><li>Jacob, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+matrix+granules:+their+behavior+during+changing+metabolic+situations+and+their+relationship+to+contact+sites+between+inner+and+outer+mitochondrial+membranes.">Mitochondrial matrix granules: their behavior during changing metabolic situations and their relationship to contact sites between inner and outer mitochondrial membranes.</a> Microsc. Res. Tech. 27, 307-318 (1994).</li><li>Jensen, G. J., Briegel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+electron+cryotomography+is+opening+a+new+window+onto+prokaryotic+ultrastructure.">How electron cryotomography is opening a new window onto prokaryotic ultrastructure.</a> Curr. Opin. Struct. Biol. 17, 260-267 (2007).</li><li>Ibiricu, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryo+Electron+Tomography+of+Herpes+Simplex+Virus+during+Axonal+Transport+and+Secondary+Envelopment+in+Primary+Neurons.">Cryo Electron Tomography of Herpes Simplex Virus during Axonal Transport and Secondary Envelopment in Primary Neurons.</a> PLoS Pathog. 7, e1002406 (2011).</li><li>Kaech, S., Banker, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culturing+hippocampal+neurons.">Culturing hippocampal neurons.</a> Nat. Protoc. 1, 2406-2415 (2006).</li><li>Koning, R. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryo+electron+tomography+of+vitrified+fibroblasts:+microtubule+plus+ends+in+situ.">Cryo electron tomography of vitrified fibroblasts: microtubule plus ends in situ.</a> J. Struct. Biol. 161, 459-468 (2008).</li><li>Kremer, J. R., Mastronarde, D. N., McIntosh, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Computer+visualization+of+three-dimensional+image+data+using+IMOD.">Computer visualization of three-dimensional image data using IMOD.</a> J. Struct. Biol. 116, 71-76 (1996).</li><li>Lotharius, J., Brundin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathogenesis+of+Parkinson's+disease:+dopamine,+vesicles+and+alpha-synuclein.">Pathogenesis of Parkinson's disease: dopamine, vesicles and alpha-synuclein.</a> Nat. Rev. Neurosci. 3, 932-942 (2002).</li><li>Luci&#263;, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiscale+imaging+of+neurons+grown+in+culture:+from+light+microscopy+to+cryo-electron+tomography.">Multiscale imaging of neurons grown in culture: from light microscopy to cryo-electron tomography.</a> J. Struct. Biol. 160, 146 (2007).</li><li>Malin, S. A., Davis, B. M., Molliver, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+of+dissociated+sensory+neuron+cultures+and+considerations+for+their+use+in+studying+neuronal+function+and.">Production of dissociated sensory neuron cultures and considerations for their use in studying neuronal function and.</a> 2, 152-160 (2007).</li><li>Marsh, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lessons+from+tomographic+studies+of+the+mammalian+Golgi.">Lessons from tomographic studies of the mammalian Golgi.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1744, 273-292 (2005).</li><li>Mastronarde, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+electron+microscope+tomography+using+robust+prediction+of+specimen+movements.">Automated electron microscope tomography using robust prediction of specimen movements.</a> J. Struct. Biol. 152, 36-51 (2005).</li><li>Medalia, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+actin+networks+in+intact+filopodia.">Organization of actin networks in intact filopodia.</a> Curr. Biol. 17, 79-84 (2007).</li><li>Medalia, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macromolecular+architecture+in+eukaryotic+cells+visualized+by+cryoelectron+tomography.">Macromolecular architecture in eukaryotic cells visualized by cryoelectron tomography.</a> Science. 298, 1209-1213 (2002).</li><li>Meyerson, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+molecular+structures+of+HIV+envelope+glycoproteins+using+cryo-electron+tomography+and+automated+sub-tomogram+averaging.">Determination of molecular structures of HIV envelope glycoproteins using cryo-electron tomography and automated sub-tomogram averaging.</a> J. Vis. Exp. (58), e2770 (2011).</li><li>Nakatomi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regeneration+of+Hippocampal+Pyramidal+Neurons+after+Ischemic+Brain+Injury+by+Recruitment+of+Endogenous+Neural+Progenitors.">Regeneration of Hippocampal Pyramidal Neurons after Ischemic Brain Injury by Recruitment of Endogenous Neural Progenitors.</a> Cell. 110, 429-441 (2002).</li><li>Peachey, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+Microscopic+Observations+on+the+Accumulation+of+Divalent+Cations+in+Intramitochondrial+Granules.">Electron Microscopic Observations on the Accumulation of Divalent Cations in Intramitochondrial Granules.</a> J. Cell. Biol. 20, 95-111 (1964).</li><li>Raza, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aging+is+associated+with+elevated+intracellular+calcium+levels+and+altered+calcium+homeostatic+mechanisms+in+hippocampal+neurons.">Aging is associated with elevated intracellular calcium levels and altered calcium homeostatic mechanisms in hippocampal neurons.</a> Neurosci. Lett. 418, 77-81 (2007).</li><li>Scroggs, R. S., Fox, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+current+variation+between+acutely+isolated+adult+rat+dorsal+root+ganglion+neurons+of+different+size.">Calcium current variation between acutely isolated adult rat dorsal root ganglion neurons of different size.</a> J. Physiol. 445, 639-658 (1992).</li><li>Squire, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Fundamental neuroscience. , (2003).</li><li>Sulzer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+hit+hypotheses+for+dopamine+neuron+loss+in+Parkinson's+disease.">Multiple hit hypotheses for dopamine neuron loss in Parkinson's disease.</a> Trends Neurosci. 30, 244-250 (2007).</li><li>Tapia, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+expression+of+glycine+and+GABA(A)+receptors+in+developing+spinal+cord+neurons.+Effects+on+neurite+outgrowth.">Early expression of glycine and GABA(A) receptors in developing spinal cord neurons. Effects on neurite outgrowth.</a> Neuroscience. 108, 493-506 (2001).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Se demuestra que las neuronas embrionarias de rata (ganglio de la raíz dorsal y del hipocampo) que se puede cultivar en el microscopio electrónico de oro (EM) rejillas y congelado en hielo vítreo lo suficientemente delgada como para sus neuritas para ser fotografiados utilizando 2-D crio-EM y 3-D de la crio- ET. Mientras neuritas hipocampo previamente han sido fotografiadas usando crio-ET 8,10,18,23, un protocolo lo suficientemente detallada para la replicación exitosa utilizando dispositivos disponibles ...

Las neuronas establecen el complejo esencial de circuitos para la función de los sistemas nerviosos central y periférico mediante la elaboración de dendritas para recibir información y axones, a menudo bastante largo, para comunicarse con las neuronas aguas abajo. El crecimiento de neuritas juega un papel fundamental durante el desarrollo embrionario y la diferenciación y el mantenimiento de las neuritas neuronal apoya críticamente la función del sistema nervioso. Procesos neuríticas también disponen de forma crítica en la lesión y la regeneración neuronal, así como trastornos del sistema nervioso. El estudio de la arquitectura neuronal es fundamental para comprender tanto el cerebro normal y enfermo. Afortunadamente, existen sistemas de cultivo de células neuronales fisiológicamente relevantes que pueden recapitular las estructuras celulares complejas y heterogéneas. Basado en la elucidación de las plataformas experimentales sólidas, estrategias de visualización eficaces que permitan a los análisis cualitativos y cuantitativos de morfología neuronal se necesitan. Especialmente útil seríaser una metodología detallada que proporciona una plataforma consistente para la visualización de las neuritas, tanto axones y dendritas en la escala nanométrica. Microscopía electrónica tradicional requiere el uso de disolvente orgánico durante la deshidratación y la incrustación de resina, que puede inducir distorsiones en los especímenes de su verdadero estado. Hasta la fecha, la mayoría de las caracterizaciones estructurales a escala nanométrica se basan en células más grandes o los tejidos que se someten a este tipo de productos químicos agresivos - limitando así la interpretación de los hallazgos 4,9,25. Por otra parte, para la penetración del haz de electrones, se requiere de seccionamiento para los organismos o protuberancias celulares que presentan un espesor superior a 1 m 12. Finalmente, seccionada o blanqueado resultados de tejido en la colección de conjuntos de datos sobre el tramo específico discretas, lo que hace engorrosa la definición de la función alargada de neuritas. Incluso para la crio-EM, en la que el corte una muestra congelada hidratado es posible, el método introduce Artif compresiónHechos 1. En los últimos años, los investigadores han aprendido cómo hacer crecer las neuronas del hipocampo directamente en redes de EM y el flash de congelación en etano líquido para visualizar posteriormente neuritas utilizando crio-ET 8,10,18,23. Sin embargo, tales estudios o bien utilizar un producto a medida 10,23, o los detalles de la falta en el paso de secante para la generación de hielo vítreo lo suficientemente delgada como para la visualización de rutina 8,18. Por ejemplo, un estudio recomienda el uso de 30 a 40 segundos para secar la rejilla EM 10, sin embargo, este valor no está optimizado para su uso general, pero es específica para ese dispositivo de inmersión congelación a medida. El uso de un producto a medida en lugar de un comercialmente disponible un 17 para el mantenimiento de la humedad antes de sumergirse de congelación de la muestra podría representar un obstáculo para la reproducibilidad generalizada. Si bien estos estudios han sido pioneras en la visualización de neuritas por crio-ET, hemos dado un paso más para explorar la apaplicabilidad de la crio-ET a una variedad de especímenes neuronales (neuronas del hipocampo y del ganglio de la raíz dorsal). Además, se discuten tanto los resultados óptimos y subóptimos, así como los posibles artefactos que uno podría encontrar utilizando la crio-ET para tales especímenes. Definición de una técnica detallada para la preservación y la visualización de las neuritas enteros a escala nanométrica en un estado casi nativo aumentaría la capacidad de más investigadores para llevar a cabo estudios ultraestructurales. Para ello, se describe un protocolo eficaz y detallada utilizando equipos disponibles comercialmente para preparar, neuronas no marcadas no fijadas para visualizar las neuritas. Este es un importante primer paso hacia la que detalla la ultraestructura de neuritas saludables y para sentar las bases para la comprensión de cuáles son las diferencias estructurales presentes en modelos de enfermedades del sistema nervioso. Desde crio-ET puede resolver, las características de neuritas sin teñir no fijadas en 3-D en la escala nanométrica, el método hará posible que nunca seatanto para definir la arquitectura neurítico 12.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="970">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:295px;">Dumont #7 Tweezers</td>
			<td style="width:196px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:309px;">72803-01</td>
			<td style="width:171px;">For handling EM grids</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glass bottom dishes</td>
			<td>MatTek Corp.</td>
			<td>P35G-1.5-10C</td>
			<td>For growing sample</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Electron microscopy grids</td>
			<td>Quantifoil</td>
			<td>Holey Carbon, Au 200, R 2/2</td>
			<td>For growing sample</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Calcium-free filter paper</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>1541-055</td>
			<td>For blotting sample</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Large flat point long tweezers</td>
			<td>Excelta Corporation</td>
			<td>E003-000590, 25-SA</td>
			<td>For blotting sample </td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vitrification device and tweezers</td>
			<td>FEI</td>
			<td>Vitrobot Mark III</td>
			<td>For freezing sample</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mini grid storage boxes</td>
			<td>Ted Pella, Inc.</td>
			<td>160-40</td>
			<td>For storing EM grids</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cryo transfer holder</td>
			<td>Gatan</td>
			<td>626 Single Tilt Liquid Nitrogen Cryo Transfer Holder</td>
			<td>For imaging samples</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Semi-automated tilt series acquisition software</td>
			<td>SerialEM</td>
			<td>http://bio3d.colorado.edu/SerialEM/</td>
			<td>For imaging samples</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Image processing software</td>
			<td>IMOD eTomo</td>
			<td>http://bio3d.colorado.edu/imod/</td>
			<td>For image processing</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Transmission electron microscope for cryoEM</td>
			<td>JEOL, Tokyo</td>
			<td>200-kV JEM2100 LaB6 electron microscope</td>
			<td>For imaging samples</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4k x 4k CCD camera</td>
			<td>Gatan</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For imaging samples</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3-D annotation software</td>
			<td>Visage Imaging GmbH</td>
			<td>Amira/Avizo</td>
			<td>For processing 3-D data</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Software for digitally stitching 2-D images</td>
			<td>Adobe</td>
			<td>Adobe Photoshop</td>
			<td>For processing 2-D data</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMEM, High Glucose</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>11965-118</td>
			<td>For hippocampal culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Boric acid</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>B-0252</td>
			<td>For hippocampal culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sodium tetraborate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>B-9876</td>
			<td>For hippocampal culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Poly-L-lysine </td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P2636-500MG</td>
			<td>For hippocampal culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Filter system</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430758</td>
			<td>For hippocampal culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Neurobasal medium</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>21103-049</td>
			<td>For DRG culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">B-27 supplement</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>17504-044</td>
			<td>For DRG culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Penicillin/Streptomycin</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>For DRG culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glutamax</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>35050-061</td>
			<td>For DRG culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Recombinant rat b-NGF</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>556-NG</td>
			<td>For DRG culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Uridine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>U3003-5G</td>
			<td>For DRG culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5&#39;-Fluoro-2&#39;-deoxyuridine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F0503-100MG</td>
			<td>For DRG culture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Matrigel</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>356234</td>
			<td>For DRG culture</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of primary neurons for visualizing neurites in a frozen-hydrated state using cryo-electron tomography

Las neuritas, ambos dendritas y axones, son procesos celulares neuronales que permiten la conducción de impulsos eléctricos entre las neuronas. Definición de la estructura de neuritas es fundamental para la comprensión de cómo estos procesos se mueven materiales y señales que permiten la comunicación sináptica. La microscopía electrónica (EM) se ha utilizado tradicionalmente para evaluar las características ultraestructurales dentro de neuritas, sin embargo, la exposición a disolventes orgánicos durante la deshidratación y la incrustación de resina puede distorsionar las estructuras. Una meta insatisfecha importante es la formulación de procedimientos que permitan evaluaciones estructurales no afectados por este tipo de artefactos. Aquí, hemos establecido un protocolo detallado y reproducible para el cultivo y el flash de congelación neuritas enteras de diferentes neuronas primarias sobre rejillas de microscopía electrónica, seguida de su examen con la crio-tomografía electrónica (crio-ET). Esta técnica permite la visualización 3-D de las neuritas, hidratados congelados a una resolución de nanómetros, facilitando ASSEssment de sus diferencias morfológicas. Nuestro protocolo se obtiene una visión sin precedentes de la raíz dorsal (GRD) ganglio neuritas, y una visualización de neuritas hipocampo en su estado casi nativo. Como tales, estos métodos crean una base para futuros estudios sobre neuritas de las neuronas normales y los afectados por trastornos neurológicos.

Antes de la congelación y de imagen a través de la crio-ET, imágenes de microscopio de luz se deben tomar de la red de EM en el que las neuronas están creciendo. Las neuritas deben ser claramente visibles y sin solapamiento significativo entre sí. Un cuadro de color en la Figura 3A representa un área que está ampliada-en para mostrar un aumento mayor en la Figura 3B, en la que las neuritas se extienden a través de la celosía de la red. Cada cuadrícula de cuadrados se compone d...

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Preparation of Primary Neurons for Visualizing Neurites in a Frozen-hydrated State Using Cryo-Electron Tomography

Para preservar los procesos neuronales para el análisis ultraestructural, se describe un protocolo para la siembra de las neuronas primarias en rejillas de microscopía electrónica, seguido de congelación instantánea, dando muestras en suspensión en una capa de hielo vítreo. Estas muestras pueden ser examinados con un crio-microscopio electrónico para visualizar estructuras a escala nanométrica.

Preparación de las neuronas primarias para la visualización de neuritas en un Estado Frozen-hidratado con Cryo-tomografía electrónica

Neurites, both dendrites and axons, are neuronal cellular processes that enable the conduction of electrical impulses between neurons. Defining the ...

preparation-primary-neurons-for-visualizing-neurites-frozen-hydrated

Research

JoVE Journal

Neuroscience

79.0K vistas.  Baylor College of Medicine.  Para preservar los procesos neuronales para el análisis ultraestructural, se describe un protocolo para la siembra de las neuronas primarias en rejillas de microscopía electrónica, seguido de congelación instantánea, dando muestras en suspensión en una capa de hielo vítreo. Estas muestras pueden ser examinados con un crio-microscopio electrónico para visualizar estructuras a escala nanométrica. 

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Quantitative Analysis of Synaptic Vesicle Pool Replenishment in Cultured Cerebellar Granule Neurons using FM Dyes

After neurotransmitter release in central nerve terminals, SVs are rapidly retrieved by endocytosis. Retrieved SVs are then refilled with neurotransmitter and rejoin the recycling pool, defined as SVs that are available for exocytosis1,2. The recycling pool can generally be subdivided into two distinct pools - the readily releasable pool (RRP) and the reserve pool (RP). As their names imply, the RRP consists of SVs that are immediately available for fusion while RP SVs are released only during intense stimulation1,2. It is important to have a reliable assay that reports the differential replenishment of these SV pools in order to understand 1) how SVs traffic after different modes of endocytosis (such as clathrin-dependent endocytosis and activity-dependent bulk endocytosis) and 2) the mechanisms controlling the mobilisation of both the RRP and RP in response to different stimuli.
FM dyes are routinely employed to quantitatively report SV turnover in central nerve terminals3-8. They have a hydrophobic hydrocarbon tail that allows reversible partitioning in the lipid bilayer, and a hydrophilic head group that blocks passage across membranes. The dyes have little fluorescence in aqueous solution, but their quantum yield increases dramatically when partitioned in membrane9. Thus FM dyes are ideal fluorescent probes for tracking actively recycling SVs. The standard protocol for use of FM dye is as follows. First they are applied to neurons and are taken up during endocytosis (Figure 1). After non-internalised dye is washed away from the plasma membrane, recycled SVs redistribute within the recycling pool. These SVs are then depleted using unloading stimuli (Figure 1). Since FM dye labelling of SVs is quantal10, the resulting fluorescence drop is proportional to the amount of vesicles released. Thus, the recycling and fusion of SVs generated from the previous round of endocytosis can be reliably quantified.
Here, we present a protocol that has been modified to obtain two additional elements of information. Firstly, sequential unloading stimuli are used to differentially unload the RRP and the RP, to allow quantification of the replenishment of specific SV pools. Secondly, each nerve terminal undergoes the protocol twice. Thus, the response of the same nerve terminal at S1 can be compared against the presence of a test substance at phase S2 (Figure 2), providing an internal control. This is important, since the extent of SV recycling across different nerve terminals is highly variable11.
Any adherent primary neuronal cultures may be used for this protocol, however the plating density, solutions and stimulation conditions are optimised for cerebellar granule neurons (CGNs)12,13.

A live fluorescence imaging technique to quantify the replenishment and mobilisation of specific synaptic vesicle (SV) pools in central nerve terminals is described. Two rounds of SV recycling are monitored in the same nerve terminals providing an internal control.

Análisis cuantitativo de Reposición Synaptic piscina vesículas en cultivos de neuronas granulares del cerebelo con tintes FM

After neurotransmitter release in central nerve terminals, SVs are rapidly retrieved by endocytosis.  Retrieved SVs are then refilled with ...

Investigación

Neurociencias

Preparation of Drosophila Central Neurons for in situ Patch Clamping

Short generation times and facile genetic techniques make the fruit fly Drosophila melanogaster an excellent genetic model in fundamental neuroscience research. Ion channels are the basis of all behavior since they mediate neuronal excitability. The first voltage gated ion channel cloned was the Drosophila voltage gated potassium channel Shaker1,2. Toward understanding the role of ion channels and membrane excitability for nervous system function it is useful to combine powerful genetic tools available in Drosophila with in situ patch clamp recordings. For many years such recordings have been hampered by the small size of the Drosophila CNS. Furthermore, a robust sheath made of glia and collagen constituted obstacles for patch pipette access to central neurons. Removal of this sheath is a necessary precondition for patch clamp recordings from any neuron in the adult Drosophila CNS. In recent years scientists have been able to conduct in situ patch clamp recordings from neurons in the adult brain3,4 and ventral nerve cord of embryonic5,6, larval7,8,9,10, and adult Drosophila11,12,13,14. A stable giga-seal is the main precondition for a good patch and depends on clean contact of the patch pipette with the cell membrane to avoid leak currents. Therefore, for whole cell in situ patch clamp recordings from adult Drosophila neurons must be cleaned thoroughly. In the first step, the ganglionic sheath has to be treated enzymatically and mechanically removed to make the target cells accessible. In the second step, the cell membrane has to be polished so that no layer of glia, collagen or other material may disturb giga-seal formation. This article describes how to prepare an identified central neuron in the Drosophila ventral nerve cord, the flight motoneuron 5 (MN515), for somatic whole cell patch clamp recordings. Identification and visibility of the neuron is achieved by targeted expression of GFP in MN5. We do not aim to explain the patch clamp technique itself.

Preparation of Drosophila Central Neurons for in situ Patch Clamping

In situ patch clamp recordings are used for electrophysiological characterization of neurons in intact circuitry. In the Drosophila genetic model patch clamping is difficult because the CNS is small and surrounded by a robust sheath. This article describes the procedure to remove the sheath and clean neurons for subsequent patch clamp recordings.

Preparación de<em&gt; Drosophila</em&gt; Las neuronas centrales para<em&gt; In situ</em&gt; Parche de sujeción

Short generation times and facile genetic techniques make the fruit fly Drosophila melanogaster an excellent genetic model in fundamental neuroscience ...

Imaging Dendritic Spines of Rat Primary Hippocampal Neurons using Structured Illumination Microscopy

Dendritic spines are protrusions emerging from the dendrite of a neuron and represent the primary postsynaptic targets of excitatory inputs in the brain. Technological advances have identified these structures as key elements in neuron connectivity and synaptic plasticity. The quantitative analysis of spine morphology using light microscopy remains an essential problem due to technical limitations associated with light's intrinsic refraction limit. Dendritic spines can be readily identified by confocal laser-scanning fluorescence microscopy. However, measuring subtle changes in the shape and size of spines is difficult because spine dimensions other than length are usually smaller than conventional optical resolution fixed by light microscopy's theoretical resolution limit of 200 nm.
Several recently developed super resolution techniques have been used to image cellular structures smaller than the 200 nm, including dendritic spines. These techniques are based on classical far-field operations and therefore allow the use of existing sample preparation methods and to image beyond the surface of a specimen. Described here is a working protocol to apply super resolution structured illumination microscopy (SIM) to the imaging of dendritic spines in primary hippocampal neuron cultures. Possible applications of SIM overlap with those of confocal microscopy. However, the two techniques present different applicability. SIM offers higher effective lateral resolution, while confocal microscopy, due to the usage of a physical pinhole, achieves resolution improvement at the expense of removal of out of focus light. In this protocol, primary neurons are cultured on glass coverslips using a standard protocol, transfected with DNA plasmids encoding fluorescent proteins and imaged using SIM. The whole protocol described herein takes approximately 2 weeks, because dendritic spines are imaged after 16-17 days in vitro, when dendritic development is optimal. After completion of the protocol, dendritic spines can be reconstructed in 3D from series of SIM image stacks using specialized software.

This article describes a working protocol to image dendritic spines from hippocampal neurons in vitro using Structured Illumination Microscopy (SIM). Super-resolution microscopy using SIM provides image resolution significantly beyond the light diffraction limit in all three spatial dimensions, allowing the imaging of individual dendritic spines with improved detail.

Imaging las espinas dendríticas de las neuronas del hipocampo de rata primaria utilizando Estructurado Iluminación Microscopía

Dendritic spines are protrusions emerging from the dendrite of a neuron and represent the primary postsynaptic targets of excitatory inputs in the brain. ...

Primary Culture of Mouse Dopaminergic Neurons

Dopaminergic neurons represent less than 1% of the total number of neurons in the brain. This low amount of neurons regulates important brain functions such as motor control, motivation, and working memory. Nigrostriatal dopaminergic neurons selectively degenerate in Parkinson&#39;s disease (PD). This progressive neuronal loss is unequivocally associated with the motors symptoms of the pathology (bradykinesia, resting tremor, and muscular rigidity). The main agent responsible of dopaminergic neuron degeneration is still unknown. However, these neurons appear to be extremely vulnerable in diverse conditions. Primary cultures constitute one of the most relevant models to investigate properties and characteristics of dopaminergic neurons. These cultures can be submitted to various stress agents that mimic PD pathology and to neuroprotective compounds in order to stop or slow down neuronal degeneration. The numerous transgenic mouse models of PD that have been generated during the last decade further increased the interest of researchers for dopaminergic neuron cultures. Here, the video protocol focuses on the delicate dissection of embryonic mouse brains. Precise excision of ventral mesencephalon is crucial to obtain neuronal cultures sufficiently rich in dopaminergic cells to allow subsequent studies. This protocol can be realized with embryonic transgenic mice and is suitable for immunofluorescence staining, quantitative PCR, second messenger quantification, or neuronal death/survival assessment.

Dopaminergic neurons play a vital regulatory role in the brain. Their loss is associated with Parkinson's disease. In this video, we show how to generate primary cultures of central dopaminergic neurons from embryonic mouse mesencephalon. Such cultures are useful to study the extreme vulnerability of these neurons to various stresses.

Cultivo primario de ratón neuronas dopaminérgicas

Dopaminergic neurons represent less than 1% of the total number of neurons in the brain. This low amount of neurons regulates important brain functions ...

Modeling Neuronal Death and Degeneration in Mouse Primary Cerebellar Granule Neurons

Cerebellar granule neurons (CGNs) are a commonly used neuronal model, forming an abundant homogeneous population in the cerebellum. In light of their post-natal development, abundance, and accessibility, CGNs are an ideal model to study neuronal processes, including neuronal development, neuronal migration, and physiological neuronal activity stimulation. In addition, CGN cultures provide an excellent model for studying different modes of cell death including excitotoxicity and apoptosis. Within a week in culture, CGNs express N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptors, a specific ionotropic glutamate receptor with many critical functions in neuronal health and disease. The addition of low concentrations of NMDA in conjunction with membrane depolarization to rodent primary CGN cultures has been used to model physiological neuronal activity stimulation while the addition of high concentrations of NMDA can be employed to model excitotoxic neuronal injury. Here, a method of isolation and culturing of CGNs from 6 day old pups as well as genetic manipulation of CGNs by adenoviruses and lentiviruses are described. We also present optimized protocols on how to stimulate NMDA-induced excitotoxicity, low-potassium-induced apoptosis, oxidative stress and DNA damage following transduction of these neurons.

This protocol describes a simple method for isolating and culturing primary mouse cerebral granule neurons (CGNs) from 6-7 day old pups, efficient transduction of CGNs for loss and gain of function studies, and modelling NMDA-induced neuronal excitotoxicity, low-potassium-induced cell death, DNA-damage, and oxidative stress using the same culture model.

Modelado de la muerte Neuronal y la degeneración en las neuronas del gránulo cerebeloso primario de ratón

Cerebellar granule neurons (CGNs) are a commonly used neuronal model, forming an abundant homogeneous population in the cerebellum. In light of their ...

Live Images of GLUT4 Protein Trafficking in Mouse Primary Hypothalamic Neurons Using Deconvolution Microscopy

Type 2 diabetes mellitus (T2DM) is a global health crisis which is characterized by insulin signaling impairment and chronic inflammation in peripheral tissues. The hypothalamus in the central nervous system (CNS) is the control center for energy and insulin signal response regulation. Chronic inflammation in peripheral tissues and imbalances of certain chemokines (such as CCL5, TNF&#945;, and IL-6) contribute to diabetes and obesity. However, the functional mechanism(s) connecting chemokines and hypothalamic insulin signal regulation still remain unclear.
In vitro primary neuron culture models are convenient and simple models which can be used to investigate insulin signal regulation in hypothalamic neurons. In this study, we introduced exogeneous GLUT4 protein conjugated with GFP (GFP-GLUT4) into primary hypothalamic neurons to track GLUT4 membrane translocation upon insulin stimulation. Time-lapse images of GFP-GLUT4 protein trafficking were recorded by deconvolution microscopy, which allowed users to generate high-speed, high-resolution images without damaging the neurons significantly while conducting the experiment. The contribution of CCR5 in insulin regulated GLUT4 translocation was observed in CCR5 deficient hypothalamic neurons, which were isolated and cultured from CCR5 knockout mice. Our results demonstrated that the GLUT4 membrane translocation efficiency was reduced in CCR5 deficient hypothalamic neurons after insulin stimulation.

This protocol describes a technique for observation of real-time Green Fluorescence Protein (GFP) tagged Glucose Transporter 4 (GLUT4) protein trafficking upon insulin stimulation and characterization of the biological role of CCR5 in the insulin&#8211;GLUT4 signaling pathway with Deconvolution Microscopy.

Imágenes en vivo de la proteína GLUT4 trata de ratón las neuronas hipotalámica primaria utilizando microscopía de deconvolución

Type 2 diabetes mellitus (T2DM) is a global health crisis which is characterized by insulin signaling impairment and chronic inflammation in peripheral ...

Use of Pre-Assembled Plastic Microfluidic Chips for Compartmentalizing Primary Murine Neurons

Microfabricated methods to compartmentalize neurons have become essential tools for many neuroscientists. This protocol describes the use of a commercially available pre-assembled plastic chip for compartmentalizing cultured primary rat hippocampal neurons. These plastic chips, contained within the footprint of a standard microscope slide, are compatible with high-resolution, live, and fluorescence imaging. This protocol demonstrates how to retrograde label neurons via isolated axons using a modified rabies virus encoding a fluorescent protein, create isolated microenvironments within one compartment, and perform axotomy and immunocytochemistry on-chip. Neurons are cultured for &gt;3 weeks within the plastic chips, illustrating the compatibility of these chips for long-term neuronal cultures.

This protocol describes the use of plastic chips to culture and compartmentalize primary murine neurons. These chips are preassembled, user-friendly, and compatible with high-resolution, live, and fluorescence imaging. This protocol describes how to plate rat hippocampal neurons within these chips and perform fluidic isolation, axotomy and immunostaining.

Uso de Chips microfluídicos plástico premontados para compartimentar primarias neuronas murinas

Microfabricated methods to compartmentalize neurons have become essential tools for many neuroscientists. This protocol describes the use of a ...

Ballistic Labeling of Pyramidal Neurons in Brain Slices and in Primary Cell Culture

It has been reported that the size and shape of dendritic spines is related to their structural plasticity. To identify the morphological structure of pyramidal neurons and dendritic spines, a ballistic labeling technique can be utilized. In the present protocol, pyramidal neurons are labeled with DilC18(3) dye and analyzed using neuronal reconstruction software to assess neuronal morphology and dendritic spines. To investigate neuronal structure, dendritic branching analysis and Sholl analysis are performed, allowing researchers to draw inferences about dendritic branching complexity and neuronal arbor complexity, respectively. The evaluation of dendritic spines is conducted using an automatic assisted classification algorithm integral to the reconstruction software, which classifies spines into four categories (i.e., thin, mushroom, stubby, filopodia). Furthermore, an additional three parameters (i.e., length, head diameter, and volume) are also chosen to assess alterations in dendritic spine morphology. To validate the potential of wide application of the ballistic labeling technique, pyramidal neurons from in vitro cell culture were successfully labeled. Overall, the ballistic labeling method is unique and useful for visualizing neurons in different brain regions in rats, which in combination with sophisticated reconstruction software, allows researchers to elucidate the possible mechanisms underlying neurocognitive dysfunction.

We present a protocol to label and analyze pyramidal neurons, which is critical for evaluating potential morphological alterations in neurons and dendritic spines that may underlie neurochemical and behavioral abnormalities.

Etiquetado balístico de las neuronas piramidales en las rebanadas cerebrales y en el cultivo celular primario

It has been reported that the size and shape of dendritic spines is related to their structural plasticity. To identify the morphological structure of ...

Quantifying Spontaneous Ca2+ Fluxes and their Downstream Effects in Primary Mouse Midbrain Neurons

Parkinson&#8217;s disease (PD) is a devastating neurodegenerative disorder caused by the degeneration of dopaminergic (DA) neurons. Excessive Ca2+ influx due to the abnormal activation of glutamate receptors results in DA excitotoxicity and has been identified as an important mechanism for DA neuron loss. In this study, we isolate, dissociate, and culture midbrain neurons from the mouse ventral mesencephalon (VM) of ED14 mouse embryos. We then infect the long-term primary mouse midbrain cultures with an adeno-associated virus (AAV) expressing a genetically encoded calcium indicator, GCaMP6f under control of the human neuron-specific synapsin promoter, hSyn. Using live confocal imaging, we show that cultured mouse midbrain neurons display spontaneous Ca2+ fluxes detected by AAV-hSyn-GCaMP6f. Bath application of glutamate to midbrain cultures causes abnormal elevations in intracellular Ca2+ within neurons and this is accompanied by caspase-3 activation in DA neurons, as demonstrated by immunostaining. The techniques to identify glutamate-mediated apoptosis in primary mouse DA neurons have important applications for the high content screening of drugs that preserve DA neuron health.

Quantifying Spontaneous Ca2+ Fluxes and their Downstream Effects in Primary Mouse Midbrain Neurons

Here we present a protocol to measure in vitro Ca2+ fluxes in midbrain neurons and their downstream effects on caspase-3 using primary mouse midbrain cultures. This model can be employed to study pathophysiologic changes related to abnormal Ca2+ activity in midbrain neurons, and to screen novel therapeutics for anti-apoptotic properties.

Cuantificación de los flujos espontáneos de Ca2+ y sus efectos aguas abajo en las neuronas primarias de cerebro medio de ratón

Parkinson&#8217;s disease (PD) is a devastating neurodegenerative disorder caused by the degeneration of dopaminergic (DA) neurons. Excessive Ca2+ influx ...

Live Imaging of the Mitochondrial Glutathione Redox State in Primary Neurons using a Ratiometric Indicator

Mitochondrial redox homeostasis is important for neuronal viability and function. Although mitochondria contain several redox systems, the highly abundant thiol-disulfide redox buffer glutathione is considered a central player in antioxidant defenses. Therefore, measuring the mitochondrial glutathione redox potential provides useful information about mitochondrial redox status and oxidative stress. Glutaredoxin1-roGFP2 (Grx1-roGFP2) is a genetically encoded, green fluorescent protein (GFP)-based ratiometric indicator of the glutathione redox potential that has two redox-state-sensitive excitation peaks at 400 nm and 490 nm with a single emission peak at 510 nm. This article describes how to perform confocal live microscopy of mitochondria-targeted Grx1-roGFP2 in primary hippocampal and cortical neurons. It describes how to assess steady-state mitochondrial glutathione redox potential (e.g., to compare disease states or long-term treatments) and how to measure redox changes upon acute treatments (using the excitotoxic drug N-methyl-D-aspartate (NMDA) as an example). In addition, the article presents co-imaging of Grx1-roGFP2 and the mitochondrial membrane potential indicator, tetramethylrhodamine, ethyl ester (TMRE), to demonstrate how Grx1-roGPF2 can be multiplexed with additional indicators for multiparametric analyses. This protocol provides a detailed description of how to (i) optimize confocal laser scanning microscope settings, (ii) apply drugs for stimulation followed by sensor calibration with diamide and dithiothreitol, and (iii) analyze data with ImageJ/FIJI.

This article describes a protocol to determine differences in basal redox state and redox responses to acute perturbations in primary hippocampal and cortical neurons using confocal live microscopy. The protocol can be applied to other cell types and microscopes with minimal modifications.

Imágenes en vivo del estado redox de glutatión mitocondrial en neuronas primarias utilizando un indicador ratiométrico

Mitochondrial redox homeostasis is important for neuronal viability and function. Although mitochondria contain several redox systems, the highly abundant ...