이 작품은 국립 보건 연구소 (R01DK092640)과 국립 과학 재단 (National Science Foundation) (0,920,668)에서 JWW에 연구 보조금에 의해 지원되었다.

1. 비행 수집 및 기아 <ol><li> 후면 12 시간 빛 / 어둠주기에 제어 온도와 습도 조건 (예를 들어, 21 ° C, 50 ~ 60 % 상대 습도)에서 실험 비행. </li><li> 여성 우화의 날에 파리를 수집하고 (최대 30 병 기준) 새로운 식품 유리 병에, 4 ~ 5 명의 남성과 함께 배치합니다. 나이는 2-5 일 파리. </li><li> 플라이 기아의 챔버를 준비합니다. <ol><li> 빈 플라스틱 병의 바닥에 이르기까지 하나의 조직 (4.8 X 8.4 인치)를 밀어 넣습니다. 완전 증류수로 조직을 적신다. 조직 아래로 밀어 부드럽게 물을 짜내 개체를 사용합니다. </li><li> 여분의 물을 버리고 병을 거꾸로. 이 촉촉한 수화 파리와 기아 챔버를 유지하기에 충분한 물을 수 있지만, 파리를 익사하는 것만으로는 충분하지됩니다. </li></ol></li><li> 기아 실에 식품 유리 병에서 파리를 전송하고 실험을 시작하기 전에 유리 병에게 약 18 ~ 24 시간을 연결합니다. 저장밤새 제어 온도와 습도 조건에서 유리 병 실험 다음날 시작될 때까지. </li></ol> 2. 음식 냄새의 준비 <ol><li> 아가로 오스 유리 플라스크 내의 증류수 10 ㎖에 낮은 용융 온도의 0.1 g을 첨가하여 1 % 아가로 오스 용액을 준비한다. 비등하기 시작 그냥 때까지 전자 레인지에 아가로 오스 솔루션을 열하지만 분출도 전에. <ol><li> 전자 레인지를 중지하고 한 번 플라스크를 소용돌이 친다. 아가로 오스가 완전히 용해 될 때까지 두 번 더이 단계를 반복합니다. 50 ℃로 설정 열판에 플라스크를 따뜻하게 유지하여 액체 상태의 아가로 오스 솔루션을 유지 </li></ol></li><li> 1 % 사과 사과 식초 솔루션을 만들기 위해 1.5 ㎖의 에펜 도르프 튜브에 1 % 아가로 오스 솔루션의 9​​90 μL와 사과 사이다 식초의 10 μl를 추가합니다. 소용돌이까지 솔루션을 50 ° C로 설정 마른 목욕 인큐베이터에서 혼합 및 장소 </li></ol> 3. 테스트 룸 및 동작 실 설치 <ol><li&gt; 원하는 조건 (예 : 온도 및 습도)에 시험 장소를 설정합니다. </li><li> LED 패널 (660 NM)를 켭니다. </li><li> 뜨거운 물을 체 및 테스트 접시를 씻어 물기가 증발 할 때까지 건조 오븐을 가열한다. 시작 실험을하기 전에 테스트 실온으로 체와 접시를 냉각. </li><li> 확산 판의 상단에 얕은 접시를 놓고 로컬 습도를 증가시키고, 아가 로스 액적 내의 물을 마스킹하는 물을 채운다. </li><li> 물 접시 위에 체를 배치합니다. </li></ol> 4. 테스트 플레이트에 로딩 비행 테스트 플레이트 사양 다이어그램은 보충 파일 섹션에서 찾을 수 있습니다. 테스트 판은 투명 아크릴로 만든 6 테스트 경기장으로 구성되어있다. 간단한 슬라이더에 각각의 챔버로 플라이로드, 임시 봉쇄, 6 파리의 동시 발매를 허용 들고 챔버를 포함실험의 시작. 취기가 피펫 할 위치를 접시에 각 분야의 중심에 에칭 십자선이 나타냅니다. <ol><li> 아크릴 테스트 판에 슬라이더를 삽입합니다. </li><li> 부드럽게면 플러그 과거 유리 병에 흡입기를 밀어 약 6 파리가 aspirator.it에 빠질 수 있도록하는 것은 그들을 취급 될 수있는 한 부드럽게 대하기 위해 중요합니다. 하나는 희미한 광원을 향해 유리 병 구멍을 지정하여 흡인기으로 크롤링 파리를 유도하기 위해 phototactic 비행 동작을 활용할 수 있습니다. 필요한 경우, 하나는 약 6 여성 파리를 대기음에 부드럽게 흡입을 적용 할 수 있습니다. </li><li> 테스트 판의 첫 ​​번째 구멍에 흡입기의 끝을 삽입합니다. 하나의 비행 감방에 전달하고 부드럽게 다음 구멍에 비행을로드 앞으로 슬라이더를 진행 할 수 있습니다. 파리는 판의 6 들고 세포를 차지할 때까지 계속합니다. </li><li> 직접 CR의 중심 상에 1 % 사과 사이다 식초 아가로 오스 솔루션의 피펫 5 μL테스트 플레이트의 내부면에 OSS-털이. </li></ol> 5. 테스트 플레이트의 위치를 <ol><li> 테스트 판을 중앙에, &quot;위치 Tool.vi.&quot;라는 이름의 파일을 엽니 다 위치 도구에 대한 &quot;의 LabVIEW VI. vi는 보충 파일 섹션에서 찾을 수 있습니다. 화면의 왼쪽 상단 모서리에있는 흰색 화살표를 클릭하여 파일을 실행합니다. </li><li> 경기장의 열기가 체 바닥에 직면하고 냄새 대상이 판의 천장에되도록 체의 상단에 테스트 판을 놓습니다. 모니터 화면에 십자선과 테스트 판의 뒷면에 새겨 져 십자선을 맞 춥니 다. </li><li> 정렬이 완료되면, 모니터의 왼쪽 상단 모서리 부근에 위치 빨간 점을 클릭하여 실행을 중단. </li></ol> 6. 실험 기간 동안 비행 위치를 기록 <ol><li> 각 식품 검색 시험 동안 비행의 좌표를 추적하고 기록하기 위해, 수집 소프트웨어 파일을 열고 &quot;층Y 추적 -. 여섯 Zones.vi &quot;의 LabVIEW VI를위한&quot;비행 추적 - 식스 Zones.vi는 &quot;보충 파일 섹션에서 찾을 수있는 모니터의 왼쪽 상단에있는 흰색 화살표를 클릭하여 파일을 실행합니다. . </li><li> 파일 이름을 지정하고 클릭 &quot;OK.&quot; </li><li> 테스트 경기장에 파리를 공개하는 테스트 챔버에서 슬라이더를 사전. 이 분석 소프트웨어 좌표 부적절한 조정으로 이어질 것 같은 테스트 챔버를 이동하지 않도록주의하십시오. </li><li> &quot;시작&quot;(녹화 시작)을 클릭하고 테스트 실에서 빛의 유일한 소스가 660 nm의 LED 패널 있는지 확인합니다. </li><li> 시험이 완료되면, 체와 행동 실을 제거합니다. 체에서 테스트 판을 들어 올려 얼음 접시를 잠수하여 파리를 제거합니다. 부드럽게 뜨거운 물과 함께 접시를 청소하고 아가로 오스 파편을 제거합니다. 수분을 제거하는 건조 오븐에서 테스트 판을 놓습니다. </li><li> 스말을 설정하여 테스트 환기를약 2 분 동안 L 팬. 팬의 전원을 끄고 다음 테스트 판에 파리의 다음 그룹을로드합니다. </li></ol> 7. 사용자 정의 소프트웨어를 사용하여 데이터 분석 &quot;비행 추적 식스 영역에 대한 데이터 분석은&quot;보충 파일 섹션에서 찾을 수 있습니다. 데이터 수집 동안 수집 소프트웨어 레코드 개별 플라이 위치는 텍스트 파일의 각 시점 좌표. 테스트 플레이트 위에 위치 단일 디지털 카메라는 0.5 ㎐의 프레임 레이트로 화상을 취득한다. &quot;플라이 추적 식스 영역에 대한 데이터 분석은&quot;해당 텍스트 파일의 정보를 추출하여 분석 소프트웨어 프로그램) 평균 속도를 산출, b) 성공적 악취 소스 위치하고, 비행 c) 그래픽 윈도우​​를 작성하는 시점을 결정 보기에 사용자를 허용하는 : 시간에 시간과 평균 비행 속도에 냄새 소스의 위치, 파리의 거리를 비행. 또한 spre에 쉽게 수출에 대한 데이터 형식을adsheet 프로그램. 이 매크로에서, 식품 검색 대기 시간은 경기장의 중심 5mm 반경 내에서 적어도 5 초를 보내고 파리되는 시점으로 정의된다. <ol><li> 분석 소프트웨어 파일 &quot;- 식스 영역 비행 추적을위한 데이터 분석&quot;을 엽니 다. &quot;윈도우&quot;탭에서 &quot;새 테이블을 만듭니다.&quot;를 클릭 여섯 테이블이 생성 될 때까지이 단계를 반복합니다. </li><li> &quot;매크로&quot;탭에서 클릭 &quot;Foodfinding.&quot; 주 패널은 다음과 같은 옵션이 나타납니다 : 오픈 원시 데이터 레이아웃 파일, 열기 원시 데이터가 데이터 파일에 대해 파일, 비행 위치, 거리, 속도, 레이아웃, FormatDataFile. </li><li> 텍스트 파일에 값을 추가하지 않고 원시 데이터를 볼하려면 클릭 &quot;레이아웃에 대한 열기 원시 데이터 파일.&quot; 찾아 표시되는 브라우저 창에서 실험 데이터 파일을 선택합니다. 를 클릭하십시오 &quot;열기.&quot; </li><li> 여섯 경기장 (각 비행을 묘사 여섯 XY 플롯 &#39;의 각 각 비행의 위치를​​ 보려면 &quot;비행 위치&quot;를 클릭합니다시간이 지남에의 위치)이 화면에 나타납니다. </li><li> 냄새 소스 (시간이 지남에 따라 냄새의 소스에서 파리의 거리를 묘사하는 여섯 그래프가 화면에 나타납니다)에서 각각 파리의 거리를 볼 수 &quot;거리&quot;를 클릭하십시오. Y = 5mm의 수평 라인은 파리가 음식 소스에있는 것으로 간주되는 임계 값을 나타냅니다. </li><li> 시험 (시간이 지남에 파리의 속도를 묘사 여섯 그래프가 화면에 나타납니다) 동안 각 비행의 평균 속도를 볼 수 &quot;속도&quot;를 클릭하십시오. </li><li> 평균 (처음 50 초 동안) 속도와 각 비행의 냄새 소스 (그림 1)을 찾는 대기 시간뿐만 아니라 모든 비행 위치, 거리, 속도 그래프와 레이아웃을 표시하기 위해 &quot;레이아웃&quot;을 클릭합니다. 적절히 배치를 위해서는, 여백을 조정할 필요가있다. 이 작업을 수행하려면 먼저 레이아웃 창을 클릭합니다. &quot;파일&quot;탭에서 클릭 &quot;레이아웃을위한 페이지 설정을 선택합니다.&quot; 에 여백을 재설정0.2 인치에서 &quot;확인&quot;을 클릭하십시오. 즉시 각 위치 플롯의 왼쪽은 제목 &quot;속도&quot;와 함께 작은 테이블 &quot;대기.&quot; 각 제목 아래에 입력 한 값은 mm / 초 및 초 식품 검색 대기 시간에 평균 속도를 나타냅니다. 대기에서 빈 항목은 비행 냄새 소스를 찾을 실패를 나타냅니다. 식품 검색 대기 시간은 파리 챔버의 중심에서 5mm 반경 내에서 적어도 5 초를 소비하는 시점으로 정의된다. </li><li> 레이아웃을 인쇄하려면, 레이아웃 영역 (현재 파일에 대한 업데이트 레이아웃)을 클릭합니다. &quot;파일&quot;을 클릭하고 다음을 클릭합니다 &quot;인쇄 레이아웃.&quot; </li><li> 다음 파일을 보려면, 단순히 클릭 &quot;레이아웃에 대한 열기 원시 데이터 파일.&quot; 당신이보기 및 클릭 할 다음 원시 데이터 파일을 클릭 &quot;OK.&quot; 새로운 데이터 파일과 창을 업데이트 할 레이아웃 창을 클릭합니다. </li><li> 이 설정은 나중에 사용하기 위해 실험을 파일에 저장 될 수 있습니다. </li></ol> 8. 에서 데이터 내보내기스프레드 시트 프로그램으로 데이터 분석 소프트웨어 <ol><li> 각 파일에 대한 속도와 지연 시간 데이터를 내보내려면, 클릭 &quot;열기 원시 데이터가 데이터 파일에 대한 파일.&quot; 실험 데이터 파일을 선택하고를 클릭하십시오 &quot;열기.&quot; 새 브라우저 창이 나타납니다. </li><li> 새 브라우저 창에서 &quot;새&quot;를 마우스 오른쪽 단추로 클릭 한 다음을 클릭합니다 &quot;텍스트 문서.&quot; 새 텍스트 문서의 이름을 지정합니다. 새로 명명 된 텍스트 파일을 선택하고를 클릭하십시오 &quot;열기.&quot; 이 저장 텍스트 파일에 원시 데이터 파일의 데이터. </li><li> 다른 파일에서 데이터를 내보내려면 &quot;데이터 파일 열기 원시 데이터 파일.&quot;클릭 다른 파일을 클릭하고 클릭하십시오 &quot;열기.&quot; ) 단계 8.2에서 텍스트 파일을 선택합니다. 당신은 내보낼 남아있는 데이터 파일에 대해이 과정을 계속합니다. </li><li> 원하는 모든 데이터 파일은 텍스트 파일에 추가되면, 클릭 &quot;포맷의 데이터 파일.&quot; 이전 단계에서 데이터를 저장하고 새로운 진열창에게 ( &quot;열기&quot;를 클릭하는 데 사용되는 텍스트 문서를 선택W는 자동으로) 열립니다. </li><li> 창에 새 텍스트 문서를 만드는 파일의 이름을 지정하고 클릭 &quot;저장.&quot; 이것은 각각의 비행 및 스프레드 시트 프로그램으로 가져올 수 있습니다에 대한 파일 이름, 평균 속도, 대기 시간을 포함하는 텍스트 파일을 만듭니다. </li><li> 누적 그래프는 시간의 함수 (도 3)와 같은 음식 냄새 목표 도달 파리의 총 수에 대한 데이터로 구성된다. </li><li> 실험 데이터 세트를 비율에 대한 Z-테스트를​​ 이용하여 통계적인 유의성을 분석한다. </li></ol>

<ol>
	<li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The hungry fly : a physiological study of the behavior associated with feeding. , (1976).</li><li>Root, C. M., Ko, K. I., Jafari, A., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+facilitation+by+neuropeptide+signaling+mediates+odor-driven+food+search.">Presynaptic facilitation by neuropeptide signaling mediates odor-driven food search.</a> Cell. 145, 133-144 (2011).</li><li>Root, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+presynaptic+gain+control+mechanism+fine-tunes+olfactory+behavior.">A presynaptic gain control mechanism fine-tunes olfactory behavior.</a> Neuron. 59, 311-321 (2008).</li><li>Semmelhack, J. L., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Select+Drosophila+glomeruli+mediate+innate+olfactory+attraction+and+aversion.">Select Drosophila glomeruli mediate innate olfactory attraction and aversion.</a> Nature. 459, 218-223 (2009).</li><li>Faucher, C., Forstreuter, M., Hilker, M., de Bruyne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+of+Drosophila+to+biogenic+levels+of+carbon+dioxide+depend+on+life-stage,+sex+and+olfactory+context.">Behavioral responses of Drosophila to biogenic levels of carbon dioxide depend on life-stage, sex and olfactory context.</a> J. Exp. Biol. 209, 2739-2748 (2006).</li><li>Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditioned+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Conditioned behavior in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 71, 708-712 (1974).</li><li>Fishilevich, E., Domingos, A. I., Asahina, K., Naef, F., Vosshall, L. B., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotaxis+behavior+mediated+by+single+larval+olfactory+neurons+in+Drosophila.">Chemotaxis behavior mediated by single larval olfactory neurons in Drosophila.</a> Curr. Biol. 15, 2086-2096 (2005).</li><li>Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+manipulation+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly.">Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li><li>Hamada, F. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+internal+thermal+sensor+controlling+temperature+preference+in+Drosophila.">An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila.</a> Nature. 454, 217-220 (2008).</li><li>Kitamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modification+of+behavior+in+Drosophila+by+targeted+expression+of+a+temperature-sensitive+shibire+allele+in+defined+neurons.">Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons.</a> J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).</li><li>Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+expression+of+tetanus+toxin+light+chain+in+Drosophila+specifically+eliminates+synaptic+transmission+and+causes+behavioral+defects.">Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects.</a> Neuron. 14, 341-351 (1995).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li></ol>

저자는 더 경쟁 금융이자를 선언하지 않습니다.

이 프로토콜에서는, 우리는 음식의 검색 행동 분석을위한 단계별 절차를 설명합니다. 식품 관련 악취 외에도, 또한 다른 냄새 개체를 찾을 플라이 능력의 연구를 위해 적응 될 수있다. 예를 들어, 남성 파리 3 메이트 현지화 행동의 연구 방향으로 적용 할 수있는 몇 가지 추가 고려 사항은 우리가이 절차에 관한 여기에서 언급 할 것이다이 프로토콜에 대한이 있습니다. : <p class="jove_conten...

식품 검색 및 식품 소비 1 : 기아의 미국 appetitive 행동의 두 가지 유형을 촉진합니다. 이 간단한 행동 분석은 2,3 꼴과 관련된 화성 행동의 연구에 유용합니다. 구체적으로는, 음식 냄새 목표 위치에 비행 위치, 보행 속도와 대기 시간을 추적합니다. 식품 지견 대기는 내부 appetitive 상태 변경의 하류 플라이 악취 검출 시스템의 감도의 변화를 측정하기위한 메트릭으로서 역할을한다. 이 분석의 수동 버전은 이전에 GABA-B 수용체의 신호가 3 비행 어른 냄새 현지화 행동에 대한 중요한 표시하는 데 사용되었다. 분석의 현재 자동화 된 버전은 신경 펩타이드 F (sNPF) 신호가 초파리의 후각지도를 재 형성하고 영향이 행동 2를 appetitive 방법 짧은 연구에서 쓸모 있었다. 시험은 어둡고, 온도 및 습도 조절 실에서 이루어집니다. 디지털투명 아크릴 테스트 판 이상으로 설정 비디오 카메라는 660 nm의 LED 조명에 의해 백라이트 파리를 추적 할 수 있습니다. 카메라로부터의 정보는 다음에 테스트 영역에 주둔 컴퓨터에 의해 실시간으로 처리된다. 우리는 테스트 기간 동안 비행 위치의 좌표를 기록하고 저장하는 데이터 수집 소프트웨어를 사용합니다. 이 패러다임에서는, 피사체가 중앙에 음식 냄새가 포함 된 무대로 출시되며 냄새 객체는 비행에 식품 검색 동작을 유도 경기장 내에서 악취 음식 그라데이션을 만듭니다. 비슷한 냄새 검색 프로토콜은 하나의 초파리 유충 7 chemosensation의 연구 방향으로 적용되었습니다. 이러한 4 개의 필드로 olfactometer 4,5 또는 T-미로 6과 같은 다른 행동 분석은 냄새 회피 또는 매력 행동을 평가하는 동안,이 패러다임은 최고의 후각 감성과 화성 행동을 평가하기에 적합합니다. 몇 가지 주요 장점이 ASSA 함께예. 데이터 수집 및 분석은 대부분 자동화되어 있기 때문에 첫째는, 대용량 데이터 세트의 빠른 획득을 허용한다. 둘째,이 분석은 격리하고 따라서 그들의 행동에 영향을 미칠 수있는 사회 후각 신호를 제거, 단일 파리의 동작을 측정한다. 셋째, 프로토콜 및 간단한 실험 설계의 단순 분석이 효율적으로 다른 사람을 가르 칠 쉽게. 또한,이 분석은 상기 초파리 8 가능한 광범위한 유전 툴킷과 조합하여 식품 검색 동작을 밑에 신경 회로를 조사하는데 사용될 수있다. 침묵 또는 흥분 뉴런 같은 GAL4-UAS 시스템뿐만 아니라 UAS-shibire의 TS1, UAS 파상풍 독소 및 UAS-TRPA1 (B)와 같은 도구를 사용하여 달성 될 수 있다는 도입 유전자의 표적 식 9-12를 도입 유전자.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company </td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Apple Cider Vinegar</td>
			<td>Spectrum</td>
			<td></td>
			<td>commercially available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose, Type VII</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A0701</td>
			<td>low gelling temperature agarose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylic Testing Plate</td>
			<td></td>
			<td>custom</td>
			<td>Plate contains 6 arenas. Each arena is 60 mm in diameter 6 mm in height. See testing plate diagrams for specific measurements.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW V.8.5</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>776670-09</td>
			<td>platform for programs: PositioningTool.vi, FlyTracking--Six Zones.vi NOTE: &#34;elapsed time.vi&#34;, &#34;time into file.vi&#34;, and &#34;two object detect.vi&#34; are included subroutines that must be available in order for the main data acquisition program &#34;FlyTracking--Six zones.vi&#34; to run.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Acquisition Software 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Builder AI 3.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Igor Pro V.6</td>
			<td>Wavemetric, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>platform for macro: Data Analysis for Fly Tracking--Six Zones</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basler scA1390-17fm</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>779980-01</td>
			<td>Digital Camera NOTE: driver for camera available at Baslerweb.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 mm lens</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>780024-01</td>
			<td>Lens for Basler Digital Camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Glass Diffuser Plate</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>custom</td>
			<td>Diffuses light, 25 cm x 30 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>US Std. No. 100</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>04-881X</td>
			<td>Sieve with nominal opening of 150 &#956;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED backlight 660 nm (20 cm x 20 cm)</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td>BL47192</td>
			<td>a simpler but more expensive lighting option.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Supply for LED Backlight</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>660 nm LEDs</td>
			<td>Superbrightleds</td>
			<td>RL5R1330</td>
			<td>Wavelength 660 nm (approximately 7 x 7 LED array for a 14.7 inch x 9.75 inch panel)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear DC Power Supply</td>
			<td>GW Instek</td>
			<td>GPS-1830D</td>
			<td>Power supply for LED Panel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solderless Breadboard</td>
			<td>Digikey</td>
			<td>922354-ND</td>
			<td>Breadboard for LEDs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a single-fly assay for foraging behavior in drosophila

많은 동물의 경우, 기아는 적절한 음식 소스에 대한 검색을 용이하게하는 방법으로 후각 시스템의 변화를 촉진합니다. 이 비디오 문서에서는, 우리는 초파리 비행 성인 과일의 후각에 의존 식품 검색 행동에 대한 배고픔이나 포만감의 효과를 측정 할 수있는 자동화 된 분석을 설명합니다. 초파리에 보이지 않는 붉은 빛에 의해 조명 빛 단단한 상자에서, 사용자 정의 데이터 수집 소프트웨어에 연결된 카메라가 동시에 여섯 파리의 위치를​​ 모니터링합니다. 각 비행은 중앙에 음식 냄새가 포함 된 개별 경기장에서 도보로 제한됩니다. 테스트 경기장이 기능은 냄새의 축적을 방지하기 위해 다공성 바닥에 놓습니다. 악취 소스, 다른 생리적 상태 하에서 후각 민감도를 반영 메트릭을 찾을 수있는 레이턴시, 소프트웨어 분석에 의해 결정된다. 여기에서, 우리는이 행동 패러다임을 실행하는 중요한 역학 토론 및 비행 loadi에 관한 구체적인 문제를 다루NG, 악취 오염 분석 온도, 데이터 품질 및 통계 분석.

데이터 분석 소프트웨어 및 레이아웃은,도 1에서 알 수있는 일례의 분석 조건의 설정에 따라 10 분의 시험 기간 동안 각 플라이의 성능을 평가하는 데 사용된다. 다음 기준은 각 비행의 데이터를 데이터 분석을 위해 사용됩니다 인한 부상, 질병, 스트레스, 또는 동기 부여의 부족으로 음식의 검색 작업을 수행 할 수없는 그 파리를 제거하도록 설계 여부를 결정하는 데 사용됩니다. <p...

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A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

이 비디오 문서에서는, 우리는 초파리 비행 성인 과일의 후각에 의존 식품 검색 행동에 대한 배고픔이나 포만감의 효과를 측정 할 수있는 자동화 된 분석을 설명합니다.

먹이 찾아 돌아다 행동에 대한 단일 비행 분석에<em&gt; 초파리</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

13.1K 조회수.  University of California-San Diego.  이 비디오 문서에서는, 우리는 초파리 비행 성인 과일의 후각에 의존 식품 검색 행동에 대한 배고픔이나 포만감의 효과를 측정 할 수있는 자동화 된 분석을 설명합니다. 

비디오: A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

곤충의 단일 Sensillum 레코딩 Drosophila melanogaster과 아노 펠 레스 gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

연구

신경과학

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

분석의 방법 Drosophila 행동

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

종의 척추 상공 회의소를 주입하는 절차<em&gt; 생체</em&gt; 마우스 척수의 영상

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

행동 분석 실험에 대한 염색 곤충 : 마취의 짝짓기 행동<em&gt; 초파리</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

대한 꼴 경로 길이 프로토콜<em&gt; 노랑 초파리</em&gt; 애벌레

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Drosophila 그루밍 행동의 부량

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other neurological diseases at an increasing speed. However, little is known about the molecular mechanisms that underlie these disorders. The genetic, molecular, and behavioral toolbox of Drosophila melanogaster makes this model organism particularly useful to characterize new disease genes and mechanisms in a high-throughput manner. Nevertheless, high-throughput screens require efficient and reliable assays that, ideally, are cost-effective and allow for the automatized quantification of traits relevant to these disorders. The island assay is a cost-effective and easily set-up method to evaluate Drosophila locomotor behavior. In this assay, flies are thrown onto a platform from a fixed height. This induces an innate motor response that enables the flies to escape from the platform within seconds. At present, quantitative analyses of filmed island assays are done manually, which is a laborious undertaking, particularly when performing large screens.
This manuscript describes the &#34;Drosophila Island Assay&#34; and &#34;Island Assay Analysis&#34; algorithms for&#160;high-throughput, automated data processing and quantification of island assay data. In the setup, a simple webcam connected to a laptop collects an image series of the platform while the assay is performed. The &#34;Drosophila Island Assay&#34; algorithm developed for the open-source software Fiji processes these image series and quantifies, for each experimental condition, the number of flies on the platform over time. The &#34;Island Assay Analysis&#34; script, compatible with the free software R, was developed to automatically process the obtained data and to calculate whether treatments/genotypes are statistically different. This greatly improves the efficiency of the island assay and makes it a powerful readout for basic locomotion and flight behavior. It can thus be applied to large screens investigating fly locomotor ability, Drosophila models of movement disorders, and drug efficacy.

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

The island assay is a relatively new, cost-effective assay that can be used to evaluate the basic locomotor behavior of Drosophila melanogaster. This manuscript describes algorithms for automatic data processing and objective quantification of island assay data, making this assay a sensitive, high-throughput readout for large genetic or pharmacological screens.

Drosophila 섬 분석 결과에서 운전 행동의 높은 처리량 분석

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

초파리 애벌레 동작 Optogenetic 후 각 신경의 자극에 대 한 응답 추적

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

초파리 멜라노가스터에서 학습 유발 시냅스 가소성의 생체 내 광학 칼슘 이미징

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate their food environment. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a genetically tractable model organism that is widely used to decipher the molecular, cellular, and neural underpinnings of food preference. To analyze fly food preference, a robust feeding method is needed. Described here is a two-choice feeding assay, which is rigorous, cost-saving, and fast. The assay is Petri-dish-based and involves the addition of two different foods supplemented with blue or red dye to the two halves of the dish. Then, ~70 prestarved, 2-4-day-old flies are placed in the dish and&#160;allowed to choose between blue and red foods in the dark for about 90 min. Examination of the abdomen of each fly is followed by the calculation of the preference index. In contrast to multiwell plates, each Petri dish takes only ~20 s to fill and saves time and effort. This feeding assay can be employed to quickly determine whether flies like or dislike a particular food.

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

We present a protocol for a two-choice feeding assay for flies. This feeding assay is fast and easy to run and is suitable not only for small-scale laboratory research, but also for high-throughput behavioral screens in flies.

드로소필라의 신속한 식품 선호 분석

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate ...