Ce travail a été financé par des subventions de recherche à JWW de l&#39;Institut National de la Santé (R01DK092640) et la National Science Foundation (0920668).

Une. Fly Collection et famine <ol><li> Arrière Les mouches expérimentales en température et d&#39;humidité des conditions contrôlées (par exemple 21 ° C, 50-60% d&#39;humidité relative) sur un cycle de lumière de 12 h / sombre. </li><li> Récupérer mouches femelles le jour de l&#39;éclosion et les placer, avec 4-5 hommes, dans de nouveaux flacons alimentaires (maximum de 30 par flacon). Âge vole 2-5 jours. </li><li> Préparer les chambres pour voler la famine. <ol><li> Poussez un tissu unique (4,8 x 8,4 pouces) vers le bas d&#39;un flacon en plastique vide. Complètement tremper le tissu avec de l&#39;eau distillée. Utilisez un objet à pousser vers le bas sur le tissu et presser doucement l&#39;excès d&#39;eau. </li><li> Retourner le flacon de jeter le surplus d&#39;eau. Il devrait y avoir suffisamment d&#39;eau pour garder les mouches hydratés et la chambre de la famine humide, mais pas assez pour noyer les mouches. </li></ol></li><li> Transférer les mouches du flacon de la nourriture dans une chambre de la famine et de brancher le flacon sur 18-24 h avant le début de l&#39;expérience. Rangez leflacons dans des conditions de température et d&#39;humidité contrôlées durant la nuit jusqu&#39;à ce que l&#39;expérience commence le lendemain. </li></ol> 2. Préparation de l&#39;odeur des aliments <ol><li> Préparer une solution d&#39;agarose à 1% par addition de 0,1 g de basse température de fusion d&#39;agarose à 10 ml d&#39;eau distillée dans un ballon en verre. Chauffer la solution d&#39;agarose dans un micro-ondes juste jusqu&#39;à ce qu&#39;il commence à bouillir, mais bien avant, il déborde. <ol><li> Arrêtez le micro-ondes et agiter le flacon une fois. Répétez cette étape deux fois plus que l&#39;agarose est complètement dissous. Conserver la solution d&#39;agarose à l&#39;état liquide en gardant le ballon au chaud sur une plaque fixée à 50 ° C. </li></ol></li><li> Ajouter 990 ul de la solution d&#39;agarose à 1% et 10 pi de vinaigre de cidre dans un tube Eppendorf de 1,5 ml pour obtenir une solution à 1% de vinaigre de cidre de pomme. Vortex la solution jusqu&#39;à ce que mitigés et le placer dans un incubateur de bain sèche réglée à 50 ° C. </li></ol> 3. Test chambres et Comportement installation de chambre <ol><li&gt; Définir la salle d&#39;examen pour les conditions souhaitées (par exemple, température et humidité). </li><li> Mettez le panneau de LED (660 nm). </li><li> Rincer les tamis et les plaques d&#39;essai avec de l&#39;eau chaude et faites-les chauffer dans un four de séchage jusqu&#39;à ce que toute l&#39;humidité soit évaporée. Refroidir les tamis et les plaques jusqu&#39;à la température ambiante d&#39;essai avant les expériences débutants. </li><li> Placez un plat peu profond sur le dessus de la plaque de diffusion et de le remplir avec de l&#39;eau pour augmenter l&#39;humidité locale et pour masquer l&#39;eau dans la goutte d&#39;agarose. </li><li> Placez les tamis sur le plat d&#39;eau. </li></ol> 4. Fly Chargement en cours dans les plaques d&#39;essai Diagrammes avec des spécifications pour les plaques de test peuvent être trouvés dans la section Fichiers supplémentaires. La plaque d&#39;essai est faite d&#39;acrylique clair et se compose de 6 arènes de test. Un simple curseur contient chambres de retenue qui permettent mouche chargement, le confinement temporaire, et la libération simultanée de 6 mouches dans leurs chambres respectives àle début de l&#39;expérience. Réticules gravés au centre de chaque scène dans la plaque indiquent où odorants doivent être déposés à la pipette. <ol><li> Insérer les curseurs dans la plaque de test de l&#39;acrylique. </li><li> Faites glisser doucement l&#39;aspirateur dans le flacon au-delà du tampon de coton et permettre à environ 6 vol à pied dans le aspirator.it est essentiel d&#39;être aussi doux que possible dans leur manipulation. On peut profiter de comportement de la mouche phototactiques pour induire vol à ramper vers l&#39;aspirateur en soulignant l&#39;ouverture du flacon vers une source de lumière faible. Si nécessaire, on peut aussi appliquer une aspiration douce pour aspirer environ 6 mouches femelles. </li><li> Insérer l&#39;embout de l&#39;aspirateur dans le premier trou de la plaque de test. Laisser une mouche de passer dans la cellule de détention et doucement avancer le curseur vers l&#39;avant pour charger une mouche dans le trou suivant. Continuez jusqu&#39;à ce que les mouches occupent tous les 6 cellules de détention de la plaque. </li><li> 5 ul de solution de vinaigre d&#39;agarose à 1% de cidre de pomme directement sur le centre de la cross-poils sur la face interne de la plaque de test. </li></ol> 5. Positionnement de la plaque d&#39;essai <ol><li> Pour centrer la plaque de test, ouvrez le fichier nommé &quot;Positionnement Tool.vi.&quot; &quot;VI LabVIEW pour Outil de positionnement. vi peut être trouvé dans la section Fichiers supplémentaires. Exécutez le fichier en cliquant sur la flèche blanche dans le coin supérieur gauche de l&#39;écran. </li><li> Placer la plaque de test au-dessus du tamis de sorte que l&#39;ouverture fait face à la scène de la chaussée tamis et la cible d&#39;odeur est présent dans le plafond de la plaque. Aligner les réticules gravés dans l&#39;arrière de la plaque de test avec le réticule sur l&#39;écran du moniteur. </li><li> Lorsque l&#39;alignement est terminé, interrompre l&#39;exécution en cliquant sur le point rouge situé dans le coin supérieur gauche de l&#39;écran. </li></ol> 6. Enregistrer la position Fly cours de l&#39;expérience <ol><li> Pour suivre et d&#39;enregistrer les coordonnées de la mouche au cours de chaque essai de recherche de la nourriture, ouvrez le fichier du logiciel d&#39;acquisition &quot;Fly Tracking - Six Zones.vi &quot;VIs LabVIEW pour&quot; Suivi Fly -. Six Zones.vi &quot;peut être trouvé dans la section Fichiers supplémentaires Exécutez le fichier en cliquant sur la flèche blanche dans le coin supérieur gauche de l&#39;écran. . </li><li> Attribuez un nom au fichier et cliquez sur &quot;OK&quot;. </li><li> Avancer les curseurs dans les chambres d&#39;essai pour libérer les mouches dans les arènes de test. Veillez à ne pas déplacer les chambres de test comme cela conduira à un mauvais alignement avec les coordonnées de logiciels d&#39;analyse. </li><li> Cliquez sur &quot;Démarrer&quot; (l&#39;enregistrement commence) et veiller à ce que la seule source de lumière dans la chambre d&#39;essai est le panneau LED 660 nm. </li><li> Lorsque le procès est terminé, retirez le tamis et la chambre de comportement. Soulevez la plaque de test du tamis et enlever les mouches en immergeant la plaque de glace. Nettoyez délicatement la plaque avec de l&#39;eau chaude et enlever tous les débris agarose. Placer les plaques d&#39;essai dans un four de séchage pour éliminer l&#39;humidité. </li><li> Aérer la zone de test en tournant sur un small ventilateur pendant environ 2 min. Arrêter le ventilateur et charger le prochain groupe de mouches dans la plaque de test suivante. </li></ol> 7. Analyse des données au moyen de logiciels personnalisés &quot;Analyse des données de suivi Fly-Six zones&quot; peut être trouvé dans la section Fichiers supplémentaires. Lors de l&#39;acquisition de données, les coordonnées de position de mouche individuelle des dossiers de logiciels d&#39;acquisition pour chaque point de temps dans un fichier texte. Un appareil photo numérique unique positionné au-dessus des plaques d&#39;essai acquiert des images à un taux de 0,5 Hz de trame. Le logiciel d&#39;analyse &quot;analyse des données pour la mouche de suivi-Six zones&quot; extrait les informations de ce fichier texte à un) calculer la vitesse moyenne, b) déterminer le moment où une mouche situé succès la source de l&#39;odeur, et c) la construction des fenêtres graphiques temps qui permettent à l&#39;utilisateur de vue: voler l&#39;emplacement, la distance de la mouche de la source de l&#39;odeur dans le temps et la vitesse de vol moyenne au fil du temps. Il met également en forme les données pour l&#39;exportation facile en spreprogramme de adsheet. Dans cette macro, nourriture recherche de latence est définie comme le point de temps à qui vole passer au moins 5 secondes dans un rayon de 5 mm du centre de l&#39;arène. <ol><li> Ouvrez le fichier du logiciel d&#39;analyse «l&#39;analyse des données pour le suivi Fly - Six zones&quot;. Sous l&#39;onglet &quot;Windows&quot;, cliquez sur &quot;Créer une nouvelle table.&quot; Répétez cette étape jusqu&#39;à six tableaux ont été créés. </li><li> Sous l&#39;onglet &quot;Macros&quot;, cliquez sur &quot;Foodfinding.&quot; Un panneau principal devrait apparaître avec les options suivantes: Ouvrir fichier de données brutes pour la disposition; Ouvrir les données brutes du fichier pour un fichier de données; Fly Lieu, Distance, vitesse, mise en page; FormatDataFile. </li><li> Pour afficher les données brutes sans ajoutant des valeurs dans un fichier texte, cliquez sur &quot;Ouvrir un fichier de données brutes pour la disposition.&quot; Recherchez et sélectionnez le fichier de données expérimentales dans la fenêtre du navigateur qui apparaît. Cliquez sur &quot;Ouvrir&quot;. </li><li> Cliquez sur &quot;Fly Lieu&quot; pour voir l&#39;emplacement de chaque mouche dans chacun des six domaines (six parcelles XY représentant chaque volée »s la position dans le temps devrait apparaître sur l&#39;écran). </li><li> Cliquez sur &quot;Distance&quot; pour afficher la distance de chaque volée de la source de l&#39;odeur (six parcelles représentant la distance de la mouche de la source de l&#39;odeur dans le temps doivent apparaître sur l&#39;écran). La ligne horizontale à y = 5 mm indique le seuil à partir duquel la volée est considéré comme étant situé à la source de nourriture. </li><li> Cliquez sur &quot;Speed&quot; pour afficher la vitesse moyenne de chaque volée pendant le procès (six parcelles représentant la vitesse de la mouche dans le temps doivent apparaître sur l&#39;écran). </li><li> Cliquez sur &quot;Mise en page&quot; pour afficher une mise en page avec tous les emplacement à la mouche, la distance et la vitesse des graphiques en plus de la vitesse moyenne (pendant les 50 premières secondes) et la latence de trouver la source de l&#39;odeur pour chaque volée (figure 1). Pour voir correctement la mise en page, il peut être nécessaire d&#39;ajuster les marges. Pour ce faire, cliquez d&#39;abord sur la fenêtre de mise en page. Sous l&#39;onglet &quot;Fichier&quot;, cliquez sur &quot;Mise en page pour la disposition.&quot; Enlever les marges de0,2 pouces et cliquez sur &quot;OK&quot;. Immédiatement à gauche de chaque parcelle de l&#39;emplacement est un petit tableau avec les rubriques &quot;Speed&quot; et &quot;latence&quot;. Les valeurs entrées sous chaque rubrique indiquent la vitesse moyenne en mm / sec et la recherche de la nourriture de latence en secondes. Entrées vides sous latence indiquent la mouche n&#39;a pu trouver la source de l&#39;odeur. Recherche alimentaire de latence est définie comme le point de temps au cours de laquelle les mouches ont passé au moins 5 secondes dans un rayon de 5 mm du centre de la chambre. </li><li> Pour imprimer une mise en page, cliquez sur la zone de mise en page (les mises à jour de mise en page dans le fichier en cours). Cliquez sur «Fichier» puis cliquez sur «Mise en page». </li><li> Pour voir l&#39;image suivante, cliquez simplement sur &quot;Ouvrir un fichier de données brutes pour la disposition.&quot; Cliquez sur le fichier de données brutes suivante que vous souhaitez voir et cliquez sur &quot;OK&quot;. Cliquez sur la fenêtre de mise en page pour mettre à jour la fenêtre avec le nouveau fichier de données. </li><li> Les réglages peuvent être sauvegardés dans un fichier de l&#39;expérience pour une utilisation ultérieure. </li></ol> 8. Exporter des données dele logiciel d&#39;analyse de données sur un tableur <ol><li> Pour exporter données de vitesse et de latence pour chaque fichier, cliquez sur «Ouvrir les données brutes du fichier pour le fichier de données.&quot; Sélectionnez un fichier de données expérimentales et cliquez sur «Ouvrir». Une nouvelle fenêtre de navigateur apparaît. </li><li> Dans la nouvelle fenêtre de navigateur, cliquez sur &quot;Nouveau&quot; puis cliquez sur &quot;Document texte&quot;. Nommez le nouveau document texte. Sélectionnez le fichier texte nouvellement nommé et cliquez sur «Ouvrir». Cette stocke les données du fichier de données brutes dans le fichier texte. </li><li> Pour exporter des données depuis un autre fichier, cliquez sur &quot;Ouvrir un fichier de données brutes pour le fichier de données.&quot; Cliquez sur un autre fichier et cliquez sur «Ouvrir». Sélectionnez le fichier de texte de l&#39;étape 8.2). Continuez ce processus pour les fichiers de données restants que vous souhaitez exporter. </li><li> Une fois tous les fichiers de données souhaités ont été ajoutés au fichier de texte, cliquez sur &quot;Format de fichier de données.&quot; Sélectionnez le document texte utilisé pour stocker les données des étapes précédentes et cliquez sur «Ouvrir» (une nouvelle window ouvrira automatiquement). </li><li> Créez un nouveau document de texte dans la fenêtre, attribuer un nom au fichier, et cliquez sur &quot;Enregistrer&quot;. Cela crée un fichier texte qui contient le nom du fichier, la vitesse moyenne et temps de latence pour chaque mouche et peuvent être importés dans un tableur. </li><li> Parcelles cumulatifs sont construits à partir de données sur le nombre total de mouches atteignant la cible de l&#39;odeur des aliments en fonction du temps (figure 3). </li><li> Ensembles de données expérimentales sont analysées pour la signification statistique en utilisant un test z pour les proportions. </li></ol>

<ol>
	<li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The hungry fly : a physiological study of the behavior associated with feeding. , (1976).</li><li>Root, C. M., Ko, K. I., Jafari, A., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+facilitation+by+neuropeptide+signaling+mediates+odor-driven+food+search.">Presynaptic facilitation by neuropeptide signaling mediates odor-driven food search.</a> Cell. 145, 133-144 (2011).</li><li>Root, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+presynaptic+gain+control+mechanism+fine-tunes+olfactory+behavior.">A presynaptic gain control mechanism fine-tunes olfactory behavior.</a> Neuron. 59, 311-321 (2008).</li><li>Semmelhack, J. L., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Select+Drosophila+glomeruli+mediate+innate+olfactory+attraction+and+aversion.">Select Drosophila glomeruli mediate innate olfactory attraction and aversion.</a> Nature. 459, 218-223 (2009).</li><li>Faucher, C., Forstreuter, M., Hilker, M., de Bruyne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+of+Drosophila+to+biogenic+levels+of+carbon+dioxide+depend+on+life-stage,+sex+and+olfactory+context.">Behavioral responses of Drosophila to biogenic levels of carbon dioxide depend on life-stage, sex and olfactory context.</a> J. Exp. Biol. 209, 2739-2748 (2006).</li><li>Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditioned+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Conditioned behavior in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 71, 708-712 (1974).</li><li>Fishilevich, E., Domingos, A. I., Asahina, K., Naef, F., Vosshall, L. B., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotaxis+behavior+mediated+by+single+larval+olfactory+neurons+in+Drosophila.">Chemotaxis behavior mediated by single larval olfactory neurons in Drosophila.</a> Curr. Biol. 15, 2086-2096 (2005).</li><li>Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+manipulation+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly.">Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li><li>Hamada, F. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+internal+thermal+sensor+controlling+temperature+preference+in+Drosophila.">An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila.</a> Nature. 454, 217-220 (2008).</li><li>Kitamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modification+of+behavior+in+Drosophila+by+targeted+expression+of+a+temperature-sensitive+shibire+allele+in+defined+neurons.">Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons.</a> J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).</li><li>Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+expression+of+tetanus+toxin+light+chain+in+Drosophila+specifically+eliminates+synaptic+transmission+and+causes+behavioral+defects.">Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects.</a> Neuron. 14, 341-351 (1995).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li></ol>

Les auteurs déclarent aucun intérêt financier concurrent.

Dans ce protocole, nous décrivons une procédure pas-à-pas pour l&#39;essai du comportement de recherche de nourriture. En plus des odeurs liées à l&#39;alimentation, il peut également être adapté pour l&#39;étude de la capacité de la mouche de la placer d&#39;autres objets d&#39;odeurs. Par exemple, il peut être appliqué vers l&#39;étude du comportement de localisation de compagnon dans les mouches mâles 3 Il ya plusieurs considérations supplémentaires pour ce protocole que nous allons mention...

États de la faim promouvoir deux types de comportements d&#39;appétit: la recherche de la nourriture et de consommation alimentaire 1. Ce test comportemental simple est utile pour l&#39;étude des comportements associés à la recherche de nourriture chimiotactiques 2,3. En particulier, il permet de suivre la position de la mouche, la vitesse de marche et la latence à la localisation d&#39;une cible de l&#39;odeur des aliments. Latence de la recherche de nourriture sert métrique pour mesurer les changements dans la sensibilité du système de détection d&#39;odeur de la mouche en aval de l&#39;évolution de son état interne appétit. Une version manuelle de ce test a déjà été utilisé pour montrer la signalisation du récepteur GABA-B est important pour le comportement odeur de localisation en mouches adultes 3. La version actuelle automatisé du test a contribué à l&#39;étude de la façon dont court neuropeptide F (SNPF) signalisation remodèle la carte olfactive chez la drosophile et influences appétit comportements 2. Les tests sont effectués dans une pièce sombre de température et humidité contrôlées. Numériquecaméras vidéo fixées ci-dessus les plaques d&#39;essai acrylique Clear Track vol rétro-éclairé par 660 nm éclairage LED. L&#39;information depuis l&#39;appareil photo est traitée en temps réel par un ordinateur stationné à côté de la zone de test. Nous utilisons un logiciel d&#39;acquisition de données à enregistrer et sauvegarder les coordonnées de positions à la mouche au cours de la période d&#39;essai. Dans ce paradigme, l&#39;objet est libéré dans une arène qui contient une odeur de nourriture au centre, l&#39;objet d&#39;odeur crée un gradient odeur de la nourriture dans l&#39;arène qui induit la nourriture comportement de recherche dans la mouche. Une odeur protocole de recherche similaire a été appliquée vers l&#39;étude des chemosensation en simple larves de drosophile 7. Alors que d&#39;autres tests comportementaux tels que le-champ quatre olfactomètre 4,5 ou le t-labyrinthe 6 évaluer l&#39;aversion ou attraction comportements d&#39;odeur, ce paradigme est le mieux placé pour évaluer les comportements de sensibilité et de chimiotaxie olfactifs. Plusieurs avantages clés accompagnent cette assay. Tout d&#39;abord, il permet l&#39;acquisition rapide de grands ensembles de données, car la collecte et l&#39;analyse des données sont pour la plupart automatisées. Deuxièmement, cette analyse isole et mesure le comportement des mouches simples, éliminant ainsi les signaux olfactifs sociaux qui peuvent influencer leurs comportements. Troisièmement, la simplicité du protocole et de design expérimental simple faire le dosage efficace et facile à enseigner aux autres. En outre, ce test peut être utilisé pour sonder davantage les circuits neuronaux sous-jacents alimentaire comportement de recherche en la combinant avec la boîte à outils génétique vaste disponible à Drosophila melanogaster 8. Expression ciblée de transgènes silence ou exciter les neurones peuvent être obtenus avec des outils tels que le système GAL4 UAS ainsi que le SAMU-TS1 shibire, UAS-tétanos-toxine, et UAS-TRPA1 (B) transgènes 9-12.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company </td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Apple Cider Vinegar</td>
			<td>Spectrum</td>
			<td></td>
			<td>commercially available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose, Type VII</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A0701</td>
			<td>low gelling temperature agarose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylic Testing Plate</td>
			<td></td>
			<td>custom</td>
			<td>Plate contains 6 arenas. Each arena is 60 mm in diameter 6 mm in height. See testing plate diagrams for specific measurements.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW V.8.5</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>776670-09</td>
			<td>platform for programs: PositioningTool.vi, FlyTracking--Six Zones.vi NOTE: &#34;elapsed time.vi&#34;, &#34;time into file.vi&#34;, and &#34;two object detect.vi&#34; are included subroutines that must be available in order for the main data acquisition program &#34;FlyTracking--Six zones.vi&#34; to run.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Acquisition Software 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Builder AI 3.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Igor Pro V.6</td>
			<td>Wavemetric, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>platform for macro: Data Analysis for Fly Tracking--Six Zones</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basler scA1390-17fm</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>779980-01</td>
			<td>Digital Camera NOTE: driver for camera available at Baslerweb.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 mm lens</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>780024-01</td>
			<td>Lens for Basler Digital Camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Glass Diffuser Plate</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>custom</td>
			<td>Diffuses light, 25 cm x 30 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>US Std. No. 100</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>04-881X</td>
			<td>Sieve with nominal opening of 150 &#956;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED backlight 660 nm (20 cm x 20 cm)</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td>BL47192</td>
			<td>a simpler but more expensive lighting option.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Supply for LED Backlight</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>660 nm LEDs</td>
			<td>Superbrightleds</td>
			<td>RL5R1330</td>
			<td>Wavelength 660 nm (approximately 7 x 7 LED array for a 14.7 inch x 9.75 inch panel)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear DC Power Supply</td>
			<td>GW Instek</td>
			<td>GPS-1830D</td>
			<td>Power supply for LED Panel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solderless Breadboard</td>
			<td>Digikey</td>
			<td>922354-ND</td>
			<td>Breadboard for LEDs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a single-fly assay for foraging behavior in drosophila

Pour beaucoup d&#39;animaux, la faim favorise des changements dans le système olfactif d&#39;une manière qui facilite la recherche de sources de nourriture appropriés. Dans cet article, vidéo, nous décrivons un test automatisé pour mesurer l&#39;effet de la faim ou de satiété sur le comportement dépend olfactif de recherche de nourriture dans le fruit de mouche adulte Drosophila melanogaster. Dans une boîte étanche à la lumière éclairé par une lumière rouge qui est invisible pour les mouches des fruits, une caméra reliée à un logiciel d&#39;acquisition de données personnalisées surveille la position des six mouches simultanément. Chaque volée est limitée à marcher dans les arènes individuelles contenant une odeur de nourriture au centre. Les arènes de tests reposent sur ​​un sol poreux qui sert à prévenir l&#39;accumulation d&#39;odeurs. La latence pour localiser la source de l&#39;odeur, une métrique qui reflète la sensibilité olfactive sous différents états physiologiques, est déterminée par analyse de logiciels. Ici, nous discutons les mécanismes essentiels de l&#39;exécution de ce paradigme comportemental et portent sur des questions spécifiques relatives à la mouche loading, la contamination de l&#39;odeur, de la température d&#39;essai, la qualité des données, et l&#39;analyse statistique.

Le logiciel d&#39;analyse de données et la mise en page, un exemple de ce qui peut être vu sur la figure 1, sont utilisés pour évaluer les performances de chaque volée lors de son essai de 10 min, selon un ensemble de critères d&#39;analyse. Les critères suivants sont utilisés pour déterminer si les données de chaque volée seront utilisées pour l&#39;analyse de données et sont conçus pour éliminer les mouches qui sont incapables d&#39;accomplir la tâche de recherche de nourriture en rais...

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A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

Dans cet article, vidéo, nous décrivons un test automatisé pour mesurer l&#39;effet de la faim ou de satiété sur le comportement dépend olfactif de recherche de nourriture dans le fruit de mouche adulte Drosophila melanogaster.

Une simple mouche Essai de comportement alimentaire dans<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

a-single-fly-assay-for-foraging-behavior-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

13.1K vues.  University of California-San Diego.  Dans cet article, vidéo, nous décrivons un test automatisé pour mesurer l'effet de la faim ou de satiété sur le comportement dépend olfactif de recherche de nourriture dans le fruit de mouche adulte Drosophila melanogaster. 

Vidéo: A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Recherche

Neurosciences

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Méthodes de dosage à Drosophila Comportement

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Une procédure pour l&#39;implantation d&#39;une chambre pour la colonne vertébrale longitudinale<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagerie du cordon spinal de souris

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Insectes teinture pour comportement essais: le comportement d&#39;accouplement des anesthésié<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Foraging Protocole Chemin de longueur pour<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; larves

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Quantification du comportement de toilettage de la drosophile

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other neurological diseases at an increasing speed. However, little is known about the molecular mechanisms that underlie these disorders. The genetic, molecular, and behavioral toolbox of Drosophila melanogaster makes this model organism particularly useful to characterize new disease genes and mechanisms in a high-throughput manner. Nevertheless, high-throughput screens require efficient and reliable assays that, ideally, are cost-effective and allow for the automatized quantification of traits relevant to these disorders. The island assay is a cost-effective and easily set-up method to evaluate Drosophila locomotor behavior. In this assay, flies are thrown onto a platform from a fixed height. This induces an innate motor response that enables the flies to escape from the platform within seconds. At present, quantitative analyses of filmed island assays are done manually, which is a laborious undertaking, particularly when performing large screens.
This manuscript describes the &#34;Drosophila Island Assay&#34; and &#34;Island Assay Analysis&#34; algorithms for&#160;high-throughput, automated data processing and quantification of island assay data. In the setup, a simple webcam connected to a laptop collects an image series of the platform while the assay is performed. The &#34;Drosophila Island Assay&#34; algorithm developed for the open-source software Fiji processes these image series and quantifies, for each experimental condition, the number of flies on the platform over time. The &#34;Island Assay Analysis&#34; script, compatible with the free software R, was developed to automatically process the obtained data and to calculate whether treatments/genotypes are statistically different. This greatly improves the efficiency of the island assay and makes it a powerful readout for basic locomotion and flight behavior. It can thus be applied to large screens investigating fly locomotor ability, Drosophila models of movement disorders, and drug efficacy.

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

The island assay is a relatively new, cost-effective assay that can be used to evaluate the basic locomotor behavior of Drosophila melanogaster. This manuscript describes algorithms for automatic data processing and objective quantification of island assay data, making this assay a sensitive, high-throughput readout for large genetic or pharmacological screens.

Analyse de haut-débit du comportement locomoteur dans le dosage de l’île de drosophile

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

Analyser le comportement larves de drosophile en réponse à une Stimulation des neurones olfactifs Optogenetic

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster In Vivo

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate their food environment. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a genetically tractable model organism that is widely used to decipher the molecular, cellular, and neural underpinnings of food preference. To analyze fly food preference, a robust feeding method is needed. Described here is a two-choice feeding assay, which is rigorous, cost-saving, and fast. The assay is Petri-dish-based and involves the addition of two different foods supplemented with blue or red dye to the two halves of the dish. Then, ~70 prestarved, 2-4-day-old flies are placed in the dish and&#160;allowed to choose between blue and red foods in the dark for about 90 min. Examination of the abdomen of each fly is followed by the calculation of the preference index. In contrast to multiwell plates, each Petri dish takes only ~20 s to fill and saves time and effort. This feeding assay can be employed to quickly determine whether flies like or dislike a particular food.

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

We present a protocol for a two-choice feeding assay for flies. This feeding assay is fast and easy to run and is suitable not only for small-scale laboratory research, but also for high-throughput behavioral screens in flies.

Un test rapide de préférence alimentaire à Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate ...