Este trabajo contó con el generoso apoyo de las Ciencias Naturales e Ingeniería de Investigación de Canadá (NSERC) y los Institutos Canadienses de Investigación en Salud (CIHR).

Este procedimiento cumple con los requisitos de la Universidad de Comité de Cuidado de Animales de Ottawa. Ningún conflicto de interés se declara. Por favor, consulte la Tabla de Materiales y Reactivos para las marcas y modelos de los equipos y materiales que figuran a continuación. Escritos Custom Spike2 y MATLAB scripts y datos de ejemplo se proporcionan en el archivo suplementario. 1. El tanque del acuario y de la Cámara de aislamiento Configuración <ol><li> Anti-v piso ibration. Construir una superficie anti-vibración (2,1 mx 2,1 m) apilando los cojines de goma espuma de poliestireno, acústico, el panel de madera contrachapada marina, y los cojines de espuma de poliuretano de la parte inferior a la parte superior (Figura 1A). Coloque cuatro postes de madera (5 cm x 10 cm) en el panel de madera contrachapada para apoyar a los bordes del tanque del acuario. </li><li> Calentador de piso. Coloque un elemento de calentamiento eléctrico blindado sobre un relleno de espuma térmicamente clasificado (ver figura inferior 1D). Cubrir el elemento de calentamiento con un metallic malla de blindaje eléctrico. </li><li> Tanque espacial. Construir un tanque del acuario de ancho y poco profundo (1,8 mx 1,8 mx 30 cm), utilizando 1,3 cm paneles de vidrio, marco de aluminio en forma de L y silicona acuario grado (véase la Figura 1A) de espesor templado. Cubrir la parte inferior del tanque con una gran hoja de fondo blanco para proporcionar un alto contraste de formación de imágenes (véase el Protocolo 3). </li><li> Divida el tanque del acuario en una arena central (1,5 m de diámetro) y cuatro compartimentos de esquina (véase la Figura 1B) por paredes instalando (22,5 cm de altura) hechas de hojas de acrílico (mate blanco, 0,64 cm de grosor). <ol><li> Curva cuatro hojas de acrílico (22,5 cm x 102,7 cm), mediante la aplicación de calor para crear cuatro secciones de pared curvadas, y las incluirá en el fondo del tanque utilizando masilla de silicona para separar la arena central de los cuatro compartimentos de esquina. Deje 20 cm de espacio entre las secciones curvas para la instalación de la puerta. </li><li> Separe compartimentos de esquina vecina mediante la instalación de cuatro paredes dobles with 15 cm lagunas, que proporcionan aislamiento eléctrico adicional y lugares para sensores submarinos como un hidrófono. </li></ol></li><li> Montar cuatro puertas motorizadas, y los instala entre los compartimentos de esquina y el escenario central. <ol><li> Montar cuatro marcos de puertas como se muestra en la Figura 1C. Crear seis pozos (0,64 cm de profundidad) en cada marco de puerta, insertar tuercas ciegas nylon (hilo de diámetro 0,64 cm) y fijarlos con epoxi. </li><li> Cortar cuatro paneles de las puertas de acrílico y láminas de caucho, y crear seis agujeros (0,64 cm de diámetro) en el acrílico y paneles de goma para el mecanismo de bloqueo. Únete al acrílico y paneles de goma utilizando masilla de silicona. </li><li> Instale bisagras de acrílico para unir los paneles de las puertas con los marcos de las puertas. </li><li> Monte balanceando los brazos en servomotores, e instalarlas en la parte superior de los marcos de las puertas (ver Figura 1 C). Hacer bucles con bridas para unir los brazos oscilantes de los paneles de las puertas. </li><li> Coloque los conjuntos de puerta en la gaps creado entre las secciones de pared curvados, y asegurarlos mediante masilla de silicona. </li><li> Conecte todos los servomotores a un controlador servo, y conectarlo a una fuente de alimentación y un ordenador mediante un cable de extensión USB activo. Pruebe las puertas utilizando el software de control suministrado con el controlador del servo. </li><li> Después de que la silicona se endurece, compruebe la estanqueidad al bloquear todas las puertas con tornillos de nylon y relleno de un compartimiento a la vez. </li></ol></li><li> Cámara de aislamiento. Construir una cámara de aislamiento para rodear el acuario y bloquear las fuentes externas de luz, sonido y ruido eléctrico (vea la Figura 1D). <ol><li> Haga tres paneles de pared (2 mx 2 mx 5 cm) y cuatro paneles de las puertas (1,9 mx 0,95 mx 5 cm). Para cada grupo, se unen las molduras de aluminio (5 cm x 2,5 cm) para crear un marco rectangular, y remachar un panel blanco de plástico corrugado en el marco de aluminio. Rellene guatas de fibra de vidrio acústico de los paneles, y cerca de un panel de plástico corrugado negro.</li><li> Instale tres paneles de pared en el piso anti-vibración, e instalar bisagras de piano para unirse a los cuatro paneles de las puertas en los paneles de las paredes. </li><li> Rodean la cámara de aislamiento con mallas de aluminio, y la tierra de mallas en todos los lados para crear una jaula de Faraday. </li></ol></li><li> Control de humedad. Instale un extractor de aire de bajo ruido (Figura 1F superior) para eliminar el exceso de humedad acumulación de calor. Coloque el extractor de aire de al menos 2 m de distancia del lugar de grabación, e instalar un conducto de aire entre la cámara de aislamiento y el extractor de aire. </li><li> Rutinariamente supervisar y mantener las condiciones de agua del tanque y animales. <ol><li> Mantener las condiciones de agua constante a 10 cm de profundidad, 100 S / cm de conductividad y pH 7,0 mediante la adición de agua o solución salina de valores (consulte Knudsen 33 para la receta). Añadir una bolsa de coral triturado si el pH cae por debajo de 6,5. </li><li> Instale filtros del acuario verticales que pueden operar desde aguas poco profundas para la limpieza yfines de aireación (Figura 1F) de fondo. Desconecte los filtros y los llevan fuera de la arena central durante las sesiones de grabación. </li><li> Entregar gusanos viven en el fondo del tanque uniéndolos en ventosas con elásticos. Evite presas flotantes como blackworms para evitar la alimentación controlada de presas perdidas durante la grabación. </li></ol></li></ol> 2. Seguimiento del EOD <ol><li> Instalación de electrodos. Ensamble ocho electrodos de grafito, y el espacio por igual en la pared curva de la pista central. <ol><li> Obtener la elaboración de ofertas (15 cm de longitud; Marte Carbon 2 mm Tipo de HB) y afeitarse el revestimiento externo de los cables. </li><li> Cortar ocho segmentos de 10 cm de cable coaxial (RG-174), envolver el núcleo del cable alrededor de un extremo de las barras de grafito, y aplicar calor tubo retráctil sobre ellos para la conexión eléctrica fuerte y estable. Conecte los conectores jack BNC en los extremos opuestos (Figura 2A izquierda). &lt;/ Li&gt; <li> Coloque los electrodos en la pared con cinta adhesiva, y se aplican tiras delgadas de cinta adhesiva en las superficies de los electrodos para protegerlo de la silicona. Aplique sellador de silicona para mantener de forma permanente los electrodos, y quitar toda la cinta antes de que se endurezca silicona (Figura 2A derecha). </li></ol></li><li> Construir ocho conjuntos de cables mediante la medición de la distancia desde cada electrodo a la unidad de amplificador, y corte de cables coaxiales (RG-54) en longitudes. Adjuntar conectores BNC en ambos extremos de los cables. </li><li> Utilice los montajes de cable para conectar todos los electrodos a la unidad de amplificador. Amplificar diferencialmente por el emparejamiento de dos 90 ° electrodos orientados (vea la Figura 2B), y la tierra todos los cables coaxiales de blindaje mediante la conexión a la jaula de Faraday. </li><li> Establecer la ganancia del amplificador por debajo del límite de saturación de la señal, y aplicar un filtro de paso de banda (200 Hz-5 kHz) para eliminar el ruido. Digitalizar los cuatro pares de electrodos de grabación a 40 kS / s. </li><li> Onlineprocesamiento de la señal. Las instrucciones están escritas para el software Spike2, y los ajustes de los parámetros están optimizados para Gymnotus sp. (Ver Figura 2 C para el resumen). <ol><li> Añadir un DC quitar proceso (τ = 0,1 segundos) para todos los canales de grabación. </li><li> Añade un proceso de rectificar a todos los canales de grabaciones. </li><li> Crear un canal virtual mediante la suma de los cuatro canales de grabación. </li><li> Extrae un sobre unimodal por pulso EOD añadiendo un RMS (root-mean-cuadrado, <img alt="" fo:content-width="40px" src="/files/ftp_upload/50962/50962_clip_image002.gif" width="70px" /> ) Proceso (τ = 0,25 mseg) para el canal virtual, para generar un solo pico por ciclo del EOD para determinar sin ambigüedad la temporización de los impulsos. </li><li> Crear un canal RealMark desde el canal virtual y registrar el tiempo y los valores de las amplitudes de pico, después de fijar un umbral adecuado para capturar todo del EOD pulsos wisn perder el pulso, mientras evita falsos positivos. </li><li> Monitorear la tasa EOD instantánea en tiempo real mediante el establecimiento de la opción de visualización de canal del canal RealMark a un modo de frecuencia instantánea. </li><li> Monitorear el movimiento de los peces en tiempo real mediante la duplicación de la canal RealMark y establezca la opción de pantalla a un modo de forma de onda. </li><li> Cuantificar el nivel de actividad de la RMS de la pendiente de amplitud EOD mediante la creación de un canal virtual desde el canal RealMark (periodo de muestreo 0,01 seg), y añadir la pendiente (τ = 0,25 ms) y RMS (τ = 0,5 ms) procesos. </li><li> Exportar el canal RealMark en el software de Spike2 al formato MATLAB. </li></ol></li></ol> 3. Seguimiento de vídeo sincronizada <ol><li> Crear un fondo de escena. <ol><li> Ocultar cualquier objeto que arroja un reflejo en la superficie del agua, cubriendo con película mate encimera blanco. </li><li> Instale un blanco matePanel de plástico corrugado de 15 cm por debajo del techo para ocultar la cámara y la salida de aire. </li><li> Imprimir patrones de cuadrícula en una hoja grande de papel blanco para la calibración de una cámara y ponerla debajo del tanque para proporcionar un fondo de alto contraste. </li></ol></li><li> Instale las fuentes de luz. <ol><li> Obtener luces del IR LED y, quite ventiladores incorporados para reducir el ruido. Conducir el LED con una fuente de alimentación de corriente regulada DC colocado fuera de la jaula de Faraday. </li><li> Instale luces del IR para la imagen en la oscuridad, y las luces blancas del LED para la conducción de un ciclo de luz diurna en los peces del ensayo LED. Directos todas las fuentes de luz hacia el techo para lograr la iluminación indirecta y uniforme (Figura 3A). </li><li> Regular el ciclo de luz diurna mediante el accionamiento del blanco LED luces con un interruptor de control de tiempo (por ejemplo, 12 horas on/12 hr off). </li></ol></li><li> Instale una cámara directamente encima del acuario. <ol><li> Obtenga una cámara NIR y minúsculas, o quitar un bloqueo filte IRR rompiendo una fina lámina de vidrio teñido en la parte posterior del conjunto de lentes. Asegúrese de que el ángulo de visión es lo suficientemente amplia como para la imagen de todo el escenario central. </li><li> Haz un pequeño agujero de visión en el centro del panel de techo, y coloque la cámara directamente encima del agujero. </li><li> Instale un guardia anillo blanco alrededor de la lente, si las fuentes de luz generan resplandores. </li></ol></li><li> Realice una grabación de vídeo sincronizado. <ol><li> Deposite un LED IR en una de las cuatro esquinas del tanque para generar pulsos de sincronización de tiempo (1 ms de duración, período de 10 segundos). Añadir un resistor limitador de carga (1 kW) en serie, y conducir el LED IR de un puerto de salida digital del hardware digitalizador. </li><li> Use el software de grabación de video incluido con la cámara, si está disponible. Seleccione la calidad de grabación más alta (por ejemplo, la compresión sin pérdida) y los más altos resoluciones soportadas. </li><li> Inicie la grabación de vídeo inmediatamente antes de iniciar la grabación del EOD, y detener la grabación de vídeo inmemente después de la grabación del EOD. </li><li> Después de la grabación, convertir los números de cuadro de imagen a la unidad de tiempo digitalizador por interpolación lineal entre el primero y los últimos impulsos de luz capturados por el digitalizador de señal y la grabación de vídeo. </li></ol></li><li> Seguimiento automatizado de imágenes Las instrucciones están escritas para la caja de herramientas de procesamiento de imágenes MATLAB, y hacer uso de sus funciones. Una secuencia de comandos de MATLAB encargo se ofrece con esta presentación para el seguimiento automatizado de imágenes. <ol><li> Importar vídeo. Importar un archivo de grabación de vídeo directamente en el espacio de trabajo de MATLAB usando &quot;Videoreader. Leer&quot; la función. </li><li> Crear una imagen de fondo compuesto por la combinación de dos cuadros de imagen. Reemplazar la región de imagen ocupada por un animal con una imagen no ocupada de la misma región de otro marco (véase la Figura 3B). </li><li> Especifique un área de imagen para realizar un seguimiento mediante la elaboración de una máscara circular alrededor de la pista central para excluir la unarea exterior (Figura 3B inferior), y multiplicar por una constante (r int) para establecer un umbral mínimo para la diferencia de intensidad. Por ejemplo, establecer rint = 0.85 suprimirá las fluctuaciones de intensidad de 15% = (1 - r int) por debajo del fondo. </li><li> Sustracción de imagen. Restar un cuadro de imagen (= IM k) de la imagen de fondo (= IM 0) para obtener la imagen de diferencia (= ΔIM k). Utilice entero sin signo de precisión numérica para almacenar los valores de intensidad de imagen como enteros no negativos. </li><li> Segmento de la imagen de diferencia mediante la aplicación de un umbral de intensidad determinada a partir de la función de graythresh. Limpie la imagen binaria utilizando la función bwmorph y seleccione la mancha más grande que corresponde a un animal después de calcular todas las áreas de blob utilizando la función regionprops. </li><li> Determinar el centroide y un importante orientaciónxis de la mancha más grande mediante la aplicación de la función regionprops, y rotar la imagen para alinear el eje mayor con el eje x. Divida la imagen para las partes de la cabeza y de la cola en el centroide (parte superior Figura 3D). </li><li> Determinar el eje mayor de la parte de cabeza, y girar toda la imagen para alinear con el eje x (Figura 3D parte inferior izquierda). Montar delimitadores cajas alrededor de la cabeza y las partes traseras paralelas a sus ejes principales el uso de la función regionprops. </li><li> Determinar la mediana de coordenadas y de la burbuja en la izquierda, el centro y los bordes verticales de la derecha de los cuadros delimitadores (puntos verdes en la parte inferior figura 3D), y asignarlos a cinco puntos de la entidad (la cabeza de punta, a mitad de la cabeza, a medio cuerpo , a mediados de la cola, punta de la cola). </li><li> Procesar imágenes sucesivas después de recortar un cuadro de imagen centrada en baricentro del animal determina a partir de su marco anterior. </li><li> Asigne manualmente la orientación de la cabeza para el primer fotograma, y ​​utilizar un betwe punto-productoen los vectores de orientación de dos fotogramas sucesivos para determinar automáticamente la orientación de la cabeza. Inspeccione el resultado, y dar la vuelta manualmente la orientación de la cabeza si se ha asignado incorrectamente. </li></ol></li><li> Trazar una trayectoria animales al unirse a la cabeza-tips y suavizar utilizando la mediana y los filtros de promedio (n = 3) si tiene una apariencia nerviosa. Superponer la trayectoria una imagen de fondo, e interpolar las líneas medias de peces usando los cinco puntos de la entidad (véase la Figura 2E). </li><li> Calcular la tasa de EOD promedio en cada imagen el tiempo de captura por remuestreo la tasa EOD instantáneo (frecuencia de muestreo de 100 Hz) y un promedio de (ventana de tiempo 0.0625 segundos). Trazar la trayectoria en pseudo-colores determinados a partir de la tasa de EOD vez emparejados, y superponer una imagen de fondo (ver Figura 2F) con. </li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Importancia de nuestras técnicas. En resumen, se describió por primera vez la construcción de un gran tanque de acuario y una cámara de aislamiento para observar comportamientos exploratorios espontáneas producidas por WEF. A continuación, se demostró la técnica de registrar y hacer un seguimiento de la tasa de EOD y los estados de movimiento de los peces sin restricciones en tiempo real, utilizando múltiples pares de electrodos. Finalmente, describimos la técnica de infrarrojos de grabación de víde...

Antecedentes. Experimentos cuantitativos sobre el comportamiento animal (por ejemplo, elección forzada, evitación de shock, laberinto en T, etc.) Se utilizan normalmente para investigar las hipótesis específicas relativas a las habilidades sensoriales y motoras, el aprendizaje y la formación de la memoria. Sin embargo, estos experimentos restrictivas se pierda gran parte de la riqueza del comportamiento natural de los animales, y es probable que resulte en modelos simplistas de la base neural subyacente de comportamiento. Los experimentos en condiciones más naturales son, por tanto, un complemento importante por el cual podemos explorar más a fondo el repertorio conductual especies. Los experimentos con animales se mueven libremente deben, sin embargo, frente a los desafíos técnicos únicos, tales como artefactos de grabación inducidas por movimiento. A diferencia de las respuestas de estímulo evocado, que se producen de manera espontánea el comportamiento exploratorio no se pueden predecir, por lo que los sujetos experimentales tienen que ser controlados y seguidos durante un período prolongado de tiempo constante. Las preguntas específicas de investigación can ser mejor abordados por organismos cuidadosamente seleccionados y las herramientas técnicas disponibles. Por ejemplo, las técnicas de registro y estimulación ópticos tales como sensores de calcio genéticamente codificados en 1 y 2 optogenética se han aplicado con éxito para moverse libremente organismos modelos genéticos 3-5. Por otra parte, los sistemas de telemetría neuronales miniaturizados pueden grabar y estimular que se mueve libremente animales pequeños 6,7. Peces Electric. Especies WEF generan descargas eléctricas de órganos (EODs), que les permiten percibir su entorno inmediato o para comunicarse a grandes distancias. Los patrones temporales de EODs varían bajo diferentes condiciones tales como auto-movimientos 8,9, estímulos sensoriales 10,11, 12,13 y las interacciones sociales. Especies WEF de tipo Pulso producen un tren de pulsos discretos, en lugar de especies de tipo de onda a la que generan formas de onda cuasi sinusoidal continua. En general, de tipo pulso exhiben especies more Tasa EOD variables en comparación con las especies de tipo de onda, y las tasas de eliminación de artefactos explosivos de los animales refleja de cerca el contenido de la novedad de su entorno sensorial 10,14. Especies de tipo de pulso pueden reducir de inmediato el intervalo entre pulsos (IPI) en un solo ciclo de pulso en responder a una perturbación sensorial novela (respuesta novedad 10,11,14). El comportamiento eléctrico continuo de estos peces puede ser perturbado por los estímulos sensoriales no controladas procedentes de fuentes externas, y diferentes tipos de estímulos tales como la vibración, el sonido, la electricidad y la luz son conocidas las respuestas de la novedad de activación. Por lo tanto, se deben tomar precauciones especiales para impedir o atenuar los estímulos sensoriales externos durante una observación a largo plazo de nado libre WEF. De esta manera, los cambios en la tasa de EOD y trayectorias de movimiento pueden ser atribuidos específicamente a los estímulos presentados por el experimentador. Tanque de acuario y cámara de aislamiento. Por lo tanto, colocamos varias capas de materiales de absorción de vibraciones under un tanque del acuario grande (2,1 mx 2,1 mx 0,3 m), y rodearon el tanque con un recinto aislado para bloquear las fuentes externas de luz, ruido eléctrico, el sonido y el flujo de calor. Tasa de EOD depende de la temperatura que rodea 15,16, por lo tanto la temperatura del agua fue estrechamente regulada en un intervalo de tropical (25 ± 1 ° C) para las especies de Sur América WEF. Construimos un (10 cm de profundidad de agua) tanque grande y poco profunda para observar conductas exploratorias espaciales del WEF restringidas principalmente en dos dimensiones (Figura 1A). El tanque se repartió en una pista central para observar comportamientos espaciales, y cuatro compartimentos de esquina para albergar por separado cada pez (Figura 1B). Cada compartimiento estanco fue construida para impedir la comunicación eléctrica entre los individuos. Acceso Animals &#39;a la arena central estaba controlada desde el exterior por cuatro compuertas motorizadas. Las puertas se colocaron entre los compartimentos, y se convirtieron hermético cuando está bloqueadopor nylon alas nueces. No hay partes metálicas se utilizaron bajo el agua desde WEF reaccionan sensiblemente a los metales. Grabación EOD. EODs se generan de una manera estereotipada por la activación de un solo (en Mormyrids) o múltiples órganos eléctricos distribuidos espacialmente (en Gymnotiforms) 17,18. Modulaciones temporales en la tasa del EOD pueden revelar las actividades neuronales de nivel superior, ya que el marcapasos medular recibe entradas neuronales directos de las regiones superiores del cerebro, tales como el núcleo prepacemaker diencefálico, que a su vez recibe las proyecciones axonales de la cerebro anterior 19. Sin embargo, el momento del EOD debe ser cuidadosamente extraída de una grabación de forma de onda en bruto y no sesgada por las distorsiones inducidas por movimiento del animal. El campo eléctrico generado por una FEM se puede aproximar como un dipolo, por lo EOD amplitudes de pulso en electrodos de registro dependen de las distancias y orientaciones relativas entre el animal y los electrodos de 8,20. Auto-movem del Animalpadres cambian la geometría relativa entre el animal y los electrodos, por lo tanto los movimientos causan las amplitudes EOD en diferentes electrodos para varían con el tiempo de una manera volátil (véase la Figura 2B en Junio ​​et al. 8). Por otra parte, auto-movimientos también cambian la forma de onda EOD grabadas, porque las contribuciones relativas de diferentes conjunto de los órganos eléctricos dependen de sus ubicaciones a lo largo de la longitud del cuerpo y sus curvaturas locales introducida por la flexión de la cola. Las distorsiones inducidas por movimiento en las amplitudes y formas EOD pueden conducir a mediciones de tiempo EOD imprecisas y no fiables. Hemos superado estos problemas espacialmente promediando múltiples formas de onda de desactivación de artefactos explosivos registrados en distintos lugares, y añadiendo un filtro de extracción de sobres para determinar con precisión el momento del EOD de una FEM de nado libre. Además, nuestra técnica también mide las amplitudes de desactivación de artefactos explosivos, que indican si un animal está en reposo o moviéndose activamente basándose en el cambio de la EODamplitudes en el tiempo (véanse las figuras 2E y 2F). Se registraron señales diferencialmente amplificados a partir de los pares de electrodos de grabación para reducir el ruido de modo común. Dado que los pulsos de desactivación de artefactos explosivos se generan a intervalos de tiempo irregulares, el evento de series de tiempo EOD tiene una frecuencia de muestreo variable. El tiempo-serie del EOD se puede convertir a una velocidad de muestreo constante por interpolación si es requerido por una herramienta analítica de elección. La grabación de vídeo. Aunque la grabación EOD puede supervisar una actividad de movimiento bruto de un animal, la grabación de vídeo permite la medición directa de la posición del cuerpo de un animal y la postura. Infrarrojo cercano (NIR) Iluminación (λ = 800 ~ 900 nm) permite imperturbable observación visual de nadar libremente peces 21,22, ya WEFs son más activos en la oscuridad y sus ojos no son sensibles al espectro NIR 23,24. La mayoría de los sensores de imagen digital (por ejemplo, CMOS o CCD) pueden capturar el espectro NIR con la wavelength rango entre 800-900 nm, después de la eliminación de un puerto de infrarrojos (IR) de filtro de bloqueo 25. Ciertas webcams de nivel de consumidor de gama alta ofrecen alta definición, ángulo de visión amplio y una buena sensibilidad con poca luz, lo que puede producir una calidad de imagen comparable a, o superior a cámaras de infrarrojos de calidad profesional disponible a costos mucho mayores. Además, ciertos webcams de nivel de consumidor se incluyen con el software de grabación que permite un tiempo de grabación prolongado al comprimir vídeo sin pérdida de calidad. La mayoría de cámaras de nivel profesional ofrecen sincronización TTL salidas de impulsos de tiempo o entradas de pulsos TTL de disparo 26 para alinear la sincronización entre el vídeo con las señales digitalizadas, pero esta característica es generalmente ausente en webcams de nivel de consumidor. Sin embargo, la temporización entre una grabación de vídeo y un digitalizador de señal se puede emparejar con precisión mediante la captura simultáneamente un IR LED parpadea periódicamente con la cámara y el digitalizador de señal. El momento inicial y la final del pulso IR se puede utilizar unas de dos marcadores de calibración de tiempo para convertir los números de fotogramas de vídeo a la unidad de tiempo digitalizador de señal y viceversa. Iluminación y fondo. Imagen capturar a través del agua puede ser un desafío técnico debido a reflejos de luz en la superficie del agua. La superficie del agua puede actuar como un espejo para reflejar una escena visual por encima del agua, y las características visuales oscuros bajo el agua, por lo que la escena fuera del agua debe dictarse sin rasgos para evitar la interferencia visual. Con el fin de imagen todo el acuario, una cámara tiene que ser colocado directamente sobre el agua, y que debe estar oculto detrás del techo sobre un orificio de visualización pequeño para evitar su reflexión sobre la superficie del agua. Por otra parte, la superficie del agua puede producir miradas y la iluminación no uniforme si las fuentes de luz se proyectan de forma incorrecta. La iluminación indirecta puede lograr una iluminación uniforme sobre toda el acuario por objetivo las fuentes de luz hacia el techo, de tal manera que el techo y el Wal rodeals pueden reflejar y difundir los rayos de luz antes de llegar a la superficie del agua. Elija un iluminador de infrarrojos que coincide con una respuesta espectral de la cámara (por ejemplo, 850 nm de longitud de onda de pico). Ruido eléctrico de las fuentes de luz puede ser minimizado mediante el uso de luces LED y la colocación de sus fuentes de alimentación de corriente continua fuera de la jaula de Faraday. Coloque un fondo blanco debajo del tanque, ya que los peces contrasta bien en un fondo blanco en longitudes de onda NIR. Del mismo modo, el uso del color blanco mate en las superficies interiores de la cámara de aislamiento proporciona uniforme y brillante iluminación de fondo. Seguimiento de vídeo. Después de una grabación de vídeo, un algoritmo de seguimiento automatizado de imágenes puede medir posiciones y posturas del cuerpo del animal con el tiempo. El seguimiento de vídeo se puede realizar de forma automática, ya sea software listo para usar (Viewpoint o Ethovision), o software programable por el usuario (OpenCV o MATLAB caja de herramientas de procesamiento de imagen). Como el primer paso de seguimiento de imagen,un área de seguimiento válido tiene que ser definido por dibujar una forma geométrica para excluir la zona exterior (enmascarar la operación). A continuación, la imagen de un animal tiene que ser aislado del fondo restando una imagen de fondo de una imagen que contiene el animal. La imagen de la resta se convierte a un formato binario mediante la aplicación de un umbral de intensidad, de manera que el centroide y el eje de orientación se pueden calcular a partir de las operaciones morfológicas binarias. En Gymnotiforms 27-29 y 30-32 Mormyrids, la densidad electroreceptor es la más alta cerca de la región de la cabeza, por lo que la posición de la cabeza en cualquier momento indica una ubicación de la más alta agudeza sensorial. Los lugares de la cabeza y de la cola se pueden determinar de forma automática mediante la aplicación de las operaciones de rotación de imagen y de cuadro de límite. Los extremos de cabeza y cola se pueden distinguir uno del otro definiendo manualmente en el primer fotograma, y ​​por hacer el seguimiento de sus ubicaciones de la comparación de dos tramas sucesivas.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1020">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">[Aquarium construction]</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Electrically shielded floor heater</td>
			<td style="width:277px;">ThermoSoft Corp., IL, USA</td>
			<td style="width:241px;">ThermoTile</td>
			<td>www.thermosoft.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tempered glass panel</td>
			<td style="width:277px;">generic</td>
			<td style="width:241px;"> </td>
			<td>.5 inch thick, used for the aquarium construction</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Aquarium grade silicone</td>
			<td style="width:277px;">generic</td>
			<td style="width:241px;"> </td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Acrylic sheet</td>
			<td style="width:277px;">generic</td>
			<td style="width:241px;"> </td>
			<td style="width:287px;">.25 inch thick, matt white</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Natural rubber sheet</td>
			<td style="width:277px;">generic</td>
			<td style="width:241px;"> </td>
			<td>.25 inch thick</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Servomotor</td>
			<td style="width:277px;">HITECHRCD Inc., Korea</td>
			<td style="width:241px;">HS-325HB, 180deg rotation</td>
			<td>www.servocity.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Servomotor arm mount</td>
			<td style="width:277px;">HITECHRCD Inc., Korea</td>
			<td style="width:241px;">56362 Large Spline</td>
			<td>www.servocity.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Servomotor controller (6 chan.)</td>
			<td style="width:277px;">sparkfun.com</td>
			<td style="width:241px;">ROB-09664 </td>
			<td style="width:287px;">Micro Maestro 6-channel USB Servo Controller</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Active USB extension cable</td>
			<td style="width:277px;">C2G</td>
			<td style="width:241px;">38990</td>
			<td style="width:287px;">12m USB 2.0 A Male to A Female 4-Port Active Extension Cable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Exhaust fan</td>
			<td style="width:277px;">Nutone</td>
			<td style="width:241px;">ILFK120</td>
			<td>www.homedepot.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Vertical aquarium filter</td>
			<td style="width:277px;">Tetra, Germany</td>
			<td>Whisper Internal Power Filter - 40i</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Crushed coral</td>
			<td style="width:277px;"> </td>
			<td></td>
			<td>Used to increase the pH of the tank water</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"> </td>
			<td style="width:277px;"> </td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">[EOD recording setup]</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Graphite Electrodes</td>
			<td style="width:277px;">Staedtler, Germany</td>
			<td>Mars Carbon 2-mm type HB</td>
			<td>Shave the outer coating</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Physiological Amplifier/Filter</td>
			<td style="width:277px;">Intronix, Canada</td>
			<td style="width:241px;">2015F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Coaxial Cable</td>
			<td style="width:277px;">generic</td>
			<td style="width:241px;">RG174</td>
			<td>For electrodes assembly</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Coaxial Cable</td>
			<td style="width:277px;">generic</td>
			<td style="width:241px;">RG54</td>
			<td>For wiring use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">BNC jack connector for RG-174</td>
			<td style="width:277px;">Amphenol Connex</td>
			<td style="width:241px;">112160</td>
			<td>For electrodes assembly</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">BNC plug connector for RG-54</td>
			<td style="width:277px;">Amphenol Connex</td>
			<td style="width:241px;">112116</td>
			<td>For wiring use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Signal digitizer hardware</td>
			<td style="width:277px;">Cambridge Electronic Design, UK</td>
			<td style="width:241px;">Power MKII 1401</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Signal digitizer software</td>
			<td style="width:277px;">Cambridge Electronic Design, UK</td>
			<td style="width:241px;">Spike 2. ver 7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">[Visual tracking setup]</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">White LED light</td>
			<td style="width:277px;">IKEA, Sweden</td>
			<td style="width:241px;">DIODER 201.194.18</td>
			<td>www.ikea.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Infrared LED light (850 nm)</td>
			<td style="width:277px;">Scene Electronics, China</td>
			<td style="width:241px;">S8100-60-B/C-IR</td>
			<td>Remove built-in fan</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">USB webcam</td>
			<td style="width:277px;">Logitech Inc., CA, USA</td>
			<td style="width:241px;">C910</td>
			<td>Remove Infrared blocking filter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Motorized camera</td>
			<td style="width:277px;">Logitech Inc., CA, USA</td>
			<td style="width:241px;">Quickcam Orbit</td>
			<td>Remove Infrared blocking filter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Video recording software</td>
			<td style="width:277px;">Logitech Inc., CA, USA</td>
			<td>Logitech Quickcam Software</td>
			<td>Download from www.logitech.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Matlab</td>
			<td style="width:277px;">Mathworks, MA, USA</td>
			<td style="width:241px;">2012a</td>
			<td>Image processing toolbox</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

long-term behavioral tracking of freely swimming weakly electric fish

Seguimiento del comportamiento a largo plazo puede capturar y cuantificar las conductas animales naturales, incluyendo las que ocurren con poca frecuencia. Conductas tales como la exploración y las interacciones sociales pueden ser mejor estudiados mediante la observación, los animales comportarse libremente sin restricciones. Peces eléctricos débilmente (WEF) de visualización exploratoria fácilmente observables y el comportamiento social mediante la emisión de descarga órgano eléctrico (EOD). A continuación, describimos tres técnicas eficaces para medir de forma sincrónica los Tedax, la posición del cuerpo y la postura de un WEF nadan libremente durante un período prolongado de tiempo. En primer lugar, se describe la construcción de un tanque experimental en el interior de una cámara de aislamiento diseñado para bloquear las fuentes externas de estímulos sensoriales como la luz, el sonido y la vibración. El acuario se dividió para dar cabida a cuatro especímenes de ensayo, y barreras automáticas controlar remotamente el acceso de los animales a la arena central. En segundo lugar, se describe un método preciso y fiable en tiempo real de medición de tiempo del EOD de nadar libremente WEF. Distorsiones de la señal causadas por los movimientos del cuerpo del animal se corrigen por promediado espacial y etapas de procesamiento temporal. En tercer lugar, se describe una configuración de imagen en el infrarrojo cercano bajo el agua para observar comportamientos de los animales nocturnos no perturbadas. Pulsos de luz de infrarrojos se utilizan para sincronizar la temporización entre el vídeo y la señal fisiológica a través de una duración de la grabación de largo. Nuestro software de seguimiento automatizado mide la posición del cuerpo del animal y la postura de forma fiable en una escena acuática. En combinación, estas técnicas permiten la observación a largo plazo de la conducta espontánea de nadar libremente peces débilmente eléctrica de una manera fiable y precisa. Creemos que nuestro método se puede aplicar de manera similar al estudio de otros animales acuáticos, relacionando sus señales fisiológicas con comportamientos exploratorios o sociales.

Seguimiento de los resultados del EOD Las formas de onda EOD grabadas de diferentes pares de electrodos varían en amplitud y las formas como se esperaba de sus posiciones únicas y orientaciones (Figura 2C arriba). El uso de múltiples pares de electrodos garantiza fuerte recepción de la señal en todas las posiciones posibles y las orientaciones de FEM dentro del tanque. La forma de onda envolvente (Figura 2C parte inferior, verde rastro) siempre contenía u...

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Long-term Behavioral Tracking of Freely Swimming Weakly Electric Fish

Se describe un conjunto de técnicas para el estudio de la conducta espontánea de nadar libremente peces débilmente eléctrica durante un período prolongado de tiempo, de forma sincrónica medir el tiempo de descarga de órgano eléctrico del animal, la posición del cuerpo y la postura tanto de forma precisa y fiable en un tanque del acuario especialmente diseñado dentro de un sensorial cámara de aislamiento.

Seguimiento del comportamiento a largo plazo de Libremente Natación débilmente eléctrico Fish

Long-term behavioral tracking can capture and quantify natural animal behaviors, including those occurring infrequently. Behaviors such as exploration and ...

long-term-behavioral-tracking-of-freely-swimming-weakly-electric-fish

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.4K vistas.  University of Ottawa.  Se describe un conjunto de técnicas para el estudio de la conducta espontánea de nadar libremente peces débilmente eléctrica durante un período prolongado de tiempo, de forma sincrónica medir el tiempo de descarga de órgano eléctrico del animal, la posición del cuerpo y la postura tanto de forma precisa y fiable en un tanque del acuario especialmente diseñado dentro de un sensorial cámara de aislamiento. 

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C. elegans Tracking and Behavioral Measurement

We have developed instrumentation, image processing, and data analysis techniques to quantify the locomotory behavior of C. elegans as it crawls on the surface of an agar plate. For the study of the genetic, biochemical, and neuronal basis of behavior, C. elegans is an ideal organism because it is genetically tractable, amenable to microscopy, and shows a number of complex behaviors, including taxis, learning, and social interaction1,2. Behavioral analysis based on tracking the movements of worms as they crawl on agar plates have been particularly useful in the study of sensory behavior3, locomotion4, and general mutational phenotyping5. Our system works by moving the camera and illumination system as the worms crawls on a stationary agar plate, which ensures no mechanical stimulus is transmitted to the worm. Our tracking system is easy to use and includes a semi-automatic calibration feature. A challenge of all video tracking systems is that it generates an enormous amount of data that is intrinsically high dimensional. Our image processing and data analysis programs deal with this challenge by reducing the worms shape into a set of independent components, which comprehensively reconstruct the worms behavior as a function of only 3-4 dimensions6,7. As an example of the process we show that the worm enters and exits its reversal state in a phase specific manner.

C. elegans Tracking and Behavioral Measurement

We have developed a video-rate tracking microscope system that can record and quantify C. elegans behavior at high resolution and high speeds. We have also developed computational methods to reduce the dimensionality of the worm images to a fundamental set of measurements that completely describe the shape of the worm.

C. elegans Seguimiento y Medición del Comportamiento

We have developed instrumentation, image processing, and data analysis techniques to quantify the locomotory behavior of C. elegans as it crawls on the ...

Investigación

Neurociencias

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

During sustained stimulation most sensory neurons will adapt their response by decreasing their sensitivity to the signal. The adaptation response helps shape attention and also protects cells from over-stimulation. Adaptation within the olfactory circuit of C. elegans was first described by Colbert and Bargmann1,2. Here, the authors defined parameters of the olfactory adaptation paradigm, which they used to design a genetic screen to isolate mutants defective in their ability to adapt to volatile odors sensed by the Amphid Wing cells type C (AWC) sensory neurons. When wildtype C. elegans animals are exposed to an attractive AWC-sensed odor3 for 30 min they will adapt their responsiveness to the odor and will then ignore the adapting odor in a chemotaxis behavioral assay for ~1 hr. When wildtype C. elegans animals are exposed to an attractive AWC-sensed odor for ~1 hr they will then ignore the adapting odor in a chemotaxis behavioral assay for ~3 hr. These two phases of olfactory adaptation in C. elegans were described as short-term olfactory adaptation (induced after 30 min odor exposure), and long-term olfactory adaptation (induced after 60 min odor exposure). Later work from L'Etoile et al.,4 uncovered a Protein Kinase G (PKG) called EGL-4 that is required for both the short-term and long-term olfactory adaptation in AWC neurons. The EGL-4 protein contains a nuclear localization sequence that is necessary for long-term olfactory adaptation responses but dispensable for short-term olfactory adaptation responses in the AWC4. By tagging EGL-4 with a green fluorescent protein, it was possible to visualize the localization of EGL-4 in the AWC during prolonged odor exposure. Using this fully functional GFP-tagged EGL-4 (GFP::EGL-4) molecule we have been able to develop a molecular readout of long-term olfactory adaptation in the AWC5. Using this molecular readout of olfactory adaptation we have been able to perform both forward and reverse genetic screens to identify mutant animals that exhibit defective subcellular localization patterns of GFP::EGL-4 in the AWC6,7. Here we describe: 1) the construction of GFP::EGL-4 expressing animals; 2) the protocol for cultivation of animals for long-term odor-induced nuclear translocation assays; and 3) the scoring of the long-term odor-induced nuclear translocation event and recovery (re-sensitization) from the nuclear GFP::EGL-4 state.

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

Here we describe a molecular readout of long-term olfactory adaptation in Caenorhabditis elegans. The Protein Kinase G, EGL-4, is necessary for stable adaptation responses in the primary sensory neuron pair called AWC. During prolonged odor exposure EGL-4 translocates from the cytosol to nucleus of the AWC.

Una lectura molecular de adaptación a largo plazo olfativa en<em&gt; C. elegans</em

During sustained stimulation most sensory neurons will adapt their response by decreasing their sensitivity to the signal. The adaptation response helps ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

Grabaciones simultáneas a largo plazo en dos etapas de procesamiento neuronal en Behaving abejas

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

Long-term Time Lapse Imaging of Mouse Cochlear Explants

Here we present a method for long-term time-lapse imaging of live embryonic mouse cochlear explants. The developmental program responsible for building the highly ordered, complex structure of the mammalian cochlea proceeds for around ten days. In order to study changes in gene expression over this period and their response to pharmaceutical or genetic manipulation, long-term imaging is necessary. Previously, live imaging has typically been limited by the viability of explanted tissue in a humidified chamber atop a standard microscope. Difficulty in maintaining optimal conditions for culture growth with regard to humidity and temperature has placed limits on the length of imaging experiments. A microscope integrated into a modified tissue culture incubator provides an excellent environment for long term-live imaging. In this method we demonstrate how to establish embryonic mouse cochlear explants and how to use an incubator microscope to conduct time lapse imaging using both bright field and fluorescent microscopy to examine the behavior of a typical embryonic day (E) 13 cochlear explant and Sox2, a marker of the prosensory cells of the cochlea, over 5 days.

Live imaging of the embryonic mammalian cochlea is challenging because the developmental processes at hand operate on a temporal gradient over ten days. Here we present a method for culturing and then imaging embryonic cochlear explant tissue taken from a fluorescent reporter mouse over five days.

A largo plazo Lapso de tiempo de imágenes de Ratón cocleares explantes

Here we present a method for long-term time-lapse imaging of live embryonic mouse cochlear explants. The developmental program responsible for building ...

Isolation, Culture and Long-Term Maintenance of Primary Mesencephalic Dopaminergic Neurons From Embryonic Rodent Brains

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes involved in physiological functions and vulnerability and death of these neurons is imparative to understanding the underlying causes and unraveling the cure for this common neurodegenerative disorder. Primary cultures of mesDA neurons provide a tool for investigation of the molecular, biochemical and electrophysiological properties, in order to understand the development, long-term survival and degeneration of these neurons during the course of disease. Here we present a detailed method for the isolation, culturing and maintenance of midbrain dopaminergic neurons from E12.5 mouse (or E14.5 rat) embryos. Optimized cell culture conditions in this protocol result in presence of axonal and dendritic projections, synaptic connections and other neuronal morphological properties, which make the cultures suitable for study of the physiological, cell biological and molecular characteristics of this neuronal population.

The causes of degeneration of midbrain dopaminergic neurons during Parkinson&#8217;s disease are not fully understood. Cellular culture systems provide an essential tool for study of the neurophysiological properties of these neurons. Here we present an optimized protocol, which can be utilized for in vitro modeling of neurodegeneration.

Aislamiento, cultivo y mantenimiento a largo plazo de Primaria mesencefálico neuronas dopaminérgicas a partir de cerebros de embriones de roedores

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes ...

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure the activity of neurons during various behaviors. To correlate neural activity with behavior, the animal should not be immobilized but should be able to move. Many behavioral changes occur during long time scales and require recording over many hours of behavior. This also makes it necessary to culture the worms in the presence of food. How can worms be cultured and their neural activity imaged over long time scales? Agarose Microchamber Imaging (AMI) was previously developed to culture and observe small larvae and has now been adapted to study all life stages from early L1 until the adult stage of C. elegans. AMI can be performed on various life stages of C. elegans. Long-term calcium imaging is achieved without immobilizing the animals by using short externally triggered exposures combined with an electron multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera recording. Zooming out or scanning can scale up this method to image up to 40 worms in parallel. Thus, a method is described to image behavior and neural activity over long time scales in all life stages of C. elegans.

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

Microcámaras de agarosa para Imagen de calcio a largo plazo de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

Quantifying Fish Swimming Behavior in Response to Acute Exposure of Aqueous Copper Using Computer Assisted Video and Digital Image Analysis

Behavioral responses of aquatic organisms to environmental contaminants can be precursors of other effects such as survival, growth, or reproduction. However, these responses may be subtle, and measurement can be challenging. Using juvenile white sturgeon (Acipenser transmontanus) with copper exposures, this paper illustrates techniques used for quantifying behavioral responses using computer assisted video and digital image analysis. In previous studies severe impairments in swimming behavior were observed among early life stage white sturgeon during acute and chronic exposures to copper. Sturgeon behavior was rapidly impaired and to the extent that survival in the field would be jeopardized, as fish would be swept downstream, or readily captured by predators. The objectives of this investigation were to illustrate protocols to quantify swimming activity during a series of acute copper exposures to determine time to effect during early lifestage development, and to understand the significance of these responses relative to survival of these vulnerable early lifestage fish. With mortality being on a time continuum, determining when copper first affects swimming ability helps us to understand the implications for population level effects. The techniques used are readily adaptable to experimental designs with other organisms and stressors.

Measuring the impacts of environmental contaminants on fish behavior is often subjective and challenging particularly when dealing with sublethal endpoints. We describe methods including video technology to quantify swimming behavior of early life stage white sturgeon (Acipenser transmontanus) during and after 96 hr acute exposures to various concentrations of copper.

La cuantificación de Natación de peces comportamiento en respuesta a la exposición aguda acuosa de cobre usando asistida por ordenador y vídeo digital Análisis de Imágenes

Behavioral responses of aquatic organisms to environmental contaminants can be precursors of other effects such as survival, growth, or reproduction.  ...

Generation and Long-term Maintenance of Nerve-free Hydra

The interstitial cell lineage of Hydra includes multipotent stem cells, and their derivatives: gland cells, nematocytes, germ cells, and nerve cells. The interstitial cells can be eliminated through two consecutive treatments with colchicine, a plant-derived toxin that kills dividing cells, thus erasing the potential for renewal of the differentiated cells that are derived from the interstitial stem cells. This allows for the generation of Hydra that lack nerve cells. A nerve-free polyp cannot open its mouth to feed, egest, or regulate osmotic pressure. Such animals, however, can survive and be cultured indefinitely in the laboratory if regularly force-fed and burped. The lack of nerve cells allows for studies of the role of the nervous system in regulating animal behavior and regeneration. Previously published protocols for nerve-free Hydra maintenance involve outdated techniques such as mouth-pipetting with hand-pulled micropipette tips to feed and clean the Hydra. Here, an improved protocol for maintenance of nerve-free Hydra is introduced. Fine-tipped forceps are used to force open the mouth and insert freshly killed Artemia. Following force-feeding, the body cavity of the animal is flushed with fresh medium using a syringe and hypodermic needle to remove undigested material, referred to here as "burping". This new method of force-feeding and burping nerve-free Hydra through the use of forceps and syringes eliminates the need for mouth-pipetting using hand-pulled micropipette tips. It thus makes the process safer and significantly more time efficient. To ensure that the nerve cells in the hypostome have been eliminated, immunohistochemistry using anti-tyrosine-tubulin is conducted.

Generation and Long-term Maintenance of Nerve-free Hydra

Through a double treatment with colchicine, a plant-derived toxin that kills dividing cells, nerve-free Hydra vulgaris can be generated. These Hydra cannot feed or egest on their own. This paper describes an improved method for long-term maintenance of nerve free Hydra vulgaris in the laboratory.

Generación y Mantenimiento a Largo Plazo de Nervios<em&gt; Hydra</em

The interstitial cell lineage of Hydra includes multipotent stem cells, and their derivatives: gland cells, nematocytes, germ cells, and nerve cells. The ...

Noninvasive EEG Recordings from Freely Moving Piglets

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel telemetric electroencephalography system in combination with standard self-adhesive hydrogel electrodes. The piglets are calmed down without the use of sedatives. After their release into the pigpen, the piglets behave normally&#8212;they drink and sleep in the same cycle as their siblings. Their sleep phases are used for the EEG recordings.

Here, we present a protocol to record telemetric electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen without the use of a sedative, making it possible to record typical EEG patterns during non-REM sleep, like spindle bursts.

Grabaciones de EEG no invasivo se mueva libremente lechones

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

A largo plazo conflicto sensorial en comportarse libremente ratones

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...