Los autores agradecen a Nick Kathman para sugerencias y ayuda en la preparación para el manuscrito. Esta técnica fue desarrollada en conjunto con el trabajo apoyado por el AFOSR bajo la subvención FA9550-10-1 hasta 0054 y la National Science Foundation con la subvención No. IOS-1120305 al RER.

1. Preparación de Cables tetrodo <ol><li> Saque un alambre de nicrom muy delgada (12 m de diámetro, revestimiento PAC) de alrededor de 1,1 m de longitud. Adjunte una etiqueta de cinta a cada extremo. Colgar el alambre sobre una varilla roscada horizontal de tal manera que los dos extremos están a la misma altura, cerca de la mesa de trabajo. </li><li> Repita el paso 1.1 para un segundo cable, haciendo dos extremos más para un total de 4, y colocarlo al lado del primer alambre (aproximadamente 1 cm entre ellas). </li><li> Pegue las cuatro extremos junto con una etiqueta de cinta y adjuntar la etiqueta a un dispositivo de enrollamiento rotativo motorizado. Este dispositivo se puede hacer de un motor de corriente continua de bajo costo. </li><li> Enrollar el tetrodo en una dirección durante 2 min (60 rpm) y descansar en la dirección opuesta para 30 seg. </li><li> Utilice una pistola de calor para fundir los cables juntos. No toque los cables con el arma. Utilice tres arriba y abajo pasa de sentido alterno, con cada pasada de tomar alrededor de 10 segundos. </li><li> Cortar la parte superior y la parte inferior de los cables de la herida. Los cuatro cables están trenzados unad fusionado en un extremo, pero separar en el otro. </li><li> Añadir al tubo de soporte. Cortar una longitud de 30 cm de tubo de polietileno (diámetro: 0,28 mm en el interior, fuera de 0,61 mm). Pase el tetrodo muy lentamente y con cuidado en el tubo de soporte de forma que no se doble. </li><li> Una vez que el extremo fusionado aparece por el otro lado, tire de ella a través de modo que haya una longitud igual de alambre en ambos extremos del tubo de guía. </li><li> Tome el extremo separado de cada cable con una pinza. Utilizando la base de la llama de un quemador de gas, quemar cuidadosamente el aislamiento de de los últimos 2 o 3 mm de cada cable. Calentar el alambre hasta que se ilumina, pero no se enrosca. </li><li> Conecte el tetrodo con un adaptador de enchufe IC hombre-mujer que se adapta a su dispositivo de grabación. Ponga el extremo deinsulated de cada cable en una toma de corriente diferente de adaptador con un fórceps. Estabilizar el cable en el zócalo con un pequeño alfiler de bronce. Utilice un soldador de punta fina y llenar el zócalo con la soldadura fundida. Tenga cuidado de no ponerse en contacto conel hilo frágil con el soldador. </li><li> Compruebe la impedancia de cada cable y la impedancia de entre cada par de cables. <ol><li> Coloque el fusionado, extremo trenzado en un recipiente de solución salina y conectar un conductor de alambre de cobre de la solución salina a la metro ohmios. </li><li> Conectar el otro extremo de la metros a la clavija de caja que contiene el cable. La impedancia de cada hilo debe ser inferior a 3 MΩ. </li><li> Si no se alcanzan los valores anteriores, volver a intentar las conexiones de soldadura. </li><li> Retire los cables de la solución salina, enjuague la punta con agua, y poner a prueba la impedancia entre hilos para cada pareja (n = 6). La impedancia entre debería estar por encima de 5 MΩ. </li><li> Si no se alcanzan los valores anteriores, cortar una pequeña cantidad de la punta fuera al final condensado y vuelva a probar. </li><li> Deseche todo el conjunto de cables que no cumpla con los dos requisitos de impedancia de todos los cables. </li></ol></li><li> Asegure el tetrodo. <ol><li> Doble una pequeña caja de papel rectangular slightly más grande que el adaptador de enchufe. </li><li> Transferir el adaptador en la caja con el lado masculino en el fondo. Penetrar en la caja de tal manera que todos los pines de la parte masculina están fuera de la caja, mientras que el resto del adaptador es dentro del área. </li><li> Pegue las esquinas de la caja en la parte exterior. Use pequeños trozos de cinta adhesiva de doble cara en la parte interior de la caja para estabilizar las hebras individuales de alambre. El cable debe estar fusionado a medida que sale de la caja. </li><li> Mezclar fraguado rápido 2 part epoxy y se vierte en la caja para asegurar el adaptador y todos los cables. </li><li> Una el extremo cercano del tubo de guía a un lado de la caja con cera dental, pero dejar el tubo de abrir de manera que el tetrodo se puede extraer a través libremente en ambos extremos. </li></ol></li><li> Afilar la tetrodo. <ol><li> Antes de cada experimento, corte la punta del tetrodo con una hoja de bisturí, no tijeras. Esto evita que la trituración y ensanchamiento de los extremos del cable mientras que proporciona un borde plano limpio para el siguiente paso. <ol&gt; <li> Utilice una pequeña herramienta rotativa montada verticalmente con discos de lijado de grano medio y fino (estos se pueden combinar en una sola plataforma) para pulir el tetrodo y eliminar algunas de aislamiento extremo. Sostenga el paquete cerca de su extremo con una pinza. Incline el extremo fijado a un alambre de 45 º de ángulo con respecto al disco de lijado y suavemente tocar el disco giratorio velocidad moderada durante 1 o 2 segundos cada uno en el medio y luego las finas arenas. Repita esto tres veces más, axialmente girar el haz de 90 ° cada vez. Es crítico que la dirección de giro de los discos de lijado es de distancia desde el ángulo poco profundo de los extremos de los cables, de lo contrario se puede producir la separación de los alambres. </li><li> El resultado deseado se transforma el extremo paquete desde un borde recto a un extremo en punta con pequeñas cantidades de aislamiento retirados desde el extremo de cada cable. Verifique el punto usando un microscopio de disección de las placas, el tetrodo. Si nota algún rasguño se produce en la punta, volver a cortar y repulir. </li><li> Si las pruebas de impedancia durante el subsequpaso de chapado ENT muestra los valores de alambre inter extremadamente bajos (menos de 4 MΩ), que indica demasiado material eliminado durante la etapa de pulido. Volver a cortar y repulir el tetrodo. </li></ol></li><li> Placa del tetrodo. Ponga la punta de la tetrodo en una solución saturada de sulfato de cobre (85 ml de agua, 5 ml de ácido sulfúrico, 50 g de sulfato de cobre). Placa de cada alambre con una corriente de 2,5 μA con un aislador de estímulo. Se inyecta la corriente durante 1 segundo, hacer una pausa durante 1 segundo y repetir este proceso 4x. </li><li> Compruebe la impedancia de cada cable y la interimpedance de cada par de cables. La impedancia de cada cable debe estar entre 0,5 a 1 MΩ y el inter impedancia deben estar por encima de 4 MΩ. </li><li> Monte el adaptador en el headstage de un sistema de grabación de múltiples canales. </li><li> Coloque un alfiler de insectos doblada a un micromanipulador. Coloque la punta del tetrodo a la clavija de insectos con cera dental </li></ol></li></ol> 2. Preparación de los animales <ol><li> Se anestesia lacucaracha con hielo. </li><li> Después de la cucaracha deja de moverse, frenar la cucaracha en posición vertical en una superficie plana de corcho con alfileres de la silla de montar grandes que se sitúan en el insecto, pero no penetran en cualquier parte de su cuerpo. </li><li> Transferir la preparación en un recipiente de plástico y colocar hielo alrededor del animal para minimizar el flujo de la sangre y los movimientos del cuerpo. </li><li> Coloque un aro de plástico en el cuello para apoyar la cabeza y colocar la cera dental alrededor de la cabeza para estabilizarlo. </li><li> Cortar una pequeña ventana entre los ocelos con una hoja de afeitar y eliminar la cutícula de la cabeza. </li><li> Quite los tejidos conectivos y la grasa con un fórceps para exponer el cerebro. </li><li> Coloque un poco de solución salina cucaracha en la cápsula de la cabeza para cubrir el tejido cerebral. </li><li> Para desheath el cerebro, utilizar una pinza fina para agarrar suavemente la vaina en la parte superior del cerebro y utilizar otros pinzas finas para rasgar la funda de separación, en la zona implantada alambre. </li><li> Abra un pequeño agujero en la cápsula de la cabeza por delante del ingenio cerebralh un pin de insectos. Inserte una trenza de tres diámetros más grandes (56 mM) con aislamiento de cables de cobre en el orificio para servir como un electrodo de referencia / suelo. </li><li> Bajar la punta de la tetrodo a la superficie del cerebro con el micromanipulador y colocarla cerca de la región del cerebro de interés. </li><li> Colocar con cuidado dos pequeños trozos de hoja delgada de etilo (2 mm x 1 mm), ligeramente más grande que el agujero en la cápsula de la cabeza, anterior y posterior a la tetrodo. </li><li> Encienda el sistema de grabación. </li><li> Lentamente baje la tetrodo 150-250 micras por debajo de la superficie del cerebro en función de la calidad de grabación. </li><li> Apague el sistema de grabación. </li><li> Mueva las dos piezas de lámina de acetato tan cerca del tetrodo posible sin tocarlo (Figura 1A). </li><li> Caliente una pequeña espátula o una aguja hipodérmica aplanada y ponerlo en cera dental de manera que hay cera líquida en la punta de la espátula. Tocar con cuidado el extremo de cada pedazo de lámina de acetato de latetrodo con la espátula de modo que la cera líquida puede fluir en cada pieza y sellar la brecha entre ella y la cutícula cabeza. </li><li> Repita paso de 2.16. Caída de una pequeña cantidad de cera líquida sobre la hoja de etilo cada vez. Inicie el proceso de lejos del tetrodo y avanzar gradualmente hacia ella. Finalmente, el tetrodo se anclará por la cera dental. Evite que la cera caliente en la cavidad y en el cerebro. </li><li> Utilice el mismo método que en los pasos 2,16 y 2,17 para anclar el electrodo de referencia / suelo con cera. </li><li> Calentar la cera que une el tetrodo a la micromanipulador para liberar el tetrodo de ella. </li><li> Pase el tetrodo en la cera dental en la cabeza para proporcionar un alivio de tensión (fig. 1B). </li><li> Cubra el bucle de anclaje con cera dental (Figura 1C). </li><li> Retire con cuidado las limitaciones y transferir la preparación en una placa de Petri. Restringir el lado dorsal preparación con grandes pins sillín. </li><li> Adjuntaruna varilla al pronoto con una pistola de pegamento. Este es un palo de madera que se extiende desde el pronoto sobre el abdomen. </li><li> Coloque la punta de la tubería de tetrodo para el extremo posterior de la varilla con cera dental. </li><li> Ancla el tetrodo y el electrodo de referencia / suelo para el extremo anterior de la varilla con cera dental. </li><li> Tire del tetrodo desde el extremo del zócalo de la tubería tanto como sea posible, pero no tirar de ella, con el fin de eliminar la posibilidad de que el animal puede dañar la parte de la tetrodo fuera del tubo (Figura 1D). </li><li> Eliminar todas las restricciones. Conecte el electrodo de referencia / tierra al tubo tetrodo con cera dental. </li><li> Espere al menos 60 minutos para que el animal se recupere de la anestesia hielo antes de cualquier experimento. </li></ol> 3. Procedimientos Experimentales <ol><li> Conecte un PC tanto con el sistema de grabación y una luz LED usando un cable USB a puerto serie. </li><li> Comience grabaciones neuronales. </li><li>Comience grabaciones de vídeo a 20 fotogramas por segundo para caminar experimentos utilizando el paquete de adquisición de imágenes Motmot 16 o 120 fps para la escalada experimentos usando una cámara de alta velocidad. </li><li> Coloque la cucaracha en un 40 cm x 40 cm Plexiglas arena para los experimentos a pie o un 58 cm de largo, 5 cm de ancho y 5 cm de alto de la arena para subir experimentos. La arena caminar tiene una barrera transparente que se extiende desde el centro de la pared de la derecha del centro de la arena, por encima del cual la headstage se encuentra. La barrera se utiliza para evitar que los animales caminar en áreas donde la vista de la cámara se bloquea por el headstage. El rocódromo tiene un bloque acrílico (ya sea de 1,2 cm o 1,8 cm de alto y 5 cm de ancho) o un estante situado a una altura comparable en el centro. </li><li> Generar un pulso TTL desde el PC utilizando un comando de MATLAB personalizada. (S = serial (&#39;COM4&#39;); fopen (s); s.RequestToSend = &#39;off&#39; / s.RequestToSend = &quot;on&quot; /; fclose (s), delete (s) ;). El pulso TTL genera vecesapisonar para el sistema de grabación y, o bien se enciende o se apaga la luz LED. </li><li> Permitir la cucaracha para explorar la arena hasta que deja de moverse durante más de 30 segundos para los experimentos para caminar. Deje que la cucaracha ya sea subir sobre el bloque / plataforma o túnel a través de la plataforma para la escalada experimentos. </li><li> Deje de grabaciones de vídeo. </li><li> Detener grabaciones neuronales. </li><li> Anote la fecha y hora generada por el pulso TTL. </li><li> Retire la cucaracha de la arena y esperar al menos 3 min. </li><li> Repita los pasos 03.02 a 03.10 para la próxima prueba. </li><li> Una vez que todas las grabaciones se han completado, pasar 5 segundos de la corriente 5 μA DC a través de una de las puntas de alambre (ánodo) y el electrodo de referencia (cátodo) para depositar cobre en el cerebro en la punta del alambre. </li></ol> 4. Análisis Desconectado <ol><li> Sincronizar los datos neuronales vídeo y vinculando el marco que se ha cambiado la luz LED y la marca de tiempo registrados por el sistema de grabación enese momento. </li><li> Ubicaciones punta del alambre Marcar. Utilice los procedimientos de intensificación Timms para precipitar y observar el cobre en 12 m de serie de secciones 17. Depósitos prominentes deben ser visibles en 3-8 secciones adyacentes (alrededor de 18-48% de la longitud del plano ventral dorsal de la zona que grabar desde) (Figura 2). </li><li> Correlacionar los impulsos eléctricos específicos a la actividad de las neuronas individuales. Siga pico procedimientos de clasificación establecidos en detalle en otra parte 10,14,18. Utilice el programa KlustaKwik (versión 1.5, autor K. de Harris, de la Universidad de Rutgers) para generar, la agrupación automatizada inicial. Importarlos en el programa MCLUST (versión 3.5, los autores AD Rojizo et al., Universidad de Minnesota) para su posterior refinamiento y análisis (Figura 3). </li><li> Seguimiento de los movimientos de la cucaracha. Para los experimentos de caminar, extraer la posición de (visual) Centro de la cucaracha de la masa y la orientación del cuerpo en cada cuadro de la vidgrabaciones eo utilizando el Caltech múltiple Fly Tracker (versión 0.1.5.6; http://ctrax.sourceforge.net/) y la caja de herramientas FixErrors asociado para MATLAB 19. Para escalar experimentos, extraer la posición del bloque y la cabeza y el pronoto de la cucaracha en cada fotograma del vídeo, utilizando el paquete de software de análisis de movimiento. </li></ol>

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Biol. 15, 1473-1478 (2005).</li><li>Triphan, T., Poeck, B., Neuser, K., Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+targeting+of+motor+actions+in+climbing+Drosophila.">Visual targeting of motor actions in climbing Drosophila.</a> Curr. Biol. 20, 663-668 (2010).</li><li>Heinze, S., Gotthardt, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transformation+of+polarized+light+information+in+the+central+complex+of+the+locust.">Transformation of polarized light information in the central complex of the locust.</a> J. Neuorosci. 29, 11783-11793 (2009).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maplike+representation+of+celestial+E-vector+orientations+in+the+brain+of+an+insect.">Maplike representation of celestial E-vector orientations in the brain of an insect.</a> Science. 315, 995-997 (2007).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroarchitecture+of+the+central+complex+of+the+desert+locust:+Intrinsic+and+columnar+neurons.">Neuroarchitecture of the central complex of the desert locust: Intrinsic and columnar neurons.</a> J. Comp. Neurol. 511, 454-478 (2008).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Linking+the+input+to+the+output:+new+sets+of+neurons+complement+the+polarization+vision+network+in+the+locust+central+complex.">Linking the input to the output: new sets of neurons complement the polarization vision network in the locust central complex.</a> J. Neurosci. 29, 4911-4921 (2009).</li><li>Heinze, S., Reppert, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sun+compass+integration+of+skylight+cues+in+migratory+monarch+butterflies.">Sun compass integration of skylight cues in migratory monarch butterflies.</a> Neuron. 69, 345-358 (2011).</li><li>Brill, M. 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Los autores declaran no tener ningún conflicto de intereses.

Mientras que los estudios electrofisiológicos anteriores sobre la CC o de otras regiones del cerebro del insecto nos han proporcionado conocimientos sobre la central de control de la conducta, la mayoría de ellos fueron realizados en cualquiera de los preparativos restringidos 9,11 o los atados 10,14. Como resultado, el de la experiencia sensorial y el estado fisiológico del animal podrían ser muy diferentes de los de un entorno natural. Por otra parte, las tareas de comportamiento que el anima...

En este artículo se describe un sistema exitoso para la grabación de las neuronas en el complejo central (CC) de la cucaracha, discoidalis Blaberus, como el insecto camina en una arena y se ocupa de los objetos que hacen que la vuelta, túnel bajo, o pasar por encima de obstáculos. Los cables también pueden ser conectados a un estimulador para evocar la actividad en el neuropilo circundante con los consiguientes cambios de comportamiento. Durante la última década una considerable atención se ha dirigido a las funciones que desempeñan las diversas regiones del cerebro en el control del comportamiento de los insectos. Gran parte de esta atención se ha dirigido hacia los neuropils cerebrales de la línea media que se conocen colectivamente como el complejo central (CC). El progreso ha sido hecha como resultado de la amplia variedad de técnicas dirigidas a preguntas sobre el papel de la CC en el comportamiento. Esas técnicas van desde la manipulación neurogenéticos, principalmente en Drosophila, junto con behavianálisis oral de 1-3, a las técnicas electrofisiológicas que supervisan la actividad de los nervios dentro de la CC y el intento de relacionar esta actividad con los parámetros de comportamiento pertinentes. Técnicas electrofisiológicas incluyen registro intracelular de las neuronas individuales identificadas 4-9 y registro extracelular, a menudo con sondas multicanal 10,11. Estas dos técnicas son complementarias. Registro intracelular con electrodos afilados o parche de células enteras ofrece datos muy detallados sobre las neuronas identificadas, pero se limita a una o dos celdas a la vez, requiere un movimiento limitado o no, y puede mantenerse durante períodos de tiempo relativamente cortos. Registros extracelulares se pueden configurar fácilmente, no requieren moderación, y se puede mantener durante horas. Con tetrodos multicanal y de corte clúster, bastante grandes poblaciones de neuronas se pueden analizar simultáneamente 9,12. Mientras patc células enterash ha sido utilizado con éxito en los insectos cautivos 13, nos parece que también hay una necesidad de técnicas que nos permiten grabar la actividad neuronal en el cerebro durante largos períodos de tiempo en comportarse libremente insectos ya que frente a las barreras al movimiento de avance. La necesidad de registrar como los movimientos de insectos y sube y baja nos empujó hacia métodos de grabación extracelular. Hemos tenido buena grabación éxito en preparaciones y fijados con los disponibles comercialmente sondas de 16 canales de silicio 11, sin embargo, el pequeño tamaño de incluso cucarachas grandes significa que las sondas tienen que ser montado fuera del cuerpo. Eso, junto con la delicadeza de las puntas de la sonda, los hacía inapropiados para una preparación gratuita a pie. En dos proyectos anteriores, se utilizaron fardos de alambres finos que forman un tetrodo de lograr propiedades de grabación similares pero en un acuerdo más sólido. Estos paquetes tetrodo nos permitieron grabar desde cucarachas atados unad relacionar la actividad de la unidad de CC a los cambios en la velocidad al caminar 14 y girando el comportamiento resultante del contacto antenal con una varilla de 10. Tan útil como estos preparados cautivos han sido y seguirán siendo, lo hacen presentar algunas limitaciones. En primer lugar, los comportamientos que el insecto puede realizar se limitan a un plano. Es decir, podríamos evocar fácilmente los cambios en la velocidad al caminar o de inflexión, pero las acciones de escalada y túneles no fuera posible, al menos con la disposición típica correa. En segundo lugar, los preparativos están atados &quot;lazo abierto&quot;. Es decir, que no permiten la normal de movimiento relacionados con retroalimentación al sistema. Por lo tanto, como la cucaracha encendido nuestra correa de sujeción, su mundo visual no se alteró en consecuencia. Es posible construir sistemas de sujeción de lazo cerrado para introducir este tipo de comentarios. Sin embargo, están limitados por la complejidad de la programación y el hardware del entorno visual simulado. Nevertheless, sentimos que podíamos mejorar nuestros métodos de grabación atados existentes mediante el registro del animal, ya que caminaba libremente en un escenario o pista y objetos encontrados como lo haría en su entorno natural. Aunque los sistemas inalámbricos para el registro de la actividad cerebral 15 sería ideal, los sistemas actuales tienen limitaciones en el número de canales de grabación, el tiempo de adquisición de datos, la vida de la batería y el peso. Nosotros, por lo tanto, optamos por tratar de adaptar nuestro sistema de registro tethered para su uso en el movimiento libremente preparativos. Como mejores sistemas inalámbricos estén disponibles, esta técnica se puede adaptar fácilmente a tales dispositivos. El sistema que se describe en este artículo es de peso ligero, funciona muy bien y parece tener poco efecto perjudicial sobre el comportamiento de la cucaracha. Con una cámara de alta velocidad de bajo costo y software de corte de clúster, la actividad en las neuronas individuales del cerebro puede estar relacionado con el movimiento. Aquí se describe la prepación de los cables tetrodo y su implantación en el cerebro del insecto, así como las técnicas de grabación de la actividad eléctrica y el movimiento y cómo esos datos pueden ser reunidos para su posterior análisis.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="728">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:207px;">Nichrome wire&#160;</td>
			<td style="width:179px;">Sandvik Heating Technology</td>
			<td style="width:137px;">Kanthal RO-800</td>
			<td style="width:205px;">Use for tetrode</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Biomedical polyethylene tubing</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>800700</td>
			<td>Use for tetrode tubing</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lynx-8</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cheetah 32</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Basler</td>
			<td>A602f</td>
			<td>Use fir video recording for walking experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Casio</td>
			<td>EX-FC150&#160;</td>
			<td>Use for video recording for climbing experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">WINanalyze</td>
			<td>Winanalyze</td>
			<td>version 1.4 3D</td>
			<td>Use for video tracking&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Matlab</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>MATLAB R2012b</td>
			<td>Use for TTL pulse generation and off-line data analysis</td>
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extracellular wire tetrode recording in brain of freely walking insects

El creciente interés en el papel de la actividad cerebral en el control motor de insectos requiere que seamos capaces de controlar la actividad neuronal mientras que los insectos realizan comportamiento natural. Anteriormente desarrolló una técnica para la implantación de cables tetrodo en el complejo central de los cerebros de las cucarachas que nos permitió registrar la actividad de múltiples neuronas simultáneamente mientras una cucaracha tethered resultó alterada o la velocidad al caminar. Mientras que un gran avance, los preparativos atados proporcionan acceso a los comportamientos limitados ya menudo carecen de procesos de retroalimentación que se producen en animales libres de movimiento. Ahora presentamos una versión modificada de la técnica que nos permite grabar desde el complejo central de moverse libremente cucarachas, ya que caminar en una arena y hacer frente a los obstáculos girando, subiendo o túneles. Junto con el vídeo de alta velocidad y el corte de clúster, ahora podemos relacionar la actividad cerebral a diversos parámetros del movimiento de los insectos comportarse libremente.

Se registró la actividad neuronal de 50 unidades de la CC en 27 preparativos para experimentos para caminar. Para 15 de esos preparados (23 unidades), también se llevaron a cabo experimentos de escalada. Las unidades individuales se nombran de acuerdo a los números de la preparación y de la unidad (por ejemplo, unidad de 1-2 indica la preparación 1, unidad 2). Las instantáneas de vídeo de un ensayo de escalada se muestran en la Figura 4. Todo el video está d...

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Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Anteriormente desarrolló una técnica para la implantación de cables tetrodo en el complejo central de los cerebros de las cucarachas que nos permite monitorear la actividad en unidades individuales de cucarachas atados. A continuación les presentamos una versión modificada de esa técnica que nos permite también registrar la actividad cerebral en el movimiento libre de insectos.

Extracelular alambre Tetrodo grabación en el cerebro de Libremente caminar Insectos

Increasing interest in the role of brain activity in insect motor control requires that we be able to monitor neural activity while insects perform ...

extracellular-wire-tetrode-recording-brain-freely-walking

Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.4K vistas.  Case Western Reserve University.  Anteriormente desarrolló una técnica para la implantación de cables tetrodo en el complejo central de los cerebros de las cucarachas que nos permite monitorear la actividad en unidades individuales de cucarachas atados. A continuación les presentamos una versión modificada de esa técnica que nos permite también registrar la actividad cerebral en el movimiento libre de insectos. 

Video: Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Marcaje fluorescente retrógrada Permite dirigida extracelular sola unidad de grabación de neuronas identificadas<em&gt; En vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Investigación

Neurociencias

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Registro electrofisiológico en el cerebro del pez cebra adultos Intacto

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed single-neuron activity while animals are acquiring an operantly conditioned response, or when that response is extinguished. But even in these cases, observation periods usually encompass only a single stage of learning, i.e. acquisition or extinction, but not both (exceptions include protocols employing reversal learning; see Bingman&#160;et al.1 for an example). However, acquisition and extinction entail different learning mechanisms and are therefore expected to be accompanied by different types and/or loci of neural plasticity.
Accordingly, we developed a behavioral paradigm which institutes three stages of learning in a single behavioral session and which is well suited for the simultaneous recording of single neurons&#39; action potentials. Animals are trained on a single-interval forced choice task which requires mapping each of two possible choice responses to the presentation of different novel visual stimuli (acquisition). After having reached a predefined performance criterion, one of the two choice responses is no longer reinforced (extinction). Following a certain decrement in performance level, correct responses are reinforced again (reacquisition). By using a new set of stimuli in every session, animals can undergo the acquisition-extinction-reacquisition process repeatedly. Because all three stages of learning occur in a single behavioral session, the paradigm is ideal for the simultaneous observation of the spiking output of multiple single neurons. We use pigeons as model systems, but the task can easily be adapted to any other species capable of conditioned discrimination learning.

Recording Single Neurons&#039; Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

Learning new stimulus-response associations engages a wide range of neural processes which are ultimately reflected in changing spike output of individual neurons. Here we describe a behavioral protocol allowing for the continuous registration of single-neuron activity while animals acquire, extinguish, and reacquire a conditioned response within a single experimental session.

Grabación Potenciales de Acción Individual Neuronas &quot;de que se mueven libremente Palomas en sus Tres Etapas del Aprendizaje

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

Grabación de EEG en Ratas Neonatales que se mueven libremente usando un método nuevo

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Grabación de la plasticidad sináptica en rebanadas Hippocampal agudas mantenidas en un pequeño volumen reciclado - perfusión- y sistema de cámara de tipo inmersión

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

Construcción de un hiperimpulsor mejorado del tetrodo múltiples de grabación Neural a gran escala en comportarse ratas

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, conventional microdrive designs often only allow use of one type of electrode to record from single or multiple regions, limiting the yield of single-unit or depth profile recordings. It also often limits the ability to combine electrode recordings with optogenetic tools to target pathway and/or cell type specific activity. Presented here is a hybrid microdrive array for freely moving mice to optimize yield and a description of its fabrication and reuse of the microdrive array. The current design employs nine tetrodes and one opto-silicon probe implanted in two different brain areas simultaneously in freely moving mice. The tetrodes and the opto-silicon probe are independently adjustable along the dorsoventral axis in the brain to maximize the yield of unit and oscillatory activities. This microdrive array also incorporates a set-up for light, mediating optogenetic manipulation to investigate the regional- or cell type-specific responses and functions of long-range neural circuits. In addition, the opto-silicon probe can be safely recovered and reused after each experiment. Because the microdrive array consists of 3D-printed parts, the design of microdrives can be easily modified to accommodate various settings. First described is the design of the microdrive array and how to attach the optical fiber to a silicon probe for optogenetics experiments, followed by fabrication of the tetrode bundle and implantation of the array into a mouse brain. The recording of local field potentials and unit spiking combined with optogenetic stimulation also demonstrate feasibility of the microdrive array system in freely moving mice.

This protocol describes the construction of a hybrid microdrive array that allows implantation of nine independently adjustable tetrodes and one adjustable opto-silicon probe in two brain regions in freely moving mice. Also demonstrated is a method for safely recovering and reusing the opto-silicon probe for multiple purposes.

Sistema microdrive híbrido con sonda de optosilicio recuperable y tetroda para grabación de alta densidad de doble sitio en ratones en movimiento libre

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

Fotometría multifibra para registrar la actividad neuronal en animales en movimiento libre

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain activity from freely moving fish would advance research on the neural basis of fish behavior considerably. Moreover, precise control of the recording location in the brain is critical to studying coordinated neural activity across regions in fish brain. Here, we present a technique that records wirelessly from the brain of freely swimming fish while controlling for the depth of the recording location. The system is based on a neural logger associated with a novel water-compatible implant that can adjust the recording location by microdrive-controlled tetrodes. The capabilities of the system are illustrated through recordings from the telencephalon of goldfish.

A novel wireless technique for recording extracellular neural signals from the brain of freely swimming goldfish is presented. The recording device is composed of two tetrodes, a microdrive, a neural data logger, and a waterproof case. All parts are custom-made except for the data logger and its connector.

Grabación electrofisiológica inalámbrica de las neuronas por tetrodes móviles en la natación libre de peces

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Recording Brain Activity with Ear-Electroencephalography

The c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) is an unobtrusive and comfortable electrode array that can be used for investigating brain activity after affixing around the ear. The c-grid is suitable for use outside of the laboratory for long durations, even for the whole day. Various cognitive processes can be studied using these grids, as shown by previous research, including research beyond the lab. To record high-quality ear-EEG data, careful preparation is necessary. In this protocol, we explain the steps needed for its successful implementation. First, how to test the functionality of the grid prior to a recording is shown. Second, a description is provided on how to prepare the participant and how to fit the c-grid, which is the most important step for recording high-quality data. Third, an outline is provided on how to connect the grids to an amplifier and how to check the signal quality. In this protocol, we list best practice recommendations and tips that make c-grid recordings successful. If researchers follow this protocol, they are comprehensively equipped for experimenting with the c-grid both in and beyond the lab.

Presented here is the procedure for using the c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) for recording brain activity in and beyond the lab for extended durations. This protocol describes how to set up these arrays and how to record brain activity using them.

Registro de la actividad cerebral con electroencefalografía del oído

The c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) is an unobtrusive and comfortable electrode array that can be used for investigating ...